Ce protocole a été développé initialement au Fred Hutchinson Cancer Research Center à Seattle par Xiaolan Ye et Michael Petrascheck dans le laboratoire de Linda Buck. La version détaillée ci-dessus a été préparée pour faire toute la procédure à la disposition du plus large communauté. Nous remercions Carol Taylor, Sarah LeBoeuf et Andy Tomacelli pour la lecture critique du protocole. C&#39;est manuscrit # 2866 de The Scripps Research Institute. Le laboratoire est financé par Petrascheck le programme Novartis DJA.

Aperçu: Le protocole est divisé en quatre parties. La Partie 1 décrit la façon de préparer les bactéries alimentaires. Partie 2 décrit comment préparer la culture ver. Partie 3 décrit comment marquer la durée de vie. Partie 4 montre quelques résultats représentatifs, et la partie 5 explique comment préparer les solutions nécessaires. Expériences Lifespan prendre plusieurs semaines à compléter. Pour chaque étape de la semaine du protocole, le jour et l&#39;heure du jour est inclus pour faciliter la planification. Le stade L4 (jour 0) est utilisé comme point de référence pour l&#39;ensemble du protocole. 1. Préparation de bactéries d&#39;alimentation Cette section décrit la préparation de la bactérie se nourrir. L&#39;spécifiques E. coli souche utilisée pour nourrir C.elegans est appelé OP50. Avant de ce protocole, afin de prévenir la contamination croisée de la culture vers d&#39;autres bactéries, la souche OP50 a été faite carbénicilline / résistantes à l&#39;ampicilline 21. Préparer les quatre à cinq jours à l&#39;avance OP50. Tous les matériaux entrant en contact avec OP50 doit être stérile. Jour -7: Le jeudi (semaine 1): Inoculer 5 ml de TB contenant 100 ug / ml d&#39;ampicilline et 0,1 pg / ml d&#39;amphotéricine B avec une seule colonie, OP50 et incuber pendant la nuit à 37 ° C dans un agitateur bactérienne. Jour -6: Le vendredi (semaine 1). Matin 8h30. Inoculer tôt pour laisser suffisamment de temps pour la culture pour atteindre la saturation <ol><li> Diluer la culture de nuit de OP50 1:2000 dans 300 ml de tuberculose contenant 50 pg / ml d&#39;ampicilline. Incuber la culture bactérienne dans un shaker pour 8-12 heures à 37 ° C jusqu&#39;à saturation est atteint. Ne pas laisser la culture à croître de plus de 14 heures. </li><li> Transférer la OP50 dans une stérile, tube de centrifugation de pré-pondérées. Pellet l&#39;OP50 par centrifugation pendant 10 min à 3500 rpm (2200 xg) dans une centrifugeuse de table. </li><li> Jeter le surnageant et remettre en suspension le culot OP50 dans l&#39;eau stérile et re-par centrifugation. Répéter ce lavage deux fois. </li><li> Après le second lavage, retirez soigneusement toute l&#39;eau restante. Pas d&#39;eau doit être laissé dans le tube. Peser le tube de centrifugation contenant le culot et soustraire le poids du tube de centrifugation vide afin de déterminer le poids de la pastille. </li><li> Bien re-suspendre le culot dans S-complet à une concentration de 100 mg / mL. Pas de touffes doivent être à gauche. </li><li> La concentration de 100 mg / mL OP50 doit correspondre à 2 x10 10 bactéries / ml. Utilisez un spectromètre photo pour déterminer le nombre de bactéries par ml, si la relation entre la densité optique et le nombre de bactéries par ml est connue. Si nécessaire, ajuster la concentration de la solution d&#39;alimentation OP50 à 2 x10 10 bactéries / ml. </li><li> Stocker le OP50solution à 4 ° C jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit utilisé pour la culture ver. </li></ol> 2. Préparation d&#39;une culture Worm Synchrone Cette section décrit la préparation de la culture ver. Son objectif est de générer une population en âge-synchrone de vers. Tous les matériaux entrant en contact avec C.elegans après le traitement de blanchiment dans l&#39;étape 5 doivent être stériles. Les plaques sont maintenues à 20 ° C, sauf indication contraire. Jour -6: Le vendredi (semaine 1), 16h00: Transfert des animaux à une plaque fraîche <ol><li> Prenez une plaque 5-10 jours NGM ancienne sur laquelle la majorité de la population de vers se compose de larves L1 affamés. </li><li> Stériliser une spatule en métal par le chauffant peu plus d&#39;un bec Bunsen. Laissez-le refroidir. Utilisez la spatule refroidi pour découper des morceaux de la plaque de gélose contenant des vers affamés. Transfert de plusieurs de ces morceaux sur une nouvelle tête de série 10 cm avec plaque de NGM OP50. Incuber pendant env. 65 heures à 20 ° C jusqu&#39;à ce que la majorité de la population de vers se compose d&#39;adultes gravides. Le temps qu&#39;il faut pour les animaux affamés L1 pour devenir des adultes gravides peuvent varier d&#39;une souche à l&#39;. </li></ol> -3 Jour: lundi (semaine 2) 10h00: Établir une population synchrones <ol start="3"><li> Recueillir les vers de la plaque de 10 cm en les lavant la plaque avec 5-10 mL d&#39;eau stérile. Transférer la solution ver / eau dans un tube de 15 ml conique. </li><li> Lavez les vers par centrifugation 2 min dans une centrifugeuse de paillasse à 1200 rpm (280 xg). Rejeter le surnageant et ajouter 10 ml d&#39;eau. Répéter. </li><li> Retirer le surnageant et ajouter 5 ml d&#39;eau de Javel fraîchement préparés / solution de NaOH (2,5 ml de javel, 1 ml de NaOH 10N, 6,5 mL de H 2 O). Incuber pendant 5 minutes à température ambiante jusqu&#39;à ce que le ver casser. Soyez sûr de vortex en douceur à chaque minute. Surveiller l&#39;avancement de la réaction sous la loupe binoculaire. </li><li> Dès que tous les adultes se dissoudre, ajouter 5 ml de tampon M9 pour neutraliser la réaction. </li><li> Laver les œufs à trois reprises avec 10 ml de tampon M9 par centrifugation 2 min à 2500 rpm (1100 xg). </li><li> Lavez les oeufs une fois avec 10 ml de S-complet par centrifugation 2 min à 2500 rpm (1100 xg). </li><li> Retirer le surnageant, ajouter 10 ml de S-complet et transférer la solution dans un nouveau tube conique de 50 mL. Ajouter 30 ml de S-complet d&#39;un volume final de 40 ml. Agitez doucement le tube à température ambiante durant la nuit sur un nutator ou un appareil similaire. </li></ol> Jour -2: mardi (semaine 2), 12h00: semences des animaux en plaques <ol start="10"><li> Sous le microscope à dissection, vérifiez si les vers éclos durant la nuit. Déterminer la concentration de vers dans la solution S-complet en comptant le nombre de vers dans 10 gouttes uL utilisant un microscope à dissection. Comptez au moins 10 gouttes pour chaque échantillon. </li><li> Re-suspendre les vers à une concentration de 80-100 vers / ml à S-complet. Ajouter carbénicilline (stock de 100 mg / mL) à une concentration finale de 50 pg / mL et l&#39;amphotéricine B (stock 250 pg / mL) à une concentration finale de 0,1 pg / mL. Agiter sur un nutator. Si la préparation de grandes quantités de vers, utiliser un flacon de 600 ml avec bouchon Nunclon filtre. </li><li> A 14h30 ajouter le OP50 préparés dans la partie 1 à une concentration finale de 6 mg / ml (= 1,2 x 10 9 bactéries / ml). Retourner le OP50 à 4 ° C. </li><li> Transfert 120 ul de la solution worm/OP50 dans chaque puits d&#39;une plaque de 96 puits. Utiliser des plaques 96 puits avec un fond transparent. Veillez à garder les vers en suspension pendant le pipetage. </li><li> Sceller la plaque en utilisant un scellant bande pour éviter la contamination et l&#39;évaporation. Agiter la plaque sur un agitateur de plaques de microtitration pendant 2 min et laisser incuber pendant 2 jours à 20 ° C jusqu&#39;à ce que les animaux atteignent le stade L4. </li></ol> Jour 0: jeudi (semaine 2) avant midi: Stériliser les animaux en ajoutant fluorodésoxyuridine (FUDR) <ol start="15"><li> Pour stériliser les animaux ajouter 30 ul d&#39;une solution 0,6 mM FUDR stock à chaque puits. Cette étape amène le volume final dans chaque puits à 150 ul et réduit la concentration finale de OP50 partir 6mg / ml à 5 mg / ml (1x10 9 bactéries / ml). Sceller la plaque à l&#39;aide de bandes scellants et secouez pendant 2-3 min sur un agitateur de plaques de microtitration. Si l&#39;OP50 a été ajouté à 2:30 le jour -2, il est important que les FUDR est ajouté avant midi. Retour des plaques dans l&#39;incubateur à 20 ° C </li></ol> Jour 1: Vendredi (semaine 2): Ajouter des drogues à la culture <ol start="16"><li> En 9h00 la plupart des animaux doivent être gravides et contiennent plusieurs ovules chacune. Ajouter les médicaments dont l&#39;effet sur la durée de vie est d&#39;être testé à la concentration voulue. Si la dissolution de la drogue dans le DMSO, les concentrations finale de DMSO ne devrait pas excéder 0,6%, car les concentrations de DMSO supérieur à 0,6% de raccourcir la durée de vie C.elegans. Après addition de la drogue, sceller les plaques avec un scellant la bande et le secouer pendant 2-3 min sur un agitateur de plaques de microtitration. Retour des plaques dans l&#39;incubateur à 20 ° C </li><li> Ajout de la drogue peut parfois tuer quelques animaux par assiette, surtout si vous utilisez un autre solvant que l&#39;eau. Utiliser un microscope inversé pour vérifier les animaux morts. Généralement, il devrait y avoir moins de 10 animaux morts par plaque de 96 puits. Retour des plaques dans l&#39;incubateur à 20 ° C. </li></ol> Jour 4: lundi (semaine 3): Changement scellants <ol start="18"><li> Pour permettre à l&#39;oxygène frais pour entrer dans la culture enlever le scellant, attendre 1 minute et sceller la plaque. Agiter la plaque pendant 2-3 minutes sur un agitateur de plaques de microtitration. Répéter une fois par semaine. </li></ol> Jour 5: Mardi (semaine 3): Ajouter de nouvelles OP50 pour éviter la famine <ol start="19"><li> Ajouter 5 uL de la 100 mg / ml solution OP50 qui a été préparé dans la partie 1 à chacun des 96 puits pour éviter la famine. </li></ol> 3. Notation de durée de vie. Cette section décrit comment la survie de la population de vers synchronisée de la partie 2 est surveillé jusqu&#39;à ce que les animaux morts. Pour observer les animaux dans les plaques de 96 puits, l&#39;utilisation d&#39;un microscope inversé avec un objectif 2x ou 2.5x. Les données de survie record trois fois par semaine; lundi, mercredi et vendredi. Utilisez le mouvement afin de déterminer si les animaux sont vivants ou morts. Une forte lumière, la lumière bleue en particulier, induit les animaux à se déplacer. Ne pas retirer les animaux morts à partir du dosage. Parfois, les animaux qui ne bougeait pas et étaient déterminés morts au comptage précédent pourrait passer par la suite. <ol><li> Au jour 0, au début de l&#39;expérience de compter le nombre total de vers dans chaque puits. Censeur des puits qui contiennent plus de 18 animaux de l&#39;analyse comme des animaux dans ces puits ne sera pas assez OP50 et montrer les effets de la restriction alimentaire. </li><li> Afin d&#39;augmenter les chances que les animaux se déplacent secouer la plaque à 96 puits sur un agitateur de plaques de microtitration pendant 2 min. avant le comptage. </li><li> Dans chaque session, d&#39;enregistrer la date et le comptage du nombre d&#39;animaux quidéplacer comme les animaux vivants. Mouvement dans le liquide est beaucoup plus facile que sur un support solide et peut être induite par les lumières fortes. L&#39;utilisation d&#39;un plus fort grossissement peut aider à repérer des mouvements très subtils comme ceux de la pointe du pharynx. Ces mouvements subtils sont souvent le seul mouvement observé chez les animaux très anciens. </li><li> Retour des plaques dans l&#39;incubateur à 20 ° C </li><li> Répétez l&#39;étape 2-4 tous les deux à trois jours jusqu&#39;à ce que tous les animaux sont morts. </li></ol> 4. Des résultats représentatifs. Cette section montre un exemple de la façon de tenir des registres de la durée de vie des données générées par cet essai et quelques résultats représentatifs. La figure 1A montre un exemple de la façon d&#39;enregistrer des données pendant la durée de vie dans ce test. Une feuille Excel est utilisé pour garder la trace de la survie des populations dans chaque puits. Pour chaque bien c&#39;est de coordonner dans la plaque, la souche, la drogue, la concentration de la drogue et le nombre total d&#39;animaux vivants au jour 0 (X0) est enregistré au début de l&#39;expérience. Noter la date, ainsi que le nombre d&#39;animaux morts vivants et trois fois par semaine afin de suivre la survie des populations différentes dans chaque puits. Pour représenter graphiquement les résultats, calculer la fraction des animaux vivants pour chaque jour et il intrigue comme une fonction du temps en jours. P-valeurs doivent être calculées en utilisant les logiciels statistiques, comme STATA ou logiciels similaires. La durée de vie moyenne C.elegans dépend de la température. Figure 1B montre que les changements de température dépend de la durée de vie sont fidèlement reproduites par le dosage de la durée de vie basée microtitration 22. De même, le dosage de plaque de microtitrage reproduit des changements dans la durée de vie des mutants auraient une espérance de vie qui diffèrent de type N2 animaux sauvages 23-24 25 (figure 1C). Le test peut également être utilisé pour faire des déclarations plus quantitative. Dans signifie Fig1D durée de vie est tracée en fonction de la concentration mirtazépine 7. Chaque point de données représente la durée de vie moyenne de 7-12 population, chaque séjour dans un autre bien. Même si le nombre d&#39;animaux par puits est relativement faible (5-15 animaux), la variation du bien-au-puits est relativement faible comme on peut le voir les barres d&#39;erreur. <img src="/files/ftp_upload/2496/2496fig1.jpg" alt="Figure 1" /> Figure 1. La microplaque basée durée d&#39;essai reproduit fidèlement les changements dans la durée de vie rapportés dans la littérature. (A) Exemple de données recueillies dans une feuille de calcul Excel. Lors de chaque date de la séance de comptage, de coordonner du puits et le nombre d&#39;animaux vivants et des morts a été enregistré. Au début de l&#39;expérience, le nombre total d&#39;animaux dans chaque puits a été déterminée. (B) la courbe de survie de type sauvage (N2) animaux élevés à 20 ° C et 25 ° C. Les courbes de survie (C) des souches porteuses de mutations qui affectent la durée de vie. Tous les quatre souches ont été dosés en parallèle à 20 ° C. (D) de la courbe dose-réponse mirtazépine animaux traités N2. Durée de vie moyenne est tracée en fonction de la concentration mirtazépine. Les barres d&#39;erreur indiquent la SEM de 8 puits par condition. 5. Matériaux. M9 tampon, 1000 ml <ul><li> 6 g de Na 2 HPO 4 </li><li> 3 g de KH 2 PO 4 </li><li> 5 g de NaCl </li><li> 0,25 g MgSO 4 ∙ 7H 2 O </li><li> Ajouter de l&#39;eau déminéralisée à 1000 ml </li><li> Autoclave </li></ul> Tampon pH 6,0 Potassiumphosphate, 1000 ml <ul><li> 136 g de KH 2 PO 4 </li><li> Ajouter de l&#39;eau déminéralisée à 900 ml </li><li> Ajuster le pH à 6,0 avec KOH 5M </li><li> Ajouter de l&#39;eau déminéralisée à 1000 ml </li><li> Autoclave </li></ul> Solution métallique Trace <ul><li> 1,86 g de Na 2 EDTA </li><li> 0,69 g FeSO 4 ∙ 7H 2 O </li><li> 0,20 g MnCl2 ∙ 4H 2 O </li><li> 0,29 g de ZnSO 4 ∙ 7H 2 O </li><li> 0,016 g de CuSO 4 </li><li> 1000 ml d&#39;eau déminéralisée </li><li> Autoclave et conserver dans l&#39;obscurité. </li></ul> S-basale moyenne, 1000 ml <ul><li> 5,9 g de NaCl </li><li> 50 ml de phosphate de potassium 1M, pH 6,0 </li><li> 1000 ml d&#39;eau déminéralisée </li><li> Autoclave </li><li> Laisser la solution refroidir et ajouter 1 ml de cholestérol 5mg / ml (dissous dans Et-OH). </li></ul> Le citrate de potassium 1M, 1000 ml <ul><li> 268,8 g de citrate tripotassique </li><li> 26,3 acide citrique monohydraté </li><li> Ajouter 900 ml d&#39;eau déminéralisée </li><li> Ajuster le pH à 6,0 avec KOH 5M </li><li> Ajouter de l&#39;eau déminéralisée à 1000 ml </li><li> Autoclave </li></ul> S-milieu complet, 1000 ml <ul><li> 977 ml de S-basale </li><li> 10 ml de citrate de potassium 1M pH 6 (stérile) </li><li> 10 ml Trace métaux solution (stérile) </li><li> 3 ml de CaCl 2 1M (stérile) </li><li> 3 ml 1M MgSO 4 (stérile) </li></ul> Agar NGM <ul><li> 3.0g de NaCl </li><li> 2.5g Pepton(À partir de caséine, du pancréas digèrent) </li><li> Agar 17g </li><li> Ajouter de l&#39;eau déminéralisée à 975 mL et une barre d&#39;agitation </li><li> Autoclave </li><li> Après autoclavage refroidir à 55 ° C et ajouter les éléments suivants: <ul><li> 0,5 ml de CaCl 2 1M (stérile) </li><li> 1 ml de cholestérol 5mg / ml dans l&#39;éthanol </li><li> 1 ml de 1M MgSO 4 (stérile) </li><li> 25 ml de tampon Potassiumphosphate, pH 6,0 (stérile) </li></ul></li></ul> La tuberculose, 1000 ml <ul><li> 12g Bacto Tryptone </li><li> 24 g Extrait de levure </li><li> 4 ml de glycérol </li><li> Ajouter 900 ml d&#39;eau déminéralisée </li><li> Autoclave </li><li> Après autoclavage refroidir à 55 ° C et ajouter les composants suivants: <ul><li> Ajouter 100 ml de 0,17 M de KH 2 PO 4 / 0.72MK 2 HPO 4 </li></ul></li></ul> 0,6 mM fluorodésoxyuridine (FUDR, sigma # cat F0503), 1000 ml <ul><li> 100 mg FUDR </li><li> Dissoudre dans 670 ml stériles S-complet, faire 10 ml ou 45 ml aliquotes. </li><li> Conserver à -20 ° C. </li></ul> 100 mg / ml de carbénicilline, 10 ml <ul><li> 1 g carbénicilline </li><li> 10 ml d&#39;eau stérile déionisée </li><li> Filtrat stérile et aliquot </li><li> Conserver à -20 ° C. </li><li> Utiliser à une concentration finale de 50 pg / mL </li></ul> 250ug / ml d&#39;amphotéricine B, 4 ml <ul><li> 1mg amphotéricine B </li><li> 4 ml et-OH </li><li> Conserver à -20 ° C </li><li> Utiliser à une concentration finale de 0,1 pg / ml </li></ul>

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O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Finding+function+in+novel+targets:+C.+elegans+as+a+model+organism.">Finding function in novel targets: C. elegans as a model organism.</a> Nat Rev Drug Discov. 5, 387-398 (2006).</li><li>Chung, C. T., Niemela, S. L., Miller, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=One-step+preparation+of+competent+Escherichia+coli:+transformation+and+storage+of+bacterial+cells+in+the+same+solution.">One-step preparation of competent Escherichia coli: transformation and storage of bacterial cells in the same solution.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 86, 2172-2175 (1989).</li><li>Klass, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aging+in+the+nematode+Caenorhabditis+elegans:+major+biological+and+environmental+factors+influencing+life+span.">Aging in the nematode Caenorhabditis elegans: major biological and environmental factors influencing life span.</a> Mech. Ageing Dev. 6, 413-429 (1977).</li><li>Ailion, M., Inoue, T., Weaver, C. I., Holdcraft, R. W., Thomas, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurosecretory+control+of+aging+in+Caenorhabditis+elegans.">Neurosecretory control of aging in Caenorhabditis elegans.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 96, 7394-7397 (1999).</li><li>Kenyon, C., Chang, J., Gensch, E., Rudner, A., Tabtiang, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+C.+elegans+mutant+that+lives+twice+as+long+as+wild+type.">A C. elegans mutant that lives twice as long as wild type.</a> Nature. 366, 461-464 (1993).</li><li>Lakowski, B., Hekimi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+life-span+in+Caenorhabditis+elegans+by+four+clock+genes.">Determination of life-span in Caenorhabditis elegans by four clock genes.</a> Science. 272, 1010-1013 (1996).</li></ol>

Le protocole présenté permet la mesure de la durée de vie dans C.elegans 96 plaques de microtitration bien. Comme le montre le représentant de la section des résultats il réplique de manière fiable les résultats précédents et fournit des informations quantitatives. L&#39;utilisation de ce test, nous avons examiné plus de 89000 avec succès des molécules pour leur effet sur ​​la durée de vie C.elegans. Aux fins de dépistage de drogue, la mesure de la durée de vie dans un format 96 plaques de microtitration ainsi a plusieurs avantages sur le dosage classique des milieux solides. Elle réduit le travail nécessaire pour les médias de préparation, la quantité d&#39;espace d&#39;incubation, et la quantité de médicament nécessaire. Le format de 96 puits et l&#39;installation de microscopie permettant l&#39;automatisation du test de l&#39;ensemble des projections à haut débit. Pendant le développement de l&#39;analyse de plusieurs valeurs pour chaque variable et leurs combinaisons ont été testées pour leurs effets sur la durée de vie C.elegans. Ces tests incluaient différentes concentrations OP50 allant de 3 à 10 mg / ml (3, 4, 6, 8, 10 mg / ml), le nombre de vers par puits allant de 7 à 45 (7, 10, 15, 22, 45 ver / puits), les volumes de culture différente allant de 40 à 150 ul par puits (40, 60, 80, 100, 120, 150 pi), et des changements dans la composition du tampon. S&#39;ils sont nourris avec un OP50 résistantes à la carbénicilline, ni carbénicilline, ni l&#39;amphotéricine B dans les concentrations indiquées ont été trouvés à affecter C.elegans durée de vie. Continue agitation douce des plaques, comme c&#39;est souvent recommandé dans C.elegans culture liquide, a été retrouvé dispensable pour les petits volumes utilisés dans ce dosage. Agitation douce est cependant nécessaire si les plaques de microtitration avec plus de puits doivent être utilisés. Les valeurs indiquées dans ce protocole ont été soigneusement choisis en fonction de la comparaison statistique des différentes conditions testées. La caractéristique la plus surprenante de ce dosage est probablement le fait que C. elegans peut être conservé dans des plaques 96 puits qui sont scellées avec du ruban adhésif. Side-by-side comparaisons n&#39;a révélé aucune différence dans la durée de vie des animaux d&#39;élevage dans les plaques non scellées, dans des assiettes scellé avec un scellant en plastique, ou en plaques scellées avec les chasseurs qui permettent l&#39;échange d&#39;air. Dans les trois conditions, les animaux ont développé très homogène de L1 à des adultes gravides dans les 65 heures et a montré une durée de vie très comparable. Animaux cultivées en parallèle sur NGM développée un peu plus vite, mais cette différence était indépendante de l&#39;absence ou la présence d&#39;un scellant. Le protocole présenté est basé sur des bactéries vivantes, mais peut être adapté pour les bactéries mortes. Toutefois, dans un dosage de liquide, une seule bactérie survivant peut se multiplier rapidement et de repeupler la culture. Dans nos mains, le seul moyen fiable pour tuer les bactéries dans la mesure où ils peuvent être utilisés pour la culture liquide est par un traitement prolongé de la bactérie à l&#39;irradiation gamma. Un point important à considérer dans la planification d&#39;une expérience de vie est la puissance de détection. Dépendant de la taille de l&#39;effet, l&#39;effet de la drogue d&#39;intérêt doivent être testés dans plusieurs puits. Dans un essai typique 4 traités par le médicament et 4 puits de contrôle, correspondant approximativement à 40-50 animaux chacun, devrait suffire pour détecter une augmentation de 30% la durée de vie dans plus de 95% des expériences. Augmente de 14% ne sont détectés dans 60% des cas et nécessitent donc plus de puits répliquer. La richesse des données générées par la durée de vie ce test peut être utilisé pour développer des expériences ou des modèles de Gompertz souche spécifique paramétrique 1. Ces modèles de Gompertz sont utiles pour déterminer la puissance de détection et d&#39;estimer le nombre de faux positifs et négatifs pour les grands écrans. Nous avons vérifié les prédictions de ces modèles dans des expériences aveugles et les ont utilisés pour estimer le nombre de faux négatifs dans les écrans de grande taille (résultats non publiés). En résumé, nous prévoyons que le test sera présenté d&#39;une grande utilité pour identifier des petites molécules qui prolongent la durée de vie de C.elegans et d&#39;étudier les mécanismes sous-jacents.

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Erratum: Measuring Caenorhabditis elegans Life Span in 96 Well Microtiter Plates

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<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Amphotericin B</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Calbiochem</td>
<td>cat# 171375</td>
<td>Also called Fungizone</td>
</tr>
<tr>
<td>FUDR</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma-aldrich</td>
<td>cat# F0503</td>
<td>FUDR is inactivated by heat, thaw in cold water</td>
</tr>
<tr>
<td>Mianserin</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma-aldrich</td>
<td>M2525-250MG</td>
<td>Use as positive control at 50&mu;M final concentration</td>
</tr>
<tr>
<td>Cyproheptadine</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma-aldrich</td>
<td>cat#C6022-MG</td>
<td>Alternative positive control at 10 &mu;M final concentration</td>
</tr>
<tr>
<td>Sealing Tape</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Nunc</td>
<td>cat# 236370</td>
<td>Polyester, non-sterile</td>
</tr>
<tr>
<td>96 well plate</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Falcon</td>
<td>cat# 351172</td>
<td>Non-treated, transparent, sterile individual packaged, polystyrene</td>
</tr>
<tr>
<td>Nunclon flask</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Nunc</td>
<td>cat# 178883</td>
<td>used for large volumes</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

measuring caenorhabditis elegans life span in 96 well microtiter plates

Durée de vie est un processus biologique réglementé par plusieurs voies génétiques. Une stratégie pour étudier la biologie du vieillissement est d&#39;étudier les animaux que les mutations portuaires dans les composants de l&#39;âge réglementaire voies. Si ces mutations perturbent la fonction de la voie de l&#39;âge réglementaire et donc modifier la durée de vie de l&#39;organisme entier, ils fournissent des indications importantes mécanistes 1-3. Une autre stratégie pour étudier la régulation de la durée de vie est d&#39;utiliser de petites molécules pour perturber l&#39;âge réglementaire voies. À ce jour, un certain nombre de molécules sont connues pour prolonger la durée de vie dans des organismes modèles différents et sont utilisés comme outils pour étudier la biologie du vieillissement 4-16. Le nombre de molécules identifiées à ce jour est petite par rapport à la génétique &quot;outils&quot; qui est disponible pour étudier la biologie du vieillissement. Caenorhabditis elegans est un des modèles principe utilisé pour étudier le vieillissement en raison de son excellente et la génétique courte durée de vie de trois semaines. Plus récemment, C. elegans est apparu comme un organisme modèle pour les écrans de phénotype médicament à base 5,7,16-20 raison de sa petite taille et sa capacité à croître dans les plaques de microtitration. Nous présentons ici une analyse pour mesurer la durée de vie C.elegans en plaques de 96 puits de microtitration. Le test a été développé et utilisé avec succès à l&#39;écran les grandes bibliothèques de molécules qui prolongent la durée de vie C.elegans 7. La fiabilité du test a été évalué dans les tests multiples: d&#39;abord, en mesurant la durée de vie des animaux de type sauvage cultivé à différentes températures, en deuxième lieu, en mesurant la durée de vie des mutants avec la durée de vie altérée, le troisième, en mesurant les changements dans la durée de vie en réponse à différentes concentrations de l&#39;mirtazépine antidépresseur. Mirtazépine a déjà été démontré à prolonger la durée de vie de C.elegans 7. Les résultats de ces tests montrent que le dosage est capable de répliquer les résultats précédents des dosages d&#39;autres et est quantitative. Le format de microtitration rend également ce dosage durée de vie compatible avec les systèmes automatisés de manipulation des liquides et permet l&#39;intégration dans les plates-formes automatisées.

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Measuring Caenorhabditis elegans Life Span in 96 Well Microtiter Plates

Dans ce protocole, nous présentons une méthode pour mesurer<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Durée de vie de 96 plaques de microtitration bien.

Mesure Caenorhabditis elegans</emDurée de vie> à 96 plaques de microtitration bien

Lifespan is a biological process regulated by several genetic pathways. One strategy to investigate the biology of aging is to study animals that harbor ...

measuring-caenorhabditis-elegans-life-span-96-well-microtiter

Research

JoVE Journal

Biology

Measuring Caenorhabditis elegans Life Span in 96 Well Microtiter Plates

36.0K vues.  The Scripps Research Institute. Dans ce protocole, nous présentons une méthode pour mesurer Caenorhabditis elegans Durée de vie de 96 plaques de microtitration bien.

Vidéo: Measuring Caenorhabditis elegans Life Span in 96 Well Microtiter Plates

Measuring Caenorhabditis elegans Life Span on Solid Media

Aging is a degenerative process characterized by a progressive deterioration of cellular components and organelles resulting in mortality. The nematode Caenorhabditis elegans has emerged as a principal model used to study the biology of aging. Because virtually every biological subsystem undergoes functional decline with increasing age, life span is the primary endpoint of interest when considering total rate of aging. In nematodes, life span is typically defined as the number of days an animal remains responsive to external stimuli. Nematodes can be propagated either in liquid media or on solid media in plates, and techniques have been developed for measuring life span under both conditions. Here we present a generalized protocol for measuring life span of nematodes maintained on solid nematode growth media and fed a diet of UV-killed bacteria. These procedures can easily be adapted to assay life span under various common conditions, including a diet consisting of live bacteria, dietary restriction, and RNA interference.

Measuring Caenorhabditis elegans Life Span on Solid Media

In this article we present a general protocol for measuring life span of nematodes maintained on solid media with UV-killed bacterial food.

Mesure Caenorhabditis elegans</emDurée de vie> sur des milieux solides

Aging is a degenerative process characterized by a progressive deterioration of cellular components and organelles resulting in mortality. The nematode ...

Recherche

Biologie

Quantifying Yeast Chronological Life Span by Outgrowth of Aged Cells

The budding yeast Saccharomyces cerevisiae has proven to be an important model organism in the field of aging research 1. The replicative and chronological life spans are two established paradigms used to study aging in yeast. Replicative aging is defined as the number of daughter cells a single yeast mother cell produces before senescence; chronological aging is defined by the length of time cells can survive in a non-dividing, quiescence-like state 2. We have developed a high-throughput method for quantitative measurement of chronological life span. This method involves aging the cells in a defined medium under agitation and at constant temperature. At each age-point, a sub-population of cells is removed from the aging culture and inoculated into rich growth medium. A high-resolution growth curve is then obtained for this sub-population of aged cells using a Bioscreen C MBR machine. An algorithm is then applied to determine the relative proportion of viable cells in each sub-population based on the growth kinetics at each age-point. This method requires substantially less time and resources compared to other chronological lifespan assays while maintaining reproducibility and precision. The high-throughput nature of this assay should allow for large-scale genetic and chemical screens to identify novel longevity modifiers for further testing in more complex organisms.

Chronological aging in yeast refers to the loss of cell viability associated with time in stationary phase. Here we describe a high-throughput method for quantitatively determining yeast chronological life span.

Quantifier Life Span levure chronologique par excroissance de cellules âgées

The budding yeast Saccharomyces cerevisiae has proven to be an important model organism in the field of aging research 1. The replicative and ...

Measuring Replicative Life Span in the Budding Yeast

Aging is a degenerative process characterized by a progressive deterioration of cellular components and organelles resulting in mortality. The budding yeast Saccharomyces cerevisiae has been used extensively to study the biology of aging, and several determinants of yeast longevity have been shown to be conserved in multicellular eukaryotes, including worms, flies, and mice 1. Due to the lack of easily quantified age-associated phenotypes, aging in yeast has been assayed almost exclusively by measuring the life span of cells in different contexts, with two different life span paradigms in common usage 2. Chronological life span refers to the length of time that a mother cell can survive in a non-dividing, quiescence-like state, and is proposed to serve as a model for aging of post-mitotic cells in multicellular eukaryotes. Replicative life span, in contrast, refers the number of daughter cells produced by a mother cell prior to senescence, and is thought to provide a model of aging in mitotically active cells. Here we present a generalized protocol for measuring the replicative life span of budding yeast mother cells. The goal of the replicative life span assay is to determine how many times each mother cell buds. The mother and daughter cells can be easily differentiated by an experienced researcher using a standard light microscope (total magnification 160X), such as the Zeiss Axioscope 40 or another comparable model. Physical separation of daughter cells from mother cells is achieved using a manual micromanipulator equipped with a fiber-optic needle. Typical laboratory yeast strains produce 20-30 daughter cells per mother and one life span experiment requires 2-3 weeks.

In this article we present a general protocol for measuring the replicative life span of yeast mother cells.

Mesure Life Span réplicative dans la levure bourgeonnante

Aging is a degenerative process characterized by a progressive deterioration of cellular components and organelles resulting in mortality. The budding ...

Time-lapse Microscopy of Early Embryogenesis in Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans has often been used as a model system in studies of early developmental processes. The transparency of the 
embryos, the genetic resources, and the relative ease of transformation are qualities that make C. elegans an excellent model for early embryogenesis. Laser-based 
confocal microscopy and fluorescently labeled tags allow researchers to follow specific cellular structures and proteins in the developing embryo. For example, 
one can follow specific organelles, such as lysosomes or mitochondria, using fluorescently labeled dyes. These dyes can be delivered to the early embryo by means 
of microinjection into the adult gonad. Also, the localization of specific proteins can be followed using fluorescent protein tags. Examples are presented here 
demonstrating the use of a fluorescent lysosomal dye as well as fluorescently tagged histone and ubiquitin proteins. The labeled histone is used to visualize 
the DNA and thus identify the stage of the cell cycle. GFP-tagged ubiquitin reveals the dynamics of ubiquitinated vesicles in the early embryo. Observations 
of labeled lysosomes and GFP:: ubiquitin can be used to determine if there is colocalization between ubiquitinated vesicles and lysosomes. A technique for 
the microinjection of the lysosomal dye is presented. Techniques for generating transgenenic strains are presented elsewhere (1, 2). For imaging, embryos 
are cut out of adult hermaphrodite nematodes and mounted onto 2% agarose pads followed by time-lapse microscopy on a standard laser scanning confocal 
microscope or a spinning disk confocal microscope. This methodology provides for the high resolution visualization of early embryogenesis.

Time-lapse Microscopy of Early Embryogenesis in Caenorhabditis elegans

This article describes a technique for the visualization of the early events of embryogenesis in the nematode Caenorhabditis elegans.

Time-lapse de microscopie du début de l&#39;embryogenèse dans les Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans has often been used as a model system in studies of early developmental processes.  The transparency of the 
embryos, the genetic ...

Ice-Cap: A Method for Growing Arabidopsis and Tomato Plants in 96-well Plates for High-Throughput Genotyping

It is becoming common for plant scientists to develop projects that require the genotyping of large numbers of plants. The first step in any genotyping project is to collect a tissue sample from each individual plant. The traditional approach to this task is to sample plants one-at-a-time. If one wishes to genotype hundreds or thousands of individuals, however, using this strategy results in a significant bottleneck in the genotyping pipeline. The Ice-Cap method that we describe here provides a high-throughput solution to this challenge by allowing one scientist to collect tissue from several thousand seedlings in a single day 1,2. This level of throughput is made possible by the fact that tissue is harvested from plants 96-at-a-time, rather than one-at-a-time.
The Ice-Cap method provides an integrated platform for performing seedling growth, tissue harvest, and DNA extraction. The basis for Ice-Cap is the growth of seedlings in a stacked pair of 96-well plates. The wells of the upper plate contain plugs of agar growth media on which individual seedlings germinate. The roots grow down through the agar media, exit the upper plate through a hole, and pass into a lower plate containing water. To harvest tissue for DNA extraction, the water in the lower plate containing root tissue is rapidly frozen while the seedlings in the upper plate remain at room temperature. The upper plate is then peeled away from the lower plate, yielding one plate with 96 root tissue samples frozen in ice and one plate with 96 viable seedlings. The technique is named "Ice-Cap" because it uses ice to capture the root tissue. The 96-well plate containing the seedlings can then wrapped in foil and transferred to low temperature. This process suspends further growth of the seedlings, but does not affect their viability. Once genotype analysis has been completed, seedlings with the desired genotype can be transferred from the 96-well plate to soil for further propagation. We have demonstrated the utility of the Ice-Cap method using Arabidopsis thaliana, tomato, and rice seedlings. We expect that the method should also be applicable to other species of plants with seeds small enough to fit into the wells of 96-well plates.

Ice-Cap: A Method for Growing Arabidopsis and Tomato Plants in 96-well Plates for High-Throughput Genotyping

The Ice-Cap method allows one to grow plants in 96-well plates and non-destructively harvest root tissue from each seedling. DNA extracted from this root tissue can be used for genotyping reactions. We have found that Ice-Cap works well for Arabidopsis thaliana, tomato, and rice seedlings.

Ice-Cap: un procédé de croissance Arabidopsis Et plants de tomates dans des plaques à 96 puits pour génotypage à haut débit

It is becoming common for plant scientists to develop projects that require the genotyping of large numbers of plants. The first step in any genotyping ...

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has since been used extensively as a model organism 1. C. elegans possesses key attributes such as simplicity, transparency and short life cycle that have made it a suitable experimental system for fundamental biological studies for many years 2. Discoveries in this nematode have broad implications because many cellular and molecular processes that control animal development are evolutionary conserved 3.
C. elegans life cycle goes through an embryonic stage and four larval stages before animals reach adulthood. Development can take 2 to 4 days depending on the temperature. In each of the stages several characteristic traits can be observed. The knowledge of its complete cell lineage 4,5 together with the deep annotation of its genome turn this nematode into a great model in fields as diverse as the neurobiology 6, aging 7,8, stem cell biology 9 and germ line biology 10. 
An additional feature that makes C. elegans an attractive model to work with is the possibility of obtaining populations of worms synchronized at a specific stage through a relatively easy protocol. The ease of maintaining and propagating this nematode added to the possibility of synchronization provide a powerful tool to obtain large amounts of worms, which can be used for a wide variety of small or high-throughput experiments such as RNAi screens, microarrays, massive sequencing, immunoblot or in situ hybridization, among others. 
Because of its transparency, C. elegans structures can be distinguished under the microscope using Differential Interference Contrast microscopy, also known as Nomarski microscopy. The use of a fluorescent DNA binder, DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole), for instance, can lead to the specific identification and localization of individual cells, as well as subcellular structures/defects associated to them.

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

The easiness of maintaining and propagating the nematode C. elegans make it a nice model organism to work with. The possibility of synchronizing worms allows the work with a significant amount of subjects at the same developmental stage, what facilitates the study of one particular process in many animals.

De base<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Méthodes: Synchronisation et d&#39;observation

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has ...

Using Caenorhabditis elegans as a Model System to Study Protein Homeostasis in a Multicellular Organism

The folding and assembly of proteins is essential for protein function, the long-term health of the cell, and longevity of the organism. Historically, the function and regulation of protein folding was studied in vitro, in isolated tissue culture cells and in unicellular organisms. Recent studies have uncovered links between protein homeostasis (proteostasis), metabolism, development, aging, and temperature-sensing. These findings have led to the development of new tools for monitoring protein folding in the model metazoan organism Caenorhabditis elegans. In our laboratory, we combine behavioral assays, imaging and biochemical approaches using temperature-sensitive or naturally occurring metastable proteins as sensors of the folding environment to monitor protein misfolding. Behavioral assays that are associated with the misfolding of a specific protein provide a simple and powerful readout for protein folding, allowing for the fast screening of genes and conditions that modulate folding. Likewise, such misfolding can be associated with protein mislocalization in the cell. Monitoring protein localization can, therefore, highlight changes in cellular folding capacity occurring in different tissues, at various stages of development and in the face of changing conditions. Finally, using biochemical tools ex vivo, we can directly monitor protein stability and conformation. Thus, by combining behavioral assays, imaging and biochemical techniques, we are able to monitor protein misfolding at the resolution of the organism, the cell, and the protein, respectively.

Using Caenorhabditis elegans as a Model System to Study Protein Homeostasis in a Multicellular Organism

To study the relationship between protein homeostasis, stress and aging, we monitored changes in protein folding by following protein dysfunction, protein localization in the cell and protein stability at the organismal, cellular and protein levels, using the genetically tractable metazoan Caenorhabditis elegans as a model system.

The folding and assembly of proteins is essential for protein function, the long-term health of the cell, and longevity of the organism. Historically, the ...

Measuring Oxidative Stress Resistance of Caenorhabditis elegans in 96-well Microtiter Plates

Oxidative stress, which is the result of an imbalance between production and detoxification of reactive oxygen species, is a major contributor to chronic human disorders, including cardiovascular and neurodegenerative diseases, diabetes, aging, and cancer. Therefore, it is important to study oxidative stress not only in cell systems but also using whole organisms. C. elegans is an attractive model organism to study the genetics of oxidative stress signal transduction pathways, which are highly evolutionarily conserved.
Here, we provide a protocol to measure oxidative stress resistance in C. elegans in liquid. Briefly, ROS-inducing reagents such as paraquat (PQ) and H2O2 are dissolved in M9 buffer, and solutions are aliquoted in the wells of a 96 well microtiter plate. Synchronized L4/young adult C. elegans animals are transferred to the wells (5-8 animals/well) and survival is measured every hour until most worms are dead. When performing an oxidative stress resistance assay using a low concentration of stressors in plates, aging might influence the behavior of animals upon oxidative stress, which could lead to an incorrect interpretation of the data. However, in the assay described herein, this problem is unlikely to occur since only L4/young adult animals are being used. Moreover, this protocol is inexpensive and results are obtained in one day, which renders this technique attractive for genetic screens. Overall, this will help to understand oxidative stress signal transduction pathways, which could be translated into better characterization of oxidative stress-associated human disorders.

Measuring Oxidative Stress Resistance of Caenorhabditis elegans in 96-well Microtiter Plates

C. elegans is an attractive model organism to study signal transduction pathways involved in oxidative stress resistance. Here we provide a protocol to measure oxidative stress resistance of C. elegans animals in liquid phase, using several oxidizing agents in 96 well plates.

Mesurer le stress oxydatif Résistance<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; En 96 plaques de microtitration bien

Oxidative stress, which is the result of an imbalance between production and detoxification of reactive oxygen species, is a major contributor to chronic ...

Measuring RAN Peptide Toxicity in C. elegans

C. elegans is commonly used to model age-related neurodegenerative diseases caused by repeat expansion mutations, such as Amyotrophic Lateral Sclerosis (ALS) and Huntington&#8217;s disease. Recently, repeat expansion-containing RNA was shown to be the substrate for a novel type of protein translation called repeat-associated non-AUG-dependent (RAN) translation. Unlike canonical translation, RAN translation does not require a start codon and only occurs when repeats exceed a threshold length. Because there is no start codon to determine the reading frame, RAN translation occurs in all reading frames from both sense and antisense RNA templates that contain a repeat expansion sequence. Therefore, RAN translation expands the number of possible disease-associated toxic peptides from one to six. Thus far, RAN translation has been documented in eight different repeat expansion-based neurodegenerative and neuromuscular diseases. In each case, deciphering which RAN products are toxic, as well as their mechanisms of toxicity, is a critical step towards understanding how these peptides contribute to disease pathophysiology. In this paper, we present strategies to measure the toxicity of RAN peptides in the model system C. elegans. First, we describe procedures for measuring RAN peptide toxicity on the growth and motility of developing C. elegans. Second, we detail an assay for measuring postdevelopmental, age-dependent effects of RAN peptides on motility. Finally, we describe a neurotoxicity assay for evaluating the effects of RAN peptides on neuron morphology. These assays provide a broad assessment of RAN peptide toxicity and may be useful for performing large-scale genetic or small molecule screens to identify disease mechanisms or therapies.

Measuring RAN Peptide Toxicity in C. elegans

Repeat-associated non-ATG-dependent translational products are emerging pathogenic features of several repeat expansion-based diseases. The goal of the protocol described is to evaluate toxicity caused by these peptides using behavioral and cellular assays in the model system C. elegans.

Mesurer RAN Peptide Toxicity à C. elegans

C. elegans is commonly used to model age-related neurodegenerative diseases caused by repeat expansion mutations, such as Amyotrophic Lateral Sclerosis ...

Using Caenorhabditis elegans to Screen for Tissue-Specific Chaperone Interactions

Correct folding and assembly of proteins and protein complexes are essential for cellular function. Cells employ quality control pathways that correct, sequester or eliminate damaged proteins to maintain a healthy proteome, thus ensuring cellular proteostasis and preventing further protein damage. Because of redundant functions within the proteostasis network, screening for detectable phenotypes using knockdown or mutations in chaperone-encoding genes in the multicellular organism Caenorhabditis elegans results in the detection of minor or no phenotypes in most cases. We have developed a targeted screening strategy to identify chaperones required for a specific function and thus bridge the gap between phenotype and function. Specifically, we monitor novel chaperone interactions using RNAi synthetic interaction screens, knocking-down chaperone expression, one chaperone at a time, in animals carrying a mutation in a chaperone-encoding gene or over-expressing a chaperone of interest. By disrupting two chaperones that individually present no gross phenotype, we can identify chaperones that aggravate or expose a specific phenotype when both perturbed. We demonstrate that this approach can identify specific sets of chaperones that function together to modulate the folding of a protein or protein complexes associated with a given phenotype.

Using Caenorhabditis elegans to Screen for Tissue-Specific Chaperone Interactions

To study chaperone-chaperone and chaperone-substrate interactions, we perform synthetic interaction screens in Caenorhabditis elegans using RNA interference in combination with mild mutations or over-expression of chaperones and monitor tissue-specific protein dysfunction at the organismal level.

Utilisation de Caenorhabditis elegans pour dépister les interactions tissulaires spécifiques des chaperons

Correct folding and assembly of proteins and protein complexes are essential for cellular function. Cells employ quality control pathways that correct, ...

Mesure Caenorhabditis elegans à 96 plaques de microtitration bien