Isolement, culture et caractérisation des cellules de Schwann primaires, des kératinocytes et des fibroblastes du prépuce humain

Résumé

L’étude de la cicatrisation des plaies associée aux lésions musculo-squelettiques nécessite souvent l’évaluation des interactions in vitro entre les cellules de Schwann (SC), les kératinocytes et les fibroblastes. Ce protocole décrit l’isolement, la culture et la caractérisation de ces cellules primaires à partir du prépuce humain.

Résumé

Ce protocole décrit les méthodes d’isolement, les conditions de culture et la caractérisation des cellules primaires humaines à haut rendement et viabilité en utilisant la dissociation enzymatique rapide de la peau. Les kératinocytes primaires, les fibroblastes et les cellules de Schwann sont tous prélevés sur le prépuce du nouveau-né humain, qui est disponible selon les procédures de soins standard. La peau enlevée est désinfectée et la graisse et les muscles sous-cutanés sont enlevés à l’aide d’un scalpel. La méthode consiste en une séparation enzymatique et mécanique des couches épidermique et dermique, suivie d’une digestion enzymatique supplémentaire pour obtenir des suspensions unicellulaires de chacune de ces couches cutanées. Enfin, les cellules individuelles sont cultivées dans des milieux de culture cellulaire appropriés en suivant les protocoles de culture cellulaire standard pour maintenir la croissance et la viabilité pendant des semaines. Ensemble, ce protocole simple permet l’isolement, la culture et la caractérisation des trois types de cellules à partir d’un seul morceau de peau pour l’évaluation in vitro de modèles peau-nerf. De plus, ces cellules peuvent être utilisées ensemble dans des co-cultures pour évaluer leurs effets les uns sur les autres et leurs réponses aux traumatismes in vitro sous la forme de égratignures effectuées robotiquement dans la culture associée à la cicatrisation des plaies.

Introduction

Les cellules primaires dérivées de tissus vivants et cultivées dans des conditions in vitro ressemblent étroitement à l’état physiologique¹, ce qui en fait un modèle idéal pour étudier les processus physiologiques et physiopathologiques. La peau contient plusieurs types de cellules, y compris les kératinocytes, les fibroblastes, les sébocytes, les mélanocytes et les cellules de Schwann (SC), qui peuvent être isolés et cultivés pour des expériences in vitro . Les méthodes d’isolement et de culture des kératinocytes, des fibroblastes et des SC, à partir d’un seul morceau de peau, n’ont pas été décrites. L’objectif de ce protocole est double : 1) établir une méthode fiable et reproductible pour l’isolement et la culture des SC dermiques et 2) utiliser une méthode efficace et robuste pour l’isolement des kératinocytes, des fibroblastes et des SC d’un seul prépuce humain.

À l’heure actuelle, il existe des protocoles établis pour isoler les kératinocytes^{cutanés 2,3,4} et les fibroblastes ^5,6. Ces études décrivent l’isolement des kératinocytes, des fibroblastes ou des deux de la peau, mais aucun protocole ne traite de la façon d’établir des cultures de SC primaires à partir de la peau humaine. Des études récentes suggèrent que les SC neuronaux modulent les processus cellulaires des kératinocytes et des fibroblastes et régulent les fonctions physiologiques normales de la peau⁷. Les SC sont donc essentiels à l’homéostasie cutanée et contribuent de manière substantielle à la physiologie régulatrice qui influence le comportement des types de cellules cutanées voisines présentes⁸. Par conséquent, un protocole qui permet l’isolement de chacun de ces types de cellules est idéal pour les expériences in vitro impliquant la communication cellule-cellule ou la diaphonie entre les types de cellules.

Ce protocole décrit l’établissement de cultures cellulaires individuelles de cellules primaires à partir d’un seul morceau de peau. Ce protocole est particulièrement utile lorsque la quantité de tissu disponible est limitée. De plus, l’isolement des trois types de cellules d’un seul donneur permet des comparaisons robustes entre les types de cellules ou des expériences de co-culture tout en atténuant l’influence de la génétique au cours de l’expérience souhaitée.

Protocole

L’acquisition et l’utilisation de tissus de prépuce humain anonymisés à des fins de recherche ont été examinées et ont reçu la détermination de « recherche non humaine » par le Penn State College of Medicine Institutional Review Board (IRB #17574).

REMARQUE: En suivant le protocole ci-dessous, 2,4 x 10⁶ kératinocytes, 4,4 x 10⁶ fibroblastes et 1,1 x 10⁶ SC sont obtenus à partir d’un seul prépuce. En général, ces cellules primaires peuvent être utilisées pour 3 passages, en fonction des conditions expérimentales.

1. Isolement des cellules primaires et conditions de culture

1. Procédure de séparation de l’épiderme et du derme
   1. Acquérir un prépuce néonatal en suivant les procédures de soins standard d’un médecin en vertu des protocoles réglementaires hospitaliers approuvés. Le médecin détermine le moment de la circoncision après la naissance et la quantité de peau enlevée.
   2. Placer le prépuce excisé dans un tube de microcentrifugation contenant 8 à 10 mL de milieu basal DMEM (Modified Eagle Medium) de Dulbecco glacé et transporter immédiatement le prépuce au laboratoire de culture cellulaire pour l’isolement cellulaire. Rincez la peau deux fois avec 20-25 mL de 1x solution saline tamponnée au phosphate (DPBS) de Dulbecco contenant 1x antibiotique / antimycotique.
      REMARQUE: Pour une viabilité cellulaire maximale, le prépuce excisé doit être placé à 4 °C jusqu’au traitement, et les cellules doivent être récoltées dans les 24 heures.
   3. Après rinçage dans du DPBS/antibiotiques, faire tremper le prépuce dans 25 à 30 mL de milieu basal DMEM glacé pendant 10 à 15 min dans un récipient de culture tissulaire de 10 cm. Effectuer toutes les étapes de traitement dans une hotte de culture tissulaire en utilisant une technique stérile.
   4. À l’aide d’un scalpel, ouvrir soigneusement le prépuce et exposer le derme et le tissu adipeux sous-cutané.
   5. Retirez le tissu adipeux sous-cutané à l’aide d’une pince, d’une lame de scalpel et de ciseaux, au besoin. Jeter le tissu adipeux. Coupez le prépuce nettoyé en trois à cinq petits morceaux.
   6. Transférer les morceaux de peau dans un tube conique stérile contenant 16 à 20 mL de dispase-I/DMEM (4 mg/mL dans le milieu basal DMEM).
   7. Mélanger les morceaux de peau dans le tube conique par inversion, par intermittence, pendant les 30 premières minutes d’incubation avec dispase-I. Ensuite, placez le tube conique à 4 °C pendant 16-18 h, en gardant à l’esprit d’immerger les morceaux de peau dans dispase-I/media.
      REMARQUE: La solution de dispase-I doit être préparée juste avant l’addition en utilisant un milieu basal DMEM froid, filtrée avec une passoire de 0,22 μm et maintenue à 4 °C.
   8. Après une digestion nocturne avec dispase-I, retirez les morceaux de peau et placez-les sur un plat de culture sec et stérile. Déroulez chaque morceau de peau de sorte que la couche épidermique externe touche le plat de culture.
   9. À l’aide de deux pinces, séparez soigneusement l’épiderme du derme. Commencez sur le bord du tissu et pelez l’épiderme loin du derme.
      REMARQUE: Si la couche de l’épiderme est difficile à séparer du derme, la digestion dispase-I n’était pas suffisante. Options de dépannage : 1) retourner les morceaux de peau dans la solution dispase-I/DMEM et incuber pendant 2 à 3 h supplémentaires à 4 °C ; 2) placer les morceaux de peau dans de la dispase-I/DMEM fraîche et incuber à 4 °C pendant 2-3 h de plus.
   10. Utilisez l’épiderme et le derme séparés pour isoler les kératinocytes (épiderme), les fibroblastes et les cellules de Schwann (derme).
       REMARQUE: Suivez les étapes ci-dessous pour des types de cellules spécifiques à l’isolement et aux conditions de culture.
2. Isolement des kératinocytes de l’épiderme
   1. Ajouter 5 mL de solution saline tampon HEPES (HBS) à une boîte de culture de 10 cm et ajouter les fragments d’épiderme séparés. Incuber à température ambiante (RT) pendant 10 min.
   2. Après l’incubation de HBS, recueillir la solution HBS dans un tube conique de 50 mL. Ajouter 5 mL de tampon de neutralisation de la trypsine (TNB) (Table des matériaux) dans un tube conique de 50 mL et réserver.
   3. Ajouter 3 mL de solution de trypsine aux fragments épidermiques. Incuber à 37 °C pendant 10 min.
   4. Agiter doucement les fragments épidermiques à l’aide de pinces jusqu’à ce que la solution de trypsine devienne trouble.
   5. Ajouter la solution de trypsine/kératinocytes au tube contenant du HBS et du TNB à l’étape 1.2.2.
   6. Pour tous les fragments épidermiques restants qui ne se sont pas dissous lors de la digestion initiale de la trypsine, ajouter 3 mL de trypsine/acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA) à 0,25 %. Incuber à 37 °C pendant 10 min et répéter les étapes 1.2.4 et 1.2.5.
   7. Ajouter 2 mL de sérum fœtal bovin (FBS) à la solution de trypsine/EDTA contenant des tubes de solution HBS et TNB.
   8. Centrifuger le tube de prélèvement contenant HBS/TNB/trypsine et kératinocytes à 870 x g pendant 5 min à 4 °C.
   9. Aspirer le surnageant et remettre en suspension la pastille cellulaire dans 3 mL de milieu de croissance complet des kératinocytes (Table des matériaux).
   10. Filtrer la suspension cellulaire avec un filtre stérile de 100 μM dans un tube conique stérile de 50 mL pour éliminer les débris.
   11. Quantifier le nombre de cellules et la viabilité des cellules.
       REMARQUE : Ici, un dispositif spécialisé d’échantillonnage et de coloration des cellules (Table des matériaux) a été utilisé pour quantifier le nombre de cellules et la viabilité en suivant les instructions du fabricant.
   12. Plaques de culture de semences au besoin pour les expériences. La densité d’ensemencement recommandée est d’environ 45 000 cellules/cm².
   13. Placer les plaques de culture dans un incubateur à 37 °C dans 5% de CO₂ pendant 2 jours pour permettre aux kératinocytes d’adhérer au plat.
   14. Après 2 jours, aspirer toutes les cellules non adhérentes. Rafraîchissez le milieu de culture cellulaire tous les deux jours jusqu’à ce que les kératinocytes atteignent la confluence souhaitée pour le passage ou les expériences en aval (confluence de 50% à 80%).
3. Isolement des cellules de Schwann (SC) et des fibroblastes du derme
   1. Pré-enduire les flacons T25 de poly-L-lysine (PLL, 0,01 μg/μL) en utilisant 5 mL de 1x DPBS. Placer les flacons pré-enduits à 37 °C pendant 3 h. Lavez la matrice de revêtement PLL deux fois à l’aide de 1x DPBS (5 mL).
      REMARQUE: Les flacons T25 peuvent être préparés à l’avance.
   2. Rincer les morceaux isolés du derme avec 5 mL de milieu basal DMEM.
   3. Hachez le derme en petits morceaux avec des ciseaux ou un scalpel.
   4. Digérer le derme haché avec 5 mL de collagénase (2 mg/mL dans le milieu basal DMEM) à 37 °C pendant 2,5 h. Triturez délicatement le derme émincé avec une pointe de pipette toutes les 30 minutes jusqu’à ce que le derme se dissocie complètement.
   5. Filtrer la suspension cellulaire avec une passoire cellulaire de 70 μM. Il est nécessaire d’appliquer une force mécanique à l’aide d’une seringue de 1 mL pour filtrer complètement la suspension.
   6. Diluer la suspension cellulaire filtrée avec 5 mL de milieu DMEM complet (milieu basal DMEM + 5% FBS + 1x d’antibiotique) pour arrêter l’activité enzymatique de la collagénase.
   7. Centrifuger la suspension de la cellule à 870 x g pendant 5 min à RT pour granuler les cellules.
   8. À partir de cette pastille cellulaire, on obtiendra à la fois des fibroblastes et des SC. Remettre en suspension la pastille de cellule dans 2 mL de milieu complet DMEM pour diviser les cellules (suspension/tube de cellule de 1 mL) et centrifuger à 870 x g pendant 5 min à RT.
   9. Pour la culture de SC, suivez les étapes 1.3.10-1.3.17 et pour la culture de fibroblastes, suivez les étapes 1.3.18-1.3.22.
   10. À partir de l’étape 1.3.8, aspirez le surnageant. Remettre en suspension la pastille cellulaire dans 5 mL de milieu DMEM complet frais.
   11. Quantifier le nombre de cellules et la viabilité.
       REMARQUE : Ici, un dispositif spécialisé d’échantillonnage et de coloration des cellules (Table des matériaux) a été utilisé pour quantifier le nombre de cellules et la viabilité en suivant les instructions du fabricant.
   12. Ensemencez les flacons T25 préenrobés avec 5 mL de cellules remises en suspension à une densité de 4,0 x 10³ cellules/mL. Incuber la fiole à 37 °C en présence de 5 % de CO₂ pendant la nuit (~12-16 h d’incubation).
   13. Après 16 h, confirmer l’adhérence des cellules par microscopie (Table des matériaux) à un grossissement de 10x.
   14. Retirez les cellules non adhérentes et lavez la fiole 3x avec 5 mL de 1x DPBS.
   15. Ajouter 5 mL de 10 μM cytosine arabinoside (agent antimitotique, tue les fibroblastes) dans le milieu complet DMEM. Incuber la fiole à 37 °C en présence de 5 % de CO₂ pendant 24 h.
   16. Aspirer le milieu contenant de l’arabinoside cytosine de la fiole. Rincez la fiole 3x avec 5 mL de 1x DPBS.
   17. Remplir la fiole de culture avec 5 mL de SC dans un milieu de culture complet (Table des matériaux) et incuber à 37 °C en présence de 5 % de CO₂ pendant 48 h. Actualisez le milieu de culture complet SC tous les deux jours jusqu’à ce que les SC atteignent 80% de confluence.
   18. Aspirer le surnageant de la couche dermique dissociée (étape 1.3.8) et remettre en suspension la pastille cellulaire avec 5 mL de milieu complet de fibroblastes (milieu basal des fibroblastes + 5% FBS + 1x antibiotique).
   19. Quantifier le nombre de cellules et la viabilité des cellules.
       REMARQUE : Ici, un dispositif spécialisé d’échantillonnage et de coloration des cellules (Table des matériaux) a été utilisé pour quantifier le nombre de cellules et la viabilité en suivant les instructions du fabricant.
   20. Plaquer les fibroblastes à une densité cellulaire de 4,0 x 10³ cellules/mL dans des flacons de culture T25 (non pré-enduits) en utilisant 5 mL de milieu complet de fibroblastes. Incuber à 37 °C en présence de 5% de CO₂ pendant la nuit (~12-16 h d’incubation).
   21. Après 16-24 h, confirmer l’adhérence de la cellule par microscopie (Table des matériaux) à un grossissement de 10x. Aspirer les cellules non adhérentes de la fiole et laver la fiole deux fois avec 5 mL de 1x DPBS.
   22. Ajouter 5 mL de fibroblaste frais en milieu complet et incuber à 37 °C en présence de 5 % de CO₂ pendant 48 h. Rafraîchissez le milieu de culture tous les deux jours jusqu’à ce que les fibroblastes atteignent la confluence souhaitée pour les essais de passage ou en aval (confluence de 50% à 80%).

2. Vérification des kératinocytes épidermiques, des SC dermiques et du marqueur protéique des fibroblastes par immunofluorescence

1. Jour 1 - Glissières en verre de la chambre de couche et cellules détachées
   1. Pré-enduire des lames de verre à chambre à 4 puits avec du collagène I pour les kératinocytes, ou PLL pour les SC ou seulement 1x DPBS pour les fibroblastes (0,5 mL par puits). Assurez-vous de recouvrir toute la surface. La chambre d’incubation glisse à 37 °C pendant 2 h. Pendant l’incubation, préparez les cellules.
   2. Une fois que les cellules cultivées ont atteint une confluence de 50% à 80%, lavez les flacons avec 1x DPBS 3x (1 mL pour chaque puits).
   3. Détacher les cellules adhérentes avec 5 mL de solution de trypsine-EDTA (TE) à 0,25 % en incubant à 37 °C en présence de 5 % de CO_{2 pendant 2} min, jusqu’à ce que les cellules commencent à devenir rondes. Visualisez le détachement des cellules par microscopie (Table des matériaux) à un grossissement de 10x.
   4. Après l’incubation, transférer la solution TE contenant des cellules dans un tube conique avec 5 mL de sérum fœtal bovin (FBS).
   5. Ajouter 5 mL de tampon de neutralisation de la trypsine (TNB) dans la fiole de culture, puis transférer le contenu dans le tube centrifuge susmentionné (cellules avec TE et FBS). Visualisez le détachement des cellules par microscopie (Table des matériaux) à un grossissement de 10x.
      REMARQUE: TNB ou FBS ou les deux peuvent être utilisés pour neutraliser l’activité de la trypsine.
   6. Centrifuger le tube conique contenant des cellules/TE/TNB à 870 x g pendant 5 min. Transférer le surnageant dans un autre tube et remettre la pastille cellulaire dans le milieu de culture complet correspondant. Mesurer la viabilité cellulaire comme mentionné à l’étape 1.2.11.
   7. Rincez les lames de verre de la chambre pré-revêtues (étape 2.1.1) avec 1x DPBS (1 mL pour chaque puits) 3x.
   8. Semi-sécher les lames à l’intérieur de la hotte de culture tissulaire et ensemencer des kératinocytes, des SC ou des fibroblastes à une densité appropriée (30 000 cellules/0,5 mL/chambre) dans un milieu de culture cellulaire complet approprié.
   9. Incuber les glissières de la chambre à 37 °C pendant la nuit pour permettre aux cellules d’adhérer.
2. Jour 2 - Blocage de la lame de verre de la chambre avec l’albumine sérique bovine (BSA) et l’incubation des anticorps primaires
   1. Aspirer le milieu cellulaire des glissières de la chambre et laver 3x avec 1 mL de 1x DPBS.
   2. Fixer les cellules adhérentes avec 4% de paraformaldéhyde dans 1x DPBS (1 mL pour chaque puits) et incuber pendant 15 min à RT à l’intérieur de la hotte de culture tissulaire.
   3. Aspirer 4% de paraformaldéhyde des glissières de la chambre et laver les lames de la chambre 3x avec 1x DPBS (1 mL pour chaque puits).
   4. Perméabiliser les membranes cellulaires avec 1% de TritonX-100 dans 1x DPBS (1 mL pour chaque puits) et incuber pendant 15 min à TA.
   5. Aspirer la solution bloquante des glissières de la chambre, laver 3x avec 1x DPBS (1 mL pour chaque puits) pendant 30 s puis aspirer 1x DPBS du puits.
   6. Bloquez les glissières de la chambre avec 5% de BSA (0,5 mL pour chaque puits) et incubez pendant 45 min à RT.
   7. Aspirer la solution bloquante des glissières de la chambre, laver 3x avec 1x DPBS (1 mL pour chaque puits) pendant 30 s chacune puis aspirer 1x DPBS du puits.
   8. Diluer les anticorps primaires avec 5% de BSA (0,2 mL pour chaque puits) (Dilutions des anticorps primaires: kératinocytes: anticorps cytokératine 14 de souris (1:100) et anticorps cytokératine 10 (1:100); Cellules de Schwann : anticorps S100 de souris (1:200) et anticorps du récepteur du facteur de croissance nerveuse du lapin (p75-NTR) (1:500); Fibroblastes : anticorps contre la vimentine de lapin (1:200) et anticorps contre l’actine musculaire alpha-lisse de souris (α-SMA) (1:200)).
   9. Ajouter les anticorps primaires aux cellules correspondantes sur la lame de verre de la chambre et incuber pendant environ 15-16 h (pendant la nuit) à 4 °C dans une chambre humidifiée.
   10. Aspirer les anticorps primaires des lames de la chambre, laver 3 fois avec 1x DPBS (1 mL pour chaque puits) pendant 30 s chacun, puis aspirer 1x DPBS du puits.
   11. Diluer les anticorps secondaires (Anticorps secondaire IgG anti-lapin chèvre-Alexa Fluor 488 (1:500) et anticorps secondaire IgG anti-souris chèvre-Alexa Fluor 594 (1:500)) avec 0,5% de BSA. Ajouter un anticorps secondaire approprié à chaque puits (0,2 mL pour chaque puits). Incuber pendant 45 min à RT.
   12. Aspirer l’anticorps secondaire des lames de chambre, laver 3x avec 1x DPBS (1 mL pour chaque puits) pendant 30 s chacun, puis aspirer 1x DBPS du puits.
   13. Retirez le joint de la glissière de la chambre à 4 puits à l’aide d’un dissolvant de joint. Essayez de ne pas laisser d’adhésif sur la glissière car cela interfère avec l’application du couvercle. Ajouter une goutte de milieu de montage avec du 4',6-diamidino-2-phénylindole (DAPI). Vous pouvez également contre-tacher les puits avec du DAPI et utiliser un support de montage ne contenant pas d’étiquettes.
   14. Placez soigneusement le couvercle sur la glissière en verre en évitant les bulles d’air et scellez l’extrémité du couvercle avec de la colle. Observez les schémas de coloration par immunofluorescence par microscopie (Table des matériaux) à un grossissement de 10x et/ou 20x.

Résultats

Le prépuce néonatal normal a été utilisé pour l’isolement des kératinocytes épidermiques primaires et des SC et fibroblastes dermiques. Les cellules primaires isolées ont été cultivées dans des milieux de culture cellulaire respectifs contenant des facteurs de croissance. Après l’ensemencement des SC et des fibroblastes dans des flacons de culture, la plupart des cellules ont adhéré au fond de la fiole en 2 h. Dans le cas des kératinocytes, la plupart des kératinocytes ont adhéré de 24 h. Les kérat...

Discussion

Ce protocole décrit une méthode pour isoler trois populations cellulaires distinctes d’un seul morceau du prépuce, à savoir les kératinocytes, les fibroblastes et les cellules de Schwann. Il existe quelques protocoles d’isolement disponibles pour isoler les kératinocytes et les fibroblastes 2,3,5,6, mais aucun ne décrit l’isolement SC. Outre les cellules structurelles clés de la p...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.22 µM sterile filters (Millex-GP Syringe Filter Unit,polyethersulfone)	MilliporeSigma	SLGPR33RS
70 µM cell strainers	CELLTREAT	229483
100 µM cell strainers	CELLTREAT	229485
1 mL disposable syringes	BD Luer-Lok	BD-309659
5 mL disposable syringes (Syringe sterile, single use)	BD Luer-Lok	BD309646
10 mL disposable syringes	BD Luer-Lok	BD305462
1% TritonX-100	Sigma	X100-1L	Prepared at the time of use
4% paraformaldehyde solution	ThermoFisher Scientific	J19943.K2	Ready to use and store at 4 °C
5% BSA	Sigma	A7906-100G	Prepared at the time of use
70% ethanol	Pharmco	111000200
Antibiotic	ScienCell Research	503
Chemometec Vial1-Cassette	Fisher Scientific	NC1420193
Collagenase	Gibco	17018-029
Coverslip	Fisherbrand	12544D 22*50-1.5
Dispase I	Sigma-Aldrich	D46693
DMEM basal medium	ScienCell Research	9221
Dulbecco's phosphate-buffered saline free from Ca2+ and Mg2+ (DPBS)	Corning	21-031-CV)
Nunc 15 mL Conical Sterile Polypropylene Centrifuge Tubes	ThermoFisher Scientific	339651
Nunc 50 mL Conical Sterile Polypropylene Centrifuge Tubes	ThermoFisher Scientific	339653
1.5 mL micro-centrifuge tubes	Fisherbrand	02-681-5
Fetal bovine serum (FBS)	ThermoFisher Scientific	10082147
Fibroblast complete medium	ScienCell Research	2331
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 594	Invitrogen	A11032	Dilution (1:500)
Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488	Invitrogen	A11008	Dilution (1:500)
Hanks' Buffered Saline Solution (HBSS buffer)	Lonza	CC-5022
Human foreskin			De-identified human foreskin tissue for research purposes (Institutional Review Board- IRB #17574).
KGM-GOLD keratinocyte medium (KGM gold and supplements)	Lonza	00192151 and 00192152
Mouse alpha-smooth muscle actin antibody	ThermoFisher Scientific	14-9760-82	Dilution (1:200)
Mouse Cytokeratin14 antibody	Abcam	ab7800	Dilution (1:100)
Mouse S100 antibody	ThermoFisher Scientific	MA5-12969	Dilution (1:200)
Multi chambered (4 well glass slide)	Tab-Tek	154526
NucleoCounter -Via1-Cassette	Chemometec	941-0012
Poly-L-Lysisne (PLL)	ScienCell Research	32503
ProLong Gold Anti-fade Mountant with DAPI	Invitrogen	P36935
Rabbit K10 antibody	Sigma-Aldrich	SAB4501656	Dilution (1:100)
Rabbit p75-NTR antibody	Millipore	AB1554	Dilution (1:500)
Rabbit vimentin	ProteinTech	10366-1-AP	Dilution (1:200)
Schwann cell culture medium	ScienCell Research	1701
Precision tweezers DUMONT straight with extra fine tips Dumostar, 5	ROTH	LH75.1	Sterilize with 70% alcohol before use
IRIS Scissors, sharp/sharp. Length 4–3/8"(111mm)	Codman	54-6500	Sterilize with 70% alcohol before use
Sterilized surgical - sharp blade (Duro Edge Economy Single Edge Blades)	Razor blade company	94-0120	Sterilize with 70% alcohol before use
T25 culture flask	Corning	353109
Trypsin neutralization buffer (TNS)	Lonza	CC-5002
Trypsin/EDTA	Lonza	CC-5012
Inverted microscope	ZEISS	Axio Observer 7- Axiocam 506 mono – Apotome.2 microscope	For immunofluorescence of chamber slide containing stained cells
Inverted microscope	ZEISS	Primovert	For visulaizing/observing cell attachment or detachment