Préparation Dispositifs microfluidiques pour la culture cellulaire Neuron 1) Nettoyer Corning No.1 24 X 40 mm lames de verre mm <ul><li> Soniquer les lames de verre dans un bain d&#39;eau sonicateur pendant 30 minutes </li><li> Rincer les lames de verre avec de l&#39;EtOH 70% </li><li> Laver les lames trois fois avec dH 2 O </li><li> Diapositives à sec dans une hotte de culture tissulaire pendant plusieurs heures, de préférence la nuit </li></ul> Note: Nous avons des plateaux métalliques spéciales que nous charger avec les diapositives. Les lames sont séparées individuellement et placé dans des fentes dans cette grille métallique. Nous pouvons alors placer ces plateaux de chargement de métal dans un plat en verre que nous remplir d&#39;eau, place dans le sonicateur bain d&#39;eau, et soniquer pendant 30 minutes. Lavages suivants sont effectués dans ce plat. 2) Préparer les périphériques PDMS <ul><li> Découpez le moule PDMS de la plaquette de silicium, percer des trous dans le plâtre et le PDSM trimestre, elle </li><li> Nettoyer les appareils PDMS abord par soufflage de gaz inerte (argon ou azote) à travers eux. Ensuite, utilisez 3M Scotch 471 ruban adhésif à décoller tous les débris </li></ul> Note: Il est important de garder les appareils face. Initialement, lorsque nous avons coupé le PDMS loin de la plaquette de silicium, la face en contact avec la plaquette est du côté propre: il contient les canaux microfluidiques. Nous essayons d&#39;être aussi prudents que nous pouvons pour ne pas endommager l&#39;appareil, et de garder la face latérale de nettoyage jusqu&#39;à ce que nous sommes prêts pour le collage de plasma. <ul><li> Périphériques autoclave dans des contenants en plastique </li><li> Après autoclavage, propre n ° 1 des lames de verre Corning et de plasma traitent dispositifs utilisant un nettoyant Harrick plasma de marque, <a href="http://www.harrickplasma.com/" target="_blank">www.harrickplasma.com</a> </li><li> Placez les appareils propres à l&#39;envers sur la lame de verre. </li></ul> Le dispositif est maintenant le plasma collé à la lame de verre. 3) Les appareils avec revêtement en poly L-lysine (PLL) <ul><li> PLL est ajoutée à un puits de chaque côté de l&#39;appareil et s&#39;écouler à travers dans le puits la prochaine </li></ul> =&gt; 150 pi de PLL pour les grands godets et 30 μ L PLL pour les puits plus petits. Il n&#39;a pas à être exact aussi longtemps que les puits sont pleins. Remarque: Si vous regardez un appareil, vous verrez 4 puits: chaque deux sont liés. Vous voulez mettre la PLL dans un puits afin qu&#39;il s&#39;écoule à travers le dispositif dans le puits suivant. <ul><li> Autoriser la PLL de circuler à travers l&#39;appareil pendant environ 10 minutes, puis ajouter de PLL dans les puits pour les remplir </li><li> Placez les appareils contenant PLL dans une étuve à 37 ° C pour un minimum de 4 heures (une nuit de préférence) </li><li> Vide à l&#39;excès PLL après le traitement, mais attention à ne pas aspirer tout le liquide hors de l&#39;appareil </li></ul> Remarque: Vous ne voulez pas d&#39;introduire des bulles d&#39;air vers les canaux ou de la chambre. Juste à vide à l&#39;excès de PLL dans les puits. <ul><li> Ajouter autoclavé dH 2 O pour chaque puits de chaque côté de l&#39;appareil, et laisser couler pour le bien des autres par capillarité </li></ul> La figure 1 est un schéma d&#39;un dispositif microfluidique. Remarquez comment le bleu (Soma côté) est connecté et la Croix-Rouge (côté axonale) sont connectés. Quand nous disons mis le PLL, ou de l&#39;eau ou des médias, sur un puits de chaque côté de l&#39;appareil, ce que nous entendons, par exemple, est la suivante: Placer 150 ul d&#39;autoclave dH O 2 dans un bleu bien puis placez 150 pi de autoclavé dH 2 0 dans un rouge bien. L&#39;eau (ou PLL, ou des médias, ou cellules) circulera à travers le dispositif pour le bien d&#39;autres correspondants. <img src="/files/ftp_upload/old/410_2008_8_27_3/410_Figure-01.png" alt="Figure 1" width="362" height="216" /> Figure 1 Note: S&#39;il vous plaît noter que, à partir de maintenant, quand je dis «médias lieu, les cellules, l&#39;eau ou PLL dans le TOP puits&quot;, je me réfère au schéma ci-dessus où le Soma serait sur ​​la gauche et les axones va croître à l&#39; droite. <ul><li> Aspirer l&#39;eau (encore une fois attention à ne pas supprimer complètement tout le liquide de l&#39;appareil), puis ajouter un autre 150 ul d&#39;autoclave dH 2 O à l&#39;un de chaque bien relié et lui permettre de circuler à travers le puits correspondant. </li><li> Placez l&#39;appareil contenant dH 2 O dans une étuve à 37 ° C pendant 1 heure, puis répétez l&#39;étape de lavage à nouveau. Laver les appareils à trois reprises avec dH 2 O pour une heure chacune, ce qui est du total. </li></ul> Remarque: En raison de la possibilité que le borate de la PLL peut absorber dans le PDMS, certains dans le laboratoire de Jeon recommandons incubant les appareils pendant la nuit avec autoclave dH 2 O après une couple de iINITIALE rinçages rapides. Cela permettra d&#39;assurer que tous borate libre lixiviation hors du PDMS avant le chargement des cellules. Si cela n&#39;est pas fait, il peut y avoir un communiqué de borate dans les médias au fil du temps, ce qui pourrait conduire à une cytotoxicité. <ul><li> Ajouter Neural milieux de base (NBM) avec les facteurs nécessaires (glutamax, B27, Penstrep) dans les puits de haut </li></ul> Remarque: Les appareils peuvent être incubées pendant la nuit et plaqué avec des cellules le jour suivant, ou incubés un minimum de 3 heures avec des facteurs + NMB avant l&#39;étalement des cellules. Préparer les neurones pour le chargement dans les dispositifs Nous utilisons 18 jours cortex vieille de fœtus de rat que l&#39;on soit d&#39;acheter d&#39;une compagnie appelée Bits cerveau ou qui est préparé sur le campus pour nous. Nous préférons pour obtenir le tissu frais. <ol><li> Obtenir une cortex cérébral du foetus (2 morceaux de tissus) stockés dans Hibernate E </li><li> Prenez 3 pipettes de verre longues et les incendies dans des tailles de chaque successivement plus petits en utilisant une lampe à alcool </li><li> retirer les tissus d&#39;Hibernate E avec une pipette en verre et le placer dans 2 ml de facteurs + NMB dans un tube de 15 ml stériles. </li><li> Trituration: aide d&#39;une pipette en verre bulbe et le cortex est passé de haut en bas d&#39;environ 5 à 10 fois. Ensuite, la pipette inférieur suivant est utilisé pour la pipette de haut en bas le tissu. Enfin, la plus petite pipette est utilisé pour la pipette de haut en bas le tissu. Nous aimons à vous assurer qu&#39;il n&#39;ya pas de morceaux visibles. Remarque: Récemment, le laboratoire a commencé à comparer les cellules Jeon à partir de tissus conservés dans Hibernate E aux cellules qui ont été préparés à partir de tissus initialement traités par la trypsine 0,125% dans 50% de Ca + + libre et Mg + + tampon de dissection libre. Le consensus est que les tissus préparés en utilisant la trypsine rendement des cellules plus viable que les tissus initialement placé dans Hibernate E. Si vous n&#39;allez pas utiliser le tissu tout de suite, alors vous avez besoin pour stocker les tissus dans Hibernate E. Si vous envisagez d&#39;utiliser le tissu de suite et je voudrais la viabilité accrue, puis de traiter les tissus par la trypsine avant trituration mécanique comme suit: 1) diluer 1 ml 0,25% de trypsine (Gibco, Invitrogen) avec 1 ml de Ca + + libre Mg + + gratuitement mémoire tampon de dissection (finale trypsine = 0,125%) dans un tube de 15 ml (conserver au froid de la glace); tissus placer 2) dans un tampon et incuber immédiatement à 37 ° C pendant 8 minutes; 3) ajouter 10 ml DMEM/10% de FBS pour arrêter le réaction de la trypsine et de continuer le protocole ci-dessous. </li><li> Centrifuger les cellules à 1100 rpm pendant 1 minute </li><li> Les médias aspiré hors attentivement le culot cellulaire </li><li> Ajouter 1 ml de facteurs + NMB au culot et remises en suspension par aspiration et refoulement </li><li> Passez les cellules remises en suspension par écoulement gravitaire à travers un filtre pour enlever les grumeaux (BD Falcon cellules tamis en nylon 40 um) </li><li> Comte et cellules de la plaque: <ul><li> Dans un tube de centrifugeuse, ajouter 60 ul + NMB facteurs, 20 pl de suspension cellulaire, et 20 pi de bleu trypan puis mélanger </li><li> Ajouter environ 10 pi de cette solution à un hémocytomètre et compter les cellules vivantes (pas bleu) </li><li> Ajuster la concentration de 2.5 à 4.5 x10 6 cellules / ml Remarque: Nous obtenons généralement une concentration d&#39;environ 2.5 à 4.5 x 106 cellules / ml. selon le volume des cellules sont remises en suspension dans (normalement 1 ml NBM + B27/Glutamax/PenStrep percortex). Si le tissu a été préparé par la trypsine, le rendement sera probablement augmenté. </li></ul></li></ol> Placage Les dispositifs <ol><li> Charge cellules (neurones primaires) dans un puits de l&#39;appareil </li><li> Planche 5 ul par petit appareil et 20 pi par appareil grands Note: Vous pouvez charger 10 pi de cellules sur le dessus de l&#39;appareil et 10 ul sur le fond de l&#39;appareil (la moitié du volume total), ou directement tous les 20 ul de cellules dans le bien supérieure Somal (5 pi dans le Somal dessus ainsi pour les petits appareils). </li><li> Incuber pendant 10 minutes dans un incubateur à 37 ° C pour les cellules peuvent commencer à attacher </li><li> Ajouter ul environ 150/30 de facteurs + NMB dans chaque puits selon la taille du dispositif de Remarque: Les volumes peuvent varier en fonction de l&#39;épaisseur du PDMS. Tout ce qui importe est que les puits sont pleins. </li></ol> Supplémentaire sur l&#39;utilisation des appareils sans plasma Collage Sans traiter le plasma, Christina Tu, un technicien, qui ne réussi chaque semaine sans plasma, dit il suffit de charger les cellules immédiatement. N&#39;oubliez pas de retirer le support des deux puits sur le côté Soma (côté axone sera pas grave si vous laissez les médias en). C&#39;est l&#39;écoulement du fluide qui permet aux cellules d&#39;entrer dans le chenal principal. Si vous avez des médias dans le puits, vous n&#39;obtiendrez pas l&#39;écoulement du fluide.

<ol>
	<li>Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+culture+platform+for+neuroscience+research.">Microfluidic culture platform for neuroscience research.</a> Nat Protoc. 1 (4), 2128-2136 (2006).</li><li>Taylor, A. M., Blurton-Jones, M., Rhee, S. W., Cribbs, D. H., Cotman, C. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microfluidic+culture+platform+for+CNS+axonal+injury,+regeneration+and+transport.">A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport.</a> Nat Methods. 2 (8), 599-605 (2005).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Ici, nous a montré comment utiliser le neurone dispositif microfluidique sans avoir besoin d&#39;un nettoyeur à plasma. Nous nous référons à cette liaison que la non-plasma.

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<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>PDMS</td>
<td>Reagent</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sylgard 184 with curing agent Please consult Dow Corning to find a vendor near you</td>
</tr>
<tr>
<td>Cornig No. 1 Cover Glass</td>
<td>Cover Glass</td>
<td>Corning</td>
<td>Corning No. X2935 244</td>
<td>Available through Fisher Scientific, Fish Catalog number 12-531D</td>
</tr>
<tr>
<td>B27</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>17504-044</td>
<td>B27 is a proprietary supplement available through Invitrogen under their Gibco line of cell culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>Glutamax</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>35050-061</td>
<td>Glutamax is available through Invitrogen under their Gibco line of celll culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>60 mm Petri Dish</td>
<td>Tool</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>08-757-13A</td>
<td>60 mm polystyrene sterile petri dishes are used to house the device bound to glass.</td>
</tr>
<tr>
<td>Poly-L-Lysine</td>
<td>Reagent</td>
<td>Sigma</td>
<td>P-1274</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>BD Falcon 50 ml Tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352098</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-49A</td>
</tr>
<tr>
<td>BD Falcon 15 ml tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352097</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-70C</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>
			<div>
					</div>

non-plasma bonding of pdms for inexpensive fabrication of microfluidic devices

Dans cette vidéo, nous montrent comment utiliser l&#39;appareil neurone microfluidique sans collage plasma. Dans certains cas il peut être souhaitable d&#39;appareils réversible obligataire au verre Corning n ° couvercle 1. Cela pourrait être dû, peut-être, un nettoyeur de plasma ne sont pas disponibles. Dans d&#39;autres cas, il peut être souhaitable de supprimer le périphérique du verre après la mise en culture des neurones à certains types de microscopie ou d&#39;immunomarquage, si elle n&#39;est pas nécessaire d&#39;enlever l&#39;appareil pour l&#39;immunocoloration depuis les neurones peuvent être colorées dans l&#39;appareil. Certains chercheurs, cependant, préfèrent encore pour supprimer le périphérique. Dans ce cas, le collage réversible de l&#39;appareil pour le couvercle en verre rend cela possible. Il ya certains inconvénients à la non-plasma collage des dispositifs dans ce pas aussi serré d&#39;un joint est formé. Dans certains cas, les axones peuvent croître sous les rainures plutôt que par eux. Aussi, parce que le verre et le PDMS sont hydrophobes, liquides ne sont pas facilement entrer dans le dispositif qui rend parfois nécessaire de forcer les médias et les autres réactifs dans l&#39;appareil. Liquides entreront dans le dispositif via l&#39;action capillaire, mais cela prend beaucoup plus de temps par rapport aux dispositifs qui ont été collés de plasma. Le nettoyeur plasma crée temporaires charges hydrophiles sur le verre et le dispositif qui facilitent l&#39;écoulement des liquides à travers le dispositif après le collage en quelques secondes. Pour les non-plasma appareils liés, le flux de liquide à travers les appareils prend plusieurs minutes. Il est également important de noter que les dispositifs pour être utilisé avec du plasma non collage doivent être stérilisés d&#39;abord, alors que les appareils plasma traité n&#39;ont pas besoin d&#39;être stérilisés avant leur utilisation, car le nettoyeur plasma va les stériliser.

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Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

Dans cette vidéo, nous montrent comment utiliser le neurone dispositif microfluidique sans collage plasma.

Non du plasma Collage de PDMS pour fabrication bon marché de dispositifs microfluidiques

In this video, we demonstrate how to use the neuron microfluidic device without plasma bonding.  In some cases it may be desirable to reversibly bond ...

non-plasma-bonding-pdms-for-inexpensive-fabrication-microfluidic

Research

JoVE Journal

Biology

34.2K vues.  University of California, Irvine (UCI). Dans cette vidéo, nous montrent comment utiliser le neurone dispositif microfluidique sans collage plasma.

Vidéo: Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

Fabrication of a Microfluidic Device for the Compartmentalization of Neuron Soma and Axons

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for culturing neurons. Previously, a silicon wafer was patterned with the design for the neuron microfluidic device using SU-8 and photolithography to create a master mold, or what we simply refer to as a "master". Next, we pour the silicon polymer PDMS on top of the master which is then cured by heating the PDMS to 80&deg;C for 1 hour. The PDMS forms a negative mold of the device. The PDMS is then carefully cut and lifted away from the master. Holes are punched where the reservoirs will be and the excess PDMS trimmed away from the device. Nitrogen is used to blow away any excess debris from the device. At this point the devices are now ready for use and can either bonded to corning No. 1 cover glass with a plasma sterilizer/cleaner or can be reversibly bound to the cover glass by simply placing the device on top of the cover glass. The reversible bonding of the device to glass is covered in a separate video and requires first that the device be sterilized either with 70% ethanol or by autoclaving. Plasma treating sterilizes the devices so no further treatment is necessary. It is, however, important, when plasma-treating the devices, to add liquid to the devices within 10 minutes of the plasma treatment while the surfaces are still hydrophilic. Waiting longer than 10 minutes to add liquid to the device makes it difficult for the liquid to enter the device. The neuron devices are typically plasma-bound to cover glass and 0.5 mg/ml poly-L-lysine (PLL) in pH 8.5 borate buffer is immediately added to the device. After a minimum of 3 hours incubating with PLL, the devices are washed with dH2O water a minimum of 3 times with at least 15 minutes between each wash. Next, the water is removed and fresh media is added to the device. At this point the device is ready for use. It is important to remember at this point to never remove all the media from the device. Always leave media in the main channel.

In this video we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to farbricate a microfluidic device for culturing neurons.

Fabrication d&#39;un dispositif microfluidique pour la compartimentation du Neuron Soma et des axones

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for ...

Recherche

Biologie

A Gradient-generating Microfluidic Device for Cell Biology

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an enabling experimental tool, because it can precisely manipulate fluid flows, enable high-throughput experiments, and generate stable soluble concentration gradients.  Compared to conventional gradient generators, poly(dimethylsiloxane) (PDMS)-based  microfluidic devices can generate stable concentration gradients of growth factors with well-defined profiles.  Here, we developed simple gradient-generating microfluidic devices with three separate inlets.  Three microchannels combined into one microchannel to generate concentration gradients.  The stability and shape of growth factor gradients were confirmed by fluorescein isothyiocyanate (FITC)-dextran with a molecular weight similar to epidermal growth factor (EGF).  Using this microfluidic device, we demonstrated that fibroblasts exposed to concentration gradients of EGF migrated toward higher concentrations.  The directional orientation of cell migration and motility of migrating cells were quantitatively assessed by cell tracking analysis.  Thus, this gradient-generating microfluidic device might be useful for studying and analyzing the behavior of migrating cells.

We describe a protocol for the microfabrication of the gradient-generating microfluidic device that can generate spatial and temporal gradients in well-defined microenvironment. In this approach, the gradient-generating microfluidic device can be used to study directed cell migration, embryogenesis, wound healing, and cancer metastasis.

Un dispositif microfluidique Dégradé génératrices de biologie cellulaire

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an ...

PDMS Device Fabrication and Surface Modification

Fabrication de dispositifs en PDMS et modification de surface

Fabrication of the Thermoplastic Microfluidic Channels

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using polymer/nanoparticle composite microscale lysis and solid phase extraction columns. The recovered samples are concentrated, small volume samples that are PCRable, without any additional cleanup. Here, we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then, we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns. We demonstrate grafting and polymerization of a carbon nanotube/polymer composite column for bacterial cell lysis. We then show the lysis process followed by solid phase extraction of nucleic acids from the sample on chip using a silica/polymer composite column. The attached protocols contain detailed instructions on how to make both lysis and solid phase extraction columns.

Here we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns.

La fabrication des canaux microfluidiques thermoplastique

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using ...

Microfluidic Applications for Disposable Diagnostics

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

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Applications microfluidiques pour Diagnostics jetables

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Fabrication of Amperometric Electrodes

Carbon fiber electrodes are crucial for the detection of catecholamine release from vesicles in single cells for amperometry measurements.  Here, we describe the techniques needed to generate low noise (&lt;0.5 pA) electrodes.  The techniques have been modified from published descriptions by previous researchers (1,2).  Electrodes are made by preparing carbon fibers and threading them individually into each capillary tube by using a vacuum with a filter to aspirate the fiber.  Next, the capillary tube with fiber is pulled by an electrode puller, creating two halves, each with a fine-pointed tip.  The electrodes are dipped in hot, liquid epoxy mixed with hardener to create an epoxy-glass seal.  Lastly, the electrodes are placed in an oven to cure the epoxy.  Careful handling of the electrodes is critical to ensure that they are made consistently and without damage.  This protocol shows how to fabricate and cut amperometric electrodes for recording from single cells.

This protocol describes how to generate carbon fiber electrodes. The electrodes are subsequently used to detect catecholamine release from vesicles with carbon fiber amperometry.

Fabrication d&#39;électrodes ampérométriques

Carbon fiber electrodes are crucial for the detection of catecholamine release from vesicles in single cells for amperometry measurements.  Here, we ...

Fabrication of Myogenic Engineered Tissue Constructs

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to the restrictions imposed by a child's small size and their inevitable growth. Consequently, there is a genuine need for innovative therapies designed specifically for pediatric patients with cardiac rhythm disorders. We propose that a conductive biological alternative consisting of a collagen-based matrix containing autologously-derived cells could better adapt to growth, reduce the need for recurrent surgeries, and greatly improve the quality of life for these patients. In the present study, we describe a procedure for incorporating primary skeletal myoblast cell cultures within a hydrogel matrix to fashion a surgically-implantable tissue construct that will serve as an electrical conduit between the upper and lower chambers of the heart. Ultimately, we anticipate using this type of engineered tissue to restore atrioventricular electrical conduction in children with complete heart block. In view of that, we isolate myoblasts from the skeletal muscles of neonatal Lewis rats and plate them onto laminin-coated tissue culture dishes using a modified version of established protocols[2, 3]. After one to two days, cultured cells are collected and mixed with antibiotics, type 1 collagen, Matrigel&trade;, and NaHCO3. The result is a viscous, uniform solution that can be cast into a mold of nearly any shape and size[1, 4, 5]. For our tissue constructs, we employ type 1 collagen isolated from fetal lamb skin using standard procedures[6]. Once the tissue has solidified at 37&deg;C, culture media is carefully added to the plate until the construct is submerged. The engineered tissue is then allowed to further condense through dehydration for 2 more days, at which point it is ready for in vitro assessment or surgical-implantation.

Here, we demonstrate fabrication of collagen-based, tissue constructs containing skeletal myoblasts. These 3-D engineered constructs may be used to replace or repair tissues in vivo. For our purposes, we have designed these as an atrioventricular electrical conduit for the repair of complete heart block[1].

Fabrication de constructions myogéniques de l&#39;ingénierie tissulaire

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to ...

High Speed Droplet-based Delivery System for Passive Pumping in Microfluidic Devices

A novel microfluidic system has been developed that uses the phenomenon of passive pumping along with a user controlled droplet based fluid delivery system. Passive pumping is the phenomenon by which surface tension induced pressure differences drive fluid movement in closed channels. The automated fluid delivery system consists of a set of voltage controlled valves with micro-nozzles connected to a fluid reservoir and a control system. These voltage controlled valves offer a volumetrically precise way to deliver fluid droplets to the inlet of a microfluidic device in a high frequency manner. Based on the  dimensions demonstrated in the current study example, the system is capable of flowing 4 milliliters per minute (through a 2.2mm by 260um cross-sectional channel). Based on these same channel dimensions, fluid exchange of a point inside the channel can be achieved in as little as eight milliseconds. It is observed that there is interplay between momentum of the system (imparted by a combination of the droplets created by the valves and the fluid velocity in the channel), and the surface tension of the liquid. Where momentum provides velocity to the fluid flow (or vice-versa), equilibration of surface tension at the inlet provides a sudden stop to any flow. This sudden stop allows the user to control the flow characteristics of the channel and opens the door for a variety of biological applications, ranging anywhere from reagent delivery to drug-cell studies. It is also observed that when nozzles are aimed at the inlet at shallow angles, the droplet momentum can cause additional interesting fluid phenomena, such as mixing of multiple droplets in the inlet.

A novel microfluidic system has been developed using the phenomenon of passive pumping and a user controlled fluid delivery system. This microfluidic system has the potential to be used in a wide variety of biological applications given its low cost, ease of use, volumetric precision, high speed, repeatability and automation.

Haute Vitesse Delivery System gouttelettes à base de passif de pompage dans des dispositifs microfluidiques

A novel microfluidic system has been developed that uses the phenomenon of passive pumping along with a user controlled droplet based fluid delivery ...

Automated Microfluidic Blood Lysis Protocol for Enrichment of Circulating Nucleated Cells

In this report the protocol for an automated microfluidic blood lysis device is detailed. Circulating nucleated cells (CNCs), including leukocytes and endothelial cells, provide an ideal platform for an updated status on the immune condition of an individual. The microfluidic protocol allows for enrichment of CNCs without selective cell loss and sample preparation variability due to user-mediated steps. Briefly, the protocol includes device fabrication, sample collection, device setup, and running blood through the microfluidic chamber. Within the device whole blood is rapidly mixed with deionized water for approximately 10 seconds in a 50 micron x 150 micron microfluidic channel. In this time span erythrocytes are lysed due to hypotonic conditions. Herringbone structures on the bottom of the channel ensure thorough mixing and exposure of cells to a constant environment. Remaining cells are returned to isotonic conditions at the exit of the device, fixed using 2% paraformaldehyde, centrifuged to separate erythrocyte debris from CNCs, and suspended in flow buffer for staining and analysis by flow cytometry. Results show clean flow cytometry scatter plots with CNC populations saved. Significance of this device and protocol comes in the study and understanding of disease pathogenesis by analysis of CNC populations. Hence, automation, effectiveness, and simplicity of the microfluidic protocol are demonstrated.

An automated microfluidic device was developed for circulating nucleated cell enrichment from peripheral blood via erythrocyte lysis that ensures isolation of high quality sample without cell loss.

Automated Protocole microfluidiques lyse du sang pour l&#39;enrichissement de cellules circulantes nucléées

In this report the protocol for an automated microfluidic blood lysis device is detailed. Circulating nucleated cells (CNCs), including leukocytes and ...

Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures 

Oxygen is a key modulator of many cellular pathways, but current devices permitting in vitro oxygen modulation fail to meet the needs of biomedical research. The hypoxic chamber offers a simple system to control oxygenation in standard culture vessels, but lacks precise temporal and spatial control over the oxygen concentration at the cell surface, preventing its application in studying a variety of physiological phenomena. Other systems have improved upon the hypoxic chamber, but require specialized knowledge and equipment for their operation, making them intimidating for the average researcher. A microfabricated insert for multiwell plates has been developed to more effectively control the temporal and spatial oxygen concentration to better model physiological phenomena found in vivo. The platform consists of a polydimethylsiloxane insert that nests into a standard multiwell plate and serves as a passive microfluidic gas network with a gas-permeable membrane aimed to modulate oxygen delivery to adherent cells. The device is simple to use and is connected to gas cylinders that provide the pressure to introduce the desired oxygen concentration into the platform. Fabrication involves a combination of standard SU-8 photolithography, replica molding, and defined PDMS spinning on a silicon wafer. The components of the device are bonded after surface treatment using a hand-held plasma system. Validation is accomplished with a planar fluorescent oxygen sensor. Equilibration time is on the order of minutes and a wide variety of oxygen profiles can be attained based on the device design, such as the cyclic profile achieved in this study, and even oxygen gradients to mimic those found in vivo. The device can be sterilized for cell culture using common methods without loss of function. The device's applicability to studying the in vitro wound healing response will be demonstrated.

Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures

Fabrication and validation of an add-on platform that offers enhanced control over the spatial and temporal oxygenation in a 6-well plate. The device is adaptable to a number of culture systems and can be used to investigate the effects of oxygen on wound healing.

Fabrication et fonctionnement d&#39;un insert d&#39;oxygène pour les adhérents des cultures cellulaires

Oxygen is a key modulator of many cellular pathways, but current devices permitting in vitro oxygen modulation fail to meet the needs of biomedical ...