Un modèle de rongeur de l’opération de Ross: implantation d’une greffe d’artère pulmonaire syngénique dans une position systémique

Résumé

Nous montrons comment établir un modèle murin d’implantation de racine pulmonaire dans l’aorte descendante pour simuler la procédure de Ross. Ce modèle permet l’évaluation à moyen/long terme du remodelage de l’autogreffe pulmonaire dans une position systémique, représentant la base du développement de stratégies thérapeutiques pour favoriser son adaptation.

Résumé

L’opération de Ross pour la maladie valvulaire aortique a retrouvé un nouvel intérêt en raison de ses résultats exceptionnels à long terme. Néanmoins, lorsqu’il est utilisé comme remplacement racinaire autoportant, la dilatation possible de l’autogreffe pulmonaire et la régurgitation aortique ultérieure sont décrites. Plusieurs modèles animaux ont été proposés. Cependant, ceux-ci sont généralement limités à des modèles ex-vivo ou à des expériences in vivo avec de grands modèles animaux relativement coûteux. Dans cette étude, nous avons cherché à établir un modèle rongeur d’implantation de greffe d’artère pulmonaire (PAG) dans une position systémique. Au total, 39 rats Lewis adultes ont été inclus. Immédiatement après l’euthanasie, la racine pulmonaire a été prélevée sur un animal donneur (n = 17). Les rats receveurs syngéniques (n = 17) et opérés par simulacre (n = 5) ont été sédatifs et ventilés. Dans le groupe receveur, le PAG a été implanté avec une anastomose de bout en bout en position aortique abdominale infra-rénale. Les rats opérés par simulacre n’ont subi que la transsection et la réanastomose de l’aorte. Les animaux ont été suivis par des études échographiques en série pendant deux mois et une analyse histologique post-mortem. Le diamètre médian du PAG en position native était de 3,20 mm (IQR = 3,18-3,23). Au suivi, le diamètre médian du PAG était de 4,03 mm (IQR = 3,74-4,13) à 1 semaine, de 4,07 mm (IQR = 3,80-4,28) à 1 mois et de 4,27 mm (IQR = 3,90-4,35) à 2 mois (p<0,01). La vitesse systolique maximale était de 220,07 mm/s (IQR = 210,43-246,41) à 1 semaine, de 430,88 mm/s (IQR = 375,28-495,56) à 1 mois et de 373,68 mm/s (IQR = 305,78-429,81) à 2 mois (p = 0,02) et ne différait pas du groupe simulé à la fin de l’expérience (p = 0,5). L’analyse histologique n’a montré aucun signe de thrombose endothéliale. Cette étude a montré que les modèles de rongeurs peuvent permettre d’évaluer l’adaptation à long terme de la racine pulmonaire à un système à haute pression. Une implantation de PAG syngénique placée de manière systémique représente une plate-forme simple et réalisable pour le développement et l’évaluation de nouvelles techniques chirurgicales et thérapies médicamenteuses afin d’améliorer encore les résultats de l’opération de Ross.

Introduction

La sténose valvulaire aortique congénitale est un sous-groupe de cardiopathie congénitale caractérisée par une obstruction du tractus ventriculaire gauche dans lequel la lésion est située au niveau valvulaire. La malformation affecte environ 0,04-0,38 pour 1000 naissances ^vivantes1.

Les options disponibles pour la correction sont nombreuses, chacune avec ses propres avantages et inconvénients. Pour les patients aptes à une correction biventriculaire2, l’approche peut viser la réparation valvulotomie (valvulotomie percutanée ou chirurgicale) ou son ^{remplacement3}. Ce dernier est préféré lorsque la valve aortique est considérée comme irrécupérable; cependant, les options disponibles sont limitées pour les patients pédiatriques. En effet, les valves bioprothétiques ne sont pas indiquées pour le remplacement aortique dans la population jeune en raison de leur calcification ^précoce4. D’autre part, la dégénérescence des valves mécaniques est considérablement plus lente, mais celles-ci nécessitent un traitement anticoagulant à ^vie5. De plus, la limitation majeure de ces prothèses est représentée par le manque de potentiel de croissance, ce qui prédispose les patients à des réinterventions supplémentaires.

Une option thérapeutique intéressante dans la population pédiatrique est le transfert de l’autogreffe pulmonaire à la position aortique appelée « opération de Ross ». Dans ce cas, la valve pulmonaire est alors remplacée par une homogreffe (Figure 1)⁶. Cette procédure peut éventuellement représenter le meilleur choix chirurgical pour les enfants car l’autogreffe pulmonaire préserve son potentiel de croissance et ne comporte pas les risques d’un traitement anticoagulant à vie. En outre, la procédure Ross peut être d’une grande valeur également chez les jeunes adultes pour éviter une valve mécanique ou biologique, ayant le potentiel de devenir la meilleure solution chirurgicale.

Les résultats après remplacement valvulaire aortique par autogreffe pulmonaire sont excellents, avec une survie supérieure à 98 % et de bons résultats à long ^terme7. Des études de littérature font état de 93 % et 90 % d’absence de remplacement de l’homogregreffe pulmonaire à 4 et 12 ans, ^{respectivement8}.

La principale limitation de cette procédure est la tendance de l’autogreffe à se dilater à long terme, en particulier lorsqu’elle est utilisée comme remplacement de racine autoportante. Cela peut provoquer une incompétence valvulaire qui peut nécessiter une réintervention. En effet, l’étude de suivi la plus longue réalisée jusqu’à présent fait état d’une absence de réopération pour le remplacement de l’autogreffe de 88% à 10 ans et de 75% à 20 ^ans9.

La possibilité de recréer une opération de Ross dans un cadre expérimental représente une condition préalable fondamentale pour étudier le mécanisme sous-jacent de l’adaptation de l’autogreffe pulmonaire aux pressions systémiques. Plusieurs modèles ont été proposés dans le passé. Cependant, ceux-ci sont généralement limités à des expériences ex-vivo ou à des modèles animaux in vivo avec de gros animaux relativement coûteux. Dans cette étude, nous avons cherché à établir un modèle de rongeur d’implantation de greffe d’artère pulmonaire (PAG) dans une position systémique, en tant que racine autoportante.

Protocole

Toutes les procédures ont été approuvées par le Comité des soins aux animaux de l’Université de Padoue (OPBA, numéro de protocole n° 55/2017) et autorisées par le ministère italien de la Santé (autorisation n° 700/2018-PR), conformément à la directive de l’Union européenne 2010/63/UE et à la loi italienne 26/2014 pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire.

1. Soins aux animaux et modèle expérimental

1. Assurez-vous que tous les rats Lewis sont obtenus d’une seule entreprise (Tableau des matériaux). Maintenir les rats dans des installations conventionnelles avec un accès libre à la nourriture et à l’eau.
2. Assurez-vous que le poids des rats varie de 320 à 400 g pour le groupe receveur et de 200 à 250 g pour le groupe donneur.

2. Protocole préopératoire

REMARQUE: Toutes les opérations doivent être effectuées dans des conditions propres. Utilisez également des rats Lewis adultes mâles et femelles comme receveurs et donneurs afin d’effectuer une greffe syngénique.

1. Effectuer une injection intrapéritonéale de tramadol (5 mg/kg) 15 min avant la chirurgie.
2. Administrer une dose unique de gentamicine intramusculaire (5 mg/kg) immédiatement avant la chirurgie.
3. Pour l’induction de l’anesthésie, fournir 4% de sévoflurane dans 1 L/ min d’oxygène dans une chambre de poly(méthacrylate de méthyle) où l’animal est placé. Pour le maintien de l’anesthésie, utilisez 2,0-2,5% de sévoflurane dans 1 L / min d’oxygène tout au long de la procédure.
4. Rasez l’animal le long de la ligne médiane sur une largeur de 2 cm du sternum à 1 cm au-dessus de la région génitale avec un rasoir. Ensuite, stérilisez la peau avec une solution d’iode.
5. Afin d’éviter que l’animal ne soit mouillé et d’empêcher la dispersion de la chaleur pendant la chirurgie, couvrez l’animal avec un film plastique transparent.
6. Évaluez le niveau d’anesthésie avant d’effectuer la procédure en évaluant l’absence de réponse à un stimulus nocif.

3. Opération du donateur

1. Préparation des animaux et du cœur:
   1. Placez l’animal anesthésié sur un plateau en liège avec le côté caudal face au chirurgien. Effectuez une incision xipho-pubienne d’environ 5 à 6 cm et rétractez les deux volets musculo-cutanés latéralement.
   2. Administrer un volume de 1 mL de solution saline à 4 °C contenant 500 UI d’héparine à travers la veine cave abdominale.
   3. Après 1 min, coupez le diaphragme de gauche à droite et effectuez une thoracotomie antérieure pour exposer le cœur.
   4. Refroidir le cœur battant en égouttant une solution saline à 4 °C.
   5. Effectuer une péricardiectomie et une thymectomie afin d’obtenir une vue complète de l’arc aortique. Enlevez les tissus adipeux restants entourant l’aorte.
   6. Coupé à l’arche, juste au-dessus de l’origine de l’artère innominée; couper ce dernier, aussi.
   7. Couper la veine cave thoracique inférieure (IVC) et insérer une canule de 22 G pour infuser le cœur avec 20-25 mL de solution saline à 4 °C, en exerçant une légère pression. Arrêtez la perfusion lorsque le cœur cesse de battre et que le flux de l’aorte est devenu clair.
2. PAG explant:
   REMARQUE: Une récolte précise et une manipulation délicate du PAG sont obligatoires pour obtenir une implantation optimale chez le receveur. Ne le touchez pas directement avec des instruments, utilisez plutôt des cotons-tiges.
   1. Effectuer une étude échographique pour évaluer le diamètre de l’AP dans sa position native.
   2. Insérez une micro-pince sous la paroi postérieure du récipient et coupez ce dernier à l’aide d’un micro-ciseau le plus près possible de sa bifurcation pour maximiser la longueur du PAG.
   3. Tenez doucement le PA avec les micro-pinces à pointe annulaire et séparez-le du ventricule droit avec les ciseaux à micro-ressort. Récoltez le PAG, y compris un peu de muscle ventriculaire droit.
3. Préparation du PAG :
   1. Placez le PAG sur une gaze humidifiée avec une solution saline froide sur la table d’opération et inspectez le récipient au microscope opératoire.
   2. Coupez tout tissu environnant abondant, ne laissant que 1 mm de muscle ventriculaire. Réglez la longueur du récipient à 5 mm.

4. Implantation d’une greffe d’artère pulmonaire (PAG)

1. Préparation de l’animal récepteur:
   1. Placez l’animal anesthésié sur un plateau en liège avec le côté caudal face au chirurgien.
   2. Effectuez une incision longitudinale médiane et utilisez deux mini-rétracteurs pour garder l’abdomen ouvert.
   3. Extraire les intestins avec deux cotons-tiges et les recouvrir d’une gaze imbibée d’une solution saline à 39 °C permettant la visualisation de la zone rétropéritonéale avec exposition de l’aorte abdominale infra-rénale (AA).
      REMARQUE: Pendant la chirurgie, il est important d’humidifier occasionnellement les intestins à l’aide d’une seringue contenant une solution saline à 39 ° C pour prévenir l’hypothermie, une condition critique fréquente chez les rongeurs.
   4. Bander le péritoine pariétal postérieur entre les deux artères rénales et la bifurcation iliaque à l’aide de deux cotons-tiges et enlever le tissu adipeux autour de l’AA infrarénal. Ne laissez qu’une petite portion de graisse au-dessus de l’AA, pour faciliter la manipulation sur le récipient.
   5. Séparez l’AA de l’IVC. Pour effectuer cette procédure, passez d’abord une pince incurvée derrière la paroi aortique postérieure et utilisez-la pour ouvrir un passage entre l’AA et l’IVC. Ensuite, utilisez une suture de soie 2-0 pour créer une boucle autour de l’AA, afin de soulever le vaisseau et de séparer l’AA de l’IVC. Ligaturez toute artère lombaire provenant de l’AA infrarénal avec une suture de soie 6/0 et divisez-la.
   6. Faites pivoter l’animal de 90° dans le sens inverse des aiguilles d’une montre, en plaçant la tête sur le côté gauche de l’opérateur. L’AA se trouvait maintenant horizontalement dans le champ microscopique.
   7. Utilisez deux clips Yasargil pour serrer l’AA infrarénal et placez-les à une distance de 1,5 cm l’un de l’autre. Transectez l’AA au point médian entre les deux clips.
   8. Irriguez les deux extrémités des vaisseaux avec de l’héparine (1 UI / mL) en solution saline pour éliminer les caillots. Enlevez tous les débris adventices des vaisseaux.
2. Implantation de PAG :
   1. Placez le PAG entre les deux extrémités, avec l’extrémité ventriculaire vers la partie crânienne de l’animal.
   2. Utilisez une suture en polypropylène 10-0 pour effectuer deux points de suture simples marquants reliant le PG à l’AA. Effectuez la procédure aux deux extrémités du PAG en plaçant la suture sur les côtés opposés de la circonférence du vaisseau.
   3. Effectuez une anastomose de bout en bout entre PAG et AA, en commençant par l’extrémité distale. Utilisez l’une des deux extrémités de la suture distale pour l’anastomose postérieure à l’aide d’une séquence d’entrée et de sortie du receveur à la greffe pour effectuer une suture courante d’environ six points de suture.
   4. Une fois que la suture atteint le repère proximal, effectuez un double demi-attelage complété par un nœud carré à l’aide de la suture et de l’une des deux extrémités de la suture proximale. Appliquez des pinces anti-moustiques chaussées de caoutchouc sur les sutures pour assurer la traction.
   5. Effectuez la même anastomose sur la paroi antérieure. Effectuez toute la procédure à l’extrémité proximale du PAG. Portez une attention particulière lors de la réalisation de l’anastomose proximale pour éviter d’inclure une foliole dans la ligne de suture.
   6. Relâchez d’abord le clip distal pour laisser le PAG être rempli de sang rétrograde (flux à basse pression) afin de vérifier l’anastomose. Réparez toute fuite de sang avec une seule suture. Une fois l’anastomose distale évaluée, effectuez la même procédure à l’extrémité proximale.
3. Dernières étapes de l’opération sur le destinataire:
   1. Évaluez la perméabilité du PAG et appliquez deux bandes d’éponge de gélatine sur les lignes de suture des deux côtés du PAG (si nécessaire). Exercez une légère pression pendant quelques secondes avec deux cotons-tiges pour aider l’hémostase.
   2. Déplacez les intestins dans la cavité abdominale et fermez les parois avec une suture de course en polypropylène 4/0.

5. Procédure simulée

1. Effectuer une préparation identique de l’animal comme illustré précédemment pour les rats receveurs.
2. Couper l’AA infra-rénal, à mi-chemin entre l’origine des artères rénales et iliaques.
3. Recoupons les deux extrémités de l’AA à l’aide d’une anastomose de bout en bout, comme décrit précédemment. Retirez les deux clips et effectuez une procédure d’hémostase précise.
4. Repositionnez les intestins et fermez la paroi abdominale en couches, comme pour les animaux receveurs.

6. Soins postopératoires et suivi

1. Administrer une solution saline chaude (5 ml) dans le tissu sous-cutané du dos de l’animal pour l’hydratation. Placez le rat sous une lampe chauffante et surveillez-le visuellement jusqu’au réveil, ce qui prend généralement jusqu’à 5 minutes après l’arrêt de l’anesthésie. Placez l’animal dans une cage à une température ambiante de 22-24 ° C, avec un accès immédiat et sans restriction à la nourriture et à l’eau.
2. Administrer le tramadol intramusculaire (5 mg/kg) pour l’analgésie postopératoire deux fois par jour pendant les 48 premières heures après la chirurgie. Par la suite, surveillez quotidiennement l’état de santé et le poids corporel du receveur.
3. Suivi: Pendant le suivi, effectuer des études échographiques sériates à une semaine, un mois et deux mois pour évaluer la fonction PAG. Au cours de ces études, mesurez le diamètre du vaisseau, la vitesse systolique maximale (PSV) et la vitesse diastolique terminale. Mesurez ces paramètres à l’intérieur du PAG et au niveau de l’AA proximal et distal.
4. Euthanasier les animaux après deux mois de suivi par application de _CO2 pendant quelques minutes, puis explanter le PAG, qui subira une analyse histopathologique.

Résultats

Au total, 39 rats Lewis adultes ont été inclus dans cette étude : 17 animaux ont été utilisés comme donneurs de PAG, 17 animaux comme receveurs et 5 comme faux (groupe témoin) (tableau 1). Les rats mâles étaient 22 (56 %) et femelles 17 (44 %); ces derniers n’ont été utilisés que dans le groupe des donneurs.

Aucun événement mortel ne s’est produit pendant l’opération avec une survie à 100%. Au cours du suivi, deux animaux du groupe transplanté ont eu une...

Discussion

Le remplacement de la valve aortique par la racine pulmonaire autologue (opération de Ross) représente une option attrayante pour la réparation de la sténose de la valve aortique congénitale en raison du profil favorable et de la croissance potentielle de l’autogreffe10. La principale limitation de cette procédure est la dilatation potentielle de la néo-valve aortique, qui prédispose au développement d’une régurgitation à long terme. La possibilité de caractériser les modification...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% Sodium Chloride	Monico SpA	AIC 030805105	Two bottles of 100 mL. The cold one (4°C) for flushing the harvesting organ; the warm one (39°C) for moistening, and rehydration of the recipient
7.5% Povidone-Iodine	B Braun	AIC 032151211
Barraquer	Aesculap	FD 232R	Straight micro needle holder for the vascular anastomoses
Castroviejo needle holder	Not available	J 4065	To close the animal
Clip applying forceps	Rudolf Medical	RU 3994-05	For clip application
Cotton swabs	Johnson & Johnson Medical SpA	N/A	Supermarket product. Sterilized
Curved micro jeweller forceps	Rudolf Medical	RU 4240-06	Used to pass sutures underneath the vases.
Depilatory cream	RB healthcare	N/A	Supermarket product
Electrocautery machine	LED SpA	Surton 200
Fine scissors	Rudolf Medical	RU 2422-11	For opening the abdomen (recipient)
Fine-tip curved Vannas micro scissors	Aesculap	OC 497R	Only for preparing the pulmonary root, cut the lumbar vases and the 10/0 Prolene
Fluovac Isoflurane/Halotane Scavanger unit	Harvard Apparatus Ltd	K 017041	Complete of anesthesia machine, anesthesia tubing, induction chamber and scavenger unit with absorbable filter
Gentamycin	MSD Italia Srl	AIC 020891014	Antibiotic. Single dose, 5 mg/kg intramuscular, administered during surgery
Heparin	Pharmatex Italia Srl	AIC 034692044	500 IU into the recipient abdominal vena cava
I.V. Catheter	Smiths Medical Ltd	4036	20G
Insulin Syringe, 1 mL	Fisher Scientific	14-841-33	To inject heparin in the harvesting animal and to flush the sectioned aorta in the recipient
Jeweler bipolar forceps	GIMA SpA	30665	0.25 mm tip. For electrocautery of very small vases
Lewis rats (LEW/HanHsd)	Envigo RMS SRL, San Pietro al Natisone, Udine, Italy	86104M	Male or female, weighing 200-250 g (pulmonary root harvesting animals) and 320-400 g (recipients)
Micro-Mosquito	Rudolf Medical	RU 3121-10	In number of four, with tips covered with silicon tubing. To keep in traction the Prolene suture during anastomosis
Operating microscope	Leica Microsystems	M 400-E	Used with 6x, 10x and 16x in-procedure interchangeable magnifications
Perma-Hand silk 2-0	Johnson & Johnson Medical SpA	C026D	To lift the aorta
Petrolatum ophthalmic ointment	Dechra	NDC 17033-211-38
Prolene 10-0	Johnson & Johnson Medical SpA	W2790	Very fine non-absorbable suture, with a BV75-3 round bodied needle, for the vascular anastomoses
Retractors	Not any	N/A	Two home-made retractors
Ring tip micro forceps	Rudolf Medical	RU 4079-14	For delicate manipulation
Sevoflurane	AbbVie Srl	AIC 031841036	Mixed with oxygen, for inhalatory anesthesia
Spring type micro scissors	Rudolf Medical	RU 2380-14	Straight; 14 cm long
Standard aneurysm clips	Rudolf Medical	RU 3980-12	Two clips (7.5 mm; 180 g; 1.77 N) to close the aorta
Sterile gauze of non-woven fabric material	Luigi Salvadori SpA	26161V	7.5x7.5 cm, four layers
Straight Doyen scissors	Rudolf Medical	RU/1428-16	For use to the donor
Straight micro jeweller forceps	Rudolf Medical	RU 4240-04	10.5 cm long. Used throughout the anastomosis
Syringes	Artsana SpA	N/A	20 mL (for the harvesting animal) and 5 mL (for the recipient). For saline flushing and dipping
TiCron 4-0	Covidien	CV-331	For closing muscles and skin
Tissue forceps V. Mueller	McKesson	CH 6950-009	Used for skin and muscles
Tramadol	SALF SpA	AIC 044718029	Analgesic. Single dose, 5 mg/kg intramuscular
Virgin silk 8-0	Johnson & Johnson Medical SpA	W818	For arterial branch ligation