1. L&#39;examen Endoparasite (tableau 1) 1. Test du ruban périanale (voir aussi l&#39;article 5; elles sont généralement réalisées au même moment) <ol><li> Retirer une longueur de clair, pas dépoli, du ruban adhésif à partir d&#39;un distributeur. Bande doit être suffisamment long pour manipuler par un bout, sans toucher au milieu (environ 5 cm). Il peut être plus facile de passer plusieurs longueurs en une seule fois, de les attacher à la lisière d&#39;une surface de travail propre et en utilisant au besoin. </li><li> Soulever une souris de sa cage et placer sur le couvercle de la cage, en le tenant par la queue. Effectuez cette action dans une hotte à flux laminaire ou enceinte de sécurité biologique si l&#39;état de santé de l&#39;animal l&#39;exige. </li><li> Retiens la souris par la queue, en soulevant ses pattes arrière de la cage. Saisir l&#39;extrémité du ruban entre le pouce et l&#39;index, puis appliquez le milieu de la bande fermement pour le périnée de la souris, y compris les temps de plusieurs région périanale. Les cheveux doivent être vus pour être adhérent à la bande pour que le test soit considéré comme un succès. </li><li> Placez le dos de la souris dans la cage. </li><li> Déposer une goutte d&#39;huile minérale sur une lame de verre propre étiquette, appliquer le ruban à la diapositive, puis une autre goutte d&#39;huile minérale. Couvrir avec une lamelle de verre. </li><li> Lire la lame de microscope en utilisant les objectifs 10x et 40x sur un microscope optique. Le test du ruban périanale est préférable de détecter les œufs Syphacia, bien que les oeufs du parasite d&#39;autres sont parfois trouvés. </li></ol> 2. Flottaison fécale <ol><li> Assemblez solution de flottation, un flacon à fond plat (flacon de pilule ou de dispositif de flottaison fécale comme Ovatector), boîte de Pétri, lamelle, lame de microscope, et l&#39;applicateur / bâtons remuant. Solution de flottaison, comme Fecasol, devraient avoir un poids spécifique de 1.20 à 1.30 et peut être fabriqué à partir de divers sels de sodium, de sucre, de sulfate de zinc, ou achetés dans le commerce. (Tableau 2) </li><li> Recueillir 2-5 pelotes fécales de la cage ou frais de l&#39;animal (s) dans la chambre de flottaison. Si les selles sont extrêmement sèches, soit en raison de l&#39;âge ou les espèces produisant les matières fécales, l&#39;humidification des matières fécales avec 500 pi de solution saline à 0,9% peut être bénéfique. </li><li> Placer le flacon dans la boîte de Pétri pour protéger la surface de travail d&#39;un débordement de selles dissoutes. Ajouter un petit volume de milieu de flottaison et de la purée et mélangez soigneusement. Pas de gros morceaux de matériau doit rester. Continuer à ajouter du milieu de flottaison jusqu&#39;à une forme du ménisque au-dessus du bord du flacon. </li><li> Placer la lamelle sur le ménisque et incuber à température ambiante pendant 15 minutes. Œufs de parasites et certains oocystes de protozoaires se hisser au sommet et à adhérer à la lamelle. </li><li> Après incubation, ascenseur et inverser la lamelle. Placer la lamelle sur une lame de microscope en verre. </li><li> Examinez la lame en utilisant les objectifs 10x et 40x sous un microscope optique. </li><li> Bien que de faible technicité et facile à exécuter, en général, cette technique n&#39;est pas recommandée pour les souris ou les rats. En règle générale, il est plus approprié pour les animaux qui produisent un plus grand volume de matières fécales. </li></ol> 3. Concentration fécale et centrifugation <ol><li> Assemblez solution de flottation, tube de centrifugeuse, lamelle, lame de microscope, et l&#39;applicateur / bâtons remuant et bouchons tube. Solution de flottation doit avoir une densité de 1.18 à 1.30 et peut être fabriqué à partir de divers sels de sodium, de sucre, de sulfate de zinc, ou achetés dans le commerce. (Tableau 2) </li><li> Recueillir 20-10 pelotes fécales de la cage ou frais de l&#39;animal (s) dans un tube de collecte. Si les selles sont extrêmement sèches, soit en raison de l&#39;âge ou les espèces produisant les matières fécales, l&#39;humidification des matières fécales avec 500 pi de 0,9% saline ou avec la solution de flottation vous utilisez peut être bénéfique. </li><li> Mélanger l&#39;échantillon dans une solution de flottation appropriées dans un tube à centrifuger en verre. Une agitation mécanique avec une Vortexer peut être utilisé pour mélanger les échantillons. Si un Vortexer est utilisé, douilles amortisseurs doivent être placés sur les sommets du tube pour éviter les déversements et la contamination croisée. En routine, les échantillons sont préparés dans du sulfate de 1,18 gravité de zinc spécifiques, cependant d&#39;autres solutions peuvent être utilisées en plus (dans un tube préparation séparée) ou en substitution. </li><li> Ajouter la solution de flottation supplémentaires pour chaque tube pour former un ménisque légèrement positive sur chaque tube. Appliquer une lamelle de plastique pour chaque tube, et de s&#39;assurer que plein contact avec la lèvre du tube est fait. Placer le tube (s) dans la centrifugeuse. </li><li> Centrifuger à environ 616-760 RCF pendant 10 minutes. Si lamelles sont perdus ou cassés pendant le processus de centrifugation, une lamelle de nouvelles peut être placé sur le tube d&#39;échantillon et le tube peut être doucement incliné de telle sorte que le ménisque touche la lamelle nouvelle. Pas de centrifugation supplémentaire n&#39;est nécessaire. </li><li> Retirer le couvercle de glissement du tube à centrifuger et placer sur une étiquette, lame de verre de microscope propre. Si des solutions multiples de centrifugation ont été utilisées pour évaluer un échantillon fécal, deux lamelles peuvent être placés sur la même lame. </li><li> Colorer les diapositives avec de l&#39;iode. Cela permet d&#39;el&#39;identification Asier de kystes. </li><li> Examinez la lame en utilisant les objectifs 10x et 40x sur un microscope optique. </li></ol> 4. L&#39;examen direct des intestins pour les helminthes et les protozoaires <ol><li> Placez la souris euthanasiés ou une carcasse de rat en décubitus dorsal sur une planche de dissection propre ou surface de travail similaires. </li><li> En utilisant des pinces, soulever la paroi abdominale à la région génitale. Avec des ciseaux, soigneusement inciser la paroi ventrale abdominale de la zone génitale à la base de la cage thoracique enlever la peau et les muscles et en exposant les intestins. Enlever l&#39;intestin, en commençant par le duodénum (le segment de l&#39;intestin le début à la sortie de l&#39;estomac) et de continuer à le côlon descendant (le segment de l&#39;intestin qui se termine à l&#39;anus et contient généralement les matières fécales formées). </li><li> Les intestins dans un plat de 100 ml de Pétri. Recueillir une partie du caecum et du duodénum de l&#39;animal euthanasié et les placer sur une planche de dissection. Inciser chaque segment intestinal longueur d&#39;exposer la muqueuse. </li><li> Avec des ciseaux, couper les intestins restantes en petites sections. Ajouter suffisamment d&#39;eau du robinet pour le plat à peine immerger le tissu prélevé. </li><li> Incuber le mélange de l&#39;échantillon à 35-40 ° C dans un four de laboratoire ou un incubateur pour un minimum de 10 minutes. Ce va libérer et exposer les helminthes luminal. Bien que l&#39;échantillon est en incubation, effectuer les étapes suivantes. </li><li> Placez deux gouttes de solution saline à 0,9% côté à côte sur une seule diapositive étiquetés, pour permettre la préparation des échantillons provenant de deux segments de l&#39;intestin (duodénum et le caecum). </li><li> Chaleur et froid stérilisent une anse ou équivalent. </li><li> Grattez la muqueuse du duodénum et le lieu des raclures sur le côté gauche de la diapositive (côté le plus proche du bord dépoli). </li><li> Grattez la muqueuse du cæcum et le lieu des raclures de sur le côté droit de la diapositive. </li><li> Haut les raclures d&#39;une lamelle. Examinez diapositives préparés en utilisant l&#39;objectif 40x sous un microscope à contraste de phase); agrandissement augmentera nécessaires à l&#39;identification. Si les parasites sont détectés, identifier basée sur la morphologie. </li><li> Le contenu plat sera prêt pour examen par ce point. Examinez le contenu plat sous un microscope à dissection. Utiliser une sonde ou un bâton applicateur comme nécessaire pour déplacer le contenu dans le plat pour compléter un examen approfondi. Si les oxyures sont présents, ils apparaissent comme de petites, blanches, des cheveux comme des vers. Si les ténias sont présents, ils apparaissent comme segmenté, vers plats (plus grand que l&#39;oxyurose filiformes). </li><li> Si les helminthes sont détectés ou suspectés, de recueillir l&#39;échantillon en utilisant une petite paire de pinces. </li><li> Placer le spécimen sur une étiquette, lame de verre propre dans une goutte d&#39;huile de paraffine ou minérale et placer une lamelle sur le dessus de l&#39;éprouvette. Examinez la lame en utilisant les objectifs 10x et 40x sur un microscope optique. </li></ol> 2. L&#39;examen des ectoparasites (tableau 3) 5. Fourrure examen pour arracher les ectoparasites (test de bande) <ol><li> Retirer une longueur de clair, pas dépoli, du ruban adhésif à partir d&#39;un distributeur. Bande doit être suffisamment long pour manipuler par un bout, sans toucher au milieu (environ 5 cm). Il peut être plus facile de passer plusieurs longueurs en une seule fois, de les attacher à la lisière d&#39;une surface de travail propre et en utilisant au besoin. </li><li> Soulever une souris ou un rat de sa cage et placer sur le couvercle de la cage, en le tenant par la queue. Effectuez cette action dans une hotte à flux laminaire ou enceinte de sécurité biologique si l&#39;état de santé de l&#39;animal l&#39;exige. </li><li> Retiens la souris ou le rat. Saisir la fourrure avec pinces hémostatiques et doucement arracher la fourrure de la zone scapulaire de la souris, région cervicale ventrale, région axillaire, la région inguinale, et la croupe dorsale. Placer la fourrure sur la bande. Les cheveux doivent être vus pour être adhérent à la bande pour que le test soit considéré comme un succès. Placez la souris ou le rat de retour dans sa cage. </li><li> Déposer une goutte d&#39;huile minérale sur une lame de verre propre étiquette, appliquer le ruban, puis une autre goutte d&#39;huile minérale. Couvrir avec une lamelle de verre. </li><li> Lire la lame de microscope en utilisant les objectifs 10x et 40x sous un microscope optique. </li><li> Cet examen est le meilleur pour la détection de fourrure tels que les acariens Radfordia, Myobia et Myocoptes. </li></ol> 6. Grattez la peau <ol><li> Assembler les matériaux suivants: les animaux à tester, l&#39;huile minérale, lame de microscope, lamelle, un scalpel, et des ciseaux. Si ce test est à effectuer sur les animaux vivants, ils doivent être anesthésiés avant de commencer. </li><li> Exemple de la face dorsale près de la base de la queue et la région temporale de la tête. Alternativement, des lésions cutanées et / ou d&#39;autres sites peuvent être grattées. </li><li> Profondément gratter la peau avec la lame de bistouri dans la direction opposée de la croissance des cheveux, à éroder l&#39;épiderme. Tailler les poils avant de gratter peut améliorer la sensibilité de dépistage en réduisant l&#39;obstruction visuelle (excès de poils) sur lediapositive. </li><li> Déposer une goutte d&#39;huile sur la diapositive. Appliquez l&#39;échantillon à la goutte d&#39;huile en essuyant la lame (avec l&#39;échantillon ci-joint) sur la surface de la lame. Ajouter l&#39;huile supplémentaire à la diapositive, si nécessaire, et garnir avec une lamelle. </li><li> Lire la lame de microscope en utilisant les objectifs 10x et 40x sous un microscope optique. </li><li> Le gratter la peau est généralement utilisé pour détecter Demodex (et champignons dermatophytes). </li></ol> 7. L&#39;examen direct du pelage <ol><li> Placez la souris ou du rat euthanasié sur la scène d&#39;un microscope à dissection. </li><li> Examiner les poils de la fourrure à environ 10X en utilisant un bâton applicateur ou d&#39;un instrument semblable à une partie des cheveux et d&#39;observer la base de la tige du cheveu. </li><li> Examinez la région crânienne, entre les yeux et les pennes, entre les pennes, entre les omoplates, sous la mâchoire, et les régions inguinale et axillaire. Sinon, toute la carcasse peut être examiné. </li><li> Collecter toutes les ectoparasites ou de matériel suspect vu en utilisant une petite paire de pinces. Ectoparasites peut souvent ressembler à des pellicules ou une accumulation de cire jaune à la base d&#39;un cheveu ou directement sur la peau. </li><li> Placer le spécimen sur une lame de verre propre dans une goutte d&#39;huile de paraffine ou minérale et placer une lamelle sur le dessus de l&#39;éprouvette. Examinez la lame en utilisant les objectifs 10x et 40x sous un microscope optique. </li></ol> 3. Les résultats représentatifs: Voir les fichiers joints d&#39;identifier les parasites suivants: (Remarque: ces procédures permettra de détecter les œufs, helminthes, kystes ou présents dans les selles ou sur la peau et la fourrure; seuls quelques-uns d&#39;entre eux sont énumérés ci-dessous) Endoparasites: <table border="0"><tbody><tr><td> Syphacia muris (œuf, ver) </td><td> Chilomastix bettencourti </td></tr><tr><td> Syphacia obvelata (œuf, ver) </td><td> Hexamastix muris </td></tr><tr><td> Aspiculuris tetraptera (œuf, ver) </td><td> Retortamonas sp. </td></tr><tr><td> Rodentolepis nana (œuf, ver) </td><td> Giardia spp. </td></tr><tr><td> Tritrichomonas muris </td><td> Spironucleus muris </td></tr><tr><td> Entamoeba muris </td><td></td></tr></tbody></table> Ectoparasites: <table border="0"><tbody><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radfordia affinis </td></tr><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radforida ensifera </td></tr><tr><td> Myobia musculi </td><td></td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td>&nbsp;</td><td> Test de bande </td><td> Flottaison fécale </td><td> FCC </td><td> Examen direct 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Les protozoaires </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> + + + / Na 2 </td></tr><tr><td> Métazoaires </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Oxyure </td><td> + / - 3 </td><td> + / - 4 </td><td> + 4 </td><td> + + + </td><td> + + + </td></tr><tr><td> Ténia 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Ascaris Autre 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Cette méthode requiert l&#39;euthanasie de l&#39;animal. 2. Il n&#39;ya pas de méthodes de détection par PCR actuellement disponibles pour tous les protozoaires. 3. Cette méthode est plus appropriée pour détecter Syphacia spp. 4. Cette méthode sera plus facile de détecter Aspiculuris, et moins susceptibles de détecter Syphacia. 5. Ténias et ascaris autres que les oxyures sont très rares chez les souris et les rats de laboratoire modernes. Tableau 1. Classe de endoparasite et la méthode de détection approprié. Certaines méthodes nécessitent l&#39;euthanasie de l&#39;animal. NA indique méthode n&#39;est pas actuellement disponible pour ces parasites + indique l&#39;aptitude de la méthode pour la détection du parasite en question, et -. Indique que la méthode n&#39;est pas recommandée pour ce parasite. <table border="1"><tbody><tr><td> Solution </td><td> Gravité spécifique </td><td> Ingrédients par 1L H 2 O </td></tr><tr><td> Le chlorure de sodium </td><td> 1,20 </td><td> 311 g de chlorure de sodium </td></tr><tr><td> Le nitrate de sodium </td><td> 1,20 </td><td> 338 g de nitrate de sodium </td></tr><tr><td> Le nitrate de sodium </td><td> 1,30 </td><td> 616 g de nitrate de sodium </td></tr><tr><td> Sucre </td><td> 1,20 </td><td> 1170 g de saccharose 1 </td></tr><tr><td> Sheather de sucre </td><td> 01/27 au 01/30 </td><td> 1563 g de saccharose 1 </td></tr><tr><td> Le sulfate de zinc </td><td> 1,18 </td><td> 493 g de sulfate de zinc </td></tr></tbody></table> 1. Ces solutions nécessitent une réfrigération ou de l&#39;addition de 9 ml de phénol comme conservateur. Tableau 2. Solutions de flottation fécale (de Smith et al.) <table border="1"><tbody><tr><td></td><td> Fourrure arracher (test de bande) </td><td> 1 gratter la peau </td><td> Examen direct 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Poux </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Acariens </td><td> + </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 3 </td></tr><tr><td> Puces 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Tiques 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Cette méthode nécessite une anesthésie si elle doit être effectuée sur un animal vivant. 2. Cette méthode requiert l&#39;euthanasie de l&#39;animal. 3. Il n&#39;ya pas de méthodes de détection par PCR actuellement disponibles pour toutes les espèces d&#39;acariens. 4. Puces et les tiques sont extrêmement rares dans des installations modernes aux animaux de laboratoire. Tableau 3. Classe des ectoparasites et la méthode de détection approprié. Certaines méthodes nécessitent l&#39;euthanasie de l&#39;animal, et d&#39;autres méthodes d&#39;anesthésie, il faudra les exécuter dans les animaux vivants. NA indique méthode n&#39;est pas actuellement disponible pour ces parasites. NA indique méthode n&#39;est pas actuellement disponible pour ces parasites + indique l&#39;aptitude de la méthode pour la détection du parasite en question, et -. Indique que la méthode n&#39;est pas recommandée pour ce parasite.

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	<li>Baker, D. G., Fox, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+23.">Chapter 23.</a> The Mouse in Biomedical Research: Diseases. Diseases Vol. 2, (2007).</li><li>Baker, D. G., Baker, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+11.">Chapter 11.</a> Flynn's Parasites of Laboratory Animals. , 303-398 (2007).</li><li>Owen, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Parasites of Laboratory Animals. 12, (1992).</li><li>Pritchett, K. R., Fox, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+22.">Chapter 22.</a> The Mouse in Biomedical Research: Diseases. Diseases Vol. 2, (2007).</li><li>Smith, P. H., Wiles, S. E., Malone, J. B., Monahan, C. M., Baker, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+1.">Chapter 1.</a> Flynn's Parasites of Laboratory Animals. , 1-13 (2007).</li><li>Wasson, K., Fox, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+21.">Chapter 21.</a> The Mouse in Biomedical Research: Diseases. Vol. 2, 517-550 (2007).</li></ol>

Les auteurs sont tous des employés de Charles River, un fournisseur de tests de diagnostic et des réactifs, y compris les tests décrits ci-dessus.

Lorsque vous travaillez dans un laboratoire, la sécurité doit toujours être un sujet de préoccupation. N&#39;oubliez pas de porter un équipement de protection lorsque vous travaillez avec des animaux et à nettoyer votre poste de travail avec un désinfectant avant et après. Ces méthodes sont principalement conçus pour trouver tous les parasites des rongeurs de laboratoire dans les endroits examinés, à savoir, ils peuvent détecter exotiques ou excessivement parasites rares ainsi que les oxyures plus communs et les acariens de la fourrure. Bien qu&#39;ils soient également applicables à d&#39;autres espèces, les rongeurs sauvages peuvent avoir des parasites supplémentaires dans des endroits tels que le foie, le cerveau et le tissu sous-cutané, non évalués par les méthodes ci-dessus.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Société </td><td> Le numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> Planche à découper </td><td> Thermo Electron Corp </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Petits ciseaux </td><td> Roboz </td><td> RS-5910, G204 </td><td> Lames de 23mm, 3,5 &quot;de longueur, droites </td></tr><tr><td> Ciseaux Medium </td><td> Roboz </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Pince-courbée </td><td> Roboz </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4.5 &quot;, dentelé, légère courbe </td></tr><tr><td> Pince-Microdissecting </td><td> Roboz </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson (Ewald) </td></tr><tr><td> Pince-Tissue forceps </td><td> Roboz </td><td> RS-8160 </td><td> Dent de rat </td></tr><tr><td> Métal sonde </td><td> VWR </td><td> Cat # 25778-000 </td><td></td></tr><tr><td> Hémostatiques </td><td> Vantage </td><td> V97-48 </td><td></td></tr><tr><td> Bâtonnets applicateurs </td><td> Puritain </td><td> Applicateurs 6po, Réf # 807 </td><td></td></tr><tr><td> Microscope à dissection </td><td> Olympus </td><td> SZ51, Schott, ACE1 </td><td></td></tr><tr><td> Boîte de Petri </td><td> VWR </td><td> 100mm, Cat # 3401PDNL </td><td></td></tr><tr><td> Lamelles </td><td> VWR </td><td> Couvercle en verre Micro, Cat # 48366-067 </td><td></td></tr><tr><td> Diapositives </td><td> VWR </td><td> Microscope VistaVision diapositives Cat # 16004-368 </td><td></td></tr><tr><td> Inoculation en boucle </td><td> VWR </td><td> Cat # 50815-040 </td><td></td></tr><tr><td> Microscope à lumière </td><td> Olympus </td><td> Modèle # BX41TF </td><td></td></tr><tr><td> Four de laboratoire </td><td> Quincy Lab Inc </td><td> Four Lab Model 10 </td><td></td></tr><tr><td> Centrifugeuse </td><td> Beckman Coulter </td><td> Allegra X-12R </td><td></td></tr><tr><td> Vortexer </td><td> VWR </td><td> Mini-Vortexer </td><td></td></tr><tr><td> Le tube d&#39;essai </td><td> Kimble Chase- </td><td> Tube de 15 ml centrifugeuse jetables, Cat # 73790-15 </td><td></td></tr><tr><td> Lamelles </td><td> VWR </td><td> Plastique lamelles de microscope, 22mm, Cat # 48376-049 </td><td></td></tr><tr><td> Blanc bouchons </td><td> VWR </td><td> Cat # 60869-089 </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;iode </td><td> Rowley biochimiques Institut </td><td> Cat # SO-364 </td><td></td></tr><tr><td> Le sulfate de zinc </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> Cat # 1000917519, Z4750-500G </td><td></td></tr><tr><td> Saccharose </td><td> Produits chimiques Mallinckrodt </td><td> Cat # 8360-06 </td><td></td></tr><tr><td> Phénol </td><td> EMD </td><td> Cat # PX0510-1 </td><td></td></tr><tr><td> Ruban adhésif en cellophane </td><td> Staples </td><td> Ruban adhésif invisible, Cat # 504712 </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;huile minérale </td><td> Mallickrodt </td><td> Cat # 6358 </td><td></td></tr></tbody></table>

diagnosis of ecto- and endoparasites in laboratory rats and mice

Les parasites internes et externes demeurent une préoccupation importante dans les installations de rongeurs de laboratoire et des installations de recherche de nombreux ports de certains animaux parasités. Avant d&#39;entreprendre un examen des animaux contre les parasites, deux choses doivent être envisagées. Un: quelle utilisation sera faite des informations recueillies, et deux: le test qui est la plus appropriée. Sachant que les animaux sont parasités peut être quelque chose que l&#39;établissement accepte, mais il est souvent nécessaire de traiter les animaux et ensuite de déterminer l&#39;efficacité du traitement. Les parasites peuvent être détectés chez des animaux par le biais de diverses techniques, y compris les échantillons prélevés sur des animaux vivants ou euthanasiés. Historiquement, les tests avec la plus grande sensibilité de diagnostic nécessaires l&#39;euthanasie de l&#39;animal, bien que la PCR a permis à haute sensibilité des tests pour plusieurs types de parasites. Cet article montre des procédures pour la détection des endo-et ectoparasites chez les souris et les rats. Les mêmes procédures sont applicables à d&#39;autres rongeurs, bien que les espèces de parasites trouvés seront différents.

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Diagnosis of Ecto- and Endoparasites in Laboratory Rats and Mice

Cet article décrit les diverses procédures de dépistage pour les rats et les souris pour détecter l&#39;endo-ou ectoparasites. Plusieurs tests diagnostiques seront démontrés, tant celles qui conviennent pour une utilisation sur les animaux vivants et ceux qui sont utilisés après l&#39;euthanasie de l&#39;animal. Photographies d&#39;aide à l&#39;identification des parasites chez le rat et la souris seront inclus.

Diagnostic de l&#39;ecto-et endoparasites chez les rats et les souris de laboratoire

Internal and external parasites remain a significant concern in laboratory rodent facilities, and many research facilities harbor some parasitized ...

diagnosis-of-ecto-and-endoparasites-in-laboratory-rats-and-mice

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

41.0K vues.  Charles River. Cet article décrit les diverses procédures de dépistage pour les rats et les souris pour détecter l'endo-ou ectoparasites. Plusieurs tests diagnostiques seront démontrés, tant celles qui conviennent pour une utilisation sur les animaux vivants et ceux qui sont utilisés après l'euthanasie de l'animal. Photographies d'aide à l'identification des parasites chez le rat et la souris seront inclus.

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Orthotopic Hind-Limb Transplantation in Rats

Composite tissue allotransplantation (CTA) now represents a valid therapeutic option after the loss of a hand, forearm or digits and has become a novel therapeutic entity in reconstructive surgery. However, long term high-dose multi-drug immunosuppressive therapy is required to ensure graft survival, bearing the risk of serious side effects which halters broader application. Further progression in this field may depend on better understanding of basic immunology and ischemia reperfusion injury in composite tissue grafts.
To date, orthotopic hind limb transplantation in rats has been the preferred rodent model for reconstructive transplantation (RT), however, it is an extremely demanding procedure that requires extraordinary microsurgical skills for reattachment of vasculature, bones, muscles and nerves.
We have introduced the vascular cuff anastomosis technique to this model, providing a rapid and reliable approach to rat hind limb transplantation. This technique simplifies and shortens the surgical procedure and enables surgeons with basic microsurgical experience to successfully perform the operation with high survival and low complication rates. The technique seems to be well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury (IRI) studies.

Here we describe the orthotopic rat hind-limb transplantation procedure, which seems to be the gold standard in vivo model for composite tissue allotransplantation research.

Hind-Limb orthotopique transplantation chez le rat

Composite tissue allotransplantation (CTA) now represents a valid therapeutic option after the loss of a hand, forearm or digits and has become a novel ...

Recherche

Immunologie et infection

Genotypic Inference of HIV-1 Tropism Using Population-based Sequencing of V3

Background: Prior to receiving a drug from CCR5-antagonist class in HIV therapy, a patient must undergo an HIV tropism test to confirm that his or her viral population uses the CCR5 coreceptor for cellular entry, and not an alternative coreceptor. One approach to tropism testing is to examine the sequence of the V3 region of the HIV envelope, which interacts with the coreceptor.
Methods: Viral RNA is extracted from blood plasma. The V3 region is amplified in triplicate with nested reverse transcriptase-PCR. The amplifications are then sequenced and analyzed using the software, RE_Call. Sequences are then submitted to a bioinformatic algorithm such as geno2pheno to infer viral tropism from the V3 region. Sequences are inferred to be non-R5 if their geno2pheno false positive rate falls below 5.75%. If any one of the three sequences from a sample is inferred to be non-R5, the patient is unlikely to respond to a CCR5-antagonist.

HIV tropism can be inferred from the V3 region of the viral envelope. V3 is PCR amplified in triplicate using nested RT-PCR, sequenced, and interpreted using bioinformatic software. Samples with with 1 or more sequence(s) with low g2P scores are classified as non-R5 virus.

Inférence génotypique de tropisme du VIH-1 en utilisant la population basée séquençage du V3

Background: Prior to receiving a drug from CCR5-antagonist class in HIV therapy, a patient must undergo an HIV tropism test to confirm that his or her ...

Basophil Activation Test for Investigation of IgE-Mediated Mechanisms in Drug Hypersensitivity

Hypersensitivity reactions against non-steroidal anti-inflammatory drugs (NSAIDs) like propyphenazone (PP) and diclofenac (DF) can manifest as Type I-like allergic reactions 1. In clinical practice, diagnosis of drug hypersensitivity is mainly performed by patient history, as skin testing is not reliable and oral provocation testing bears life-threatening risks for the patient 2. Hence, evidence for an underlying IgE-mediated pathomechanism is hard to obtain. 
Here, we present an in vitro method based on the use of human basophils derived from drug-hypersensitive patients that mimics the allergic effector reaction in vivo. As basophils of drug-allergic patients carry IgE molecules specific for the culprit drug, they become activated upon IgE receptor crosslinking and release allergic effector molecules. The activation of basophils can be monitored by the determination of the upregulation of CD63 surface expression using flow cytometry 3. 
In the case of low molecular weight drugs, conjugates are designed to enable IgE receptor crosslinking on basophils. As depicted in Figure 1, two representatives of NSAIDs, PP and DF, are covalently bound to human serum albumin (HSA) via a carboxyl group reacting with the primary amino group of lysine residues. DF carries an intrinsic carboxyl group and, thus, can be used directly 4, whereas a carboxyl group-containing derivative of PP had to be organochemically synthesized prior to the study 1.
The coupling degree of the low molecular weight compounds on the protein carrier molecule and their spatial distribution is important to guarantee crosslinking of two IgE receptor molecules. The here described protocol applies high performance-size exclusion chromatography (HPSEC) equipped with a sequential refractive index (RI) and ultra violet (UV) detection system for determination of the coupling degree.
As the described methodology may be applied for other drugs, the basophil activation test (BAT) bears the potential to be used for the determination of IgE-mediated mechanisms in drug hypersensitivity. Here, we determine PP hypersensitivity as IgE-mediated and DF hypersensitivity as non-IgE-mediated by BAT.

Basophil activation test is a potent tool for the detection of IgE-dependent allergies in vitro. Here, an optimized protocol for basophil activation test is used to investigate drug hypersensitivity. A method for the efficient production of covalent drug-protein conjugates and their physicochemical characterization is described.

Test d&#39;activation des basophiles pour l&#39;enquête des IgE dans les mécanismes d&#39;hypersensibilité médicamenteuse

Hypersensitivity reactions against non-steroidal anti-inflammatory drugs (NSAIDs) like propyphenazone (PP) and diclofenac (DF) can manifest as Type I-like ...

Imaging Mycobacterium tuberculosis in Mice with Reporter Enzyme Fluorescence

Reporter enzyme fluorescence (REF) utilizes substrates that are specific for enzymes present in target organisms of interest for imaging or detection by fluorescence or bioluminescence. We utilize BlaC, an enzyme expressed constitutively by all M. tuberculosis strains. REF allows rapid quantification of bacteria in lungs of infected mice. The same group of mice can be imaged at many time points, greatly reducing costs, enumerating bacteria more quickly, allowing novel observations in host-pathogen interactions, and increasing statistical power, since more animals per group are readily maintained. REF is extremely sensitive due to the catalytic nature of the BlaC enzymatic reporter and specific due to the custom flourescence resonance energy transfer (FRET) or fluorogenic substrates used. REF does not require recombinant strains, ensuring normal host-pathogen interactions. We describe the imaging of M. tuberculosis infection using a FRET substrate with maximal emission at 800 nm. The wavelength of the substrate allows sensitive deep tissue imaging in mammals. We will outline aerosol infection of mice with M. tuberculosis, anesthesia of mice, administration of the REF substrate, and optical imaging. This method has been successfully applied to evaluating host-pathogen interactions and efficacy of antibiotics targeting M. tuberculosis.

Imaging Mycobacterium tuberculosis in Mice with Reporter Enzyme Fluorescence

We describe the optical imaging of mice infected with Mycobacterium tuberculosis (M. tuberculosis) using reporter enzyme fluorescence (REF). This protocol facilitates the sensitive and specific detection of M. tuberculosis in pre-clinical animal models for pathogenesis, therapeutics and vaccine research.

Imagerie de Mycobacterium tuberculosis chez la souris avec la journaliste Enzyme Fluorescence

Reporter enzyme fluorescence (REF) utilizes substrates that are specific for enzymes present in target organisms of interest for imaging or detection by ...

Evaluation of Zika Virus-specific T-cell Responses in Immunoprivileged Organs of Infected Ifnar1-/- Mice

The Zika virus (ZIKV) can induce inflammation in immunoprivileged organs (e.g., the brain and testis), leading to the Guillain-Barr&#233; syndrome and damaging the testes. During an infection with the ZIKV, immune cells have been shown to infiltrate into the tissues. However, the cellular mechanisms that define the protection and/or immunopathogenesis of these immune cells during a ZIKV infection are still largely unknown. Herein, we describe methods to evaluate the virus-specific T-cell functionality in these immunoprivileged organs of ZIKV-infected mice. These methods include a) a ZIKV infection and vaccine inoculation in Ifnar1-/- mice; b) histopathology, immunofluorescence, and immunohistochemistry assays to detect the virus infection and inflammation in the brain, testes, and spleen; c) the preparation of a tetramer of ZIKV-derived T-cell epitopes; d) the detection of ZIKV-specific T cells in the monocytes isolated from the brain, testes, and spleen. Using these approaches, it is possible to detect the antigen-specific T cells that have infiltrated into the immunoprivileged organs and to evaluate the functions of these T cells during the infection: potential immune protection via virus clearance and/or immunopathogenesis to exacerbate the inflammation. These findings may also help to clarify the contribution of T cells induced by the immunization against ZIKV.

Evaluation of Zika Virus-specific T-cell Responses in Immunoprivileged Organs of Infected Ifnar1-/- Mice

A protocol to evaluate antigen-specific T-cell responses in the immunoprivileged organs of the Ifnar1-/- murine model for the Zika virus (ZIKV) infection is described. This method is pivotal for investigating the cellular mechanisms of the protection and immunopathogenesis of ZIKV vaccines and is also valuable for their efficacy evaluation.

Évaluation des réponses de cellules T spécifiques du Virus Zika dans les organes Immunoprivileged des Ifnar1 infecté les souris- / -

The Zika virus (ZIKV) can induce inflammation in immunoprivileged organs (e.g., the brain and testis), leading to the Guillain-Barr&#233; syndrome and ...

Lung microRNA Profiling Across the Estrous Cycle in Ozone-exposed Mice

MicroRNA (miRNA) profiling has become of interest to researchers working in various research areas of biology and medicine. Current studies show a promising future of using miRNAs in the diagnosis and care of lung diseases. Here, we define a protocol for miRNA profiling to measure the relative abundance of a group of miRNAs predicted to regulate inflammatory genes in the lung tissue from of an ozone-induced airway inflammation mouse model. Because it has been shown that circulating sex hormone levels can affect the regulation of lung innate immunity in females, the purpose of this method is to describe an inflammatory miRNA profiling protocol in female mice, taking into consideration the estrous cycle stage of each animal at the time of ozone exposure. We also address applicable bioinformatics approaches to miRNA discovery and target identification methods using limma, an R/Bioconductor software, and functional analysis software to understand the biological context and pathways associated with differential miRNA expression.

Here we describe a method to assess lung expression of miRNAs that are predicted to regulate inflammatory genes using mice exposed to ozone or filtered air at different stages of the estrous cycle.

Poumon microARN profilage à travers le œstrus chez les souris exposées à l’Ozone

MicroRNA (miRNA) profiling has become of interest to researchers working in various research areas of biology and medicine. Current studies show a ...

Adoptive Immunotherapy of iNKT Cells in Glucose-6-Phosphate Isomerase (G6PI)-Induced RA Mice

Rheumatoid arthritis (RA) is a complex chronic inflammatory autoimmune disease. The pathogenesis of the disease is related to invariant natural killer T (iNKT) cells. Patients with active RA present fewer iNKT cells, defective cell function, and excessive polarization of Th1. In this study, an RA animal model was established using a mixture of hGPI325-339 and hGPI469-483 peptides. The iNKT cells were obtained by in vivo induction and in vitro purification, followed by infusion into RA mice for adoptive immunotherapy. The in vivo imaging system (IVIS) tracking revealed that iNKT cells were mainly distributed in the spleen and liver. On day 12 after cell therapy, the disease progression slowed down significantly, the clinical symptoms were alleviated, the abundance of iNKT cells in the thymus increased, the proportion of iNKT1 in the thymus decreased, and the levels of TNF-&#945;, IFN-&#947;, and IL-6 in the serum decreased. Adoptive immunotherapy of iNKT cells restored the balance of immune cells and corrected the excessive inflammation of the body.

Adoptive Immunotherapy of iNKT Cells in Glucose-6-Phosphate Isomerase G6PI-Induced RA Mice

This protocol uses G6PI mixed peptides to construct rheumatoid arthritis models that are closer to that of human rheumatoid arthritis in CD4+ T cells and cytokines. High purity invariant natural killer T cells (mainly iNKT2) with specific phenotypes and functions were obtained by in vivo induction and in vitro purification for adoptive immunotherapy.

Immunothérapie adoptive des cellules iNKT dans les souris de RA induites par l'isomérase de glucose-6-Phosphate (G6PI)

Rheumatoid arthritis (RA) is a complex chronic inflammatory autoimmune disease. The pathogenesis of the disease is related to invariant natural killer T ...

Evaluation of T Follicular Helper Cells and Germinal Center Response During Influenza A Virus Infection in Mice

T Follicular Helper (Tfh) cells are an independent CD4+&#160;T cell subset specialized in providing help for germinal center (GC) development and generation of high-affinity antibodies. In influenza virus infection, robust Tfh and GC B cell responses are induced to facilitate effective virus eradication, which confers a qualified mouse model for Tfh-associated study. In this paper, we described protocols in detection of basic Tfh-associated immune response during influenza virus infection in mice. These protocols include: intranasal inoculation of influenza virus; flow cytometry staining and analysis of polyclonal and antigen-specific Tfh cells, GC B cells and plasma cells; immunofluorescence detection of GCs; enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) of influenza virus-specific antibody in serum. These assays basically quantify the differentiation and function of Tfh cells in influenza virus infection, thus providing help for studies in elucidating differentiation mechanism and manipulation strategy.

This paper describes protocols of evaluating Tfh and GC B response in mouse model of influenza virus infection.

Évaluation des cellules d’aide folliculaire t et de la réponse du Centre germinal pendant l’infection virale de la grippe A chez la souris

T Follicular Helper (Tfh) cells are an independent CD4+&#160;T cell subset specialized in providing help for germinal center (GC) development and ...

Conjunctival Commensal Isolation and Identification in Mice

The ocular surface was once considered immune privileged and abiotic, but recently it appears that there is a small, but persistent commensal presence. Identification and monitoring of bacterial species at the ocular mucosa have been challenging due to their low abundance and limited availability of appropriate methodology for commensal growth and identification. There are two standard approaches: culture based or DNA sequencing methods. The first method is problematic due to the limited recoverable bacteria and the second approach identifies both live and dead bacteria leading to an aberrant representation of the ocular space. We developed a robust and sensitive method for bacterial isolation by building upon standard microbiological culturing techniques. This is a swab-based technique, utilizing an &#8220;in-lab&#8221; made thin swab that targets the lower conjunctiva, followed by an amplification step for aerobic and facultative anaerobic genera. This protocol has allowed us to isolate and identify conjunctival species such as Corynebacterium spp., Coagulase Negative Staphylococcus spp., Streptococcus spp., etc. The approach is suitable to define commensal diversity in mice under different disease conditions.

Presented here is a protocol for the isolation and amplification of aerobic and facultative anaerobic mouse conjunctival commensal bacteria using a unique eye swab and culture-based enrichment step with subsequent identification by microbiological based methods and MALDI-TOF mass spectrometry.

Isolement et identification commensaux conjonctivaux chez la souris

The ocular surface was once considered immune privileged and abiotic, but recently it appears that there is a small, but persistent commensal presence. ...

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of UTI in male and female mice have illustrated the procedures for bacterial inoculation and enumeration in urine and tissues. During an initial bladder infection in C57BL/6 mice, UPEC establish latent reservoirs inside bladder epithelial cells that persist following clearance of UPEC bacteriuria. This model builds on these studies to examine rUTI caused by the emergence of UPEC from within latent bladder reservoirs. The urogenital bacterium Gardnerella vaginalis is used as the trigger of rUTI in this model because it is frequently present in the urogenital tracts of women, especially in the context of vaginal dysbiosis that has been associated with UTI. In addition, a method for in situ bladder fixation followed by scanning electron microscopy (SEM) analysis of bladder tissue is also described, with potential application to other studies involving the bladder.

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

A mouse model of uropathogenic E. coli (UPEC) transurethral inoculation to establish latent intracellular bladder reservoirs and subsequent bladder exposure to G. vaginalis to induce recurrent UPEC UTI is demonstrated. Also demonstrated are the enumeration of bacteria, urine cytology, and in situ bladder fixation and processing for scanning electron microscopy.

Infection récurrente des voies urinaires à Escherichia coli déclenchée par Gardnerella vaginalis Exposition à la vessie chez la souris

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of ...