Modèle d’ondes de souffle de faible intensité pour l’évaluation préclinique d’une lésion cérébrale traumatique légère à tête fermée chez les rongeurs

Résumé

Nous présentons ici un protocole d’un modèle d’ondes blastiques pour les rongeurs afin d’étudier les effets neurobiologiques et physiopathologiques des lésions cérébrales traumatiques légères à modérées. Nous avons mis en place une configuration de paillasse à gaz équipée de capteurs de pression permettant une génération fiable et reproductible de lésions cérébrales traumatiques légères à modérées induites par les explosions.

Résumé

Les lésions cérébrales traumatiques (TCC) sont un problème de santé publique à grande échelle. Le TCC léger est la forme la plus répandue de neurotraumatisme et représente un grand nombre de visites médicales aux États-Unis. Il n’existe actuellement aucun traitement approuvé par la FDA pour le TCC. L’incidence accrue de TCC liés à l’armée et induits par les explosions accentue encore le besoin urgent de traitements efficaces du TCC. Par conséquent, de nouveaux modèles animaux précliniques de TCC qui récapitulent les aspects du TCC humain lié à l’explosion feront grandement progresser les efforts de recherche sur les processus neurobiologiques et physiopathologiques sous-jacents au TCC léger à modéré ainsi que le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques pour le TCC.

Nous présentons ici un modèle fiable et reproductible pour l’étude des effets moléculaires, cellulaires et comportementaux du TCC induit par les explosions légères à modérées. Nous décrivons un protocole étape par étape pour les traumatismes crâniens légers induits par les explosions chez les rongeurs à l’aide d’une configuration de paillasse composée d’un tube de choc à gaz équipé de capteurs de pression piézoélectriques pour assurer des conditions de test cohérentes. Les avantages de la configuration que nous avons établie sont son coût relativement faible, sa facilité d’installation, sa facilité d’utilisation et sa capacité à haut débit. Parmi les autres avantages de ce modèle de TCC non invasif, citons l’évolutivité de la surpression de pic de souffle et la génération de résultats reproductibles contrôlés. La reproductibilité et la pertinence de ce modèle de TCC ont été évaluées dans un certain nombre d’applications en aval, y compris les analyses neurobiologiques, neuropathologiques, neurophysiologiques et comportementales, soutenant l’utilisation de ce modèle pour la caractérisation des processus sous-jacents à l’étiologie du TCC léger à modéré.

Introduction

Les lésions cérébrales traumatiques (TCC) représentent plus de deux millions de visites à l’hôpital chaque année aux États-Unis seulement. Les traumatismes crâniens légers résultant généralement d’accidents de voiture, d’événements sportifs ou de chutes représentent environ 80 % de tous les cas de ^TCC1. Le TCC léger est considéré comme la « maladie silencieuse », car les patients ne présentent souvent aucun symptôme manifeste dans les jours et les mois qui suivent l’insulte initiale, mais peuvent développer de graves complications liées au TCC plus tard dans la ^vie2. De plus, le TCC léger induit par l’explosion est répandu parmi les membres du service militaire et a été associé à un dysfonctionnement chronique du SNC3,4,5,6. En raison de l’incidence croissante du TCC léger lié aux ^blastes7,8, la modélisation préclinique des processus neurobiologiques et physiopathologiques associés au TCC léger est ainsi devenue un centre d’intérêt dans le développement de nouvelles interventions thérapeutiques pour le TCC.

Historiquement, la recherche sur les TCC s’est principalement concentrée sur les formes graves de neurotraumatisme, malgré le nombre relativement plus faible de cas graves de TCC chez l’homme. Des modèles précliniques de rongeurs pour les traumatismes crâniens humains graves ont été mis au point, y compris les modèles à impact cortical contrôlé (^ICC)9,10 et à lésion par percussion fluide (FPI)¹¹, qui sont tous deux bien établis pour produire des effets physiopathologiques ^fiables12,13. Ces modèles ont jeté les bases de ce que l’on sait aujourd’hui sur la neuroinflammation, la neurodégénérescence et la réparation neuronale dans le TCC. Bien que des connaissances considérables sur la physiopathologie du TCC aient été développées, il n’existe actuellement aucun traitement efficace approuvé par la FDA pour le TCC.

Plus récemment, l’objectif de la recherche sur le TCC a été élargi pour inclure un plus large éventail de pathologies liées au TCC dans le but ultime de développer des interventions thérapeutiques efficaces. Néanmoins, peu de modèles précliniques pour le TCC léger ont été établis qui ont montré des effets mesurables, et seul un petit nombre d’études ont étudié le spectre du TCC léger2,14,15. Comme le TCC léger représente la grande majorité de tous les cas de TCC, des modèles fiables de TCC léger sont nécessaires de toute urgence pour faciliter la recherche sur l’étiologie et la neuropathophysiologie de la condition humaine, afin de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques.

En collaboration avec des ingénieurs biomédicaux et des physiciens de l’aérospatiale, nous avons établi un modèle évolutif d’ondes de souffle à tête fermée pour les traumatismes crâniens légers à modérés. Ce modèle préclinique de rongeurs a été spécifiquement développé pour étudier les effets de la dynamique de la force, y compris les ondes de souffle et les mouvements d’accélération / décélération, qui sont associés à un TCC humain léger obtenu lors de combats militaires, d’événements sportifs, d’accidents de voiture et de chutes. Comme les ondes de souffle sont en corrélation avec la dynamique de force qui cause un TCC léger chez l’homme, ce modèle a été conçu pour produire une forme d’onde de Friedlander cohérente avec une impulsion, qui est mesurée en livres par pouce carré (psi) * milliseconde (ms). Le niveau d’impulsion est mis à l’échelle pour tomber en dessous des courbes de létalité pulmonaire définies pour les souris et les rats afin de mener des investigations précliniques16,17,18. De plus, ce modèle permet d’enquêter sur les blessures causées par les coups d’État et les contrecoups dues aux forces de rotation rapides de la tête de l’animal. Ce type de blessure est inhérent à plusieurs types de présentations cliniques de TCC, y compris celles observées dans les populations militaires et civiles. Par conséquent, ce modèle polyvalent répond à un besoin qui englobe de multiples présentations cliniques du TCC.

Le modèle préclinique présenté ici produit des changements physiopathologiques fiables et reproductibles associés à un TCC clinique léger, comme le démontrent un certain nombre ^d’études antérieures17,19,20,21,22,23. Des études avec ce modèle ont montré que les rats soumis à une onde de souffle de faible intensité présentaient une neuroinflammation, une lésion axonale, des lésions microvasculaires, des changements biochimiques liés à une lésion neuronale et des déficits de plasticité et d’excitabilité synaptique ^{à court terme19}. Cependant, ce modèle de TCC léger n’a induit aucun changement neuropathologique macroscopique, y compris des lésions tissulaires, des hémorragies, des hématomes et des ^contusions19 qui ont été couramment observés dans les études utilisant des modèles de TCC invasifs modérés à ^{sévères10,24}. Des recherches ^{antérieures19,21,22,23} ont montré que ce modèle préclinique peut être utilisé pour caractériser les processus neurobiologiques et physiopathologiques sous-jacents à l’étiologie du TCC léger et modéré17,19,20,21,22,23. Ce modèle permet également de tester de nouveaux composés et stratégies thérapeutiques, ainsi que d’identifier de nouvelles cibles appropriées pour le développement d’interventions efficaces contre le TCC19,21,22,23.

Ce modèle a été développé pour étudier les effets induits par les ondes de souffle ainsi que les forces de rotation rapides sur les résultats moléculaires, cellulaires et comportementaux chez les rongeurs. Analogue au modèle d’ondes de souffle présenté ici, un certain nombre de modèles précliniques ont été développés qui tentent de récapituler un TCC léger à modéré en utilisant des ondes de surpression entraînées par des gaz2,14,17,25,26,27,28. Certaines des limites des autres modèles comprennent: l’animal est fixé à une civière en treillis métallique et la tête est immobilisée lors de l’impact; les organes périphériques sont exposés à l’onde en plus du cerveau, ce qui crée les variables confondantes du polytraumatisme; et les modèles sont grands et stationnaires, ce qui limite la modification et l’adaptation de paramètres critiques pour mieux modéliser des conditions qui rappellent le TCC humain.

Les avantages de cette configuration de tube d’amortisseur à gaz de paillasse sont son coût relativement faible pour les dépenses d’acquisition et d’exploitation, ainsi que la facilité d’installation et d’utilisation. En outre, la configuration permet un fonctionnement à haut débit et la génération d’ondes de souffle reproductibles contrôlées et de résultats in vivo chez la souris et le rat. Afin de contrôler des conditions d’essai constantes (c.-à-d. ondes de souffle constantes et surpression), l’installation est équipée de capteurs de pression. Les avantages de ce modèle pour le TCC comprennent l’évolutivité de la gravité de la blessure et le fait que le TCC léger est induit à l’aide d’une procédure non invasive à tête fermée. La surpression maximale et les lésions cérébrales subséquentes augmentent avec des membranes de polyester plus épaisses de manière évolutive ^{et cohérente17}. La capacité d’évaluer la gravité du TCC en fonction de l’épaisseur de la membrane est un outil utile pour déterminer le niveau auquel des mesures de résultats spécifiques (p. ex., neuroinflammation) deviennent évidentes. La fourniture d’un blindage protecteur pour les organes périphériques permet également une enquête ciblée sur les mécanismes légers du TCC en évitant ou en réduisant les variables confondantes des lésions systémiques, telles que les lésions pulmonaires ou thoraciques. De plus, cette configuration permet de sélectionner la direction par laquelle l’onde de souffle frappe / pénètre la tête (c’est-à-dire de face, de côté, de haut ou de dessous) et, par conséquent, différents types d’insultes induisant un TCC peuvent être étudiés. La procédure standard pour induire un TCC léger à modéré décrit ici utilise une exposition latérale pour évaluer les effets des lésions dues aux ondes de souffle en combinaison avec des blessures par coup d’État et contrecoup dues à des forces de rotation rapides. De plus, afin d’étudier exclusivement les blessures causées par le souffle, l’exposition aux ondes de souffle descendantes peut être utilisée dans ce modèle.

Protocole

Le protocole suit les directives de soins aux animaux de l’Université de Cincinnati et de l’Université de Virginie-Occidentale. Toutes les procédures impliquant des animaux ont été approuvées par les comités institutionnels de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) et ont été effectuées conformément aux principes du Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire.

1. Installation de la configuration blast TBI

1. Acquérir toutes les pièces de travail nécessaires à l’installation, y compris: tube de choc composé d’une section d’entraînement et de conducteur en acier, d’une membrane en polyester, de boulons de fixation, de capteurs de pression, d’un bouclier de tuyau en polychlorure de vinyle (PVC) pour protéger les organes périphériques, d’une conduite hydraulique haute pression de 9,53 mm et d’accessoires mâles et femelles à connexion rapide, d’un régulateur de gaz à haut débit et d’une bouteille de gaz avec support mural (voir Figure 1A, B et Table des matières).
   REMARQUE: Les spécifications de la section entraînée et pilote utilisée ici (voir la figure 2 et la table des matériaux) ont été établies pour produire une onde de souffle à l’échelle cohérente de courte durée (voir la figure 3C, D) pour induire un TCC léger à modéré chez la souris. À cette fin, une section de pilote courte conçue de manière conique (6° conique) a été sélectionnée. La longueur et le diamètre des sections entraînées et pilotes peuvent être modifiés pour rechercher spécifiquement les ondes de ^{souffle29,30,31,32}, les ondes de ^{compression18} ou la dynamique des ondes de ^choc33. Pour les expériences sur des rats, les dimensions du tube de choc doivent être adaptées pour produire des forces comparables en fonction des paramètres d’échelle du corps ^pertinents17 (voir tableau des matériaux).
2. Installez les différentes parties de travail de l’installation sur des tables coulissantes de machine qui sont fixées sur une surface stable et facile à nettoyer (de préférence en acier inoxydable pour une utilisation chez les rongeurs) dans un espace de laboratoire approuvé pour les expériences sur les animaux.
   REMARQUE: Les expériences d’ondes de souffle produisent un niveau de bruit considérable; choisissez donc un emplacement dans un espace de laboratoire insonorisant, où le bruit n’interférera pas avec d’autres expériences / groupes de laboratoire.
   1. Fixez le bouclier de tuyau en PVC perpendiculairement à la configuration du tube de choc afin que le corps du rongeur soit entièrement recouvert et que seule la tête dépasse.
      REMARQUE: Pour la procédure standard visant à induire un TCC léger à modéré décrite ici, le centre de la tête est situé à 5 cm de l’extrémité de la section entraînée pour les souris.
   2. Bouteille de gaz murale à proximité de l’installation conformément à l’OSHA et à toutes les autres réglementations de sécurité pertinentes.
      REMARQUE: L’air comprimé, l’hélium ou l’azote gazeux sont couramment utilisés pour générer les ondes de souffle dans les modèles de tubes de choc de rongeurs. Toutes les données présentées ici ont été générées à l’aide d’hélium, car ce gaz produit une surpression plus élevée sur une durée plus ^courte34, ce qui permet une mise à l’échelle appropriée pour les sujets murins.

2. Évaluation de la configuration et des propriétés des ondes de souffle à l’aide d’enregistrements de capteurs de pression.

1. Préparez le tube de choc.
   1. Coupez soigneusement la membrane de polyester sans se plier et sans produire de fissures, afin d’assurer une rupture constante.
   2. Insérez la membrane entre les sections entraînées et pilotes. Fixez les sections en serrant les boulons de connexion.
   3. Vérifiez que le système est étanche à l’air et que la membrane est bien fixée entre les sections du conducteur et celles entraînées.
   4. Connectez le réservoir de gaz via un tuyau hydraulique haute pression de 9,53 mm et connectez rapidement les attaches au tube de choc
      REMARQUE: Les sections de commande et entraînées sont usinées selon des tolérances précises afin de permettre une étanchéité complète de la membrane entre les sections. Cela ne permet aucune fuite de gaz et empêche l’utilisation de toute forme de matériau de joint / joint torique et permet une plus grande cohérence dans la forme d’onde générée.
2. Installez les capteurs de pression pour surveiller les ondes de souffle (voir Figure 1C).
   1. Placez un capteur de pression dans la zone de placement de la tête et trois capteurs à la sortie du tube d’amortisseur (voir les figures 1C et 2).
   2. Lancez l’enregistrement à partir de capteurs de pression, juste avant l’exécution des ondes de souffle. Enregistrez les données des ondes de pression à 500 000 images par seconde à l’aide d’un conditionneur de signaux de capteur et d’une carte d’acquisition de données (voir Tableau des matériaux).
      REMARQUE: Portez des cache-oreilles approuvés par la OHSA pour assurer une protection auditive adéquate.
   3. Ouvrez complètement la vanne principale du réservoir de gaz comprimé pour permettre au flux de gaz de produire un pic de pression soudain et rapide.
      REMARQUE: La surpression de gaz rompt la membrane de polyester pour libérer une onde de choc qui se transforme en onde de compression dans la section entraînée et sort du tube dans la direction de la zone de placement de la tête.
   4. Coupez le débit de gaz immédiatement après la procédure.
      REMARQUE: La configuration peut être équipée d’un clapet de retour à ressort pour arrêter automatiquement et rapidement le flux de gaz.
   5. Analysez les enregistrements d’ondes de pression à l’aide d’un programme informatique écrit personnalisé pour déterminer la surpression de crête et les données graphiques. Les données peuvent être représentées graphiquement avec chaque capteur individuellement ou superposées les unes aux autres pour démontrer la planarité de l’onde générée (voir Figure 3C,D).
      REMARQUE: L’analyse peut techniquement être effectuée à l’aide d’un logiciel plus facilement disponible, mais en raison des grands ensembles de données, ces programmes ont de longs retards dans la génération de graphiques.
3. Établir des conditions expérimentales adéquates à l’objectif de l’étude de TCC désignée et confirmer que le modèle produit une onde de souffle cohérente avec une surpression, une durée et une mesure d’impulsion de pointe comparables à une onde de Friedlander (voir la figure 3). Vérifiez ces paramètres à l’aide du logiciel susmentionné.
   1. Calibrez la configuration en répétant les étapes 2.1.1. au 2.2.5. et utilisez les enregistrements d’ondes de pression pour déterminer si la configuration doit être ajustée (pour des données représentatives, voir la figure 3).
   2. Modifiez la configuration (si nécessaire).
      REMARQUE: Les propriétés des ondes de souffle peuvent être ajustées par des modifications mineures de la configuration. Par exemple, la distance entre la tête et l’extrémité de la section entraînée influe sur la force des ondes de souffle au niveau de la tête. L’épaisseur de la membrane de polyester détermine le niveau de surpression de crête, les membranes plus épaisses augmentant les niveaux de crête (voir Figure 3A, B). De plus, la configuration permet de sélectionner la direction par laquelle l’onde de souffle frappe / pénètre dans la tête (c’est-à-dire la tête, sur le côté, en haut ou en dessous) et donc différents aspects peuvent être étudiés, tels que la blessure par ondes de souffle seule ou en combinaison avec une blessure de coup et de contrecoup due à des forces de rotation rapides.
   3. Répétez les étapes 2.1.1 à 2.2.4 pour établir les propriétés souhaitées des ondes de souffle (si nécessaire) et contrôler la reproductibilité.
   4. Répétez les étapes 2.1.1 à 2.2.4 avec des membranes en polyester de différentes épaisseurs pour évaluer l’évolutivité de la configuration (pour des données représentatives, voir figure 3A,B).

3. Préparation de la configuration expérimentale et induction d’un TCC léger chez les rongeurs

REMARQUE: Transférer les rongeurs dans la zone d’attente 30 min à 1 h avant le début des expériences de TCC pour s’acclimater. Sélectionnez la zone d’attente qui est le moins affectée par le bruit de la procédure.

1. Préparez tout le matériel nécessaire à l’expérience et vérifiez la configuration pour une installation correcte (par exemple, ajustez les paramètres en fonction de l’objectif de l’étude) (~ 5 à 10 minutes).
   REMARQUE: La gravité de la blessure peut être ajustée en sélectionnant l’épaisseur de la membrane en polyester. Sur la base de nos études, une épaisseur de membrane de 25,4 à 102 μm est utilisée pour les traumatismes crâniens légers à modérés chez la ^souris35. Nous avons déjà utilisé des membranes d’une épaisseur de 76,2 à 127 μm pour produire un TCC léger à modéré chez le ^rat19.
   1. Coupez soigneusement la membrane en polyester, insérez-la entre les sections entraînée et pilote et fixez-la en serrant les boulons de connexion.
   2. Connectez le réservoir de gaz au tube d’amortisseur à l’aide de raccords à dégagement rapide. Assurez-vous que la membrane est bien fixée entre les sections du conducteur et celles entraînées.
   3. Placez trois capteurs de pression à la sortie du tube de choc, espacés de 120°, pour surveiller les propriétés des ondes de souffle pendant l’induction du TCC comme décrit aux étapes 2.2.2 et 2.2.5.
   4. Assurez-vous que la distance par rapport à l’extrémité de l’appareil à tube de choc est correcte pour chaque sujet respectif à l’aide du micromètre installé. Gardez le positionnement de la tête du rongeur (c.-à-d. position, distance) constant dans les études pour permettre une évaluation cohérente des blessures.
      NOTE: Comme indiqué au point 1.2.1., différents types de blessures peuvent être induits en sélectionnant la direction dans laquelle l’onde de choc frappe la tête. Pour que la procédure induise un TCC léger à modéré décrit ici, le corps est placé perpendiculairement au tube de choc que l’onde de choc frappe le côté de la tête. Dans ce cadre, la tête est autorisée à se déplacer librement et est donc exposée à l’onde de souffle et aux forces de rotation rapides permettant la génération d’effets de coup et de contrecoup.
   5. Lancez l’enregistrement à partir des capteurs de pression à l’aide de l’interface utilisateur graphique (GUI) du logiciel.
2. Anesthésie et positionnement des rongeurs en configuration
   1. Transférer les rongeurs de la salle d’attente et induire une anesthésie avec 4% d’isoflurane dans l’oxygène et maintenir avec 2% d’isoflurane dans l’oxygène pour réduire la détresse et la douleur.
      REMARQUE: Assurez-vous que l’animal ne réagit pas au pincement des orteils ou de la queue avant de continuer. Assurez-vous que l’induction de l’anesthésie est cohérente pour tous les animaux de laboratoire, y compris les témoins simulés. Cette procédure nécessite une anesthésie de faible niveau et de courte durée.
   2. Placez le rongeur entièrement anesthésié dans le bouclier de tuyau en PVC avec amortissement pour protéger les organes périphériques de l’onde de souffle.
      REMARQUE: Les sujets témoins sont anesthésiés et placés à proximité de la configuration, mais ne sont pas directement soumis à l’onde de choc. Assurez-vous que les commandes sont soumises au bruit généré par le tube de choc.
   3. Placez la tête du rongeur dans la zone de placement de la tête et soutenez-la par le bas, soit par un support intégré directement dans l’appareil de blindage, soit par un tampon de gaze. Déterminez l’alignement de la tête en fonction de l’anatomie de chaque rongeur, avec le condyle occipital aligné avec le bord du blindage protecteur.
      REMARQUE: Évitez de diriger l’onde de pression directement vers le tronc cérébral pour réduire la mortalité. Les lésions du centre respiratoire du tronc cérébral et de la moelle épinière cervicale sont connues pour contribuer à des anomalies respiratoires et même à la mort chez les rongeurs de TCC36,37,38.
3. Exposition des rongeurs aux ondes de souffle.
   1. Ouvrez rapidement la vanne principale du réservoir de gaz comprimé pour produire un pic de pression qui rompt la membrane et produire une forte explosion qui confirme la génération d’une onde de pression. La membrane sera visuellement rompue lorsqu’elle sera retirée après l’expérience.
      REMARQUE: Une caméra à grande vitesse peut être utilisée pour capturer les effets de coup et de contrecoup de l’accélération de rotation subie par le rongeur pour une analyse plus approfondie.
   2. Coupez le flux de gaz immédiatement après avoir entendu l’explosion.
4. Récupération de l’exposition aux ondes de souffle
   1. Après l’exposition aux ondes de souffle, retirez le rongeur de l’appareil et placez-le sur une surface plane directement adjacente au tube de choc sur le côté.
   2. Surveillez les sujets pour déterminer le temps de réflexe de redressement (RRT). Utilisez un chronomètre pour enregistrer le temps écoulé entre l’exposition aux ondes de souffle et le fait qu’ils retrouvent leur réflexe de redressement inhérent. (voir la figure 4A).
   3. Dès que les sujets retrouvent leur réflexe de redressement, placez-les dans leur cage d’origine respective où ils sont surveillés pour détecter les effets indésirables (c.-à-d. convulsions, difficulté à respirer, saignements d’un orifice corporel) pendant les 24 heures suivantes.
   4. Après la période de surveillance initiale, les sujets peuvent être analysés à l’aide de divers tests biochimiques, neuropathologiques, neurophysiologiques et comportementaux choisis par le chercheur (voir ci-dessous).
5. Préparez la configuration et l’espace pour la prochaine expérience.
   1. Nettoyez l’installation avec du détergent pour éliminer les odeurs.

4. Applications en aval pour les rongeurs exposés aux ondes de souffle/forces de rotation et contrôles

REMARQUE: Dans des études antérieures, les effets d’un TCC léger à modéré à divers moments après l’exposition à une onde de souffle et à des forces de rotation ont été évalués chez les rongeurs à l’aide d’applications en aval, y compris des analyses biochimiques, neuropathologiques, neurophysiologiques et ^{comportementales19}.

1. Analyse biochimique
   1. À des moments expérimentaux définis (heures à quelques jours après un TCC léger), prélèvent des tissus (p. ex. cerveau, sang) pour analyse biochimique à l’aide de protocoles standard décrits19.
   2. Utiliser les tissus pour l’analyse biochimique (c.-à-d. immunobuvardage, ELISA, etc.) afin d’évaluer l’effet d’un TCC léger sur les processus neurobiologiques et physiopathologiques.
2. Analyse neuropathologique
   1. À des moments expérimentaux définis (heures à quelques jours après un TCC léger), perfuser les rongeurs de manière transcardique avec une solution saline suivie d’une solution de paraformaldéhyde à 4 % pour fixer les tissus comme ^décrit19.
      REMARQUE: Certaines applications ne sont pas compatibles avec la fixation du paraformaldéhyde (par exemple, coloration à l’argent, certains anticorps pour l’immunohistochimie).
   2. Utiliser du tissu perfusé et fixe pour des analyses anatomiques, histologiques et moléculaires afin d’évaluer les changements neuropathologiques associés à un TCC léger, y compris la neuroinflammation, la neurodégénérescence et les changements neurochimiques ^décrits19.
3. Analyse neurophysiologique dans les tranches de cerveau
   1. À des moments expérimentaux définis (des heures à des jours après un TCC léger), sacrifiez les rongeurs par décapitation, retirez le cerveau et préparez des tranches de cerveau comme ^décrit19.
   2. Effectuer des enregistrements électrophysiologiques comme ^décrit19 pour évaluer l’effet d’un TCC léger sur les propriétés synaptiques basales et la plasticité synaptique.
4. Analyse comportementale
   1. À des moments expérimentaux définis (heures à jours après un TCC léger), évaluer la performance comportementale, y compris la fonction motrice (par exemple, champ ouvert, rotarod, activité locomotrice; voir la figure 4D) et l’apprentissage et la mémoire (par exemple, conditionnement de la peur, labyrinthe de Barnes, labyrinthe d’eau de Morris).

Résultats

L’évolutivité de la configuration des ondes de souffle a été testée en utilisant trois épaisseurs de membrane différentes, 25,4, 50,8 et 76,2 μm. Les niveaux de pression de crête ont été évalués à la zone de placement de la tête et à la sortie de l’appareil à tube de choc à l’aide de capteurs de pression piézoélectriques (voir Figure 1 et Figure 2). Les pressions de crête augmentent en concordance avec l’épaisseur de la membrane aux...

Discussion

Nous présentons ici un modèle préclinique de TCC léger qui est rentable, facile à mettre en place et à exécuter, et qui permet des résultats expérimentaux à haut débit, fiables et reproductibles. Ce modèle fournit un blindage protecteur aux organes périphériques pour permettre une enquête ciblée sur les mécanismes légers du TCC tout en limitant les variables confondantes des lésions systémiques. En revanche, d’autres modèles de blast sont connus pour infliger des dommages aux organes périphérique...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
3/8 SAE High Pressure Hydraulic Hose	Eaton Aeroquip	R2-6-6-36M	Available from Grainger
3/8'' Quick Connect Female Plugs	Karcher	KAR 86410440
3/8'' Quick Connect Male Plugs	Karcher	KAR 86410440
ANY-maze video tracking software	Stoelting Co.	ANY-maze software
Clear Mylar membrane	ePlastics.com	POLYCLR0.003	http://www.eplastics.com/Plastic/Clear_Polyester_Film/POLYCLR0-003; Clear Mylar membrane is sold in various thicknesses. All are sold by vendor listed above.
Compound Slide Table (X2)	Grizzly Industrial	G5757
Deadman Gas Control Ball Valve	Coneraco Inc.	71-502-01	"Apollo", Available from Grainger
Driver and driven section (murine)	own design/production	n/a	For further information please contact the authors
Driver and driven section (rat)	own design/production	n/a	For further information please contact the authors
Ear Muffs	3M	37274	Available from Grainger
Gas Regulator - Hi Flow 3500-600-580	Harris	3003539
Helium Gas	AirGas	HE 300	Tanks are available in various sizes
Inhalation Anesthesia System	VetEquip	901806
Input Module	National Instruments	NI 9223
Isoflurane	Baxter	NDC 10019-360-40	Ordered by veterinarian
Laboratory Timer/Stopwatch	Fisher Scientific	50-550-352
Labview version 12.0	National Instruments		Data Acquistion Software
Magnetic Dial Indicator/Micrometer	Grizzly Industrial	G9849
MATLAB	MathWorks		Software for pressure recording analysis
Oxygen Regulator	Medline	HCS8725M
PC for Data Processing	Dell
Polyvinylchloride Tubing - 25.4 mm	FORMUFIT	P001FGP-WH-40x3
Pressure sensors	PCB Piezotronics	102A05
Receiver USB Chassis	National Instruments	DAQ-9171
Sensor Signal Conditioner	PCB Piezotronics	482C series
Stainless NSF-Rated Mounting Table	Gridmann	GR06-WT2448
T Handle Allen Wrench - 3/16''	S&K	73310