Études multi-échelles du traitement cortical par intégration de polytrodes laminaires et d’optogénétique avec micro-électrocorticographie chez les rongeurs

Résumé

Ici, nous présentons deux protocoles d’enregistrement par micro-électrocorticographie à haute densité (μEcoG) chez le rat et la souris, y compris les méthodes chirurgicales, d’implantation et d’enregistrement. Les enregistrements μECoG sont effectués en combinaison avec l’enregistrement de polytrodes laminaires dans le cortex auditif du rat ou avec la manipulation optogénétique de l’activité neuronale dans le cortex somatosensoriel de la souris.

Résumé

L’électrocorticographie (ECoG) est un pont méthodologique entre les neurosciences fondamentales et la compréhension du fonctionnement du cerveau humain dans la santé et la maladie. ECoG enregistre les signaux neurophysiologiques directement à partir de la surface corticale à une résolution temporelle de l’ordre de la milliseconde et à une résolution spatiale en colonnes sur de grandes régions de tissu cortical simultanément, ce qui le rend particulièrement bien placé pour étudier les calculs corticaux locaux et distribués. Nous décrivons ici la conception de dispositifs micro-ECoG (μECoG) personnalisés à haute densité et leur utilisation dans deux procédures. Ces grilles sont dotées de 128 électrodes à faible impédance avec un espacement de 200 μm fabriquées sur un substrat polymère transparent avec des perforations entre les électrodes ; ces caractéristiques permettent l’enregistrement simultané μECoG avec des enregistrements de polytrodes laminaires et des manipulations optogénétiques. Tout d’abord, nous présentons un protocole pour l’enregistrement combiné de la durale μECoG sur le cortex somatosensoriel de souris avec manipulation optogénétique de types de cellules corticales spécifiques génétiquement définis. Cela permet une dissection causale des contributions distinctes de différentes populations neuronales au traitement sensoriel tout en surveillant leurs signatures spécifiques dans les signaux μECoG. Deuxièmement, nous présentons un protocole pour des expériences aiguës visant à enregistrer l’activité neuronale du cortex auditif du rat à l’aide de grilles μECoG et de polytrodes laminaires. Cela permet une cartographie topographique détaillée des réponses neuronales évoquées sensorielles à travers la surface corticale simultanément avec des enregistrements de plusieurs unités neuronales réparties dans toute la profondeur corticale. Ces protocoles permettent des expériences qui caractérisent l’activité corticale distribuée et peuvent contribuer à la compréhension et à d’éventuelles interventions pour divers troubles neurologiques.

Introduction

Les fonctions cérébrales sous-jacentes à la sensation, à la cognition et à l’action sont organisées et distribuées sur de vastes échelles spatiales et temporelles, allant des pointes de neurones uniques aux champs électriques générés par des populations de neurones dans une colonne corticale à l’organisation topographique des colonnes dans les zones du cerveau (par exemple, la somatotopie dans le cortex somatosensoriel, la tonotopie dans le cortex auditif primaire). Pour comprendre le fonctionnement du cerveau, il faut détecter des signaux électriques à travers ces échelles spatiales¹. Les neurosciences disposent actuellement de nombreuses méthodes largement utilisées pour surveiller l’activité du cerveau. D’un point de vue électrophysiologique, les polytrodes laminaires (tels que les neuropixels) permettent de surveiller un nombre modeste (~300) de neurones uniques, généralement au sein d’une poignée de colonnes éloignées de distance, avec une résolution temporelle élevée (≥1 kHz). L’imagerie Ca²⁺ permet de surveiller un nombre modeste à grand de neurones uniques identifiés génétiquement et anatomiquement dans une étendue spatiale de ~1-2 mm à une résolution temporelle inférieure (~10 Hz)². L’IRMf permet de surveiller l’état métabolique d’un grand nombre de neurones (~1 M de neurones dans un volume de 36 mm³ ) dans l’ensemble du cerveau à une résolution temporelle très faible (~0,2 Hz). L’EEG/MEG permet de surveiller l’activité électrique de l’ensemble de la surface corticale/du cerveau à une résolution temporelle modeste (<100 Hz) et à une très faible résolution spatiale (centimètres)³. Bien que chacune de ces méthodologies ait fourni des informations fondamentales et synergiques sur le fonctionnement du cerveau, les méthodes qui permettent la détection directe de signaux électrophysiologiques à haute résolution temporelle à partir de positions anatomiques précises dans de vastes régions spatiales du cortex sont naissantes. La nécessité d’une large couverture spatiale est soulignée par le fait que dans le cerveau, la fonction neuronale change beaucoup plus radicalement à la surface qu’à la profondeur⁴.

L’électrocorticographie (ECoG) est une méthode dans laquelle des grilles d’électrodes à faible impédance sont implantées à la surface du cerveau et permettent l’enregistrement ou la stimulation du cortex ^1,5. L’ECoG est généralement déployé dans des contextes neurochirurgicaux humains dans le cadre du bilan clinique pour le traitement de l’épilepsie pharmacologiquement réfractaire. Cependant, il fournit également des informations uniques sur le traitement cortical distribué chez l’homme, comme la parole et la cartographie topographique sensorielle ^6,7. Ces capacités ont motivé son utilisation dans des modèles animaux, notamment chez les singes, les rats et les souris 5,8,9,10,11. Chez les rongeurs, il a récemment été démontré que le micro-ECoG (μECoG) permet une surveillance électrique directe à haute résolution temporelle (~100 Hz) des populations neuronales avec une résolution spatiale en colonnes (~200 μm) et une large couverture spatiale (plusieurs millimètres). μECoG permet aux chercheurs d’étudier la dynamique neuronale distribuée associée au traitement sensoriel complexe, aux fonctions cognitives et aux comportements moteurs dans des modèles animaux^12,13. Des progrès récents ont intégré μECoG à l’optogénétique et aux enregistrements de polytrodes laminaires 14,15,16,17,18,19,20, permettant des investigations multi-échelles des réseaux corticaux et comblant le fossé entre l’activité neuronale à l’échelle microscopique et la dynamique corticale à l’échelle macro ^21,22. De manière critique, parce que le signal μECoG est très similaire chez les humains et les modèles animaux non humains, l’utilisation de μECoG rend la traduction des résultats et des découvertes des modèles animaux aux humains beaucoup plus directe²³. En tant que telles, les approches intégratives sont cruciales pour faire progresser notre compréhension des circuits neuronaux et sont prometteuses pour le développement de nouvelles interventions thérapeutiques pour les troubles neurologiques ^5,24,25.

Par conséquent, il existe un besoin émergent de protocoles qui intègrent des réseaux μECoG à haute densité avec des enregistrements laminaires et des outils optogénétiques pour permettre des investigations multi-échelles complètes du traitement cortical ^8,26. Pour combler cette lacune, nous avons développé des dispositifs μECoG conçus sur mesure avec 128 électrodes à faible impédance avec un diamètre d’électrode de 40 μm et un espacement inter-électrode de 20 μm sur un substrat polymère flexible et transparent (parylène-C et polyimide) avec des perforations entre les électrodes, permettant des enregistrements simultanés de μECoG et de polytrode laminaire avec des manipulations optogénétiques^13,22. Les principaux aspects de ce protocole expérimental comprennent : (i) la résolution spatiale en colonnes et la couverture à grande échelle de l’activité corticale par le biais de réseaux μECoG à haute densité ; (ii) la capacité d’enregistrer à partir de plusieurs couches corticales à l’aide de polytrodes laminaires insérés à travers la grille μECoG ; et (iii) l’incorporation de techniques optogénétiques pour activer ou inhiber sélectivement des populations neuronales spécifiques, permettant ainsi la dissection causale des circuits neuronaux 27,28,29. La configuration à haute densité permet des enregistrements à haute résolution spatiale, fournissant efficacement une « vue en colonne » de l’activité corticale, car des études antérieures ont montré que les signaux μECoG peuvent résoudre l’activité à une échelle spatiale comparable au diamètre de la colonne corticale du rongeur (~20 μm)¹¹. Cette méthodologie intégrée permet une surveillance et une manipulation multi-échelles simultanées de l’activité neuronale, ce qui pourrait permettre des expériences causales pour déterminer les sources neuronales des signaux μECoG ainsi que le traitement cortical distribué. Pour atteindre ces objectifs, ce manuscrit fournit des protocoles détaillés pour l’utilisation de réseaux μECoG à haute densité en deux combinaisons.

Tout d’abord, nous décrivons μECoG combiné à la manipulation des cellules pyramidales de la couche 5 (L5) dans le cortex somatosensoriel primaire (S1) de la souris. Chez la souris, le réseau μECoG est placé par voie épidurale (en raison de l’intraitabilité chirurgicale de la durotomie chez la souris). Une fibre optique est positionnée sur la grille ou combinée à une lentille pour focaliser la lumière optogénétique sur une petite zone cible de la surface corticale. La stratégie optogénétique est décrite ici pour l’inhibition des neurones excitateurs de la couche 5, mais peut être facilement adaptée à n’importe quelle population de neurones pourvue de la lignée de souris exprimant Cre correspondante, spécifique à la population. Deuxièmement, nous décrivons l’utilisation combinée de μECoG avec des polytrodes laminaires en silicium pour enregistrer simultanément les potentiels électriques de surface corticale (CSEP) et l’activité de pointe unitaire de plusieurs neurones à travers les couches corticales du cortex auditif du rat (A1). Le réseau présente des perforations entre les électrodes, ce qui permet d’insérer des polytrodes laminaires multicanaux à travers la grille pour enregistrer l’activité neuronale à travers différentes couches corticales. Au cours de la procédure de craniotomie, le réseau μECoG est placé sous-duralement sur le cortex auditif et le polytrode laminaire est inséré à travers les perforations. Les signaux neuronaux de la sonde μECoG et de la sonde laminaire sont enregistrés simultanément, échantillonnés respectivement à 6 kHz et 24 kHz, à l’aide d’un système d’amplification connecté optiquement à un processeur de signal numérique.

Protocole

Les deux protocoles suivent les mêmes étapes clés (anesthésie, fixation, craniotomie, enregistrement μECoG) mais présentent des différences notables. Dans la description qui suit, les étapes partagées sont fusionnées, tandis que les spécificités de chaque protocole sont annotées. Les étapes ci-dessous correspondent à l’enregistrement μECoG avec l’optogénétique (souris) ou à l’enregistrement μECoG avec une sonde laminaire (Rat). Toutes les procédures décrites ici ont été menées dans le respect des autorités déontologiques ou juridiques locales (IACUC ou Comités d’éthique). Les médicaments utilisés peuvent varier selon le protocole éthique approuvé.

1. Préparation et protocole pour les procédures chez la souris et le rat

1. Différences notables entre les protocoles de souris et de rat
   1. Configurations pour la chirurgie et enregistrements électrophysiologiques
      1. Pour un rat, utilisez la même configuration pendant la chirurgie et les enregistrements électrophysiologiques.
      2. Pour une souris, effectuez l’opération dans la première configuration et les enregistrements électrophysiologiques dans la deuxième configuration.
   2. Fixation de la tête
      1. Pour un rat, utilisez la même pince de museau pour la chirurgie et l’enregistrement électrophysiologique.
      2. Pour une souris, utilisez une pince de museau pour la chirurgie et une barre de tête métallique externe dans la configuration pour l’électrophysiologie afin de permettre la fixation sous anesthésie légère à l’isoflurane. Implantez la barre de tête avec du ciment dentaire sur le crâne.
   3. Configuration de l’enregistrement : Utilisez des appareils électroniques d’acquisition, des logiciels d’enregistrement et des logiciels de stimulation sensorielle distincts pour les deux espèces.
      1. Pour le protocole de souris, utilisez le système SpikeGadgets (https://spikegadgets.com) et le logiciel open source Trodes (https://spikegadgets.com/trodes/) pour l’acquisition de données.
      2. Pour le protocole chez le rat, utilisez le logiciel d’enregistrement Synapse - Neurophysiology Suite (https://www.tdt.com/component/synapse-software/) pour l’acquisition de données.
   4. Induire l’anesthésie par injection (Rat) ou inhalation (Souris).
   5. Lieu d’enregistrement
      1. Effectuer des enregistrements dans le cortex somatosensoriel (S1) pour une souris.
      2. Effectuer des enregistrements dans le cortex auditif primaire (A1) pour un rat.
         REMARQUE : Cette différence de localisation anatomique nécessite des sites de craniotomie différents pour chaque espèce.
2. Préparation et test du réseau
   1. Faites tremper la grille (à l’exclusion de la carte de connexion) dans un détergent enzymatique dilué (50 % de détergent, 50 % d’eau distillée) pendant au moins 1 h.
   2. Transférez-le dans un bain d’eau distillée pure et laissez-le sécher à l’air libre dans un endroit sûr et propre.
   3. Effectuez une électrodéposition de noir de platine dans le cadre de la préparation initiale de l’appareil μECoG, pas avant chaque session d’enregistrement.
      REMARQUE : Une fois déposé, le revêtement Platinum Black forme une couche stable qui reste efficace pour plusieurs enregistrements, bien que ses performances doivent être surveillées par des tests d’impédance réguliers. L’électrodéposition noir de platine (plage cible de 10 à 20 kΩ à 1 kHz) diminue l’impédance de l’électrode et améliore le rapport signal/bruit dans les enregistrements neuronaux.
   4. Pour effectuer l’électrodéposition, préparez une solution d’acide chloroplatinique (généralement de l’acide chloroplatinique à 1-3 % [H2PtCl6]) contenant une petite quantité d’acétate de plomb (environ 0,005 %) comme modificateur de dépôt. Connectez les électrodes μECoG pour qu’elles servent d’électrode de travail dans une cellule électrochimique à trois électrodes, avec une contre-électrode en platine et une électrode de référence Ag/AgCl.
   5. Appliquez une densité de courant constante d’environ -0,5--2 mA/cm² pendant 10 à 30 s tout en surveillant les valeurs d’impédance.
   6. Testez et enregistrez l’impédance des électrodes de la grille (par exemple, avec un Nano-Z).
   7. Vérifiez la grille au-dessus d’une source lumineuse et préparez-la pour l’utilisation dans l’enregistrement post-opératoire.
3. Soudure de câble de référence
   1. Pour une souris, soudez l’extrémité d’un fil d’argent (10 mm de long, 30 G) à une broche en or pour la connexion au fil de référence du système d’enregistrement.

2. Chirurgie

1. Préparation du matériel et suivi général (soins et enregistrement des animaux)
   1. Préparation : Nettoyez et désinfectez soigneusement la zone chirurgicale avec un désinfectant approprié. Assurez-vous que tous les instruments chirurgicaux sont stérilisés, généralement à l’aide d’un autoclave.
   2. Placement des outils chirurgicaux : Disposez les outils chirurgicaux sur le tampon chirurgical stérile. Remplissez la zone chirurgicale avec des applicateurs à embout de coton et des triangles chirurgicaux en coton absorbants. Jetez tous les déchets biologiques dangereux dans un sac d’élimination dédié.
   3. Régulation de la température : Allumez le coussin chauffant à l’intérieur du site d’enregistrement chirurgical et électrophysiologique. Contrôlez la température du coussin chauffant tout au long de la chirurgie et de l’enregistrement.
   4. Coussin chirurgical : Placez un coussin chirurgical bleu ou une couverture sur le lit de régulation de la température.
      REMARQUE : Ce tampon doit comporter un fond blanc en coton doux, qui doit être orienté vers le haut.
   5. Positionnement du microscope : Préparez le microscope et l’illuminateur attaché (par exemple, l’anneau LED) d’un côté de la zone chirurgicale. Vérifiez qu’il fonctionne correctement.
   6. Exercice chirurgical : Préparez l’exercice chirurgical pour l’intervention de craniotomie.
   7. Alimentation en oxygène : Réglez le débit de la bouteille d’oxygène sur 1,0 L/min (rat) ou 0,5 l/min (souris) et placez le masque à oxygène près du tampon de régulation. L’animal aura besoin d’oxygène en continu après l’anesthésie.
   8. Remplacement des fluides : Tout au long de la chirurgie, remplacez toute perte de liquide, en visant un remplacement d’au moins 1,5 % du poids corporel de l’animal (souris) ou 1 mL par h (rat). Préparez des solutions isotoniques en conséquence.
   9. Animal : Amenez l’animal de l’animalerie à la salle d’opération selon les procédures approuvées. Utiliser des souris âgées de 8 à 16 semaines, mâles ou femelles, de fond C57Bl6 ; de même, utilisez des rats âgés de 7 semaines, mâles, de la souche Sprague Dawley.
   10. Préparation des médicaments : Pesez l’animal à l’aide d’une balance d’une précision de 0,1 g. Préparez les quantités de médicament adéquates pour la chirurgie, en utilisant des solutions pré-diluées si nécessaire.
2. Induction de l’anesthésie
   1. Induction de l’anesthésie chez la souris
      1. Placez l’animal dans la chambre d’induction de l’isoflurane (3-5 % d’isoflurane dans 0,5 L/min_O2).
      2. Une fois l’anesthésie profonde confirmée (absence de réflexe dans le pincement de la queue/des orteils), placez l’animal sur le coussin chauffant chirurgical et fixez-le sur la tête.
      3. Injecter des médicaments sous-cutanés pour l’analgésie générale : méloxicam : 5 mg/kg et buprénorphine : 0,1 mg/kg.
      4. Fixez la souris en suivant les étapes 2.2.1.5-2.2.1.6.
      5. Placez le museau dans le masque d’anesthésie et la tête sans serrer dans le support de tête. Pour placer la souris dans la barre de morsure, assurez-vous d’abord que la langue se trouve sous la tige et non entre la tige et le toit de la bouche. Utilisez une pince pour déplacer la langue si nécessaire.
      6. Insérez les incisives de l’animal dans le trou de la tige de la barre de morsure. Fixez le masque d’anesthésie de souris (1,5-2 % d’isoflurane dans 0,5 L/min O₂) en serrant doucement la vis de fixation. La stabilisation de la tête pendant l’opération est assurée uniquement par la barre d’occlusion.
      7. Protégez les yeux de l’animal avec une pommade ou un lubrifiant pour les yeux à base de pétrole pour éviter le dessèchement pendant la chirurgie.
      8. Maintenez l’anesthésie tout au long de la procédure avec un flux continu d’isoflurane à travers le masque.
   2. Induction de l’anesthésie chez le rat
      1. Utilisez initialement l’isoflurane pour calmer l’animal afin de faciliter l’injection d’anesthésie d’induction.
      2. Administrer les médicaments pour l’anesthésie et l’analgésie :
         Méloxicam : Dosage de 5 mg/kg, concentration 10 mg/mL, 0,4 mL/kg
         Kétamine : Dosage de 90 mg/kg, concentration de 100 mg/mL, 0,9 mL/kg
         Xylazine : Dosage de 10 mg/kg, concentration 100 mg/mL, 0,1 mL/kg
      3. Laissez l’animal atteindre l’anesthésie profonde dans les 15 à 30 minutes, selon le poids et l’âge.
   3. Surveillance de l’anesthésie
      1. Surveillez en permanence les signes vitaux de l’animal (fréquence respiratoire) tout au long de la procédure. Vérifiez la fréquence respiratoire comme un signe particulièrement utile de changements précoces de l’état anesthésique, et ajustez le niveau d’anesthésie si la fréquence respiratoire change.
      2. Le réflexe de retrait de la patte est un signe critique de l’état anesthésique. Testez périodiquement ce réflexe, car son absence totale garantit des niveaux d’anesthésie suffisants pour la chirurgie.
3. Fixation de la tête et surveillance des signes vitaux
   1. Surveillance de l’état vital des animaux
      1. Vérifiez et consignez les signes vitaux de l’animal sur une feuille expérimentale. Si les réflexes de l’animal (p. ex., retrait de la patte) ne sont pas complètement éteints, administrer une demi-dose supplémentaire de kétamine supplémentaire (rat) ou augmenter la concentration d’isoflurane par tranches de 0,5 % (souris).
   2. Fixation de la tête d’un rat
      1. Une fois que le rat est complètement anesthésié (pas de réflexes de la patte ou de la queue), insérez les incisives de l’animal dans le trou de la tige du support de tête.
      2. Insérez soigneusement les pointes des bras de montage dans la crête du nez pour fixer la tête pendant l’opération, en veillant à ce qu’elle n’entre pas en contact avec les yeux.
      3. Ajustez l’angle des bras jusqu’à ce que le toit de la bouche de l’animal soit fermement appuyé contre la tige. Assurez-vous que le crâne reste immobile sous la pression.
      4. Fixez les deux bras du support en serrant les vis à l’aide d’une clé hexagonale.
   3. Configuration de l’oxygène pour un rat
      1. Fixez le tube en plastique de la bouteille d’oxygène sur le museau et le nez de l’animal, en le fixant avec du ruban chirurgical. Évitez les plis dans le tube qui pourraient obstruer la circulation de l’air. Réglez la bouteille d’oxygène sur un débit de 1 L/min.
         REMARQUE : Les signes vitaux de l’animal, y compris la fréquence cardiaque et la fréquence respiratoire, doivent être vérifiés à des intervalles de 15 à 30 minutes tout au long de la procédure.
4. Incision du cuir chevelu
   1. Rasage et préparation
      1. Rasez la zone du haut du museau à l’arrière de la tête, en s’étendant d’un œil à l’autre et autour des oreilles. Retirez la majeure partie de la fourrure à l’aide de ciseaux ou d’une tondeuse électrique, puis appliquez une crème dépilatoire.
   2. Désinfection
      1. Désinfectez la zone à l’aide d’un coton-tige imbibé de bétadine, puis rincez avec un coton-tige imbibé d’éthanol à 70 %. Répétez ce processus trois fois et terminez par une application finale de bétadine pour vous assurer que la zone est stérile.
   3. Injection d’anesthésique local
      1. Injecter l’anesthésique local lidocaïne (1 %, 0,1 mL pour la souris/0,4 mL par kg pour le rat) par voie sous-cutanée dans la ligne médiane du cuir chevelu de l’animal. Massez doucement le cuir chevelu pour étaler la lidocaïne et attendez 5 min pour permettre à l’anesthésique de faire effet.
   4. Incision
      1. Pour une souris, soulevez un point sur la peau à l’aide d’une pince à épiler et séquez une petite section de peau (environ 1 cm de diamètre) à l’aide de ciseaux chirurgicaux.
      2. Pour un rat, faites une incision précise sur la face antérieure du cuir chevelu, juste au-dessus du nez, sur la ligne médiane à l’aide du scalpel. Tirez doucement la peau vers l’arrière, en créant une incision droite entre les yeux et la base du crâne. Soulevez soigneusement le cuir chevelu, coupez le tissu conjonctif et exposez complètement le crâne.
      3. Exposez le site de craniotomie en suivant les étapes 2.4.4.4-2.4.4.5.
      4. À l’aide d’un grattoir, enlevez le tissu conjonctif et le périoste sur le dessus du crâne. Rincez une solution saline et utilisez une éponge d’aspiration ou une éponge chirurgicale pour nettoyer le site.
      5. Utilisez des clips chirurgicaux sur les bords de la peau pour faciliter l’exposition claire de la région du crâne où la craniotomie sera effectuée.
5. Craniotomie
   1. Procédure générale de forage
      1. Réglez la vitesse du foret chirurgical sur un réglage bas de 5000 tr/min ou 7000 tr/min pour les chirurgiens expérimentés. Effectuez tous les forages tout en visualisant au microscope.
      2. Tenez la perceuse parallèlement à la surface du crâne et posez-la doucement contre la surface.
      3. Avec une légère pression sur la pédale, commencez à percer à un seul endroit. Effectuez des forages à de courts intervalles (5 à 10 s) avec des contrôles fréquents pour détecter les changements de couleur des os.
         REMARQUE : L’os commencera par un blanc opaque, et à mesure que le trou devient plus profond, il deviendra plus translucide, révélant une teinte rose.
      4. Lorsque le forage s’est approché du cerveau, ralentissez et recherchez des signes d’humidité s’infiltrant dans le trou. Lorsque le trou est rose foncé et a une légère brillance, arrêtez de percer. À l’aide d’une aiguille courte de 30 g, percez doucement la couche d’os restante. Le liquide clair doit sortir du nouveau trou.
   2. Procédure de perçage pour une souris
      1. Pour placer une électrode de référence pour les enregistrements physiologiques, percez un trou de bavure dans la partie frontale de l’hémisphère ipsilatéral à la zone enregistrée.
      2. Définissez le contour de la craniotomie en perçant une tranchée peu profonde sur son périmètre. Dans l’axe médio-latéral, partez de la crête osseuse latérale comme référence, et tracez une fenêtre de 4 mm.
      3. Dans l’axe antéro-postérieur, percez une fenêtre de 3 mm commençant à ~ 1 mm en avant de la crête osseuse postérieure. La taille finale de la craniotomie ouverte est d’environ une fenêtre de 4 x 3 mm.
   3. Procédure de forage pour un rat
      1. Percez deux trous : l’un dans le quadrant postérieur gauche, l’autre dans le quadrant antérieur droit.
      2. Injectez dans le muscle masséter une deuxième dose de lidocaïne (0,4 mL/kg à 10 mg/mL) et répartissez uniformément l’endroit où la coupe doit être faite.
      3. Réséquez uniquement l’ensemble minimal de muscles nécessaires pour exposer la zone de craniotomie.
      4. À l’aide d’une lame de scalpel #10 fraîche, créez une coupe transversale dorsale-ventrale dans le faisceau de muscle au-dessus de la mâchoire de l’animal (côté droit). Tenez le bord postérieur de la coupure à l’aide d’une pince de préhension et décollez-le du crâne tout en coupant le long de la crête osseuse de la pommette. De cette façon, le muscle peut être détaché de l’os avec un saignement minimal.
      5. Réséquez le muscle antérieur de la même manière jusqu’à ce qu’une fissure dans le crâne soit révélée. Cette ligne sera la limite antérieure de la fenêtre de craniotomie.
      6. Dégagez le muscle autour de la crête postérieure à l’aide du scalpel et de la pince, en utilisant une source de lumière puissante pour éviter de couper dans des régions hautement vascularisées.
      7. Broyez la crête postérieure à l’aide de la perceuse jusqu’à ce qu’elle ne soit plus élevée au-dessus de la surface du crâne.
         REMARQUE : Cette étape est essentielle pour poser la grille μECoG pour entrer en contact direct avec la surface corticale.
      8. Percez le bord dorsal de la fenêtre juste au-dessus de la crête où le muscle réséqué était attaché. Placez le bord postérieur en avant de l’arête postérieure percée. Placez le bord antérieur postérieur à la ligne de fissure qui s’étend près de l’orbite.
         REMARQUE : Lors du dégagement du muscle antérieur, des précautions doivent être prises pour éviter l’œil.
6. Perçage de fenêtre craniotomie
   1. Perçage de la fenêtre de craniotomie (Conseils)
      1. Lors du perçage, assurez-vous que le foret est maintenu parallèle à la surface du crâne. Appliquez le moins de force possible, en utilisant la perceuse comme une brosse en permettant à la perceuse d’entrer légèrement en contact avec le crâne tout en utilisant des mouvements courts et répétitifs le long de la ligne de craniotomie prévue.
         REMARQUE : Chez les rats, le bord postérieur de la fenêtre a l’os le plus épais. Si vous percez trop loin vers l’arrière, l’os peut présenter une qualité feuilletée et « croquante » qui complique la progression du forage. Si elle est mal placée, cette zone osseuse peut révéler une coloration rouge veineuse qui donne une fausse impression de proximité avec le cerveau.
      2. Percez chaque côté de la fenêtre de craniotomie jusqu’à ce que l’os apparaisse rose pâle avec une fine fissure blanche ou une fissure sur toute sa longueur. Appliquez une légère pression ; L’os doit produire un « mouvement » distinct lorsqu’il est complètement percé. Si la fissure semble disjointe, continuez à percer légèrement jusqu’à ce qu’elle obtienne une ligne continue.
   2. Retrait du crâne aminci à l’intérieur de la fenêtre de craniotomie
      1. Lorsque le crâne a été suffisamment aminci pour qu’une pression extrêmement légère fasse bouger visiblement toute la fenêtre, retirez le crâne aminci.
      2. Rincer le site de craniotomie avec une goutte de solution saline et attendre au moins 1 min. Cela affaiblit l’os aminci et aide l’os à se détacher de la dure-mère. Égouttez l’excès de solution saline à l’aide d’un triangle de coton absorbant ou sous vide.
      3. Soulevez délicatement le crâne aminci à l’aide d’une pince, en évitant d’endommager les tissus sous-jacents.
      4. Utilisez une éponge hémostatique pour garder le cerveau humide.
      5. Saisissez fermement la fenêtre sur les côtés dorsal et ventral à l’aide d’une pince dentée et tirez directement loin du crâne. S’il y a une difficulté à retirer la fenêtre du site, arrêtez et reprenez le forage léger jusqu’à ce que l’os soit suffisamment affaibli.
      6. Pour les enregistrements μECoG de souris, laissez la dure-mère intacte.
7. Ciment et implant de tête pour une souris
   1. Insérez et fixez le fil de référence.
      1. Insérez l’extrémité du fil d’argent ~1 mm dans le trou de la bavure, suffisamment pour entrer en contact avec la surface du cerveau mais sans provoquer de saignement.
      2. Appliquez le ciment dentaire en place tout en appliquant la première couche.
   2. Préparation du ciment dentaire
      1. Utilisez un plat de mélange en céramique refroidi pour préparer le mélange de ciment dentaire. Ce ciment s’épaissit rapidement et nécessite la préparation régulière d’un nouveau mélange. Essuyez le plat de mélange avant de préparer un nouveau mélange.
         REMARQUE : Le ciment ne doit jamais être en contact direct avec le cerveau.
   3. Application de la première couche
      1. Appliquez la première couche de ciment autour de la craniotomie et sur l’ensemble du crâne à l’aide de micro-applicateurs. Cette couche agit comme une isolation électrique entre le crâne et la barre de tête métallique.
      2. Entourez complètement la craniotomie avec du ciment, y compris une couverture latérale, pour fournir une protection adéquate pour la craniotomie ouverte et la grille μECoG.
   4. Positionnement de la barre de tête métallique
      1. Fixez la grande partie du cintre à son support sans le serrer complètement.
      2. Positionnez la barre de tête comme vous le souhaitez, en posant la section mince le long de la ligne médiane du crâne en contact avec la surface du ciment.
   5. Fixation de l’implant
      1. Couvrez le guidon avec du ciment dentaire et connectez-le à la surface du ciment.
   6. Retrait du support
      1. Attendez quelques minutes pour que le ciment dentaire se renforce.
      2. Une fois le guidon entièrement fixé, retirez-le en retirant d’abord la vis du support. Ensuite, rétractez le support vers l’arrière, en vous assurant qu’aucune force n’est appliquée sur la barre de tête.
8. Durotomie pour la chirurgie du rat
   REMARQUE : Il s’agit d’une étape chirurgicale difficile.
   1. Lifting de la dure-mère
      1. À l’aide de la pince n° 5, maintenue aussi parallèle que possible à la surface du cerveau, soulevez une petite partie de la dure-mère loin du cerveau.
      2. À l’aide d’une aiguille fraîche de 30 g (aussi courte que possible), déchirez soigneusement la dure-mère soulevée.
         REMARQUE : La dure-mère est une fine couche transparente de tissu qui se trouve directement sur le cerveau. Il est supprimé pour les enregistrements μECoG chez le rat. Il est essentiel d’effectuer la durotomie sans perturber le système vasculaire à la surface du cerveau. Les méthodes recommandées pour effectuer la durotomie comprennent l’utilisation d’une pince et d’une aiguille de seringue pour percer la dure-mère avant de la tirer vers l’arrière ou l’utilisation d’un outil de duratome ancré près du crâne pour rétracter la dure-mère avec soin.
   2. Résection de la dure-mère
      1. Continuez à saisir la dure-mère avec la pince et à la retirer du cerveau. Créez une déchirure diagonale avec l’aiguille tout en soulevant.
      2. À l’aide de la pince, décollez soigneusement la dure-mère vers les côtés de la fenêtre de craniotomie, en veillant à ce que la surface du cerveau ne soit pas dérangée.
9. Transfert de la souris dans la configuration pour l’enregistrement électrophysiologique
   1. Retirez l’animal de la configuration chirurgicale en soulevant doucement le museau et les incisives de la barre des incisives, puis en tirant l’animal vers l’arrière. Injecter du chlorprothixène (1 mg/kg, intrapéritonéale [IP]), un sédatif qui permet de maintenir une anesthésie continue en utilisant une concentration d’isoflurane plus faible.
   2. Placez la souris dans la configuration d’enregistrement électrophysiologique.
      1. Assurez-vous que le coussin chauffant est en place et qu’il fonctionne correctement.
      2. La tête fixe l’animal à l’aide de la barre de tête sur le support dans la configuration électrophysiologique.
      3. Approchez le masque à l’isoflurane pour couvrir complètement le museau de l’animal.
   3. Ajustement de l’anesthésie
      1. Réduire progressivement les niveaux d’anesthésie à 0,7-1 % d’isoflurane (par incréments de 0,5 % maximum toutes les 5 minutes).
      2. Surveillez la fréquence respiratoire et les mouvements de l’animal.
         REMARQUE : La fréquence respiratoire doit augmenter légèrement par rapport à l’état chirurgical, mais l’animal ne doit pas bouger.
      3. Si l’animal se déplace, augmentez immédiatement la concentration d’isoflurane à 2 % avant de la ramener lentement à un niveau inférieur par paliers de 0,5 %.
   4. Insertion de moustaches pour la stimulation sensorielle
      1. Fixez les vibrisses de la souris à l’appareil de stimulation des moustaches. Dans ce protocole, insérez neuf vibrisses dans de courtes pointes de pipette de 10 μL, qui sont connectées à des actionneurs piézoélectriques qui fournissent des déviations rapides des vibrisses.

3. Enregistrement

1. Installation de la grille
   1. Étapes préliminaires
      1. Allumez le système d’enregistrement et l’amplificateur.
      2. Vérifiez les signes vitaux de l’animal.
   2. Procédure
      1. Pour positionner l’animal et les outils, suivez les étapes 3.1.2.2 à 3.1.2.4.
      2. Placez l’animal dans la configuration d’enregistrement et assurez-vous que la craniotomie reste humide en appliquant régulièrement une solution saline.
      3. Pour un rat, placez le micromanipulateur sur la balustrade de la plate-forme, située bien derrière le site de la craniotomie, pour éviter les interférences.
      4. Pour une souris, placez le micromanipulateur latéralement au site de craniotomie à côté de l’animal.
      5. Pour fixer et positionner la grille sur une souris, suivez les étapes 3.1.2.6 à 3.1.2.12.
      6. Fixez la grille μECoG au foulon à l’aide des connecteurs ZIF-clip (connecteur de pavillon). Maintenez la carte électronique de la scène en place via une barre mécanique fixée à un micromanipulateur.
      7. Abaissez la grille μECoG horizontalement pour l’aligner à plat sur la craniotomie le long de l’axe antéropostérieur.
         REMARQUE : Le long de l’axe latéral-médial, le bord de la grille doit être près du bord médial de la craniotomie.
      8. Une fois que la grille est positionnée près du cerveau mais pas en contact avec celui-ci, fixez le fil de référence de la grille à la broche en fil d’argent et en or implantée. Au besoin, fixez le fil de terre à l’animal (p. ex., à un muscle découvert) pour réduire le bruit électrique.
      9. De plus, abaissez la grille pour contacter le cerveau.
      10. Déplacez la grille latéralement pour « glisser » sur la surface humide de la dure-mère. Continuez à ajuster jusqu’à ce que la grille soit centrée le long de l’axe médiolatéral.
      11. Utilisez une éponge d’aspiration ou une éponge chirurgicale sur les bords de la craniotomie pour éliminer tout excès de solution saline.
      12. Une fois que la préparation est légèrement plus sèche, assurez-vous que la grille adhère plus fermement à la dure-mère et ne glisse pas sur sa surface. Lorsqu’il est plus sec, appliquez un mouvement latéral à médial sur la grille flexible, en assurant le contact avec les électrodes les plus latérales. Le câble flexible de la grille se pliera naturellement pour s’adapter au contour du cerveau.
      13. Pour positionner la grille sur un rat, suivez les étapes 3.1.2.14 à 3.1.2.18.
      14. Fixez la tige de la fourche de maintien dans le micromanipulateur, en vous assurant que la planche de connexion de la grille planera contre la face postérieure de la fenêtre de craniotomie lorsqu’elle sera abaissée.
      15. Ajustez la position du micromanipulateur sur la balustrade de manière à ce que la grille soit à peu près au-dessus du site de craniotomie. Abaissez la grille jusqu’à ce qu’elle plane au-dessus de la surface du cerveau. Humidifiez la surface du cerveau avec une petite goutte de solution saline.
      16. Effectuez ces étapes à l’aide du microscope. À l’aide des cadrans du micromanipulateur, ajustez la position de la grille jusqu’à ce qu’elle repose à plat contre la surface du cerveau au centre de la craniotomie.
      17. Évacuez soigneusement l’humidité à l’aide d’un triangle de coton absorbant sans toucher la grille elle-même. Assurez-vous que chaque rangée de la grille est en contact avec la surface du cerveau.
          REMARQUE : L’élimination de l’humidité empêche la propagation passive du signal électrique à travers le fluide entre la surface corticale et la grille, qui diffuse spatialement le signal détecté à l’électrode.
      18. À l’aide de la pince numéro 2 ou numéro 5, insérez le fil de mise à la terre de la grille dans le même trou de bavure ou insérez le fil de référence dans un trou de bavure et le fil de terre dans le tissu musculaire voisin.
          REMARQUE : Les fils ne doivent être insérés que ~1 mm, suffisamment pour entrer en contact avec le cerveau mais pas pour provoquer de saignement ou de traumatisme au cerveau.
2. Vérification du positionnement de la grille
   1. Surveillance de l’activité électrophysiologique
      1. Observez l’activité électrophysiologique à l’aide du logiciel d’enregistrement. Sous anesthésie légère, les signaux cérébraux sont variables et peuvent présenter une variété de motifs.
      2. Une connexion correcte des fils du réseau, de référence et de terre doit permettre d’obtenir un rapport signal/bruit élevé, avec des amplitudes de signal de l’ordre du mV. Surveillez le bruit dans la gamme des hautes fréquences à l’aide d’un filtrage passe-bande avec Trodes (par exemple, 100-6000 Hz) et assurez-vous qu’il ne dépasse pas quelques dizaines de microvolts (μV).
   2. Évaluer la réactivité sensorielle à l’aide du bruit (p. ex., applaudir ou claquer des doigts) pour induire des potentiels électriques de surface corticale (CSEP) liés à des événements visibles.
      REMARQUE : La stimulation d’une seule moustache doit provoquer une PESC claire et nette liée à un événement dans seulement quelques canaux (souris).
   3. Vérification de la position sur la grille
      1. Pour un rat, vérifiez que la grille est correctement positionnée sur le cortex auditif. Le premier bloc enregistré devrait généralement être un stimulus de bruit blanc de 60 secondes défini pour vérifier que la grille enregistre une réponse appropriée du cerveau. Effectuez des enregistrements de diagnostic de bruit blanc et de tonalité avec la grille uniquement avant d’insérer polytrode pour aider à déterminer si la grille a été correctement placée et s’il y a une réponse du signal.
      2. Pour une souris, pour vérifier le positionnement de la grille, effectuez une session de cartographie rapide avec 20 à 30 déviations de moustaches espacées de 350 ms. Enregistrez l’activité dans la bande LFP (Local Field Potential) à l’aide de Trodes et analysez-la hors ligne avec un code MATLAB personnalisé pour visualiser l’étendue spatiale de l’activité évoquée par les moustaches.
   4. Repositionnement
      1. Si la grille doit être ajustée, humidifiez la surface corticale avec des gouttes de solution saline sur la grille.
      2. Laissez la solution saline pendant 30 s à 1 min avant d’essayer de soulever la grille.
      3. Soulevez délicatement et lentement la grille.
      4. Repositionnez-le en suivant les étapes décrites à l’étape 3.1.
3. Polytrodes laminaires pour un rat
   1. Configuration Polytrode
      1. Tout d’abord, connectez l’adaptateur de tête à l’arrière du polytrode. Fixez le connecteur au troisième ensemble de canaux sur la carte de l’adaptateur. Assurez-vous que la marque noire sur le clip fait face au côté droit de l’extrémité commerciale du polytrode.
   2. Polytrode Insertion
      1. Insérez le polytrode dans le cerveau jusqu’à ce que les toutes dernières électrodes (les plus hautes) soient visibles au-dessus de la surface corticale. Une descente lente (jusqu’à 1 μm/s) améliore la qualité du signal. Attendez 15 min, permettant au cerveau de s’adapter à la présence de la polytrode.
      2. Après 15 min, vérifiez si les dernières électrodes ont pénétré dans la surface corticale. Si ce n’est pas le cas, abaissez légèrement plus le polytrode et attendez 10 minutes supplémentaires avant de continuer.
4. Positionnement de la source lumineuse optogénétique sur une souris
   1. Utilisez soit un système de vis de réglage fin en trois dimensions, monté sur un bras articulé, soit un micromanipulateur pour monter le support de fibre optique.
   2. Pour guider la source lumineuse et aider à positionner la fibre, allumez la lumière optogénétique à faible intensité. À l’aide du bras articulé, positionnez grossièrement la lumière optogénétique vers la zone cible.
   3. Concentrez et ajustez la position de la fibre à l’aide d’un micromanipulateur ou de vis de réglage fin.
5. Enregistrement des signaux
   1. Préparation
      1. Débranchez toutes les lumières, rallonges et parasurtenseurs inutiles dans le dispositif chirurgical pour réduire les interférences électriques. Éteignez les plafonniers de la plate-forme.
      2. Fermez la porte de l’espace d’enregistrement isolé et la porte de la salle d’opération avant de commencer l’expérience.
   2. Début de l’acquisition
      1. Pour un rat, démarrez Synapse sur la plate-forme d’enregistrement/l’ordinateur et confirmez que l’acquisition est fonctionnelle en prévisualisant et en vérifiant les signaux. Provoquer des transitoires de tension importants et nets dans le signal μECoG en présentant des stimuli près de l’animal, c’est-à-dire en applaudissant.
      2. Pour une souris, démarrez la session d’enregistrement dans Trodes.
   3. Hydratation
      1. Injecter par voie sous-cutanée au rat ou à la souris respectivement 1 mL ou 0,1 mL de solution saline toutes les 1 à 2 h pendant l’enregistrement pour prévenir la déshydratation. Pour un rat, attendez 5 à 10 minutes après l’administration d’une solution saline avant d’exécuter un nouveau bloc d’enregistrement.
   4. Ensembles de stimuli
      1. Pour un rat, une fois que le site d’enregistrement est confirmé, procédez à l’enregistrement des ensembles de stimulus requis. Un exemple d’ensemble peut inclure
         Bruit blanc (60 s)
         Diagnostic de tonalité (5 min)
         Ton pur (23 min)
         Ondulation mobile dynamique
         Tonalité 150 (15 min)
         TIMIT (38 min)
      2. Pour un rat, ré-présentez le bruit blanc et les diagnostics de tonalité chaque fois que la grille est repositionnée.
      3. Stimuli tactiles pour une souris : Fournissez des stimuli tactiles dans une structure d’essai, chaque essai contenant un train de déviations aléatoires des moustaches toutes les 350 ms. Dans l’exemple fourni, chaque essai comprend 14 déviations présentées sur 4500 ms.
      4. Stimuli optogénétiques pour une souris : Dans certains essais, appliquez une impulsion carrée de lumière optogénétique pendant toute la durée de l’essai (5 s). Déterminer le niveau de lumière requis en fonction de l’opsine utilisée et de la profondeur des tissus à atteindre à l’aide d’estimations de la pénétrance lumineuse (https://web.stanford.edu/group/dlab/cgi-bin/graph/chart.php)
6. Nettoyage
   1. Levage et nettoyage de la grille
      1. Une fois l’enregistrement terminé, fermez le logiciel d’enregistrement et rebranchez les sources lumineuses dans la plate-forme.
      2. Si le cerveau est sec, appliquez une petite goutte de solution saline sur la surface du cerveau à l’aide d’une seringue. Laissez la solution saline pendant 30 s à 1 min avant d’essayer de soulever la grille.
      3. En travaillant au microscope, soulevez doucement la grille de la surface du cerveau à l’aide de micromanipulateurs.
      4. Si une force supplémentaire est nécessaire lors du levage de la grille, utilisez une pince à pointe de carbone (fermée) pour soulever doucement la grille du cerveau. Assurez-vous que le mouvement du micromanipulateur est légèrement antérieur pour décoller doucement la grille de la surface du cerveau.
      5. Une fois la grille complètement retirée, détachez-la de la fourche de préhension et nettoyez-la en suivant les étapes 3.6.1.6-3.6.1.7.
      6. Faites tremper la grille (à l’exclusion de la carte de connexion) dans un détergent enzymatique dilué (50 % d’Enzol, 50 % d’eau distillée) pendant au moins 1 h. Ensuite, transférez-le dans un deuxième bain d’eau distillée pure et laissez-le sécher à l’air libre dans un endroit sûr et propre.
      7. Si des zones de la grille ont déposé du sang ou des tissus, utilisez un triangle de coton imbibé de solution enzymatique pour l’essuyer doucement.
      8. Une fois sèche, remettez la grille dans sa boîte.
   2. Euthanasie de l’animal
      1. Pour une souris, retirez l’animal de la fixation de la tête et placez-le dans la chambre d’euthanasie. Ajouter une gaze avec 5 mL d’isoflurane et attendre 60 s après l’arrêt de la respiration. Vérifiez l’absence de réflexe de retrait et décapitez à l’aide de ciseaux tranchants.
      2. Dans le cas d’un rat, injecter 0,2 mL de pentobarbital IP. Attendez 60 secondes après l’arrêt de la respiration, allongez l’animal sur le dos et utilisez une lame #11 pour effectuer une double thoracotomie.
   3. Nettoyage de l’équipement
      1. Apportez tous les outils chirurgicaux dans l’évier du laboratoire et posez-les sur une serviette chirurgicale. Vaporisez les outils avec une solution d’eau de Javel à 10 % et lavez-les soigneusement dans l’évier. Pour les outils plus sales, laissez-les tremper dans une solution d’eau de Javel avant de les laver.
      2. Vous pouvez également utiliser un détergent en poudre (p. ex., Contrex AP) avec de l’eau en frottant les instruments avec une brosse dans l’évier.
      3. Une fois les outils propres et rincés, essuyez-les avec des lingettes imbibées d’alcool et remettez-les dans leur espace de stockage.
   4. Désinfection de l’espace de travail
      1. Jetez toutes les aiguilles et lames usagées dans le contenant pour objets tranchants.
      2. Jetez les cotons-tiges, les triangles et les lingettes imbibées d’alcool contaminés dans le sac à risque biologique.
      3. Essuyez toutes les surfaces de travail de la salle de forage avec de l’alcool et nettoyez tous les instruments avant de fermer l’espace de travail.

Résultats

Nous avons décrit les protocoles d’enregistrement des signaux électrocorticographiques combinés à des méthodes optogénétiques et à des enregistrements laminaires. Ici, des signaux typiques obtenus à partir du cortex somatosensoriel de la souris (Figure 1, Figure 2 et Figure 3) et dans le cortex auditif des rats en réponse à une stimulation sensorielle (Figure 4

Discussion

Les protocoles décrits ici permettent d’intégrer des réseaux de micro-électrocorticographie à haute densité (μECoG) avec des sondes laminaires et des techniques optogénétiques. La facilité d’utilisation de ce protocole dans les modèles de rongeurs en fait un outil puissant pour l’investigation de la dynamique corticale, et le nombre de sujets peut être facilement augmenté. La grille μECoG à haute densité permet une cartographie efficace et spatialement précise de l...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
1 disposable #11 blade	Swann Morton	303	For surgical procedures
2 disposable #10 blades	Swann Morton	3901	For surgical procedures
30 mm cage bars	Thorlabs	ER	cage components
30 mm cage plate	Thorlabs	CP33T	holding the lenses
70% ethanol	Decon Labs	V1016	Cleaning / Disinfectant (diluted to 70%)
Amalgambond PLUS Adjustable Precision Applicator Brush Teal 200/Bx	Henry Schein	1869563	precision applicator for the cement
Amalgambond PLUS Catalyst 0.7 mL Syringe Ea	Henry Schein	1861119	cement component
Amplifier (Tucker-Davis Technologies)	Tucker-Davis Technologies	PZ5M-512	Used for auditory stimulus and recording software.
Articulated arm	Noga	DG60103	for holding the fine adjustment screw system
Aspheric lenses for light collection (and one for focusing the light)	Thorlabs	ACL25416U-B	for collecting LED light
Auditory equipment	Tucker-Davis Technologies, Sony, Cortera	RP2.1 Enhanced Real-Time Processor/HB7 Headphone Drive	Used for auditory stimulus and recording software.
Buprenorphine	Sterile Products LLC	#42023017905	General analgesia
C&B Metabond Base Cement Ea	Henry Schein	1864477	cement component
C&B Metabond L-Powder Cement Clear 3 g	Henry Schein	1861068	cement component
Chlorprothixene hydrochloride (mouse)	Sigma Aldrich	Cat. No. C1671	For sedation, must be prepared the same day and kept at 4
Custom-designed 128-channel micro-electrocorticography (μECoG) grids	Neuronexus	E128-200-8-40-HZ64	For neurophysiology recordings. Placed onto the cortex.
Dengofoam gelatin sponges	Dengen dental	600034 (SKU)	can be used dry or wet, saturated with sterile sodium chloride solution
Drill bit, size 5 to 9 (Mouse)	Fine Science Tools	19007-XX	XX is the size of the drill bit e.g. 05 or 09. For mouse procedures
Drill bitSteel Round Bur (5.5 mm/7.5 mm)	LZQ Tools	Dental Bar Drill Bit Stainless Steel Bur	For rat procedures
Dumont No. 5 forceps	Fine Science Tools	11251-10	For surgical procedures
Dumont tweezers #5 bent 45°	World precision instruments	14101	for removing craniotomy window
DVD Player (Sony)	Sony	CDP-C345	System used to accept and play back stimulus sets
Electrostatic Speaker	Sony	XS-162ES	Used for auditory stimulus and recording software. Located within the rig, plays sound to the sedated rodent
Enzymatic detergent (Enzol)	Advanced sterilization products	2252	Cleaning/Disinfectant
EverEdge 2.0 Scaler Sickle Double End H6/H7 #9	Henry Schein	6011862	for scrubing the skull
Fine adjustment screw system in 3 dimension	Narishige	U-3C	for precise positioning of the optical fiber end
Gold pin	Harwin Inc	G125-1020005	Used for contact reference in mouse Soldered to the silver wire
Gripping forceps	Fine Science Tools	00632-11	For surgical procedures
Isoflurane	Covetrus	11695067772	require a vaporizer
Ketamine (Hydrochloride Injection) (Rat)	Dechra	17033-101-10	Anesthesia/Analgesic
LED	New Energy	LED XLAMP XPE2 BLUE STARBOARD	Blue LED light source
LED driver	Thorlabs	LEDD1B	LED driver
Lidocaine	Covetrus	VINB-0024-6800	to be diluted to 1% in saline
Meloxicam	Covetrus	6451603845	Anti-inflammatory used for general analgesia
Micromanipulator	Narishige (Stereotaxic Rig)	SR-6R + SR-10R-HT components	Used to manipulate ECoG and rodent with fine movements
No. 2 forceps	Fine Science Tools	91117-10	For surgical procedures
No. 55 forceps	Fine Science Tools	1129551	For surgical procedures
Ophtalmic lubricant (Artificial tears)	Akorn	17478-062-35	Used to protect eyes from dessication during surgical procedures
Optical fiber 200µm Core diameter	Thorlabs	M133L02	FC/PC connector 2 m long
Pentobarbital (Rat)	Covetrus / Dechra	VINV-C0II-0008	Anesthesia/Analgesic
Platinum Black	Sigma	205915-250MG	For neurophysiology recordings (Used for electroplating the contacts on the μECoG grids).
Povidone Iodine 10%	Betadine	https://betadine.com/medical-professionals/betadine-solution/	no catalog number ( not retail )
Powder detergent (Contrex AP)	Decon Labs	5204	Cleaning / Disinfectant
Pre-cut tape for oxygen tube	ULINE (Various Providers)	S-14726	Used to attach oxygen tube to the nose-cone of the rodent stereotaxic rig
Scalpel handle # 3	World precision instruments	500236-G	for blades # 10, #11 and #15
Scraper	Fine Science Tools	1007516	For surgical procedures
Short 30 G needles	ExelInt	26437	For surgical procedures and injections
Silver Wire	Warner Instruments	63-1319	For neurophysiology recordings (Used for grounding and as a reference electrode).
Sterilized saline (0.9% sodium chloride for injection)	Hospira	00409-7101-67 (NDC)	For dilution of injectable, and replacement of body fluids
Stoelting Hopkins Bulldog	Fine Science Tools	10-000-481	For surgical procedures
Surface disinfectant (Coverage Plus NDP Disinfectant)	Steris life science	638708	Cleaning/Disinfectant
TDT ZIF-clip connectors for acquisition.	Tucker-Davis Technologies	ZIF-Clip Analog Headstages	Connects ECoG with outside acquisition equipement
Two-pronged holding fork	Tucker-Davis Technologies	Z-ROD128	Used to connect the TDT-clips with the micromanipulator
Xylazine (Rat)	Covetrus	1XYL006	Anesthesia/Analgesic