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  • Résumé
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  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

L’utilisation de la plante Carpesium abrotanoides L. pour lutter contre les larves de moustiques peut réduire efficacement la population de moustiques Aedes albopictus et fournir une base pour la conception d’insecticides d’origine végétale.

Résumé

En tant que vecteur vital de la dengue, de la fièvre jaune et d’autres maladies transmises par les moustiques, Aedes albopictus (Diptera : Culicidae) peut être largement répandu dans le monde entier et constituer une grave menace pour la santé publique. À ce jour, compte tenu de l’émergence rapide de la résistance aux insecticides chez le moustique, la mise au point de nouveaux insecticides botaniques pour contrôler et réduire Ae. albopictus est urgente et cruciale. Par conséquent, pour étudier l’effet de la décoction de la plante C. abrotanoides L. sur la destruction des larves de moustiques, nous avons détecté la mortalité des larves après traitement avec différentes concentrations (60 mg/mL, 120 mg/mL et 180 mg/mL) de décoction dans une série de points temporels (12 h, 24 h, 36 h et 48 h). Nous avons constaté que 24 h avec un traitement à 180 mg/mL de C. abrotanoides L. décoction a tué 92,35 % des moustiques par rapport au traitement témoin. Pendant ce temps, 36 h avec 120 mg/mL pourraient également tuer plus de 90 % des moustiques. De plus, les populations de Carassius auratus ont été exposées à 120 mg/mL de C. abrotanoides L. décoction pendant 36 h et n’étaient pas mortes. L’évaluation de la mortalité a indiqué que cette concentration ne constitue pas un niveau nocif de pollution écologique. Cette étude fournit une plante candidate possible qui pourrait être utilisée pour concevoir des insecticides d’origine végétale. De plus, ces méthodes peuvent être modifiées et appliquées à d’autres espèces de moustiques.

Introduction

Aedes albopictus, également connu sous le nom de « moustique tigre asiatique », peut propager diverses maladies, telles que la dengue, le chikungunya et la maladie à virus Zika, en suçant du sang humain et animal1. En raison de la large distribution d’Ae. albopictus, la situation épidémique des maladies transmises par les moustiques telles que la dengue est devenue de plus en plus grave ces dernières années, posant une grave menace pour la vie et la santé des populations dans le monde entier2. À l’heure actuelle, pour la plupart des maladies transmises par les moustiques, il n’existe pas de vaccin efficace ou de médicament thérapeutique spécifique. Tuer les moustiques avec des insecticides chimiques reste le principal moyen de lutter contre les maladies transmises par les moustiques3. La méthode de lutte chimique utilisant des insecticides chimiques peut tuer les moustiques rapidement et efficacement et est devenue le principal moyen de lutte contre les moustiques vecteurs4. Cependant, l’utilisation à long terme et à grande échelle d’insecticides a entraîné une diminution de la sensibilité d’Ae. albopictus aux insecticides et de la résistance aux insecticides, qui est devenue le plus grand obstacle à la lutte contre les maladies transmises par les moustiques. Par conséquent, il est d’une grande importance pratique de développer un nouveau type d’insecticide contre les moustiques avec une efficacité, une sécurité et une protection de l’environnement élevées.

Dans la nature, les plantes sont les principaux producteurs. Les insectes et de nombreux animaux mangent des plantes. Lorsque les plantes souffrent de diverses « catastrophes naturelles et d’origine humaine », elles produisent des métabolites secondaires pour survivre. Ces substances ont souvent la capacité de résister à l’alimentation, aux maladies et à la résistance des insectes d’autres organismes. Ils ont non seulement des effets sur une variété de ravageurs, mais présentent également un faible risque de toxicité environnementale5. Carpesium abrotanoides L. est une plante herbacée vivace du genre Carpesium abrotanoides de Compositae, également connue sous le nom de « bleu crapaud », « herbe vivante de cerf », « tabac sauvage », etc. Il est largement répandu en Chine et en Asie de l’Est. Ses tiges et ses feuilles peuvent être utilisées comme insecticides dans ces zones pour traiter les abrasions et lafièvre6. Son fruit est localement connu sous le nom de « Bei-He-Shi » en Chine et est utilisé pour traiter le ténia et Ascaris lumbricoides en médecine populaire 7,8. Il a été rapporté que la plante est riche en monoterpènes, sesquiterpènes, phénols et autres composants caractéristiques et a des effets pharmacologiques efficaces, tels que des effets anti-inflammatoires, antifongiques, antiparasitaires, antitumoraux et antiviraux7. Des études récentes ont montré qu’il a un effet antidigent, un effet antidivant sur Spodoptera exigua9, une toxicité de contact avec Sitophilus zeamais10, une capacité de destruction pour cysticercus cellulosae de Taenia asiatica8, une activité antidigente et une toxicité de contact avec la chenille légionnaire et Plutella xylostella11. Des progrès préliminaires ont été réalisés dans l’étude des effets toxiques de C. abrotanoides L. sur certains parasites, ravageurs agricoles et ravageurs sanitaires, qui peuvent être utilisés pour lutter contre les larves d’Aedes albopictus.

Cette étude traite du protocole de lutte contre les larves d’Ae. albopictus avec C. abrotanoides L. Dans ce protocole, la décoction de C. abrotanoides L. a été utilisée pour agir sur les larves du quatrième stade d’Ae. albopictus, et la mort larvaire a été détectée après traitement avec C. abrotanoides L. decoction à différentes concentrations (60 mg/mL, 120 mg/mL et 180 mg/mL) à une série de points temporels (12 h, 24 h, 36 h, et 48 h). La détermination de l’effet destructeur de C. abrotanoides L. decoction sur les larves d’Ae. albopictus fournit une nouvelle idée pour une lutte accrue contre les moustiques avec une efficacité élevée, une faible toxicité et l’utilisation d’insecticides botaniques respectueux de l’environnement.

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Protocole

Le sang de chèvre utilisé pour nourrir les moustiques femelles a été prélevé dans un abattoir local de la ville de Duyun, dans le Guizhou, en Chine, et utilisé conformément aux directives et réglementations éthiques du Laboratoire clé des maladies parasitaires humaines de la préfecture de Qiannan, à Duyun, dans le Guizhou, en Chine.

1. Préparation des réactifs

REMARQUE : Reportez-vous à la table des matériaux pour une liste des équipements, réactifs et autres consommables utilisés dans ce protocole.

  1. Extraction et identification de C. abrotanoides L.
    1. Récoltez toute l’herbe de C. abrotanoides L. L’herbe entière de C. abrotanoides L. dans cette étude a été collectée dans le comté autonome de Sandu Shui, province du Guizhou (N : 25,95, E : 107,87) en avril 2021.Les photos du site de collecte de C. abrotanoides L. dans la figure 1.
      REMARQUE : Selon la répartition des ressources, les propriétés médicinales, la structure tissulaire et les caractéristiques d’identification physique et chimique de C. abrotanoides L., l’identification de C. abrotanoides L. était le suivant : La plante entière mesure 30 à 100 cm de haut, avec des tiges dressées, de nombreuses branches dans la partie supérieure, des feuilles alternes dans la partie inférieure de la tige, légèrement pétiolées, feuilles ovales, de 10 à 15 cm de long et 5 à 8 cm de large, pleines ou irrégulièrement dentelées, les feuilles de la partie supérieure de la tige sont presque sessiles, longues ovales, De plus en plus petite vers le haut, la tête est axillaire, presque sessile, avec des fleurs retombantes, un gaz spécial, un goût léger et piquant. La plante a été identifiée comme étant C. abrotanoides L. par des enseignants spécialisés en médecine traditionnelle chinoise dans nos affiliations.
  2. C. abrotanoides L. nettoyage, séchage et broyage
    1. Retirez les impuretés telles que les feuilles mortes et la terre du C. abrotanoides L. collecté et nettoyez-le. Faites-le sécher à l’air libre pendant 10 à 15 jours sous ventilation ou dans un four sec à 95 °C pendant 6 h.
      REMARQUE : Pendant le processus de séchage de C. abrotanoides L., il est nécessaire de le retourner pour qu’il puisse sécher uniformément. Si le tissu de C. abrotanoides L. n’est pas facilement écrasé pendant le processus de broyage, il peut être séché à nouveau puis écrasé.
  3. Préparation de la décoction de C. abrotanoides L. essence
    1. Peser 360 g de poudre raffinée de C. abrotanoides L. , ajouter 1000 mL d’eau distillée et décocter à feu lent (puissance 800 W) pendant 2 h.
    2. Filtrez la décoction avec du papier filtre ordinaire puis concentrez-la dans un évaporateur rotatif pour faire un extractum. Diluer l’extractum avec de l’eau distillée à 1000 mL, et préparer un C. abrotanoides L.décoction d’eau raffinée contenant 360 mg/mL de la matière médicinale d’origine.
    3. Prélever 50 mL, 100 mL et 150 mL de décoction d’eau raffinée de C. abrotanoides L. et les diluer pour préparer des décoctions d’eau contenant 120 mg/mL, 240 mg/mL et 360 mg/mL des matières médicinales originales, soit 150 mL chacune pour le secours.
      REMARQUE : Pendant le processus d’ébullition, la chaleur doit être bien contrôlée. Après ébullition, la chaleur a été réduite et le liquide a été maintenu à 100 °C et légèrement bouilli.

2. Préparation d’échantillons de moustiques

  1. Source de moustiques
    1. Collection de larves d’Ae. albopictus . Dans cette étude, les larves d’Ae. albopictus ont été collectées dans la zone résidentielle de la ville de Duyun (N : 26.25, E : 107.52), dans la province du Guizhou, en août 2020.
    2. Selon la distribution, les caractéristiques morphologiques des larves et des adultes d’Aedes albopictus, l’identification d’Aedes albopictus a été la suivante : La base de Ctenophora des larves d’Aedes albopictus a un dessin fin ; selle de queue incomplète ; le tube respiratoire est noir, court et épais ; les adultes d’Aedes albopictus sont des moustiques de taille petite à moyenne. Le moustique femelle est de taille moyenne et noir. Le scutellum médio-thoracique a une bande longitudinale blanche, qui s’effile généralement progressivement à l’arrière et se bifurque dans la zone antérieure du petit scutellum. L’articulation du pied a une base annulaire blanche, et tout ou partie de l’articulation 5 est blanche. Les moustiques ont été identifiés comme étant Ae. albopictus par les enseignants de parasitologie et de spécialité moustique de nos affiliations.
    3. Maintenir l’alimentation conventionnelle à une température de 25 ± 1 °C et une humidité relative de 70 % ± 10 %, et utiliser une lampe fluorescente de 80 W comme source lumineuse (lumière : sombre = 14 h : 10 h).
    4. Nourrissez les larves avec de la poudre de foie de poulet et les moustiques adultes avec de l’eau sucrée à 10 %.
  2. Collecte d’œufs de moustiques
    1. Lorsque les larves d’Ae. albopictus sont devenues des nymphes, aspirez les pupes à l’aide d’une pipette Pasteur en plastique jetable et transférez-les dans la cage à moustiques adultes.
    2. Après 3 à 5 jours d’émergence des moustiques adultes, les moustiques femelles et mâles s’accouplent. À ce moment, nourrissez les moustiques femelles avec du sang pendant 4 à 8 heures.
      REMARQUE : Le sang ajouté avec un anticoagulant a été mis dans une boîte de culture, chauffé avec de l’eau tiède à 37 °C et recouvert d’une couche de tissu de gaze pour que les moustiques femelles puissent sucer le sang.
    3. Prélevez les œufs d’Aedes albopictus à l’aide d’un gobelet de collecte d’œufs (fait maison : gobelet en plastique opaque à parois droites de 300 ml contenant 250 ml d’eau distillée, puis le papier filtre a été immergé à mi-chemin sur le bord intérieur du gobelet).
      REMARQUE : Les œufs d’Ae. albopictus peuvent être conservés pendant 3 à 6 mois.
  3. Éclosion et alimentation des moustiques
    1. Au cours de l’expérience, Ae. albopictus a généralement éclos 1 semaine à l’avance. Placez les œufs d’Aedes albopictus sur une plaque émaillée, ajoutez 1000 ml d’eau du robinet et laissez reposer pendant plus de 24 h. Les œufs éclosent en larves en 1 à 2 jours.
    2. Les larves muaient une fois tous les 1 à 2 jours, c’est-à-dire qu’elles augmentaient d’un stade. Sélectionner 1000 larves à la fin du troisième stade ou au début du quatrième stade après la reproduction pendant 2 à 3 générations sans entrer en contact avec des insecticides chimiques en laboratoire pour l’essai.
      REMARQUE : Si la densité des larves est trop élevée, divisez-les en plaques pour permettre aux larves de se développer normalement.

3. Détection de l’effet toxique de C. abrotanoides L. decoction sur les larves d’Ae. albopictus par la méthode du trempage

  1. Regroupement d’ensembles
    1. Établir le groupe expérimental : Préparer des décoctions de C. abrotanoides L. (50 ml) avec trois concentrations de médicament (120 mg/mL, 240 mg/mL et 360 mg/mL).
    2. Groupe témoin à blanc : Utiliser de l’eau déchlorée (faite maison : eau du robinet stagnante pendant plus de 24 h) avec le même volume que le médicament.
    3. Groupe témoin positif : Préparez le médicament deltaméthrine, un insecticide chimique courant, à une concentration finale de 0,05 mg/mL.
  2. Ajout de médicament liquide
    1. À l’aide de plusieurs gobelets en plastique jetables d’un volume supérieur à 200 mL, ajoutez 35 larves d’Ae. albopictus à la fin du troisième ou au début du quatrième stade à 50 mL d’eau déchlorée.
    2. Dans le groupe expérimental, ajouter 50 mL de décoction d’eau raffinée de C. abrotanoides L. de chaque concentration, agiter doucement et mélanger uniformément pour un volume total de 100 mL. Les concentrations finales de la décoction d’eau raffinée de C. abrotanoides L. sont de 60 mg/mL, 120 mg/mL et 180 mg/mL.
    3. Dans le groupe témoin à blanc, ajoutez 50 mL d’eau déchlorée à un volume total de 100 mL et marquez-le comme témoin à blanc.
    4. Dans le groupe témoin positif, ajouter 50 mL de solution de deltaméthrine à une concentration de 0,1 mg/mL, agiter doucement et mélanger uniformément pour un volume total de 100 mL jusqu’à une concentration finale de 0,05 mg/mL et marquer la chose comme témoin positif.
  3. Remarques
    1. Transférez délicatement les gobelets en plastique marqués dans la salle d’observation avec le même environnement d’alimentation, et enregistrez les décès des larves d’Ae. albopictus dans chaque groupe expérimental et témoin à 12 h, 24 h, 36 h et 48 h, respectivement. Observez les individus morts au microscope et comparez-les avec les larves normales d’Ae. albopictus .
    2. Au moment de l’observation ci-dessus, si les larves ont été remuées avec une aiguille fine et pointue et n’ont pas pu s’échapper ou n’ont pas réagi, considérez-les comme mortes. Refaites le test trois fois.
      REMARQUE : Si la mortalité des larves dans le groupe témoin dépassait 20 %, les résultats des tests étaient invalides et devaient être répétés. L’approche globale est résumée à la figure 2.

4. Expérience de simulation en extérieur

  1. Appliquez les trois concentrations de C. abrotanoides L. decoction sur les larves d’Ae. albopictus dans des conditions extérieures pour observer la mort larvaire. Comparez s’il y a une différence entre l’effet toxique et celui du laboratoire.
  2. Appliquez les trois concentrations de C. abrotanoides L. décoction d’eau raffinée sur des carassins sauvages dans des conditions extérieures pour observer si cela a eu un impact sur la croissance des carassins. Il s’agit de juger préliminairement si le C. abrotanoides L.La décoction d’eau raffinée cause des dommages à l’environnement écologique.
    REMARQUE : Les concentrations étaient similaires aux concentrations mentionnées à l’étape 3.2.2. Les points de temps utilisés sont respectivement 12 h, 24 h, 36 h et 48 h. L’effet de l’expérience de simulation sur le terrain a été évalué en comparant la mortalité d’Ae. albopictus traités avec C. abrotanoides L. decoction dans des conditions d’alimentation en laboratoire et dans des conditions naturelles extérieures.

5. Analyse statistique

  1. Exprimer les données quantitatives en moyenne ± en écart-type et les données de comptage en pourcentage ( %).
    REMARQUE : La méthode d’inférence statistique utilisée ici était p < 0,05, et la différence était statistiquement significative.
  2. À l’aide d’un logiciel approprié pour l’analyse statistique des données et les toxicités de trois concentrations différentes de C. abrotanoides L. décoction pour les larves d’Ae. albopictus ont été utilisées pour déterminer préliminairement quelle concentration de décoction présentait la meilleure toxicité pour les larves d’Ae. albopictus .

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Résultats

Ici, l’herbe entière de C. abrotanoides L. dans cette étude a été prélevée dans la nature (figure 1). Après l’identification de C. abrotanoides L., la décoction de C. abrotanoides L. a été obtenue par la méthode de la décoction (figure 2) et préparée à différentes concentrations (60 mg/mL, 120 mg/mL et 180 mg/mL). Il a été appliqué sur les larves d?...

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Discussion

Actuellement, Ae. albopictus est devenu l’une des 100 espèces les plus envahissantes au monde. Selon les statistiques de l’Organisation mondiale de la santé (OMS), en 2020, les zones les plus touchées par Ae. albopictus en Asie représenteront environ 70 % de la charge mondiale de morbidité12. En tant que vecteur vital de la dengue, de la fièvre jaune et d’autres maladies transmises par les moustiques, Ae. albopictus peut êtr...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Nous remercions le Dr Xin-Ru Wang de l’Université du Minnesota pour ses suggestions et ses conseils perspicaces. Ce travail a été soutenu par le fonds de recherche scientifique du Collège médical de Qiannan pour les nationalités (Qnyz202112, QNYZ202205), et le Fonds pour la science et la technologie de la Commission provinciale de la santé du Guizhou (qwjh [2022] n° 101, projet gzwkj2023-251).

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matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
Acetone (analytical purity)Shanghai Shenbo Chemical Co., Ltd
Crucian carpGuangzhou Yunfeng aquaculture Co., Ltd
Chicken liver powderself made
Dechlorinated waterself madeThe tap water standing for more than 24 hours
Deltamethrin technicalNanjing Lesheng Biotechnology Co., LtdPurity: 94.62%
Disposable plastic cupGuizhou Fuqiang technology Packaging Co., Ltd220ML-A1
Egg collecting cupself made
Electric blast drying ovenHangzhou Aipu Instrument Equipment Co., LtdWGLL-230BE
Electric water distillerBeijing Xinrun Kono Instrument Co., LtdTT-98-II
GraphPad PrismGraphPad SoftwareData processing and graphics software
Integrated digital microscopeChongqing Aote Optical Instrument Co., LtdSMARTe-500
Mosquito feeding cageNanjing Lesheng Biotechnology Co., Ltdcustom made
Multifunctional induction cookerGuangdong Midea living appliance manufacturing Co., LtdC21-WK2102custom made
Qualitative filter paperHangzhou Fuyang Beimu pulp and Paper Co., Ltd15cm-102
Rotary evaporatorHenan Jingbang Instrument Equipment Co., LtdR-1010
Small crusherJinhua Mofei household appliances Co., LtdCHY-6001
SPSS Version 25.0IBMstatistical software
Standard sample sieveHebei Hengshui Anping lvruo wire mesh products Co., Ltd100-30custom made
Sugar water,10%self made

Références

  1. Hou, J., Liu, Q., Wang, J., Gong, Z. Insecticide resistance of Aedes albopictus in Zhejiang Province, China. Bioscience Trends. 14 (4), 248-254 (2020).
  2. Deng, J., Guo, Y., Su, X., Liu, S., Chen, X. G. Impact of deltamethrin- resistance in Aedes albopictus on its fitness cost and vector competence. PLoS Neglected Tropical Diseases. 15 (4), 0009391(2021).
  3. Chebabi, A. G., David, R., Raimon, G., Salvador, Q., Nuria, G. Control of the asian tiger mosquito (Aedes albopictus) in a firmLy established area in spain: risk factors and people's involvement. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene. 107 (11), 706-714 (2013).
  4. Li, M. T., et al. The driving force for 2014 dengue outbreak in Guangdong, China. Plos One. 11 (11), 0166211(2016).
  5. Wu, H. B., et al. Insecticidal activity of sesquiterpene lactones and monoterpenoid from the fruits of carpesium abrotanoides. JIndustrial Crops and Products. 92, 77-83 (2016).
  6. Mayur, B., Sandesh, S., Shruti, S., Sung-Yum, S. Antioxidant and α-glucosidase inhibitory properties of Carpesium abrotanoides L. Journal of Medicinal Plant Research. 4 (15), 1547-1553 (2010).
  7. Zhang, J. P., et al. The genus carpesium: a review of its ethnopharmacology, phytochemistry and pharmacology. Journal of Ethnopharmacology. 163, 173-191 (2015).
  8. Liu, X. Y., Guo, G. W., Wang, H. Killing effect of Carpesium abrotanoides on Taenia asiatica Cysticercus. Chinese Journal of Parasitology & Parasitic Disease. 33 (3), 237-238 (2015).
  9. Feng, X. Insecticidal activities of ethanol extracts from thirty chinese medicinal plants against spodoptera exigua (lepidoptera: noctuidae). Journal of Medicinal Plants Research. 6 (7), 1263-1267 (2012).
  10. Ma, Z., Zhang, X., Li, X., He, J. Activity evaluation of extracts from 99 plants against sitophilus zeamais. Journal of the Chinese Cereals & Oils Association. 28 (9), 103-108 (2013).
  11. Li, X. J., He, J., Feng, J. T., Ma, Z. Q., Zhang, X. Screening of the insecticidal activity of extracts from 106 plants in northwest area of China. Journal of Northwest A & F University (Natural Science Edition). 40 (11), 120-126 (2012).
  12. Jayarajah, U., Dissanayake, U., Edirisinghe, K., Seneviratne, P. The world health organization dengue case classifications). Galle Medical Journal. 25 (3), 74-79 (2020).
  13. Zhang, Z. L., Yang, T., Zhang, Y. K., Wang, L. H., Xie, Y. J. Fumigant toxicity of monoterpenes against fruitfly, drosophila melanogaster. Industrial Crops and Products. 81, 147-151 (2016).
  14. Roman, P. Essential oils for the development of eco-friendly mosquito larvicides: A review. Industrial Crops and Products. 76 (4), 174-187 (2015).
  15. Yang, Y. X., Shan, L., Liu, Q. X., Shen, Y. H., Zhang, W. D. Cheminform abstract: carpedilactones a-d, four new isomeric sesquiterpene lactone dimers with potent cytotoxicity from carpesium faberi. Organic Letters. 46 (7), 4216-4219 (2015).
  16. Chen, D. L., Li, X., Zhou, X. J. Research progress on sesquiterpenes and its pharmacological activities in genus carpesium. China Journal of Chinese Materia Medica. 45 (1), 37-51 (2020).
  17. Xu, D. D., et al. Sesquiterpenes and diterpenes with cytotoxic activities from the aerial parts of Carpesium humile. Fitoterapia. 128, 50-56 (2018).
  18. Tian, L., et al. Cle-10 from Carpesium abrotanoides L. suppresses the growth of human breast cancer cells (mda-mb-231) in vitro by inducing apoptosis and pro-death autophagy via the pi3k/akt/mtor signaling pathway. Molecules. 24 (6), 1091-1102 (2019).
  19. Kim, J. -J., Chung, I. -M., Jung, J. -C. In vivo antiplasmodial activity of 11(13)-dehydroivaxillin from Carpesium ceruum. Journal of Enzyme Inhibition & Medicinal Chemistry. 24 (1), 247-250 (2009).
  20. He, Y. Q., Cai, L., Qian, Q. G., Yang, S. H., Zhou, X. J. Anti-influenza A (H1N1) viral and cytotoxic sesquiterpenes from Carpesium abrotanoides. Phytochemistry Letters. 35, 41-45 (2020).
  21. Zhang, L., Chen, F., Wang, J. Review on structural modifications, biological activities and structure-activity relationships of Parthenolide. Natural Product Research. 29, 1617-1620 (2017).
  22. Haris, A., Azeem, M., Binyameen, M. Mosquito repellent potential of carpesium abrotanoides essential oil and its main components against a dengue vector, Aedes aegypti (diptera: culicidae). Journal of Medical Entomology. 59 (3), 801-809 (2022).
  23. Hazarika, H., Tyagi, V., Kishor, S., Karmakar, S., Chattopadhyay, P. Toxicity of essential oils on Aedes aegypti: a vector of chikungunya and dengue fever. International Journal of Mosquito Research. 5 (3), 51-57 (2018).

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