JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В данной работе мы представляем два протокола для регистрации микроэлектрокортикографии высокой плотности (μEcoG) у крыс и мышей, включая хирургический, имплантационный и регистрирующий методы. Запись μECoG выполняется в сочетании либо с записью ламинарного политрода в слуховой коре крыс, либо с оптогенетическими манипуляциями нейронной активности в соматосенсорной коре мышей.

Аннотация

Электрокортикография (ЭКоГ) является методологическим мостом между основами нейробиологии и пониманием функции мозга человека в здоровье и болезни. ECoG регистрирует нейрофизиологические сигналы непосредственно с поверхности коры головного мозга с миллисекундным временным разрешением и столбчатым пространственным разрешением на больших участках корковой ткани одновременно, что делает его уникальным для изучения как локальных, так и распределенных корковых вычислений. В этой статье мы опишем проектирование специализированных микро-ECoG (μECoG) устройств высокой плотности и их использование в двух процедурах. Эти сетки имеют 128 низкоимпедансных электродов с шагом 200 мкм, изготовленных на прозрачной полимерной подложке с перфорацией между электродами; эти особенности позволяют одновременно регистрировать μECoG с записью ламинарного политрода и оптогенетическими манипуляциями. Во-первых, мы представляем протокол комбинированной эпидуральной записи μECoG на соматосенсорную кору усов мышей с оптогенетическими манипуляциями с конкретными генетически определенными типами клеток коры головного мозга. Это позволяет анализировать причинно-следственную связь различных нейронных популяций в сенсорную обработку, а также отслеживать их специфические сигнатуры в сигналах μECoG. Во-вторых, мы представляем протокол для острых экспериментов по регистрации нейронной активности слуховой коры головного мозга крысы с использованием сеток μECoG и ламинарных политродов. Это позволяет детально картографировать сенсорно-вызванные нейронные реакции по всей поверхности коры головного мозга одновременно с записями от нескольких нейронных единиц, распределенных по глубине коры головного мозга. Эти протоколы позволяют проводить эксперименты, которые характеризуют распределенную активность коры головного мозга и могут способствовать пониманию и возможным вмешательствам при различных неврологических расстройствах.

Введение

Функции мозга, лежащие в основе ощущений, познания и действия, организованы и распределены в обширных пространственных и временных масштабах, начиная от всплесков отдельных нейронов и заканчивая электрическими полями, генерируемыми популяциями нейронов в корковой колонке, и топографической организацией колонок в областях мозга (например, соматотопия в соматосенсорной коре, тонотопия в первичной слуховой коре). Понимание функций мозга требует восприятия электрических сигналов в этих пространственных масштабах1. В настоящее время в нейронауке существует множество широко используемых методов мониторинга активности мозга. С электрофизиологической точки зрения, ламинарные политроды (такие как нейропиксели) позволяют контролировать небольшое количество (~300) отдельных нейронов, обычно в пределах нескольких удаленно расположенных колонок, с высоким (≥1 кГц) временным разрешением. Визуализация Ca2+ позволяет осуществлять мониторинг от умеренного до большого числа генетически и анатомически идентифицированных одиночных нейронов в пределах ~1-2 мм в пространственном пространстве при более низком (~10 Гц) временном разрешении2. ФМРТ позволяет контролировать метаболическое состояние большого числа нейронов (~1 М нейронов в объеме 36мм3 ) по всему мозгу с очень низким (~0,2 Гц) временным разрешением. ЭЭГ/МЭГ позволяет контролировать электрическую активность всей корковой поверхности/мозга со скромным временным разрешением (<100 Гц) и очень низким пространственным разрешением (сантиметры)3. В то время как каждая из этих методологий обеспечила фундаментальное, синергетическое понимание функций мозга, методы, которые позволяют напрямую ощущать электрофизиологические сигналы с высоким временным разрешением из точных анатомических мест в обширных пространственных областях коры головного мозга, находятся в зачаточном состоянии. Необходимость широкого пространственного охвата подчеркивается тем фактом, что в головном мозге функция нейронов изменяется гораздо более резко по всей поверхности по сравнению с глубиной4.

Электрокортикография (ЭКоГ) — это метод, при котором сетки электродов с низким импедансом имплантируются на поверхность мозга и позволяют регистрировать или стимулировать кору головного мозга 1,5. ЭКоГ обычно используется в нейрохирургических условиях человека как часть клинических исследований для лечения фармакологически трудноизлечимой эпилепсии. Тем не менее, он также дает уникальную информацию о распределенной обработке коры головного мозга у человека, такую как речь и сенсорное топографическое картографирование 6,7. Эти возможности мотивировали его использование на животных моделях, включая обезьян, крыс и мышей 5,8,9,10,11. На грызунах недавно было показано, что микро-ЭКоГ (μECoG) позволяет осуществлять прямой электрический мониторинг нейронных популяций с высоким временным разрешением (~100 Гц) с столбчатым пространственным разрешением (~200 мкм) и широким пространственным охватом (многие миллиметры). μECoG позволяет исследователям исследовать распределенную нейронную динамику, связанную со сложной сенсорной обработкой, когнитивными функциями и моторным поведением в животных моделях12,13. Последние достижения объединили μECoG с оптогенетикой и пластинчатыми политродными записями 14,15,16,17,18,19,20, что позволило проводить многомасштабные исследования корковых сетей и преодолеть разрыв между микромасштабной нейронной активностью и макромасштабной динамикой коры головного мозга 21,22. Важно отметить, что, поскольку сигнал μECoG очень схож в моделях человека и животных, использование μECoG делает трансляцию результатов и выводов из животных моделей на людей гораздоболее прямой. Таким образом, интегративные подходы имеют решающее значение для углубления нашего понимания нейронных схем и являются перспективными для разработки новых терапевтических вмешательств при неврологических расстройствах 5,24,25.

Следовательно, возникает потребность в протоколах, которые интегрируют массивы μECoG высокой плотности с ламинарными записями и оптогенетическими инструментами для обеспечения всесторонних многомасштабных исследований коркового процессинга 8,26. Чтобы восполнить этот пробел, мы разработали специально разработанные устройства μECoG, состоящие из 128 низкоимпедансных электродов с диаметром электродов 40 мкм и расстоянием между электродами 20 мкм на гибкой прозрачной полимерной подложке (парилен-С и полиимид) с перфорацией между электродами, что позволяет одновременно регистрировать μECoG и ламинарный политрод с оптогенетическими манипуляциями13,22. Ключевые аспекты этого экспериментального протокола включают: (i) столбчатое пространственное разрешение и крупномасштабное покрытие активности коры головного мозга с помощью массивов μECoG высокой плотности; (ii) возможность записи из нескольких слоев коры головного мозга с использованием ламинарных политродов, вставленных через сетку μECoG; и (iii) внедрение оптогенетических методов для селективной активации или ингибирования определенных популяций нейронов, что позволяет проводить причинно-следственную диссекцию нейронных цепей 27,28,29. Конфигурация с высокой плотностью позволяет получать записи с высоким пространственным разрешением, эффективно обеспечивая «столбчатое представление» активности коры головного мозга, поскольку предыдущие исследования показали, что сигналы μECoG могут разрешать активность в пространственном масштабе, сравнимом с диаметром колонки коры головного мозга грызуна (~20 мкм)11. Эта интегрированная методология позволяет осуществлять одновременный многомасштабный мониторинг и манипулирование нейронной активностью, потенциально позволяя проводить причинно-следственные эксперименты для определения нейронных источников сигналов μECoG, а также распределенной обработки коры головного мозга. Для достижения этих целей в данной рукописи представлены подробные протоколы использования массивов μECoG высокой плотности в двух комбинациях.

Во-первых, мы описываем μECoG в сочетании с манипуляциями с пирамидальными клетками слоя 5 (L5) в первичной соматосенсорной коре (S1) мыши. У мышей массив μECoG помещается эпидурально (из-за хирургической неподатливости дуротомии у мышей). Оптическое волокно располагается над сеткой или в сочетании с линзой для фокусировки оптогенетического света на небольшой целевой области поверхности коры головного мозга. Оптогенетическая стратегия описана здесь для ингибирования возбуждающих нейронов слоя 5, но может быть легко адаптирована к любой популяции нейронов, снабженной соответствующей популяционно-специфичной, Cre-экспрессирующей мышиной линией. Во-вторых, мы описываем совместное использование μECoG с кремниевыми ламинарными политродами для одновременной регистрации электрических потенциалов кортикальной поверхности (CSEP) и одиночной спайковой активности от нескольких нейронов через корковые слои из слуховой коры (A1) крысы. Массив имеет перфорацию между электродами, что позволяет вставлять многоканальные ламинарные политроды через сетку для записи нейронной активности в различных слоях коры головного мозга. Во время процедуры трепанации черепа массив μECoG размещается субдурально над слуховой корой, а ламинарный политрод вводится через перфорацию. Нейронные сигналы от μECoG и ламинарного зонда записываются одновременно, дискретизируются на частотах 6 кГц и 24 кГц соответственно с помощью усилительной системы, оптически подключенной к цифровому сигнальному процессору.

протокол

Оба протокола следуют одним и тем же ключевым этапам (анестезия, фиксация, краниотомия, запись μECoG), но имеют заметные различия. В приведенном ниже описании общие шаги объединены, а особенности каждого протокола аннотированы. Эти шаги ниже соответствуют записи μECoG с помощью оптогенетики (мышь) или записи μECoG с помощью ламинарного зонда (Rat). Все описанные здесь процедуры были проведены в соответствии с местными этическими или юридическими органами (IACUC или Комитетами по этике). Используемые лекарства могут различаться в зависимости от утвержденного этического протокола.

1. Подготовка и протокол процедур на мышах и крысах

  1. Заметные различия между мышиными и крысиными протоколами
    1. Установки для хирургии в сравнении с электрофизиологической записью
      1. Для крысы используйте одну и ту же установку как во время операции, так и во время электрофизиологической записи.
      2. Для мыши выполните операцию в первой установке, а электрофизиологическую запись — во второй.
    2. Фиксация головы
      1. Для крысы используйте тот же зажим для хирургии и электрофизиологической записи.
      2. Для мыши используйте зажим для хирургии и внешнюю металлическую головку в установке для электрофизиологии, чтобы обеспечить фиксацию под легкой изофлурановой анестезией. Имплантируйте оголовье с помощью стоматологического цемента на череп.
    3. Настройка записи: Используйте отдельную электронику для сбора данных, программное обеспечение для записи и программное обеспечение для сенсорной стимуляции для двух видов.
      1. Для протокола мыши используйте систему SpikeGadgets (https://spikegadgets.com) и программное обеспечение Trodes с открытым исходным кодом (https://spikegadgets.com/trodes/) для сбора данных.
      2. Для протокола на крысах используйте программное обеспечение для записи Synapse - Neurophysiology Suite (https://www.tdt.com/component/synapse-software/) для сбора данных.
    4. Вызвать анестезию с помощью инъекции (Rat) или ингаляции (Mouse).
    5. Место записи
      1. Проводите записи в соматосенсорной коре (S1) у мыши.
      2. Проведение записей в первичной слуховой коре (А1) у крысы.
        Примечание: Эта разница в анатомической локализации требует разных мест трепанации черепа для каждого вида.
  2. Подготовка и тестирование сетки
    1. Замочите сетку (за исключением соединительной платы) в разведенном ферментном моющем средстве (50% моющего средства, 50% дистиллированной воды) не менее чем на 1 час.
    2. Переложите его в ванну с чистой дистиллированной водой и дайте ему высохнуть на воздухе в безопасном и чистом месте.
    3. Проводите электроосаждение платинового черного цвета в рамках первоначальной подготовки устройства μECoG, а не перед каждым сеансом записи.
      ПРИМЕЧАНИЕ: После нанесения платиново-черное покрытие образует стабильный слой, который остается эффективным при многократной записи, хотя его производительность следует контролировать с помощью регулярных испытаний импеданса. Платиново-черное электроосаждение (целевой диапазон 10-20 кОм на частоте 1 кГц.) снижает импеданс электродов и улучшает соотношение сигнал/шум при нейронных записях.
    4. Для проведения электроосаждения готовят раствор хлорпластиновой кислоты (обычно 1-3% хлорпластиновой кислоты [H2PtCl6]), содержащий небольшое количество ацетата свинца (около 0,005%) в качестве модификатора осаждения. Соедините электроды μECoG в качестве рабочего электрода в трехэлектродной электрохимической ячейке с платиновым контрэлектродом и электродом сравнения Ag/AgCl.
    5. Подайте постоянную плотность тока примерно -0,5--2 мА/см² в течение 10-30 с, контролируя значения импеданса.
    6. Проверьте и запишите импеданс сетчатых электродов (например, с помощью нано-Z).
    7. Проверьте сетку на источнике света и подготовьте сетку для использования в послеоперационной записи.
  3. Пайка опорного кабеля
    1. Для мыши припаяйте конец серебряного провода (длиной 10 мм, 30 G) к золотому контакту для подключения к эталонному проводу записывающей системы.

2. Хирургия

  1. Подготовка материалов и общий мониторинг (уход за животными и учет)
    1. Подготовка: Тщательно очистите и продезинфицируйте операционную область с помощью соответствующего дезинфицирующего средства. Убедитесь, что все хирургические инструменты стерилизованы, как правило, с помощью автоклава.
    2. Размещение хирургических инструментов: Расположите хирургические инструменты на стерильной хирургической прокладке. Наполните операционную область аппликаторами с ватным наконечником и абсорбирующими хлопчатобумажными хирургическими треугольниками. Утилизируйте любые биологически опасные отходы в специальном мешке для утилизации.
    3. Регулировка температуры: Включите грелку в месте хирургической и электрофизиологической записи. Контролируйте температуру грелки на протяжении всей операции и записи.
    4. Хирургическая прокладка: Положите синюю хирургическую прокладку или одеяло на кровать для регулирования температуры.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Эта прокладка должна иметь мягкую хлопчатобумажную белую нижнюю часть, которая должна быть обращена вверх.
    5. Расположение микроскопа: Подготовьте микроскоп и прикрепленный к нему осветитель (например, светодиодное кольцо) с одной стороны операционной зоны. Убедитесь, что он функционирует правильно.
    6. Хирургическое сверло: Подготовьте хирургическое сверло к процедуре трепанации черепа.
    7. Подача кислорода: установите расход кислородного баллона на 1,0 л/мин (Rat) или 0,5 л/мин (Mouse) и поместите кислородную маску рядом с регулирующей площадкой. Животное будет нуждаться в постоянном кислороде после анестезии.
    8. Замена жидкости: На протяжении всей операции восполняйте потерю жидкости с целью восполнения не менее 1,5% от массы тела животного (мышь) или 1 мл в час (крысы). Приготовьте изотонические растворы соответственно.
    9. Животное: Приведите животное из помещения для животных в операционную в соответствии с утвержденными процедурами. Используйте мышей в возрасте от 8 до 16 недель, самцов или самок, с фоном C57Bl6; также используйте крыс в возрасте 7 недель, самцов, штамма Sprague Dawley.
    10. Приготовление лекарств: Взвесьте животное с помощью весов с точностью до 0,1 г. Подготовьте достаточное количество лекарств для операции, при необходимости используя предварительно разведенные растворы.
  2. Индукция анестезии
    1. Индукция анестезии для мыши
      1. Поместите животное в индукционную камеру изофлурана (3-5% изофлуран в 0,5 л/мин О2).
      2. Как только глубокая анестезия подтвердится (отсутствие рефлекса при защемлении хвоста/пальца ноги), поместите животное на операционную грелку и зафиксируйте ее головой.
      3. Вводите подкожные препараты для общего обезболивания: Мелоксикам: 5 мг/кг и Бупренорфин: 0,1 мг/кг.
      4. Зафиксируйте мышь на голове, выполнив шаги 2.2.1.5-2.2.1.6.
      5. Поместите морду в маску для анестезии, а голову свободно в крепление для головы. Чтобы поместить мышь в планку для укуса, сначала убедитесь, что язык находится ниже стержня, а не между стержнем и нёбом. При необходимости используйте щипцы для перемещения языка.
      6. Вставьте резцы животного в отверстие на стержне прикусочной планки. Закрепите маску для мышиной анестезии (1,5-2% изофлуран в 0,5 л/мин О2), осторожно затянув фиксирующий винт. Стабилизация головы во время операции обеспечивается исключительно прикусной планкой.
      7. Защитите глаза животного глазной мазью или лубрикантом на нефтяной основе, чтобы предотвратить высыхание во время операции.
      8. Поддерживайте анестезию на протяжении всей процедуры с помощью непрерывного потока изофлурана через маску.
    2. Индукция анестезии крысе
      1. Первоначально используйте изофлуран для успокоения животного, чтобы облегчить инъекцию индукционной анестезии.
      2. Применяют препараты для обезболивания и обезболивания:
        Мелоксикам: дозировка 5 мг/кг, концентрация 10 мг/мл, 0,4 мл/кг
        Кетамин: дозировка 90 мг/кг, концентрация 100 мг/мл, 0,9 мл/кг
        Ксилазин: дозировка 10 мг/кг, концентрация 100 мг/мл, 0,1 мл/кг
      3. Дайте животному достичь глубокой анестезии в течение 15-30 минут, в зависимости от веса и возраста.
    3. Мониторинг анестезии
      1. Постоянно контролируйте жизненно важные показатели животного (частоту дыхания) на протяжении всей процедуры. Проверьте частоту дыхания как особенно полезный признак ранних изменений состояния анестезии и отрегулируйте уровень анестезии, если частота дыхания изменяется.
      2. Рефлекс отведения лапы является критическим признаком обезболивающего состояния. Периодически проверяйте этот рефлекс, так как его полное отсутствие обеспечивает достаточный уровень анестезии для хирургического вмешательства.
  3. Фиксация головы и контроль жизненно важных показателей
    1. Мониторинг жизнедеятельности животных
      1. Проверьте и запишите жизненные показатели животного на экспериментальном листе. Если рефлексы животного (например, отведение лапы) не полностью гаснут, введите дополнительную половинную дозу дополнительного кетамина (Крыса) или увеличьте концентрацию изофлурана с шагом 0,5% (Мышь).
    2. Фиксация головы у крысы
      1. Как только крыса будет полностью обезболена (никаких лапьих или хвостовых рефлексов), вставьте резцы животного в отверстие на стержне головного крепления.
      2. Осторожно вставьте точки крепежных кронштейнов в гребень носа, чтобы зафиксировать голову во время операции, следя за тем, чтобы она не соприкасалась с глазами.
      3. Регулируйте угол наклона рук до тех пор, пока нёбо животного не будет плотно прижато к стержню. Убедитесь, что череп остается неподвижным под давлением.
      4. Закрепите оба рычага крепления, затянув винты шестигранным ключом.
    3. Кислородная установка для крысы
      1. Закрепите пластиковую трубку от кислородного баллона над мордой и носом животного, закрепив ее хирургическим скотчем. Избегайте складок на трубке, которые могут препятствовать потоку воздуха. Установите кислородный баллон на скорость потока 1 л/мин.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Жизненно важные показатели животных, включая частоту сердечных сокращений и дыхания, следует проверять с интервалом 15-30 минут на протяжении всей процедуры.
  4. Разрез кожи головы
    1. Бритье и подготовка к нему
      1. Выбрейте область от верхней морды до затылка, простирающуюся от одного глаза к другому и вокруг ушей. Удалите основную массу шерсти ножницами или электрической машинкой для стрижки, а затем нанесите крем для депиляции.
    2. Дезинфекция
      1. Продезинфицируйте участок с помощью ватного тампона, смоченного в бетадине, затем промойте ватным тампоном, смоченным в 70% этаноле. Повторите этот процесс три раза и завершите окончательным нанесением бетадина, чтобы убедиться, что область стерильна.
    3. Инъекция местного анестетика
      1. Введите местный анестетик Лидокаин (1%, 0,1 мл для мышей/0,4 мл на кг для крыс) подкожно в среднюю линию волосистой части головы животного. Аккуратно помассируйте кожу головы, чтобы распределить лидокаин, и подождите 5 минут, чтобы анестетик подействовал.
    4. Надрез
      1. Для мыши приподнимите точку на коже пинцетом и рассеките небольшой участок кожи (примерно 1 см в диаметре) с помощью хирургических ножниц.
      2. Для крысы сделайте точный разрез на передней стороне волосистой части головы, чуть выше носа, по средней линии с помощью скальпеля. Аккуратно оттяните кожу, создав прямой разрез между глазами до основания черепа. Осторожно поднимите кожу головы, отрежьте соединительную ткань и полностью обнажите череп.
      3. Обнажите место трепанации черепа, выполнив шаги 2.4.4.4-2.4.4.5.
      4. С помощью скребка очистите соединительную ткань и надкостницу на верхней части черепа. Промойте физиологический раствор и используйте аспирацию или хирургическую губку для очистки участка.
      5. Используйте хирургические зажимы на краях кожи, чтобы обеспечить четкое обнажение области черепа, где будет проводиться трепанация черепа.
  5. Краниотомия
    1. Общая процедура сверления
      1. Установите скорость хирургического сверла на низкую настройку 5000 об/мин или 7000 об/мин для опытных хирургов. Выполняйте все сверление во время визуализации через микроскоп.
      2. Держите сверло параллельно поверхности черепа и осторожно упритесь в поверхность.
      3. Слегка надавливая на педаль, начните сверление в одном месте. Выполняйте сверление с короткими интервалами (5-10 с) с частыми проверками на изменение цвета костей.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Кость будет начинаться с непрозрачного белого цвета, и по мере того, как отверстие становится глубже, оно становится более прозрачным, открывая розовый оттенок.
      4. Когда сверление приблизится к мозгу, замедлите темп и обратите внимание на признаки просачивания влаги в отверстие. Когда отверстие станет темно-розовым и будет иметь легкий блеск, прекратите сверление. С помощью короткой иглы 30 G аккуратно проколите оставшийся слой кости. Прозрачная жидкость должна хорошо выйти из нового отверстия.
    2. Порядок сверления для мыши
      1. Чтобы разместить электрод сравнения для физиологической регистрации, просверлите отверстие для заусенцев в лобной части полусферы ипсилатерально к регистрируемой области.
      2. Определите контур трепанации черепа, просверлив по ее периметру неглубокую траншею. По медиолатеральной оси начните с бокового костного гребня в качестве ориентира и проведите окно диаметром 4 мм.
      3. В передне-задней оси просверлите окно 3 мм, начиная ~ 1 мм вперед от заднего костного гребня. Окончательный размер открытого трепанации черепа составляет примерно окно 4 х 3 мм.
    3. Процедура сверления крысы
      1. Просверлите два отверстия: одно в левом заднем квадранте, другое в правом переднем квадранте.
      2. Введите в жевательную мышцу вторую дозу лидокаина (0,4 мл/кг в дозе 10 мг/мл) и равномерно распределите в месте разреза.
      3. Резецируйте только минимальный набор мышц, необходимый для обнажения области трепанации черепа.
      4. Используя свежее лезвие скальпеля #10, сделайте поперечный спинно-вентральный разрез в пучке мышц над челюстью животного (правая сторона). Удерживайте задний край разреза захватывающими щипцами и отклеивайте от черепа во время разреза вдоль костного гребня скулы. Таким образом, мышца может быть отделена от кости с минимальным кровотечением.
      5. Аналогичным образом резецируйте переднюю мышцу до тех пор, пока не будет выявлена линия трещины в черепе. Эта линия будет передней границей окна трепанации черепа.
      6. Очистите мышцы вокруг заднего гребня с помощью скальпеля и щипцов, используя сильный источник света, чтобы избежать разреза в сильно васкуляризированных областях.
      7. Шлифуйте задний гребень с помощью сверла до тех пор, пока он не перестанет возвышаться над поверхностью черепа.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг необходим для установки сетки μECoG для прямого контакта с поверхностью коры головного мозга.
      8. Просверлите дорсальный край окна прямо над гребнем, где была прикреплена резецированная мышца. Поместите задний край впереди просверленного заднего гребня. Поместите передний край позади линии трещины, идущей вниз возле глазницы.
        ПРИМЕЧАНИЕ: При очистке передней мышцы необходимо соблюдать осторожность, чтобы не попасть в глаз.
  6. Краниотомия сверления окон
    1. Сверление окна трепанации черепа (Советы)
      1. При сверлении следите за тем, чтобы сверло было расположено параллельно поверхности черепа. Прикладывайте как можно меньше усилий, используя сверло как щетку, позволяя сверлу легко соприкасаться с черепом, используя короткие, повторяющиеся движения вдоль предполагаемой линии трепанации черепа.
        ПРИМЕЧАНИЕ: У крыс задний край окна имеет самую толстую кость. Если сверлить слишком далеко назад, кость может иметь шелушащуюся, «хрустящую» поверхность, что затрудняет оценку хода сверления. При неправильном размещении эта область кости может иметь венозно-красную окраску, которая создает ложное впечатление близости к мозгу.
      2. Сверлите каждую сторону окна трепанации черепа до тех пор, пока кость не станет бледно-розовой с тонкой белой трещиной или трещиной, проходящей по ее длине. Слегка надавите; Кость должна давать отчетливое «покачивание» при полном сверлении. Если трещина кажется разъединенной, продолжайте слегка сверлить, пока не получится непрерывная линия.
    2. Удаление истонченного черепа в пределах окна трепанации черепа
      1. Когда череп истончится настолько, что чрезвычайно легкое давление заставляет все окно заметно покачиваться, удалите истонченный череп.
      2. Промойте место трепанации черепа каплей физиологического раствора и подождите не менее 1 минуты. Это ослабляет истонченную кость и помогает кости отсоединиться от твердой мозговой оболочки. Слейте излишки физраствора с помощью абсорбирующего ватного треугольника или пропылесосите.
      3. Осторожно приподнимите истонченный череп с помощью щипцов, не допуская повреждения подлежащих тканей.
      4. Используйте гемостатическую губку, чтобы поддерживать мозг влажным.
      5. Плотно обхватите окно с дорсальной и брюшной стороны зубчатыми щипцами и потяните прямо от черепа. Если возникают трудности с вытаскиванием окна за пределы участка, остановитесь и возобновите легкое сверление до тех пор, пока кость не станет достаточно слабой.
      6. Для записи μECoG мыши оставьте твердую мозговую оболочку нетронутой.
  7. Имплантат из цемента и головного столба для мыши
    1. Вставьте и закрепите контрольный провод.
      1. Вставьте конец серебряной проволоки на ~1 мм в отверстие для заусенца, достаточно, чтобы он соприкасался с поверхностью мозга, но не вызывал кровотечения.
      2. Нанесите стоматологический цемент на место во время нанесения первого слоя.
    2. Приготовление стоматологического цемента
      1. Используйте охлажденную керамическую форму для смешивания для приготовления стоматологической цементной смеси. Этот цемент быстро загустевает и требует регулярного приготовления новой смеси. Протрите форму для смешивания перед приготовлением новой смеси.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Цемент никогда не должен находиться в прямом контакте с мозгом.
    3. Нанесение первого слоя
      1. Нанесите первый слой цемента вокруг трепанации черепа и по всему черепу с помощью микроаппликаторов. Этот слой действует как электрическая изоляция между черепом и металлической оголовьем.
      2. Полностью окружите трепанацию черепа цементом, включая боковое покрытие, чтобы обеспечить достаточную защиту для открытой трепанации черепа и сетки μECoG.
    4. Позиционирование металлической оголовки
      1. Прикрепите большую секцию оголовья к его держателю, не затягивая его полностью.
      2. Расположите перекладину по желанию, уложив тонкий участок вдоль средней линии черепа, соприкасающейся с цементной поверхностью.
    5. Фиксация имплантата
      1. Покройте перекладину зубным цементом и соедините ее с цементной поверхностью.
    6. Снятие держателя
      1. Подождите несколько минут, чтобы стоматологический цемент укрепился.
      2. После того, как оголовок будет полностью закреплен, снимите его, предварительно открутив винт из держателя. Затем втяните держатель назад, следя за тем, чтобы к перекладине не прикладывалось усилие.
  8. Дуротомия для хирургии крыс
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это сложный хирургический этап.
    1. Подтяжка твердой мозговой оболочки
      1. С помощью щипцов No 5, расположенных максимально параллельно поверхности мозга, приподнимите небольшую часть твердой мозговой оболочки от мозга.
      2. С помощью свежей иглы 30 G (как можно более короткой) аккуратно оторвите приподнятую твердую мозговую оболочку.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Твердая мозговая оболочка представляет собой тонкий прозрачный слой ткани, который лежит непосредственно на верхней части мозга. Его удаляют для регистрации μECoG у крыс. Очень важно выполнить дуротомию без нарушения сосудистой сети на поверхности мозга. Рекомендуемые методы выполнения дуротомии включают использование щипцов и иглы шприца для прокола твердой мозговой оболочки перед ее оттягиванием или использование инструмента duratome, закрепленного рядом с черепом, для осторожного втягивания твердой мозговой оболочки.
    2. Резекция твердой мозговой оболочки
      1. Продолжайте захватывать твердую мозговую оболочку щипцами и поднимать ее в сторону от мозга. Создайте диагональный разрыв иглой во время подъема.
      2. С помощью щипцов осторожно отклейте твердую мозговую оболочку по направлению к сторонам окна трепанации черепа, следя за тем, чтобы поверхность мозга оставалась нетронутой.
  9. Перенос мыши в установку для электрофизиологической записи
    1. Извлеките животное из операционной, осторожно приподняв морду и резцы от резцов, а затем оттянув животное назад. Введите хлорпротиксен (1 мг/кг, внутрибрюшинно [IP]), седативное средство, которое позволяет поддерживать непрерывную анестезию при более низкой концентрации изофлурана.
    2. Поместите мышь в установку электрофизиологической записи.
      1. Убедитесь, что грелка на месте и работает исправно.
      2. Голова фиксируется животным с помощью оголовья на держателе в электрофизиологической установке.
      3. Поднесите изофлурановую маску близко, чтобы полностью закрыть морду животного.
    3. Корректировка анестезии
      1. Постепенно снижайте уровень анестезии до 0,7-1% изофлурана (с шагом 0,5% максимум каждые 5 минут).
      2. Следите за частотой дыхания и движениями животного.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Частота дыхания должна немного увеличиться по сравнению с хирургическим состоянием, но животное не должно двигаться.
      3. Если животное движется, немедленно увеличьте концентрацию изофлурана до 2%, а затем медленно возвращайте ее к более низкому уровню с шагом 0,5%.
    4. Вставка усов для сенсорной стимуляции
      1. Прикрепите вибриссы мыши к устройству для стимуляции усов. В этом протоколе вставьте девять вибрисс в короткие наконечники пипеток объемом 10 μл, которые соединены с пьезоэлектрическими приводами, обеспечивающими быстрое отклонение вибрисс.

3. Запись

  1. Установка сетки
    1. Предварительные шаги
      1. Включите систему записи и усилитель.
      2. Проверьте жизненные показатели животного.
    2. Процедура
      1. Для позиционирования животного и инструментов выполните шаги 3.1.2.2-3.1.2.4.
      2. Поместите животное в установку для записи и убедитесь, что трепанация черепа остается влажной, регулярно применяя физиологический раствор.
      3. Если речь идет о крысе, расположите микроманипулятор на перилах буровой установки, расположенных далеко за местом трепанации черепа, чтобы избежать помех.
      4. Для мыши поместите микроманипулятор сбоку к месту трепанации черепа рядом с животным.
      5. Чтобы прикрепить и расположить сетку на мыши, выполните шаги 3.1.2.6-3.1.2.12.
      6. Прикрепите сетку μECoG к сцене с помощью разъемов ZIF-clip (разъем для головы). Удерживайте электронную плату сцены на месте с помощью механической планки, закрепленной на микроманипуляторе.
      7. Опустите сетку μECoG горизонтально, чтобы выровнять ее по краниотомии вдоль переднезадней оси.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Вдоль латерально-медиальной оси край сетки должен находиться рядом с медиальной границей краниотомии.
      8. Как только решетка будет расположена рядом с мозгом, но не будет соприкасаться с ним, прикрепите контрольный провод сетки к имплантированному серебряному проволочному золотому штифту. При необходимости прикрепите провод заземления к животному (например, к непокрытой мышце) для снижения электрического шума.
      9. Далее опустите сетку, чтобы контактировать с мозгом.
      10. Переместите сетку в сторону, чтобы «скользить» по влажной поверхности твердой мозговой оболочки. Продолжайте корректировку до тех пор, пока сетка не будет центрирована вдоль медиолатеральной оси.
      11. Используйте аспирацию или хирургическую губку по краям трепанации черепа, чтобы удалить избыток физиологического раствора.
      12. Когда препарат немного подсохнет, убедитесь, что сетка более плотно прилегает к твердой мозговой оболочке и не скользит по ее поверхности. Когда станет суше, приложите боковое или медиальное движение к гибкой сетке, обеспечивая контакт с наиболее боковыми электродами. Гибкий кабель сетки будет естественным образом изгибаться в соответствии с контуром мозга.
      13. Чтобы расположить сетку на крысе, выполните шаги 3.1.2.14-3.1.2.18.
      14. Закрепите стержень удерживающей вилки в микроманипуляторе, следя за тем, чтобы соединительная плата сетки зависала над задней стороной краниотомического окна при опускании.
      15. Отрегулируйте положение микроманипулятора на перилах так, чтобы сетка находилась примерно над местом трепанации черепа. Опустите сетку до тех пор, пока она не приблизится к поверхности мозга. Смочите поверхность мозга небольшой каплей физиологического раствора.
      16. Выполните эти действия с помощью микроскопа. С помощью циферблатов микроманипулятора отрегулируйте положение сетки до тех пор, пока она не ляжет ровно на поверхность мозга в центре трепанации черепа.
      17. Осторожно отводите влагу с помощью впитывающего ватного треугольника, не касаясь самой сетки. Убедитесь, что каждый ряд сетки соприкасается с поверхностью мозга.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Удаление влаги предотвращает пассивное распространение электрического сигнала через жидкость между поверхностью коры головного мозга и сеткой, которая пространственно рассеивает сигнал, воспринимаемый на электроде.
      18. С помощью щипцов No 2 или No 5 вставьте сетчатый заземляющий провод в то же отверстие для заусенцев или вставьте контрольный провод в отверстие для заусенцев, а заземляющий провод — в близлежащую мышечную ткань.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Провода должны быть вставлены всего на ~1 мм, достаточно для контакта с мозгом, но не для того, чтобы вызвать кровотечение или травму мозга.
  2. Проверка позиционирования сетки
    1. Мониторинг электрофизиологической активности
      1. Наблюдайте за электрофизиологической активностью с помощью записывающего программного обеспечения. Под легкой анестезией сигналы мозга изменчивы и могут проявлять различные паттерны.
      2. Правильное подключение сетки, опорного провода и провода заземления должно обеспечивать высокое отношение сигнал/шум с амплитудой сигнала в диапазоне мВ. Контролируйте шум в высокочастотном диапазоне с помощью полосовой фильтрации с помощью Trodes (например, 100-6000 Гц) и следите за тем, чтобы он не превышал нескольких десятков микровольт (мкВ).
    2. Оцените сенсорную реакцию с помощью шума (например, хлопков или щелчка пальцев) для индуцирования электрических потенциалов кортикальной поверхности (CSEP), связанных с видимыми событиями.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Стимуляция одного уса должна вызывать четкий, резкий CSEP, связанный с событием, только в нескольких каналах (мышь).
    3. Проверка положения в сетке
      1. Для крысы убедитесь, что сетка правильно расположена над слуховой корой. Первый записываемый блок обычно должен быть набором белого шума 60-х секунд, чтобы убедиться, что сетка регистрирует надлежащую реакцию мозга. Проводите запись белого шума и диагностики тона с помощью сетки только перед вставкой политрода, чтобы определить, правильно ли была размещена сетка и есть ли отклик сигнала.
      2. Для мыши, чтобы проверить позиционирование сетки, выполните сеанс быстрого отображения с 20-30 отклонениями усов с интервалом 350 мс. Запишите активность в канале локального полевого потенциала (LFP) с помощью Trodes и проанализируйте ее в автономном режиме с помощью пользовательского кода MATLAB для визуализации пространственной протяженности активности, вызванной усами.
    4. Перемещение
      1. Если сетка требует регулировки, смочите кортикальную поверхность каплями физиологического раствора поверх сетки.
      2. Оставьте солевой раствор на 30 с - 1 минуту, прежде чем пытаться поднять решетку.
      3. Осторожно и медленно поднимаем сетку.
      4. Переместите его, выполнив действия, описанные в шаге 3.1.
  3. Ламинарные политроды для крысы
    1. Установка Polytrode
      1. Сначала подключите адаптер для настила к тыльной стороне политрода. Закрепите разъем на плате адаптера с помощью зажима для третьего набора каналов. Убедитесь, что черная метка на зажиме обращена к правой стороне рабочего конца политрода.
    2. Вставка из политрода
      1. Вводите политрод в мозг до тех пор, пока над поверхностью коры не будут видны самые последние (самые верхние) электроды. Медленный спуск (до 1 мкм/с) улучшает качество сигнала. Подождите 15 минут, давая мозгу приспособиться к присутствию политрода.
      2. Через 15 минут проверьте, вошли ли последние электроды в поверхность коры головного мозга. Если нет, опустите политрод еще немного и подождите еще 10 минут, прежде чем продолжить.
  4. Позиционирование оптогенетического источника света на мыши
    1. Используйте либо систему винтов точной регулировки в трех измерениях, установленную на шарнирном кронштейне, либо микроманипулятор для крепления держателя оптического волокна.
    2. Чтобы направить источник света и помочь в позиционировании волокна, включите оптогенетический свет с низкой интенсивностью. Используйте шарнирную руку, чтобы грубо расположить оптогенетический свет по направлению к целевой области.
    3. Фокусируйте и точно настраивайте положение волокна с помощью микроманипулятора или винтов точной регулировки.
  5. Запись сигналов
    1. Подготовка
      1. Отключите от сети все ненужные лампы, удлинители и сетевые фильтры в хирургической установке, чтобы уменьшить электрические помехи. Выключите верхнее освещение в буровой установке.
      2. Перед началом эксперимента закройте дверь в изолированное помещение для записи и дверь в операционную.
    2. Начало набора
      1. Для крысы запустите Synapse на записывающей платформе/компьютере и убедитесь, что сбор данных работает, предварительно просмотрев и проверив сигналы. Вызывайте большие, резкие переходные процессы напряжения в сигнале μECoG путем подачи стимулов рядом с животным, т.е. хлопков.
      2. Если у вас есть мышь, запустите сессию записи в Trodes.
    3. Гидратация
      1. Вводите крысе или мыши подкожно 1 мл или 0,1 мл физиологического раствора соответственно каждые 1-2 часа во время записи для предотвращения обезвоживания. Для крысы подождите 5-10 минут после введения физиологического раствора, прежде чем запускать новый блок записи.
    4. Наборы стимулов
      1. Для крысы, как только место записи подтверждено, приступайте к записи необходимых наборов стимулов. Пример набора может включать в себя
        Белый шум (60 с)
        Тональная диагностика (5 мин)
        Чистый тон (23 мин)
        Динамическая движущаяся рябь
        Тон 150 (15 мин)
        ТИМИТ (38 мин)
      2. Для крысы повторное воспроизведение белого шума и диагностики тона каждый раз при изменении положения сетки.
      3. Тактильные стимулы для мыши: Предоставляйте тактильные стимулы в пробной структуре, при этом каждая попытка содержит цепочку случайных отклонений усов каждые 350 мс. В приведенном примере каждое испытание включает 14 отклонений, представленных в течение 4500 мс.
      4. Оптогенетические стимулы для мыши: В некоторых испытаниях применяют квадратный импульс оптогенетического света в течение всего испытания (5 с). Определите необходимый уровень освещенности на основе используемого опсина и глубины ткани, которая должна быть достигнута, используя оценки легкой проникающей способности (https://web.stanford.edu/group/dlab/cgi-bin/graph/chart.php)
  6. Уборка
    1. Подъем и очистка сетки
      1. После завершения записи закройте программное обеспечение для записи и снова подключите источники света в установке.
      2. Если мозг сухой, нанесите небольшую каплю физиологического раствора на поверхность мозга с помощью шприца. Оставьте солевой раствор на 30 с - 1 минуту, прежде чем пытаться поднять решетку.
      3. Работая под микроскопом, аккуратно приподнимайте сетку с поверхности мозга с помощью микроманипуляторов.
      4. Если при подъеме сетки требуется дополнительная сила, используйте щипцы с угольным наконечником (закрытые), чтобы аккуратно поднять сетку из мозга. Убедитесь, что микроманипулятор движется немного вперед, чтобы аккуратно отодвинуть сетку от поверхности мозга.
      5. После того, как решетка будет полностью снята, отсоедините ее от хватной вилки и очистите, выполнив шаги 3.6.1.6-3.6.1.7.
      6. Замочите сетку (за исключением соединительной платы) в разведенном ферментном моющем средстве (50% Энзола, 50% дистиллированной воды) не менее чем на 1 час. После этого переложите его во вторую ванну с чистой дистиллированной водой и дайте ему высохнуть на воздухе в безопасном и чистом месте.
      7. Если на участках сетки отложилась кровь или ткань, используйте ватный треугольник, смоченный в ферментативном растворе, чтобы аккуратно протереть его.
      8. После высыхания верните сетку в коробку.
    2. Усыпление животного
      1. В случае с мышью извлеките животное из фиксации головы и поместите его в камеру эвтаназии. Добавьте марлю с 5 мл изофлурана и подождите 60 с после прекращения дыхания. Проверьте отсутствие рефлекса отмены и обезглавьте с помощью острых ножниц.
      2. Крысе вводят 0,2 мл пентобарбитала ИП. Подождите 60 с после остановки дыхания, положите животное на спину и с помощью лезвия #11 выполните двойную торакотомию.
    3. Чистка оборудования
      1. Отнесите все хирургические инструменты в лабораторную раковину и положите их на хирургическое полотенце. Сбрызните инструменты 10% раствором отбеливателя и тщательно промойте в раковине. Для более грязных инструментов дайте им впитаться в раствор отбеливателя перед мытьем.
      2. В качестве альтернативы можно использовать порошковое моющее средство (например, Contrex AP) с водой, протирая инструменты щеткой в раковине.
      3. После того, как инструменты будут чистыми и промытыми, протрите их спиртовыми салфетками и верните в место для хранения.
    4. Дезинфекция рабочего пространства
      1. Выбросьте все использованные иглы и лезвия в контейнер для острых предметов.
      2. Выбросьте загрязненные ватные палочки, треугольники и спиртовые салфетки в пакет для биологически опасных веществ.
      3. Протрите все рабочие поверхности в буровой установке спиртом и очистите все инструменты перед закрытием рабочего места.

Результаты

Описаны протоколы регистрации электрокортикографических сигналов в сочетании с оптогенетическими методами и ламинарной записью. Здесь представлены типичные сигналы, полученные из соматосенсорной коры головного мозга мыши (рис. 1, рис. 2

Обсуждение

Описанные здесь протоколы позволяют интегрировать матрицы микроэлектрокортикографии высокой плотности (μECoG) с ламинарными зондами и оптогенетическими методами. Простота использования этого протокола на моделях грызунов делает его мощным инструментом для исследо?...

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

Эта работа была поддержана Национальной лабораторией Лоуренса в Беркли LDRD для Лаборатории нейронных систем и машинного обучения (K.E.B.), NINDSR01 NS118648A (K.E.B.& D.E.F.) и NINDS R01 NS092367 (D.E.F.).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
1 disposable #11 bladeSwann Morton303For surgical procedures
2 disposable #10 bladesSwann Morton3901For surgical procedures
30 mm cage barsThorlabsERcage components
30 mm cage plateThorlabsCP33Tholding the lenses
70% ethanolDecon LabsV1016Cleaning / Disinfectant (diluted to 70%)
Amalgambond PLUS Adjustable Precision Applicator Brush Teal 200/BxHenry Schein1869563precision applicator for the cement
Amalgambond PLUS Catalyst 0.7 mL Syringe EaHenry Schein1861119cement component
Amplifier (Tucker-Davis Technologies)Tucker-Davis TechnologiesPZ5M-512Used for auditory stimulus and recording software.
Articulated armNogaDG60103for holding the fine adjustment screw system
Aspheric lenses for light collection (and one for focusing the light)ThorlabsACL25416U-Bfor collecting LED light
Auditory equipmentTucker-Davis Technologies, Sony, CorteraRP2.1 Enhanced Real-Time Processor/HB7 Headphone DriveUsed for auditory stimulus and recording software.
BuprenorphineSterile Products LLC#42023017905General analgesia
C&B Metabond Base Cement EaHenry Schein1864477cement component
C&B Metabond L-Powder Cement Clear 3 g Henry Schein1861068cement component
Chlorprothixene hydrochloride (mouse)Sigma AldrichCat. No. C1671For sedation, must be prepared the same day and kept at 4
Custom-designed 128-channel micro-electrocorticography (μECoG) gridsNeuronexusE128-200-8-40-HZ64For neurophysiology recordings. Placed onto the cortex.
Dengofoam gelatin spongesDengen dental600034 (SKU)can be used dry or wet, saturated with sterile sodium chloride solution
Drill bit, size 5 to 9 (Mouse)Fine Science Tools19007-XXXX is the size of the drill bit e.g. 05 or 09. For mouse procedures
Drill bitSteel Round Bur (5.5 mm/7.5 mm)LZQ ToolsDental Bar Drill Bit Stainless Steel BurFor rat procedures
Dumont No. 5 forcepsFine Science Tools11251-10For surgical procedures
Dumont tweezers #5 bent 45°World precision instruments14101for removing craniotomy window
DVD Player (Sony)SonyCDP-C345System used to accept and play back stimulus sets
Electrostatic SpeakerSonyXS-162ESUsed for auditory stimulus and recording software. Located within the rig, plays sound to the sedated rodent
Enzymatic detergent (Enzol)Advanced sterilization products2252Cleaning/Disinfectant
EverEdge 2.0 Scaler Sickle Double End H6/H7 #9Henry Schein6011862for scrubing the skull
Fine adjustment screw system in 3 dimensionNarishigeU-3Cfor precise positioning of the optical fiber end
Gold pinHarwin IncG125-1020005Used for contact reference in mouse Soldered to the silver wire
Gripping forcepsFine Science Tools00632-11For surgical procedures
IsofluraneCovetrus11695067772require a vaporizer
Ketamine (Hydrochloride Injection) (Rat)Dechra17033-101-10Anesthesia/Analgesic
LEDNew EnergyLED XLAMP XPE2 BLUE STARBOARDBlue LED light source
LED driverThorlabsLEDD1BLED driver
LidocaineCovetrusVINB-0024-6800to be diluted to 1% in saline
MeloxicamCovetrus6451603845Anti-inflammatory used for general analgesia
MicromanipulatorNarishige (Stereotaxic Rig)SR-6R + SR-10R-HT componentsUsed to manipulate ECoG and rodent with fine movements
No. 2 forcepsFine Science Tools91117-10For surgical procedures
No. 55 forcepsFine Science Tools1129551For surgical procedures
Ophtalmic lubricant (Artificial tears)Akorn17478-062-35Used to protect eyes from dessication during surgical procedures
Optical fiber 200µm Core diameterThorlabsM133L02FC/PC connector 2 m long
Pentobarbital (Rat)Covetrus / DechraVINV-C0II-0008Anesthesia/Analgesic
Platinum BlackSigma205915-250MGFor neurophysiology recordings (Used for electroplating the contacts on the μECoG grids).
Povidone Iodine 10%Betadinehttps://betadine.com/medical-professionals/betadine-solution/no catalog number ( not retail )
Powder detergent (Contrex AP)Decon Labs5204Cleaning / Disinfectant
Pre-cut tape for oxygen tubeULINE (Various Providers)S-14726Used to attach oxygen tube to the nose-cone of the rodent stereotaxic rig
Scalpel handle # 3World precision instruments500236-Gfor blades # 10, #11 and #15
ScraperFine Science Tools1007516For surgical procedures
Short 30 G needlesExelInt26437For surgical procedures and injections
Silver WireWarner Instruments63-1319For neurophysiology recordings (Used for grounding and as a reference electrode).
Sterilized saline (0.9% sodium chloride for injection)Hospira00409-7101-67 (NDC)For dilution of injectable, and replacement of body fluids
Stoelting Hopkins BulldogFine Science Tools10-000-481For surgical procedures
Surface disinfectant (Coverage Plus NDP Disinfectant)Steris life science638708Cleaning/Disinfectant
TDT ZIF-clip connectors for acquisition.Tucker-Davis TechnologiesZIF-Clip Analog HeadstagesConnects ECoG with outside acquisition equipement
Two-pronged holding forkTucker-Davis TechnologiesZ-ROD128Used to connect the TDT-clips with the micromanipulator
Xylazine (Rat)Covetrus1XYL006Anesthesia/Analgesic

Ссылки

  1. Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents-EEG, ECoG, LFP and spikes. Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).
  2. Chen, T. -. W., et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity. Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).
  3. Nunez, P. L., Srinivasan, R. . Electric Fields of the Brain: The Neurophysics of EEG. , (2006).
  4. Mountcastle, V. B., Powell, T. P. Central nervous mechanisms subserving position sense and kinesthesis. Bull Johns Hopkins Hosp. 105, 173-200 (1959).
  5. Khodagholy, D., et al. NeuroGrid: recording action potentials from the surface of the brain. Nat Neurosci. 18 (2), 310-315 (2015).
  6. Lewis, C. M., Bosman, C. A., Womelsdorf, T., Fries, P. Stimulus-induced visual cortical networks are recapitulated by spontaneous local and interareal synchronization. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (5), E606-E615 (2016).
  7. Bouchard, K. E., Mesgarani, N., Johnson, K., Chang, E. F. Functional organization of human sensorimotor cortex for speech articulation. Nature. 495 (7441), 327-332 (2013).
  8. Ledochowitsch, P., et al. Fabrication and testing of a large area, high density, parylene MEMS µECoG array. , (2011).
  9. Bosman, C. A., et al. Attentional stimulus selection through selective synchronization between monkey visual areas. Neuron. 75 (5), 875-888 (2012).
  10. Rubehn, B., Bosman, C., Oostenveld, R., Fries, P., Stieglitz, T. A MEMS-based flexible multichannel ECoG-electrode array. J Neural Eng. 6 (3), 036003 (2009).
  11. Baratham, V. L., et al. Columnar localization and laminar origin of cortical surface electrical potentials. J Neurosci. 42 (18), 3733-3748 (2022).
  12. Kellis, S., et al. Decoding spoken words using local field potentials recorded from the cortical surface. J Neural Eng. 7 (5), 056007 (2010).
  13. Viventi, J., et al. Flexible, foldable, actively multiplexed, high-density electrode array for mapping brain activity in vivo. Nat Neurosci. 14 (12), 1599-1605 (2011).
  14. Ledochowitsch, P., Olivero, E., Blanche, T., Maharbiz, M. M. A transparent µECoG array for simultaneous recording and optogenetic stimulation. , (2011).
  15. Ledochowitsch, P., et al. Strategies for optical control and simultaneous electrical readout of extended cortical circuits. J Neurosci Methods. 256, 220-231 (2015).
  16. Dougherty, M. E., Nguyen, A. P. Q., Baratham, V. L., Bouchard, K. E. Laminar origin of evoked ECoG highgamma activity. Annu Int Conf IEEE Eng Med Biol Soc. 2019, 4391-4394 (2019).
  17. Tian, H., Xu, K., Zou, L., Fang, Y. Multimodal neural probes for combined optogenetics and electrophysiology. iScience. 25 (1), 103612 (2022).
  18. Gonzales, D. L., et al. A translaminar spacetime code supports touchevoked traveling waves. bioRxiv. , (2024).
  19. Leonard, M. K., et al. Largescale singleneuron speech sound encoding across the depth of human cortex. Nature. 626 (7999), 593-602 (2024).
  20. Renz, A. F., et al. OptoEDura: a soft, stretchable ECoG array for multimodal, multiscale neuroscience. Adv Healthc Mater. 9 (17), 2000814 (2020).
  21. Buzsáki, G. . Rhythms of the brain. , (2006).
  22. Yang, W., et al. A fully transparent, flexible PEDOT:PSS-ITO-Ag-ITO based microelectrode array for ECoG recording. Lab Chip. 21 (6), 1096-1108 (2021).
  23. Buzsáki, G. Largescale recording of neuronal ensembles. Nat Neurosci. 7 (5), 446-451 (2004).
  24. Schalk, G., et al. Realtime detection of eventrelated brain activity. Neuroimage. 43 (2), 245-249 (2008).
  25. Kellis, S., et al. Multiscale analysis of neural activity in humans: implications for microscale electrocorticography. Clin Neurophysiol. 127 (1), 591-601 (2016).
  26. Buzsáki, G., Schomburg, E. W. What does gamma coherence tell us about interregional neural communication. Nat Neurosci. 18 (4), 484-489 (2015).
  27. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecondtimescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat Neurosci. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  28. Cardin, J. A., et al. Driving fastspiking cells induces gamma rhythm and controls sensory responses. Nature. 459 (7247), 663-667 (2009).
  29. Kwon, S. E., Yang, H., Minamisawa, G., O'Connor, D. H. Sensory and decisionrelated activity propagate in a cortical feedback loop during touch perception. Nat Neurosci. 19 (9), 1243-1249 (2016).
  30. Petersen, C. C. The functional organization of the barrel cortex. Neuron. 56 (2), 339-355 (2007).
  31. Crone, N. E., Sinai, A., Korzeniewska, A. Highfrequency gamma oscillations and human brain mapping with electrocorticography. Prog Brain Res. 159, 275-295 (2006).
  32. Gerfen, C. R., Paletzki, R., Heintz, N. GENSAT BAC crerecombinase driver lines to study the functional organization of cerebral cortical and basal ganglia circuits. Neuron. 80 (6), 1368-1383 (2013).
  33. Mountcastle, V. The columnar organization of the neocortex. Brain. 120 (4), 701-722 (1997).
  34. Deisseroth, K. Optogenetics. Nat Methods. 8 (1), 26-29 (2011).
  35. Muller, L., Chavane, F., Reynolds, J., Sejnowski, T. J. Cortical travelling waves: mechanisms and computational principles. Nat Rev Neurosci. 19 (5), 255-268 (2018).
  36. Sato, T. K., Nauhaus, I., Carandini, M. Traveling waves in visual cortex. Neuron. 75 (2), 218-229 (2012).
  37. Gilbert, C. D., Wiesel, T. N. Columnar specificity of intrinsic horizontal and corticocortical connections in cat visual cortex. J Neurosci. 9 (7), 2432-2442 (1989).
  38. Angelucci, A., et al. Circuits and mechanisms for surround modulation in visual cortex. Annu Rev Neurosci. 40 (1), 425-451 (2017).
  39. Singer, W., Gray, C. M. Visual feature integration and the temporal correlation hypothesis. Annu Rev Neurosci. 18, 555-586 (1995).
  40. Quiroga, R. Q., et al. Invariant visual representation by single neurons in the human brain. Nature. 435 (7045), 1102-1107 (2005).
  41. Fusi, S., Miller, E. K., Rigotti, M. Why neurons mix: high dimensionality for higher cognition. Curr Opin Neurobiol. 37, 66-74 (2016).
  42. Stringer, C., et al. Spontaneous behaviors drive multidimensional, brainwide activity. Science. 364 (6437), eaav7893 (2019).
  43. Cardin, J. A., et al. Targeted optogenetic stimulation and recording of neurons in vivo using celltypespecific expression of channelrhodopsin2. Nat Protoc. 5 (2), 247-254 (2010).
  44. Mardinly, A. R., et al. Precise multimodal optical control of neural ensemble activity. Nat Neurosci. 21 (6), 881-893 (2018).
  45. Mahn, M., et al. Highefficiency optogenetic silencing with somatargeted anionconducting channelrhodopsins. Nat Commun. 9 (1), 4125 (2018).
  46. Ferguson, J. E., Boldt, C., Redish, A. D. Creating lowimpedance tetrodes by electroplating with additives. Sens Actuators A Phys. 156 (2), 388-393 (2009).
  47. Halnes, G., et al. . Electric Brain Signals: Foundations and Applications of Biophysical Modeling. , (2024).
  48. Franks, N. P. General anaesthesia: from molecular targets to neuronal pathways of sleep and arousal. Nat Rev Neurosci. 9 (5), 370-386 (2008).
  49. Alkire, M. T., Hudetz, A. G., Tononi, G. Consciousness and anesthesia. Science. 322 (5903), 876-880 (2008).
  50. Schalk, G., Leuthardt, E. C. Braincomputer interfaces using electrocorticographic signals. IEEE Rev Biomed Eng. 4, 140-154 (2011).
  51. Chestek, C. A., et al. Longterm stability of neural prosthetic control signals from silicon cortical arrays in rhesus macaque motor cortex. J Neural Eng. 8 (4), 045005 (2011).
  52. Branco, M. P., et al. Nine decades of electrocorticography: a comparison between epidural and subdural recordings. Eur J Neurosci. 57 (8), 1260-1288 (2023).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

219

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены