1. Préparation à l&#39;autopsie <ol><li> Des éléments importants de tout examen post-mortem brut (autopsie) sont les antécédents de l&#39;animal et la description des résultats. </li><li> Un pathologiste vétérinaire lire vos diapositives histopathologiques peuvent ne pas avoir vu l&#39;animal et compte sur vous pour les renseignements généraux. </li><li> Décrivez exactement ce que vous voyez devant vous euthanasier l&#39;animal. Par exemple, &quot;souris femelle; l&#39;un des cinq dans la cage; C57BL/6N, tête inclinée vers la droite&quot; ou &quot;rat brun de sexe masculin; souche inconnue; animaux se gratte, il ya perte de cheveux par endroits sur le dos, près de la queue et tête ». </li><li> Utilisez claires, explicites, langage objectif. Les modificateurs tels que &quot;mild&quot;, &quot;modérée&quot; et &quot;sévère&quot; peut être utile si les seuils entre les niveaux sont clairement délimitées. Décrivant les choses en termes d&#39;objets alimentaires ou le ménage n&#39;est généralement pas recommandée. </li><li> Peser et mesurer les animaux, les résultats, ou des organes est souvent utile. Une &quot;grande rate&quot; pour vous pourrait être une rate normale à un autre observateur. Dire que la rate des mesures 3cm x 1.5cm fournit des informations plus objectives. </li><li> Photodocumentation peut être précieuse. </li><li> Respectez tous pertinents sur la santé au travail et les équipements de protection nécessaires pour travailler avec des animaux vivants, les carcasses potentiellement infectieux, ou des produits chimiques tels que le formol. </li></ol> 2. Lieu autopsie et l&#39;examen de brut cœur, les poumons, le foie, les reins et la rate <ol><li> Rassembler les fournitures nécessaires avant l&#39;euthanasie de l&#39;animal. Au minimum, cela devrait inclure une planche à dissection ou surface de travail similaires, pinces, ciseaux, des étiquettes pour les conteneurs, fixateur, et tout média ou des tubes de prélèvement / cups qui peuvent potentiellement être nécessaire. </li><li> Évaluer brièvement l&#39;état, le comportement, et le mouvement de l&#39;animal. Observer et enregistrer les modèles de respiration (par exemple, rapide, superficielle) ainsi que la capacité ambulatoire et la démarche (par exemple, en boitant, encerclant, tremblements). </li><li> Euthanasier l&#39;animal selon des procédures standard de votre établissement, toujours en respectant les directives de l&#39;AVMA. </li><li> Évaluer l&#39;état corporel de l&#39;animal pour des anomalies peau et du pelage, l&#39;amaigrissement, ou de déshydratation. Prenez note de toutes les manipulations artificielles, les implants ou de cicatrice chirurgicale. </li><li> Examinez tous les orifices externes (oreilles, yeux, nez, l&#39;anus, les orifices génitaux, et la cavité buccale). L&#39;utilisation d&#39;un microscope à dissection est recommandé pour une observation plus attentive. </li><li> Posez la souris euthanasiés ou une carcasse de rat en décubitus dorsal sur une planche de dissection propre ou surface de travail similaires. </li><li> Avec des ciseaux, inciser la peau sur toute la longueur de la ventrale de l&#39;anus vers le menton, ce qui reflète la peau et inciser la paroi abdominale, exposant les viscères abdominaux, des glandes salivaires et préputiales / clitoridiennes, et les ganglions lymphatiques cervicaux et axillaires. Couper la cage thoracique afin d&#39;exposer et d&#39;examiner les viscères thoraciques en faisant deux coupes latéralement jusqu&#39;à chaque côté de la cage thoracique, puis un travers, dans le haut du sternum, d&#39;ouvrir un espace assez large pour examiner tous les lobes du poumon. </li><li> Examiner l&#39;aspect de la structure musculo-squelettiques. </li><li> Évaluer tous les organes pour les anomalies. Trouver et identifier précisément le cœur et les poumons dans la cavité thoracique. Trouver et identifier précisément le foie, les reins et la rate dans la cavité abdominale. Notez tout changement de couleur, des différences de taille, et des organes manquants ou mislocated. Notez la cohérence des surfaces, tout tissu supplémentaire (par exemple, des masses), des poches de liquide, ou la présence de liquide dans les cavités abdominales / thoraciques. </li><li> Observez le tractus gastro-intestinal pour le contenu, ou le manque de contenu, en accordant une attention particulière pour les murs épais, des masses, et / ou d&#39;hémorragie. Inciser les reins (gauche-section longitudinale, droite-coupe, sur la ligne médiane, mais hors centre) avec une lame de scalpel ou un rasoir pour vérifier le parenchyme de toute anomalie. Vérifiez le mésentère des ganglions lymphatiques et / ou des masses. </li><li> Examiner le système génito-urinaire, à la recherche d&#39;obstructions, des poches de liquide, une hémorragie ou d&#39;autres anomalies. </li></ol> 3. Collecte de post-mortem du cœur, le foie, les reins et la rate pour l&#39;histopathologie <ol><li> Rassemblez de taille appropriée, contenant étiqueté (s) rempli d&#39;une quantité appropriée de 10% du formol tamponné neutre (FBN). Ajustez la quantité de FBN 10% afin d&#39;obtenir un ratio de 20:1 de fixateur pour les tissus. </li><li> Placez la souris ou le rat des carcasses en décubitus dorsal sur une planche de dissection propre ou surface de travail similaires, et exposer le tissu d&#39;intérêt. </li><li> Retirez le tissu de la carcasse à l&#39;aide de pinces et ciseaux. </li><li> Les tissus doivent être étroitement parées pour retirer la graisse et les tissus conjonctifs inutiles. Les tissus doivent être propres de sang; une utilisation normale (ou physiologique) salin) pour rincer si nécessaire. Ne jamais utiliser d&#39;eau distillée ou du robinet pour rincer les tissus. </li><li> Placez le tissu dans le récipient de la FBN 10%. </li></ol><ol><li> Rassemblez de taille appropriée, contenant étiqueté (s) rempli avec une quantité appropriée de la FBN 10%. Ajuster le montant de la FBN 10% afin d&#39;obtenir un ratio de 20:1 de fixateur pour les tissus. </li><li> Placez la souris ou le rat des carcasses en décubitus dorsal sur une planche de dissection propre ou surface de travail similaires. </li><li> Exposer la trachée, du coeur et les poumons. </li><li> Avec des ciseaux et des pinces à enlever la peau et du muscle sus-jacentes dans les régions ventrales thoraciques et cervicales. </li><li> En utilisant des ciseaux et des pinces, enlever la cage thoracique exposant le cœur et les poumons en faisant deux coupes latéralement jusqu&#39;à chaque côté de la cage thoracique, puis un à travers près de la clavicule pour ouvrir un espace assez large pour examiner tous les lobes du poumon. </li><li> Coupez les muscles du cou s&#39;étendant du sternum et des côtes à la mâchoire, y compris celles recouvrant la trachée. </li><li> Insérez des ciseaux sous le bord antérieur de la cage thoracique et de faire deux coupes, un de chaque côté, de supprimer la section de l&#39;os recouvrant la trachée. </li><li> Saisir la trachée près de la mâchoire avec une pince et couper complètement à travers la trachée avec des ciseaux placés au-dessus de la pince </li><li> Tirez doucement vers le haut la trachée à l&#39;aide de la pince, coupant les connexions tissus ventraux avec des ciseaux jusqu&#39;à ce que l&#39;ensemble des tissus thoraciques (trachée, des poumons et du cœur, ce qui est parfois appelé le &quot;plumer&quot;) a été éliminé de l&#39;organisme. </li><li> Poser les poumons à plat sur la surface de travail. </li><li> Vaguement attachez un morceau de matériel de suture ou de la ficelle de cuisine autour de la trachée, en prenant soin de ne pas serrer. </li><li> Remplir une seringue avec fixateur et fixer une aiguille qui est assez petit pour entrer dans la trachée. Pour les souris, une seringue de 1ml ou 3ml avec une aiguille de calibre 26 qui fonctionne bien. Pour les rats, une seringue 5ml avec une seringue de calibre 18 qui fonctionne bien. </li><li> Insérez l&#39;aiguille dans l&#39;ouverture de la trachée et l&#39;utilisation de pinces pour tenir la trachée entourant l&#39;aiguille. Commencez lentement remplir les poumons avec fixateur. </li><li> Remplir les poumons jusqu&#39;au complètement gonflé. Ne pas sur-ou SOUS-GONFLER. Le montant de fixateur nécessaire pour gonfler complètement les poumons varie selon l&#39;âge, la souche, et la santé de l&#39;animal. <ol><li> Un sur-gonflage est détecté par le liquide s&#39;infiltre et le moussage du tissu pulmonaire. </li><li> Un sous-gonflage est détecté par les poumons apparaissant à plat et pas plein dans tous les domaines. </li></ol></li><li> Retirez l&#39;aiguille de la trachée. </li><li> Serrer le matériel de suture ou une chaîne autour de la trachée pour empêcher le retour du fixateur hors des poumons. </li><li> Placez les poumons gonflés en utilisant un fixateur fixatif approximative 20:01 ratio de tissus. </li></ol> 5. Collecte de post-mortem du cerveau <ol><li> Rassemblez de taille appropriée, contenant étiqueté (s) rempli avec une quantité appropriée de la FBN 10%. Ajuster le montant de la FBN 10% afin d&#39;obtenir un ratio de 20:1 de fixateur pour les tissus. </li><li> Placez la souris euthanasiés ou une carcasse de rat en décubitus ventral sur une planche de dissection propre ou surface de travail similaires. </li><li> Avec des ciseaux et des pinces, retirer la peau et le muscle recouvrant la voûte crânienne. </li><li> Avec des ciseaux retirer complètement la tête de la carcasse. </li><li> L&#39;utilisation de petits ciseaux insérer la lame de fond dans le trou occipital, l&#39;ouverture où le crâne s&#39;ouvre dans le canal rachidien, et en gardant conseils ciseaux pointé vers le haut, commencer à couper directement et à travers la ligne médiane de la calvaria. </li><li> En utilisant des pinces, renvoient les deux moitiés de la calvaria exposer le cerveau. 1. Lorsque c&#39;est possible, placer le cerveau exposé dans fixateur tout en restant dans le crâne. Cela permettra au tissu devient ferme avant l&#39;enlèvement du crâne, si cela est nécessaire. Pathologistes Beaucoup préfèrent que les articles sont coupés dans le cerveau tout en restant dans le crâne. </li><li> Retourner doucement le crâne afin que la gravité aidera le tissu à tomber du crâne. </li><li> En utilisant des pinces courbes, glissez soigneusement la pince le long du bord externe du cerveau et sous le cerveau à partir de lobes olfactifs, se déplaçant sous le cerveau et vers le cervelet. Pincer doucement à la pince tout le tissu conjonctif ou des nerfs qui inhibent le cerveau de tomber du crâne. </li><li> Placez le cerveau en utilisant un fixateur approximative 20:01 ratio de tissus pour fixateur. </li></ol> 6. La collecte de l&#39;autopsie des ganglions mésentériques (MLN) <ol><li> Collecte de tissus pour analyse par PCR devrait être fait en utilisant une technique aseptique. Flamme stérilisé, autoclavés ou instruments stérilisés équivalente devrait être utilisée. </li><li> Assemblez stériles tubes Eppendorf et ciseaux stériles et une pince. </li><li> Placez la souris euthanasiés ou une carcasse de rat en décubitus dorsal sur une planche de dissection propre ou surface de travail similaires. </li><li> Avec des ciseaux stérilisés et pince inciser la paroi ventrale abdominale de la zone génitale à la base de la cage thoracique, Enlever la peau et les muscles et en exposant les intestins. </li><li> Le MLN sont situés dans la cavité abdominale dans le tissu mésentérique long du côlon, juste à côté du caecum. </li><li> Pour localiser le MLN, d&#39;abord localiser le caecum qui est la grande, la section des virgules en forme de l&#39;intestin. Le côlon s&#39;étend du caecum et il peut souvent être identifiées par la présence de pelotes fécales. Le MLN sont situés dans le mésentère le long du côlon adjacent au caecum. Il peut être identifié comme un jaune, petite bosse ovoïde ou sphérique de tissu dans le tissu mésentérique blanc et est souvent légèrement plus épais et plus ferme dans la texture que le mésentère entoure et de graisse. Utilisez les manuels d&#39;anatomie comme nécessaires pour l&#39;orientation. </li><li> En utilisant une technique aseptique et des instruments stériles retirer du MLN et le placer dans un tube Eppendorf étiqueté avec des informations d&#39;identification. </li></ol> 7. La collecte des aspirations des voies respiratoires post-mortem <ol><li> Assemblez les fournitures nécessaires - pipette stérile, ciseaux stériles et des solutions stériles d&#39;être rincé par les voies respiratoires, et une planche propre dissection ou surface de travail similaires. </li><li> Posez la souris euthanasiés ou une carcasse de rat en décubitus dorsal sur la planche de dissection. </li><li> Pour aspiration bronchique chez le rat, l&#39;accès des voies respiratoires en passant par la trachée. Pour aspirer nasales chez les rats, l&#39;accès soit à travers la trachée ou par le méat du nasopharynx. Pour des aspirations bronchiques et nasales chez la souris, l&#39;accès des voies respiratoires par le méat du nasopharynx. </li><li> Si aspirats nasaux et bronchiques sont nécessaires, effectuer les aspiration bronchique premier. Effectuer aspiration nasale à l&#39;aide d&#39;une pipette stérile neuve. </li><li> L&#39;accès trachéale (méthode recommandée pour les rats): <ol><li> Refléter la peau loin de la zone cervicale pour exposer les tissus sous-cutanés. </li><li> Retirez les glandes salivaires et la musculature cervicale pour exposer la trachée. </li><li> Utiliser des instruments stériles, inciser la trachée afin de permettre l&#39;accès à la lumière. Maintenir l&#39;asepsie long de la collecte (Passez à l&#39;étape 7.7). </li></ol></li><li> L&#39;accès méat du nasopharynx (nasales aspirer et aspiration bronchique, méthode recommandée pour les souris à cause de la petite taille de la trachée): <ol><li> Cette procédure peut être effectuée à la fois pour l&#39;aspiration nasale et aspiration bronchique. </li><li> Utiliser la flamme stérilisé ou autoclavé instruments, couper les temporo-mandibulaire (mâchoire) commune et reflètent la mandibule loin du maxillaire, exposant le méat du nasopharynx. Maintenir l&#39;asepsie long de la collecte (Passez à l&#39;étape 7.7). </li></ol></li><li> Tirage d&#39;environ 1 ml de liquide de prélèvement dans une pipette stérile. Cela peut être une solution saline normale, tampon phosphate salin, ou bouillon trypticase soja. (Passez à l&#39;étape 7.8 ou 7.9, selon le aspirez vous collectez.) </li><li> Aspiration bronchique: 1. Aseptiquement insérez pipette dans lumière trachéale, dirigé caudalement, et injecter lentement le liquide de prélèvement dans les bronches et les poumons. Retirer du liquide de prélèvement à partir des bronches et des poumons dans la pipette et retirer la pipette de la trachée. Pas tous du fluide sera de retour dans la pipette. Répéter si plus fluide est nécessaire pour les tests. </li><li> Nasale aspiration: <ol><li> Aseptiquement insérez pipette dans le méat du nasopharynx (souris) ou lumière trachéale (rats), dirigé crânialement, et injecter lentement le liquide de prélèvement dans la cavité nasale. </li><li> Assurez-vous que la cavité nasale est atteint par le contact de la bouche du nez avec la pointe de la pipette, ou par l&#39;observation des fluides forcée dans la cavité, considérée comme formant ménisques à l&#39;orifice nasal (narines) ou comme fluide visible à travers le palais translucides orale. Fluide ne doit pas être vu sortant par la bouche. Si oui, de réorienter la pipette. </li><li> Retirer le liquide d&#39;échantillonnage de la cavité nasale dans la pipette et retirer la pipette du méat ou de la trachée. </li></ol></li><li> Transférer de façon aseptique échantillon médias appropriés ou conteneur pour les tests. </li></ol> 8. Les résultats représentatifs <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig1.jpg" alt="Figure 1" /> Figure 1. Abdominale et les organes thoraciques chez la souris. Ces organes sont généralement visibles lorsque l&#39;animal est d&#39;abord ouvert (aucun des organes ont été déplacés pour exposer d&#39;autres organes également présent dans la cavité abdominale). A) le thymus, b) le cœur, c) les poumons, d) le diaphragme, e) du foie , f) l&#39;intestin grêle, g) de la vessie caecum, h). <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig2.jpg" alt="Figure 2" /> Figure 2. Abdominale et les organes rétropéritonéaux chez la souris. Si les intestins et le foie sont soulevés et déplacés (ou enlevés), ces organes can être vu. foie) (pour référence), b) les intestins (pour référence), c) l&#39;estomac, d) la rate, e) les reins, f) côlon descendant, g) utérus. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig3.jpg" alt="Figure 3" /> Figure 3. Les organes reproducteurs mâles. Ceux-ci peuvent être plus importants dans les grandes, les mâles sexuellement matures. Une vésicules) séminales et les glandes coagulantes, b) la vessie urinaire testicule (poussé dans la cavité abdominale du scrotum à travers les anneaux inguinaux, qui restent ouvertes chez les souris et les rats), c), d) les glandes préputiales, e) épididyme. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig4.jpg" alt="Figure 4" /> Figure 4. Les organes de reproduction. A) l&#39;utérus non gravides (souris et rats ont un utérus bicorne) b) l&#39;ovaire, enterré dans un tampon de l&#39;ovaire graisse, c) de la vessie, d) les glandes clitoridiennes (analogue aux glandes préputiales masculins) .

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	<li>AVMA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> AVMA Guidelines on Euthanasia. , (2007).</li><li>Feldman, D. B., Seely, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Necropsy Guide: Rodents and the rabbit. , (1988).</li><li>King, J. M., Dodd, D. C., Roth, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Necropsy Book. , (2006).</li><li>Kittel, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+2.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 2. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 413-431 (2004).</li><li>Komarek, V., Fox, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+1.">Chapter 1.</a> The Mouse in Biomedical Research. , 1-22 (2007).</li><li>Morawietz, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+3.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 3. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 433-449 (2004).</li><li>Popesko, P., Raijtov&#225;, V., Hor&#225;k, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Colour Atlas of Anatomy of Small Laboratory Animals. 2, 91-106 (2002).</li><li>Ruehl-Fehlert, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--part+1.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--part 1.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 91-106 (2003).</li></ol>

Les auteurs sont tous des employés de la Charles River laboratoire de diagnostic des rongeurs de laboratoire, où ces services sont offerts commercialement.

La collecte des données à la fin de l&#39;étude peut exiger un examen post-mortem des animaux. Décrivent bien ce qui est vu et n&#39;oubliez pas d&#39;examiner tous les tissus. Ces procédures sont principalement conçus pour optimiser l&#39;autopsie et de collecte de l&#39;échantillon pour la surveillance des maladies infectieuses, mais la plupart sont facilement adaptés aux enquêtes ont porté sur les incidents suspects de maladie ou d&#39;épidémies dans laquelle peut-être seulement un sous-ensemble des proc...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nom du réactif </th><th> Société </th><th> Le numéro de catalogue </th><th> Commentaires </th></tr><tr><td> Planche à découper </td><td> Thermo Electron Corp Cat # 36114 </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Petits ciseaux </td><td> Roboz </td><td> RS-5910, G204 </td><td> Lames de 23mm, 3,5 &quot;de longueur, droites </td></tr><tr><td> Ciseaux Medium </td><td> Roboz </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Gros ciseaux </td><td> Roboz </td><td> RS-6826, G65 &quot; </td><td> 6.25 &quot; </td></tr><tr><td> Pince-courbée </td><td> Roboz </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4.5 &quot;, dentelé, légère courbe </td></tr><tr><td> Pince-Microdissecting </td><td> Roboz </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson (Ewald) </td></tr><tr><td> Pince-Tissue forceps </td><td> Roboz </td><td> RS - 8160 </td><td> Dent de rat </td></tr><tr><td> Flamme stérilisateur </td><td> Oxford Produits Labware </td><td> Bacti-Cinerator # 5889-001007 </td><td></td></tr><tr><td> Scalpel </td><td> Diagnostic du cancer, Inc </td><td> Scalpels Finger # 60, Cat # FS0060 </td><td></td></tr><tr><td> Pipettes </td><td> VWR </td><td> Pipette Pasteur 5 3 / 4 &quot;, Cat # 14672-400 </td><td></td></tr><tr><td> Sacs à autoclave </td><td> Manufacturing Company correcte </td><td> Sac Papier stérilisateur Cat # 021002 Pochettes (3100923) E09110 </td><td> Pour pipettes Pasteur </td></tr><tr><td> Ampoule pipette </td><td> VWR </td><td> Cat # 56310-240 </td><td></td></tr><tr><td> Tubes Eppendorf </td><td> Sarstedt </td><td> 2mL microtube Safeseal, Réf # 72,695 </td><td></td></tr><tr><td> Tubes Eppendorf </td><td> Argos </td><td> Cat microtube 5mL # T20765-C </td><td></td></tr><tr><td> Seringue </td><td> De BD (Beckton Dickinson) </td><td> 1ml-309602-3 ml 300910 309603 5ml-Cat # 309604 10mL 20mL Cat # 309661 </td><td></td></tr><tr><td> Aiguilles </td><td> BD </td><td> 26G-18G-309625 305195 </td><td></td></tr><tr><td> Formol tamponné neutre </td><td> VWR </td><td> FBN 20L 10%, Cat # 16004-128 </td><td></td></tr><tr><td> Saline </td><td> ThermoScientific </td><td> Buffered Saline de la Banque de sang, Cat # 23-309-178 </td><td></td></tr><tr><td> Bouillon de trypticase soja </td><td> Becton Dickinson </td><td> TSB: déshydratées, Cat # 211825 </td><td></td></tr><tr><td> Tampon phosphate salin </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> HA Tampon, Cat # P3813-10PAK </td><td></td></tr><tr><td> Tasses formol </td><td> VWR </td><td> Cat 4 onces # 36318-852 8 onces Cat # 36318-860 16 onces Cat # 36318-858 </td><td></td></tr><tr><td> Grande tasse de formol </td><td> Produits Oakridge </td><td> Cat contenant 32 onces # 0432-1100 </td><td></td></tr><tr><td> Extra grande tasse de formol </td><td> VWR </td><td> Multipurpose PEHD contenant 160 onces Cat # 89038-282 </td><td></td></tr><tr><td> Matériel de suture </td><td> Henry Schein </td><td> Suture tressée de soie chirurgicale, Réf # 100-5000, M766750 </td><td> Pour l&#39;inflation des poumons de souris </td></tr><tr><td> Ficelle </td><td> Staples </td><td> Cat # QUA-46173 </td><td> Pour l&#39;inflation poumon chez le rat </td></tr></tbody></table>

diagnostic necropsy and selected tissue and sample collection in rats and mice

Il ya différents types d&#39;échantillons multiples qui peuvent être recueillies à partir d&#39;un animal euthanasié en vue d&#39;aider à diagnostiquer ou de découvrir des agents infectieux dans une colonie d&#39;animaux. Le ramassage des tissus pour le traitement histologique supplémentaires peuvent influer sur la qualité des résultats des tests. Cet article décrit le comportement d&#39;un examen de base brut, y compris l&#39;identification de coeur, le foie, les poumons, les reins et la rate, ainsi que la manière de collecter ces organes. Par ailleurs quatre des techniques plus difficiles la collecte de tissus / échantillon sont démontrés. La collecte et la perfusion du poumon peut être particulièrement difficile car le tissu doit être bien gonflés avec un fixatif pour que l&#39;intérieur du tissu à fixer correctement et approfondie pour permettre l&#39;évaluation histologique. Cet article montre étape par étape pour supprimer la technique du poumon et le gonfler avec fixateur afin d&#39;obtenir une fixation optimale du tissu dans les 24 heures. La collecte du cerveau peut être également difficile car le tissu est doux et facilement endommagée. Cet article montre étape par étape la technique d&#39;exposer et de retirer le cerveau du crâne avec des dommages minimaux aux tissus. Les ganglions mésentériques est un type bon échantillon dans lequel de nombreuses communes de détecter les agents infectieux comme les virus entériques persister plus longtemps dans les ganglions lymphatiques que ce qu&#39;ils sont excrétés dans les selles. Cet article démontre l&#39;procédure étape par étape pour localiser et retirer aseptiquement le ganglion mésentérique. Enfin, l&#39;identification des agents infectieux des voies respiratoires peut être effectuée par culture bactérienne ou des tests PCR de nasale et / ou bronchique fluides aspirats prélevés à l&#39;autopsie. Cette procédure décrit l&#39;obtention et la préparation de l&#39;échantillon d&#39;aspiration des voies respiratoires pour la culture bactérienne et tests de PCR.

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Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice

Cet article décrit les procédures permettant d&#39;effectuer un examen post-mortem de base d&#39;une souris ou un rat, et la collecte des organes de base, ainsi que plusieurs types d&#39;échantillons difficiles à partir de l&#39;évaluation histologique, microbiologique et la PCR.

Autopsie de diagnostic et de certains tissus et de collecte des échantillons dans les rats et les souris

There are multiple sample types that may be collected from a euthanized animal in order to help diagnose or discover infectious agents in an animal ...

diagnostic-necropsy-selected-tissue-sample-collection-rats

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Biology

74.0K vues.  Charles River. Cet article décrit les procédures permettant d'effectuer un examen post-mortem de base d'une souris ou un rat, et la collecte des organes de base, ainsi que plusieurs types d'échantillons difficiles à partir de l'évaluation histologique, microbiologique et la PCR.

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Using Micro-Electro-Mechanical Systems (MEMS) to Develop Diagnostic Tools

Using Micro-Electro-Mechanical Systems MEMS to Develop Diagnostic Tools

Utiliser Micro-Electro-Mechanical Systems (MEMS) pour développer des outils diagnostiques

Recherche

Biologie

Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats

Being able to safely and effectively restrain mice and rats is an important part of conducting research. Working confidently and humanely with mice and rats requires a basic competency in handling and restraint methods. This article will present the basic principles required to safely handle animals. One-handed, two-handed, and restraint with specially designed restraint objects will be illustrated. Often, another part of the research or testing use of animals is the effective administration of compounds to mice and rats. Although there are a large number of possible administration routes (limited only by the size and organs of the animal), most are not used regularly in research. This video will illustrate several of the more common routes, including intravenous, intramuscular, subcutaneous, and oral gavage. The goal of this article is to expose a viewer unfamiliar with these techniques to basic restraint and substance administration routes. This video does not replace required hands-on training at your facility, but is meant to augment and supplement that training.

Working safely and humanely with research rodents requires a core competency in handling and restraint methods. This article will present the basic principles required to safely handle and effectively administer compounds to mice and rats.

Manuel de retenue et communes voies d&#39;administration composés chez la souris et le rat

Being able to safely and effectively restrain mice and rats is an important part of conducting research.  Working confidently and humanely with mice and ...

Germ Cell Transplantation and Testis Tissue Xenografting in Mice

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies showed that microinjection of germ cells from fertile donor mice into the seminiferous tubules of infertile recipient mice results in donor-derived spermatogenesis and sperm production by the recipient animal2. The use of donor males carrying the bacterial &beta;-galactosidase gene allowed identification of donor-derived spermatogenesis and transmission of the donor haplotype to the offspring by recipient animals1. Surprisingly, after transplantation into the lumen of the seminiferous tubules, transplanted germ cells were able to move from the luminal compartment to the basement membrane where spermatogonia are located3. It is generally accepted that only SSCs are able to colonize the niche and re-establish spermatogenesis in the recipient testis. Therefore, germ cell transplantation provides a functional approach to study the stem cell niche in the testis and to characterize putative spermatogonial stem cells. To date, germ cell transplantation is used to elucidate basic stem cell biology, to produce transgenic animals through genetic manipulation of germ cells prior to transplantation4,5, to study Sertoli cell-germ cell interaction6,7, SSC homing and colonization3,8, as well as SSC self-renewal and differentiation9,10.
Germ cell transplantation is also feasible in large species11. In these, the main applications are preservation of fertility, dissemination of elite genetics in animal populations, and generation of transgenic animals as the study of spermatogenesis and SSC biology with this technique is logistically more difficult and expensive than in rodents. Transplantation of germ cells from large species into the seminiferous tubules of mice results in colonization of donor cells and spermatogonial expansion, but not in their full differentiation presumably due to incompatibility of the recipient somatic cell compartment with the germ cells from phylogenetically distant species12. An alternative approach is transplantation of germ cells from large species together with their surrounding somatic compartment. We first reported in 2002, that small fragments of testis tissue from immature males transplanted under the dorsal skin of immunodeficient mice are able to survive and undergo full development with the production of fertilization competent sperm13. Since then testis tissue xenografting has been shown to be successful in many species and emerged as a valuable alternative to study testis development and spermatogenesis of large animals in mice14.

Protocols for germ cell transplantation and testis tissue xenografting are described. Germ cell transplantation results in donor-derived spermatogenesis in recipient testes and represents a functional reconstitution assay for identification of spermatogonial stem cells (SSCs). Testis tissue xenografting reproduces testis development and spermatogenesis of various donor species in recipient mice.

Transplantation des cellules germinales et de tissus testiculaire xénogreffe chez la souris

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies ...

Ovariectomy and 17&beta;-estradiol Replacement in Rats and Mice: A Visual Demonstration

Estrogens are a family of female sexual hormones with an exceptionally wide spectrum of effects. When rats and mice are used in estrogen research they are commonly ovariectomized in order to ablate the rapidly cycling hormone production, replacing the 17&beta;-estradiol exogenously. There is, however, lack of consensus regarding how the hormone should be administered to obtain physiological serum concentrations. This is crucial since the 17&beta;-estradiol level/administration method profoundly influences the experimental results1-3. We have in a series of studies characterized the different modes of 17&beta;-estradiol administration, finding that subcutaneous silastic capsules and per-oral nut-cream Nutella are superior to commercially available slow-release pellets (produced by the company Innovative Research of America) and daily injections in terms of producing physiological serum concentrations of 17&beta;-estradiol4-6. Amongst the advantages of the nut-cream method, that previously has been used for buprenorphine administration7, is that when used for estrogen administration it resembles peroral hormone replacement therapy and is non-invasive. The subcutaneous silastic capsules are convenient and produce the most stable serum concentrations. This video article contains step-by-step demonstrations of ovariectomy and 17&beta;-estradiol hormone replacement by silastic capsules and peroral Nutella in rats and mice, followed by a discussion of important aspects of the administration procedures.

Ovariectomy and 17&amp;#946;-estradiol Replacement in Rats and Mice: A Visual Demonstration

Ovariectomy and subsequent replacement of 17&beta;-estradiol by means of silastic capsules and peroral Nutella are demonstrated in rats and mice.

Remplacement ovariectomie et 17β-estradiol chez les rats et les souris: une démonstration visuelle

Estrogens are a family of female sexual hormones with an exceptionally wide spectrum of effects. When rats and mice are used in estrogen research they are ...

Proteomic Sample Preparation from Formalin Fixed and Paraffin Embedded Tissue

Preserved clinical material is a unique source for proteomic investigation of human disorders. Here we describe an optimized protocol allowing large scale quantitative analysis of formalin fixed and paraffin embedded (FFPE) tissue. The procedure comprises four distinct steps. The first one is the preparation of sections from the FFPE material and microdissection of cells of interest. In the second step the isolated cells are lysed and processed using 'filter aided sample preparation' (FASP) technique. In this step, proteins are depleted from reagents used for the sample lysis and are digested in two-steps using endoproteinase LysC and trypsin. 
After each digestion, the peptides are collected in separate fractions and their content is determined using a highly sensitive fluorescence measurement. Finally, the peptides are fractionated on 'pipette-tip' microcolumns. The LysC-peptides are separated into 4 fractions whereas the tryptic peptides are separated into 2 fractions. In this way prepared samples allow analysis of proteomes from minute amounts of material to a depth of 10,000 proteins. Thus, the described workflow is a powerful technique for studying diseases in a system-wide-fashion as well as for identification of potential biomarkers and drug targets.

Archival formalin fixed and paraffin embedded (FFPE) clinical samples are valuable material for investigation of diseases. Here we demonstrate a sample preparation workflow allowing in-depth proteomic analysis of microdissected FFPE tissue.

Protéomique Préparation de l&#39;échantillon de formol et inclus en paraffine fixe tissus

Preserved clinical material is a unique source for proteomic investigation of human disorders. Here we describe an optimized protocol allowing large scale ...

Milk Collection Methods for Mice and Reeves' Muntjac Deer

Animal models are commonly used throughout research laboratories to accomplish what would normally be considered impractical in a pathogen&#8217;s native host. Milk collection from animals allows scientists the opportunity to study many aspects of reproduction including vertical transmission, passive immunity, mammary gland biology, and lactation. Obtaining adequate volumes of milk for these studies is a challenging task, especially from small animal models. Here we illustrate an inexpensive and facile method for milk collection in mice and Reeves&#8217; muntjac deer that does not require specialized equipment or extensive training. This particular method requires two researchers: one to express the milk and to stabilize the animal, and one to collect the milk in an appropriate container from either a Muntjac or mouse model. The mouse model also requires the use of a P-200 pipetman and corresponding pipette tips. While this method is low cost and relatively easy to perform, researchers should be advised that anesthetizing the animal is required for optimal milk collection.

Milk Collection Methods for Mice and Reeves&#039; Muntjac Deer

Milk collection from animal models facilitates various research avenues: understanding passive immunity, identifying pathogens responsible for vertical transmission and, through the use of transgenic mice, even commercial production of proteins found in human breast milk. Here we illustrate a simple method for milk collection in mice and Reeves&#8217; muntjac deer.

Méthodes de collecte de lait pour souris et Muntjac cerfs de Reeves

Animal models are commonly used throughout research laboratories to accomplish what would normally be considered impractical in a pathogen&#8217;s native ...

Dissection of the Auditory Bulla in Postnatal Mice: Isolation of the Middle Ear Bones and Histological Analysis

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called the auditory bulla houses the ossicles, whereas the auditory capsule encloses the inner ear, namely the cochlea and semicircular canals. Murine ossicles are essential for hearing and thus of great interest to researchers in the field of otolaryngology, but their metabolism, development, and evolution are highly relevant to other fields. Altered bone metabolism can affect hearing function in adult mice, and various gene-deficient mice show changes in morphogenesis of auditory ossicles in utero. Although murine auditory ossicles are tiny, their manipulation is feasible if one understands their anatomical orientation and 3D structure. Here, we describe how to dissect the auditory bulla and capsule of postnatal mice and then isolate individual ossicles by removing part of the bulla. We also discuss how to embed the bulla and capsule in different orientations to generate paraffin or frozen sections suitable for preparation of longitudinal, horizontal, or frontal sections of the malleus. Finally, we enumerate anatomical differences between mouse and human auditory ossicles. These methods would be useful in analyzing pathological, developmental and evolutionary aspects of auditory ossicles and the middle ear in mice.

We present a protocol to isolate the auditory bulla, capsule, and ossicles from postnatal mice for whole mount and histological analysis.

Dissection de l&#39;Auditory Bulla chez les souris postnatale: Isolation des os de l&#39;oreille moyenne et l&#39;analyse histologique

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called ...

Cystometric and External Urethral Sphincter Measurements in Awake Rats with Implanted Catheter and Electrodes Allowing for Repeated Measurements

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually performed as terminal analysis under urethane anesthesia. It is well known that anesthetic drugs can influence bladder function. Hence, the aim of this technique is to perform cystometric measurements of the urinary bladder and external urethral sphincter in lightly restrained awake rats. For this purpose, a bladder catheter is implanted into the bladder dome. Subsequently, two electrodes are implanted bilateral to the external urethral sphincter and a ground electrode is sutured to a non-responsive skeletal muscle. The bladder catheter and the three electrodes are finally tunneled subcutaneously to the neck region and affixed to a harness. With this technique, the lower urinary tract can be measured at multiple time points in the same animal to assess lower urinary tract function. The main application of this technique is the follow-up of simultaneous urinary bladder and external urethral sphincter function in awake healthy rats and after induction of a disease or injury. Moreover, subsequent lower urinary tract monitoring can be performed during evaluation of the disease/injury and to monitor treatment efficacy.

This protocol first describes the surgical procedure of the permanent implantation of a urinary bladder catheter combined with external urethral sphincter electrodes, and second, the measurement of the function of the urinary bladder and external urethral sphincter in implanted awake animals.

Mesures de Sphincter urétral cystométriques et externe chez le rat éveillé avec cathéter implanté et électrodes permettant des mesures répétées

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually ...

Determination of Reproductive Competence by Confirming Pubertal Onset and Performing a Fertility Assay in Mice and Rats

Assessment of reproductive competence is critical for understanding the impact of a treatment or genetic manipulation on the reproductive axis, also termed the hypothalamic-pituitary-gonadal axis. The reproductive axis is a key integrator of environmental and internal input adapting fertility to favorable conditions for reproduction. Prior to embarking upon a fertility study in mice and rats, sexual maturity is evaluated to exclude the possibility that the observed reproductive phenotypes are caused by delayed or absent pubertal onset. This protocol describes a non-invasive approach to assess pubertal onset in males through the determination of preputial separation, and in females through vaginal opening and first estrus. After the confirmation of the completion of puberty and the achievement of sexual maturity, a fertility study can be initiated. The procedure describes the optimal breeding conditions for mice and rats, how to set up a fertility study, and what parameters to evaluate and determine if the treatment or gene deletion has an impact on fertility.

Many treatments and genetic mutations impact the timing of sexual maturity and fertility. This protocol describes a non-invasive method to evaluate pubertal onset in mice and rats prior to setting up a fertility study in sexually mature animals.

Détermination de la compétence reproduction en confirmant début pubertaire et effectuer un test de fertilité chez des Rats et des souris

Assessment of reproductive competence is critical for understanding the impact of a treatment or genetic manipulation on the reproductive axis, also ...

Tissue Collection of Bats for -Omics Analyses and Primary Cell Culture

As high-throughput sequencing technologies advance, standardized methods for high quality tissue acquisition and preservation allow for the extension of these methods to non-model organisms. A series of protocols to optimize tissue collection from bats has been developed for a series of high-throughput sequencing approaches. Outlined here are protocols for the capture of bats, desired demographics to be collected for each bat, and optimized methods to minimize stress on a bat during tissue collection. Specifically outlined are methods for collecting and treating tissue to obtain (i) DNA for high molecular weight genomic analyses, (ii) RNA for tissue-specific transcriptomes, and (iii) proteins for proteomic-level analyses. Lastly, also outlined is a method to avoid lethal sampling by creating viable primary cell cultures from wing clips. A central motivation of these methods is to maximize the amount of potential molecular and morphological data for each bat and suggest optimal ways to preserve tissues so they retain their value as new methods develop in the future. This standardization has become particularly important as initiatives to sequence chromosome-level, error-free genomes of species across the world have emerged, in which multiple scientific parties are spearheading the sequencing of different taxonomic groups. The protocols outlined herein define the ideal tissue collection and tissue preservation methods for Bat1K, the consortium that is sequencing the genomes of every species of bat.

This is a protocol for the optimal tissue preparation for genomic, transcriptomic, and proteomic analyses of bats caught in the wild. It includes protocols for bat capture and dissection, tissue preservation, and cell culturing of bat tissue.

Collection de tissus de chauves-souris pour -Analyses d'omics et culture cellulaire primaire

As high-throughput sequencing technologies advance, standardized methods for high quality tissue acquisition and preservation allow for the extension of ...