Un grand modèle animal pour les lésions rénales aiguës par occlusion bilatérale temporaire de l’artère rénale

Résumé

Cette étude présente un grand modèle animal fortement reproductible des dommages rénaux d’ischémie-ré-perfusion dans les porcs utilisant l’occlusion bilatérale percutanée provisoire de ballon-cathéter des artères rénales pendant la minute 60 et la ré-perfusion pendant 24 h.

Résumé

Les lésions rénales aiguës (IRA) sont associées à un risque plus élevé de morbidité et de mortalité postopératoires. Les dommages d’ischémie-ré-perfusion (IRI) sont la cause la plus commune d’AKI. Pour imiter ce scénario clinique, cette étude présente un grand modèle animal hautement reproductible d’IRI rénal chez les porcs utilisant l’occlusion bilatérale percutanée temporaire de ballon-cathéter des artères rénales. Les artères rénales sont occlues pendant la minute 60 en introduisant les ballon-cathéters par l’artère fémorale et carotide et en les avançant dans la partie proximale des artères. Le contraste iodé est injecté dans l’aorte pour évaluer toute opacification des vaisseaux rénaux et confirmer le succès de l’occlusion artérielle. Ceci est encore confirmé par l’aplatissement de la forme d’onde d’impulsion à l’extrémité des cathéters de ballonnet. Les ballonnets sont dégonflés et enlevés après la minute 60 de l’occlusion bilatérale d’artère rénale, et on permet aux animaux pour récupérer pendant 24 h. À la fin de l’étude, la créatinine plasmatique et l’azote uréique dans le sang augmentent considérablement, tandis que le DFGe et la production d’urine diminuent considérablement. Le besoin de contraste iodé est minime et n’affecte pas la fonction rénale. L’occlusion bilatérale d’artère rénale imite mieux le scénario clinique du hypoperfusion rénal perioperative, et l’approche percutanée réduit au minimum l’impact de la réponse inflammatoire et du risque d’infection vus avec une approche ouverte, telle qu’une laparotomie. La capacité de créer et de reproduire ce modèle porcin cliniquement pertinent facilite l’application clinique aux humains.

Introduction

Les lésions rénales aiguës (IRA) sont une affection couramment diagnostiquée chez les patients chirurgicaux associés à une morbidité et une mortalité significatives^1,2. Les données disponibles montrent que l’IRA peut affecter même la moitié de tous les patients hospitalisés dans le monde et conduit à un taux de mortalité de 50% chez les patients de l’unité de soins intensifs^1,3. Malgré sa forte prévalence, la thérapie actuelle d’AKI reste limitée aux stratégies préventives, telles que la gestion fluide et la dialyse. Par conséquent, il y a un intérêt continu pour l’exploration des thérapies alternatives pour AKI^4,5,6.

L’IRA est typiquement classée en pré-rénale, intrinsèque, et post-rénale basée sur son étiologie^4,5,6. La majorité des patients chirurgicaux atteints d’IRA sont associés à des causes pré-rénales dues à une hypovolémie, entraînant une lésion d’ischémie-ré-perfusion (IRI) des reins^2. Médicalement, la production d’urine diminue, et les niveaux de créatinine augmentent en raison de la fonction rénale diminuée. Le rein est un organe à taux métabolique élevé et sensible à l’ischémie. Un grand modèle animal hautement reproductible d’IRI rénal est nécessaire pour obtenir une meilleure compréhension de la physiopathologie de l’IRA et de ses approches thérapeutiques potentielles^5.

Pour imiter le scénario clinique du hypoperfusion de rein peri-operatively, un modèle d’occlusion bilatérale d’artère rénale est jugé approprié. Les modèles précédemment décrits impliquant une occlusion unilatérale de l’artère rénale avec ou sans résection du rein controlatéral ne fournissent pas une applicabilité clinique suffisante^7,8. Bien que ces modèles soient suffisants pour causer l’IRA, ils ne ressemblent pas à des scénarios cliniques réels, ni en termes de type ni de durée de blessure.

Le but de ce document est de présenter un modèle porcin d’occlusion temporaire bilatérale percutanée des artères rénales par l’occlusion de ballon-cathéter sous l’angiographie. L’occlusion bilatérale de l’artère rénale imite le scénario clinique de l’hypoperfusion rénale, suivie du retrait ultérieur du ballonnet pour la ré-perfusion^9,10. Les étapes techniques sont décrites, y compris le cathétérisme, le guidage du cathéter, l’angiographie et la surveillance hémodynamique. Cette méthode tient compte non seulement d’une occlusion fortement commandée et réplicable des artères rénales, mais l’approche percutanée minimise l’impact de la réponse inflammatoire en limitant la quantité d’insulte au corps comparée à une approche ouverte.

Protocole

Toutes les études in vivo ont été menées conformément aux lignes directrices des National Institutes of Health sur les soins et l’utilisation des animaux et ont été approuvées par le Comité de soins et d’utilisation des animaux du Boston Children’s Hospital (Protocole 18-06-3715). Tous les animaux ont reçu des soins sans cruauté conformément au Guide de soins et d’utilisation des animaux de laboratoire. La figure 1 montre la chronologie, y compris l’anesthésie, la préparation chirurgicale et les points de temps pour les mesures des résultats primaires de cette étude.

1. Induction, anesthésie et intubation

1. Pour éviter tout stress et inconfort inutiles, sédez les porcs par injection intramusculaire d’un mélange de tiletamine/zolazépam 4-6 mg/kg et de xylazine 1,1-2,2 mg/kg ainsi que d’isoflurane 3% à l’aide d’un masque facial.
2. Canule de l’oreille pour obtenir un accès veineux avec une canule IV de 20 G après avoir désinfecté la zone avec de l’éthanol à 95%. Commencer une perfusion d’entretien (NaCl à 0,9 % à 5 mL/kg/h).
3. Intuber le porc avec un tube endotrachéal (taille 7 pour les porcs pesant entre 40 et 50 kg) une fois que l’adéquation anesthésique est confirmée. Effectuez une ventilation par ballonnet avec une fréquence de 12 respirations / min et transportez le cochon au bloc opératoire.
4. Placez l’animal sur la table d’opération en décubitus dorsal. Commencer immédiatement la ventilation mécanique à pression positive avec FiO₂ 0,50, 10 mL/kg de volume de marée, et une fréquence de 12 respirations/min sous capnographie continue.
5. Placez un oxymètre de pouls sur l’oreille ou la lèvre inférieure pour une surveillance continue.
6. Maintenir la normothermie (37 °C) à l’aide d’un tampon chauffé à l’air.
7. Pour maintenir l’anesthésie générale, maintenez l’administration d’isoflurane à 0,5-4% par le tube endotrachéal. Tout au long de la procédure, surveillez en permanence l’ECG, la pression artérielle, la température et la capnographie pour mesurer la profondeur de l’anesthésie.
8. Insérez un cathéter Foley pour vérifier l’état liquide de l’animal et surveiller la production d’urine en recueillant l’urine dans un sac de drainage.
   NOTE: Les porcs femelles sont préférés aux mâles en raison des caractéristiques anatomiques de leur urètre, ce qui facilite le cathétérisme.

2. Préparation chirurgicale et accès vasculaire

1. Draper l’animal de manière stérile.
2. Désinfectez la zone latérale droite du cou en appliquant de la bétadine, puis de l’éthanol à 95% pendant 3 fois.
3. Effectuer une réduction pour le cathétérisme de l’artère carotide droite et de la veine jugulaire droite. Rétractez le muscle sternocleidomastoid latéralement et disséquez-le vers le bas à l’artère carotide droite et à la veine jugulaire droite.
4. Insérez une gaine d’angiographie 5F dans l’artère et la veine. Fixez-le avec une suture en soie 2-0.
5. Insérez une gaine d’angiographie 5F utilisant la technique de Seldinger dans l’artère fémorale gauche.
   1. Pour effectuer la technique seldinger percer l’artère fémorale à l’aide d’une aiguille creuse. Insérez un fil de guidage à pointe souple à travers la lumière et avancez-le dans l’artère fémorale.
   2. Maintenez le fil de guidage sécurisé avec la main tout en retirant l’aiguille. Passez la gaine d’angiographie sur le fil de guidage dans l’artère fémorale et retirez le fil de guidage. Utilisez des conseils par ultrasons, si nécessaire.

3. Induction des dommages rénaux d’ischémie-reperfusion

1. Administrer 200 UI/kg d’héparine de sodium par voie intraveineuse pour obtenir une anticoagulation systémique (temps de coagulation activé cible (ACT) > 300 s).
2. Effectuer une angiographie en injectant un agent de contraste iodé sous fluoroscopie pour identifier les artères rénales.
   REMARQUE: Pour réduire le risque de néphrotoxicité induite par le contraste, diluez l’agent de contraste iodé dans une solution 1:1 avec une solution saline normale. Tabulez la posologie pour tous les animaux afin d’assurer un dosage équivalent.
3. Identifier les artères rénales, avancer manuellement le fil de guidage dans le cathéter de guidage.
4. Placer le cathéter de guidage 5F JL4 dans l’artère rénale gauche à travers l’artère carotide droite (Figure 1A).
5. Placer le deuxième cathéter de guidage 5F JL4 dans l’artère rénale droite à travers l’artère fémorale gauche(figure 1A).
6. Utilisez les fils guides pour diriger un cathéter de dilatation de l’angioplastie transluminale percutanée (PTA) 5F dans chaque artère rénale.
   NOTE: Il est préférable de positionner le ballon au niveau de l’artère rénale proximale de manière à ce qu’aucune branche ou collatéral de l’artère rénale ne soit laissé patent après l’inflation du ballonnet.
7. Placez chaque cathéter à ballonnet en place et connectez une conduite de pression à chaque cathéter.
8. Vérifiez la présence de formes d’onde d’impulsion artérielle dans le moniteur de pression pour assurer le positionnement correct du cathéter.
9. Gonflez chaque ballon et visez une pression d’environ 2,5 atm à l’intérieur du ballon(figure 1B).
10. Pour confirmer l’arrêt du flux sanguin vers les reins, observez l’aplatissement de la forme d’onde de pouls à l’extrémité du cathéter à ballonnet.
11. Injecter un produit de contraste iodé (dilution 1:1) et vérifier toute opacification des vaisseaux rénaux.
    REMARQUE: Il est également possible de remplir le ballon avec un agent de contraste iodé pour la visualisation du ballon gonflé. Cependant, cette méthode n’est pas aussi sensible que l’aplatissement de la forme d’onde d’impulsion pour confirmer l’occlusion des artères rénales.
12. Après 60 min d’occlusion, dégonfler soigneusement et retirer les cathéters de ballonnet des artères rénales.
13. Effectuer une angiographie (à l’aide d’un produit de contraste dilué 1:1) pour confirmer la perméabilité de l’artère rénale et l’établissement d’une ré-perfusion rénale(figure 1C).
14. Retirez la gaine d’angiographie 5F de l’artère fémorale gauche.
15. Appliquer une pression ferme sur le site du cathétérisme pendant 30 min.
16. Inverser l’effet de l’héparine par l’administration de protamine (3 mg/kg) jusqu’à ce que l’ACT se normalise.
17. Pour prélever de l’urine pendant la période postopératoire, fixez un tube au cathéter de Foley avec une suture de soie 2-0 à l’aide d’un point interrompu sur la peau.
18. Laissez les gaines d’angiographie dans l’artère carotide droite et la veine jugulaire droite en place et fixez-les avec une suture de soie 2-0 à l’aide d’un point interrompu pour permettre le prélèvement sanguin tout au long de l’étude.
19. Fermez l’incision du cou avec une suture de soie 2-0 à l’aide d’un point continu en 2 couches.
20. Administrer de la bupivacaïne (3 mg/kg) au site d’incision afin de minimiser la douleur.
21. Continuer d’hydrater l’animal avec 0,9 % de NaCl à 5 mL/kg/h pendant un total de 2 h suivant la fin de l’ischémie.
22. Placez un timbre de fentanyl (25-50 μg/h) sur le dos de l’animal pour minimiser la douleur postopératoire.
23. Administrer une injection intramusculaire de buprénorphine (0,005-0,1 mg/kg) pour minimiser la douleur postopératoire.
24. Surveillez l’animal et maintenez-le sur ventilation mécanique jusqu’à ce qu’il se réveiller.

4. Rétablissement des animaux

1. Après le réveil, logez l’animal dans une pièce à température contrôlée.
2. Continuez à tourner l’animal d’un côté latéral à l’autre jusqu’à ce qu’il retrouve la pleine conscience et la capacité de se damoler.
3. Fournir de l’eau et de la nourriture ad libitum.

5. Évaluation fonctionnelle

1. Prélever le sang et les échantillons d’urine selon le protocole souhaité.
   REMARQUE: Dans cette étude, les points de temps suivants ont été désignés : ligne de base (1 h suivant le déclenchement du protocole d’hydratation et avant occlusion des artères rénales), fin de l’ischémie, et ré-perfusion (2 h, 6 h, 24 h).
2. Prélever les échantillons de sang artériel et veineux. Conservez-les dans des vacutainers enduits d’héparine de lithium ou d’EDTA pour une analyse ultérieure.
   REMARQUE: Prélever le sang directement des cathéters de l’artère carotide et de la veine jugulaire.
3. Prélever les échantillons d’urine du cathéter de Foley et les entreposer dans des tubes de 15 mL aux fins d’analyse.
   REMARQUE: Recueillir l’urine du sac de drainage relié au cathéter de Foley.
4. Pour déterminer la production d’urine, videz le sac de drainage et collectez l’urine pendant 1 h.
   REMARQUE: Pour le point de temps de 6 h auquel un sac de drainage n’est pas connecté au cathéter de Foley, fermez le tube connecté au cathéter de Foley pendant 30 min, puis collectez l’urine avec une seringue de 60 mL pour déterminer la sortie d’urine.

6. Euthanasie

1. Après la fin de la période de reperfusion, effectuer une anesthésie et surveiller comme décrit ci-dessus.
2. Poursuivre l’hydratation avec 0,9 % de NaCl à 5 mL/kg/h.
3. Utilisez les cathéters artériels et veineux pour le prélèvement sanguin et le cathéter Foley pour déterminer la production d’urine. Prélever les échantillons finaux de sang et d’urine et calculer le rendement urinaire.
4. Effectuer une incision de laparotomie de la ligne médiane de 15 cm à l’aide d’une lame de taille 10 du xiphoïde jusqu’au milieu du bassin.
5. Utilisez un rétracteur latéral droit pour rétracter la peau abdominale.
6. Disséquer les attachements péritonéaux latéraux du mur abdominal pour exposer le retroperitoneum droit et gauche.
7. Identifier et disséquer brutalement les artères rénales et les veines.
8. Ligate les artères rénales et les veines avec une suture de soie 2-0 et effectuer des néphrectomies bilatérales pour recueillir des spécimens entiers de tissu pour l’analyse histologique et métabolique.
9. Euthanasier l’animal avec la méthode d’euthanasie préférée (p. ex. exsanguination, pentobarbital)

Résultats

Analyse fonctionnelle
Les résultats représentatifs de cette étude proviennent de 6 animaux et les données présentées sont moyennes ±'erreur type de la moyenne. La fonction rénale est évaluée en déterminant la production d’urine, le taux de filtration glomérulaire estimé (DFGe), la créatine de plasma, et l’azote d’urée de sang (BUN). Les biomarqueurs de la fonction rénale sont évalués à l’aide d’un analyseur chimique portable. Le DFGe est calculé selon la formule suivante ...

Discussion

L’IRA est un trouble clinique courant affectant jusqu’à 50% des patients adultes hospitalisés dans le monde^6,12. Un modèle animal cliniquement pertinent est nécessaire pour étudier plus avant la pathophysiologie de la maladie et des cibles thérapeutiques potentielles. Bien qu’il existe plusieurs modèles murins reproduisant l’IRA, ceux-ci n’imitent pas complètement leurs scénarios cliniques respectifs et l’anatomie du rein humain. Cette étude...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% sodium chloride injection, usp, 100 ml viaflex plastic container	Baxter	2B1302	For animal hydration
Agent contrast 100.0ml injection media btl ioversal 74%	CARDINAL HEALTH	133311	For visualizing the vasculature
Bard Bardia Closed System Urinary Drainage Bag	BARD Inc	802001	For urine collection
BD Vacutainer K2 EDTA	BD	367841	For blood sample storage
BD Vacutainer Lithium Heparin	BD	366667	For blood sample storage
Betadine	Henry Schein	6906950	For skin disinfection
Bookwalker retractor	Codman		For skin retraction
Bupivacaine 0.25%	Hospira		Administer at incision site for analgesia
Buprenorphine SR	Zoo Pharm		10mg/ml bottle, Dose: 0.2mg/kg SC
Cath angio 5.0 Fr x100.0 cm 0.038 in JR4	MERIT MEDICAL SYSTEM INC	7523-21	For identification of the renal arteries
Cuffed endotracheal tube	Emdamed		To establish a secure airway for the duration of the operation
EKG Medtronics- Physiocontrol LifePak 20 Oxygen saturation monitor	GE Healthcare Madison WI		For oxygen saturation monitoring
Encore 26 inflator	BOSTON SCIENTIFIC	710113	For inflating the balloon catheters
Ethanol 95% (Ethyl alcohol)	Henry Schein		For skin disinfection
Fentanyl patch	Mylan		Dose: 25-50mcg/hr, TD
Gold silicone coated Foley	TELEFLEX MEDICAL INC	180730160	For urine collection
Heparin sodium	LEO Pharma A/S		Dose: 200 IU/kg IV
i33 ultrasound machine	Phillips		Use ultrasonographic guidance for femoral catherization if necessary
Inqwire diagnostic guide wire - 0.035" (0.89 mm) - 260 cm (102") - 1.5 mm j-tip	MERIT MEDICAL SYSTEM INC	6609-33	For guiding the balloon catheters to the renal arteries
Intravenous catheter, size 20 gauge	Santa Cruz Biotechnology	Inc SC-360097	For fluid administration
Isoflurane	Patterson Veterinary Supply, Inc.	21283620	Dose: 3%, INH
Metzenbaum blunt curved 14.5 cm - 5(3/4)"	Rudolf Medical	RU-1311-14M	For tissue dissection and cutting
Neonatal disposable transducer kit with 30ml/hr flush device and double 4-way stopcocks for continuous monitoring	Argon Medical	041588505A	For pressure measurement
Powerflex pro PTA dilatation catheter 6 x 20 mm - shaft length (135cm)	CARDINAL HEALTH	4400602X	For occlusion of the renal arteries
Pressure monitoring lines mll/mll - 12" clear, mll/mll	Smiths Medical	B1571/MX571	For pressure measurement
Procedure pack	Molnlycke Health Care	97027809	Surgical drape, gauze pads, syringes, beaker etc
Protamine	Henry Schein	1044148	For heparin reversal
Scalpel blade - size #10	Cardinal Health (Allegiance)	32295-010	For the skin incisions
Stopcock iv 4 way lrg bore rotg male ll adptr strl	Peoplesoft	1550	For connecting tubings
Straight lateral retractor	Codman		For skin retraction
Suture perma hnd 18in 2-0 braid silk blk	CARDINAL HEALTH 1	A185H	For suturing incision site and securing catheters
Syringe contrast injection 10ml fixed male luer red	MERIT MEDICAL SYSTEM INC	MSS111-R	To administer the contrast agent
Syringe medical 60ml ll plst strl ltx free disp	CARDINAL HEALTH 1	BF309653	For urine collection and flushing of the angiocath
Tilzolan (tiletamine/zolazepam)	Patterson Veterinary Supply, Inc.	07-893-1467	Dose: 4-6 mg/kg, IM
Xylazine	Putney, INC		Dose: 1.1-2.2 mg/kg, IM