Le développement de ce dispositif a été soutenue par le LISA Co., Louisville, Kentucky. Nous reconnaissons aussi le soutien continu de Norton Healthcare, Louisville, KY à CBS, et NIH NS050243, NS052290 et NS059622 à XMX.

1. Préparation des animaux et l&#39;application de la stabilisation de la colonne vertébrale Le rachis cervical de la souris est concave ventralement comme on le voit dans la vue latérale. Les apophyses épineuses de C3 à T1 sont petites et friable et, par conséquent, ne sont pas appropriés pour la stabilisation vertébrale communément décrite 3,4. Nous recommandons que la stabilisation de la colonne vertébrale être réalisée par fixation de la facette latérale. Le dispositif de fixation est constitué d&#39;un profilé métallique en forme de U pour soutenir la souris et deux bras réglables en acier inoxydable que pour serrer chaque facette latéralement. Cela offre une excellente immobilisation de la vertèbre cible. Après fixation de colonne vertébrale, la colonne vertébrale est légèrement surélevé pour aplatir la courbure de la colonne vertébrale cervicale pour fournir une meilleure exposition de la moelle épinière. <ol><li> Stériliser les instruments chirurgicaux suivants: 2-3 paires de pinces, 2 paires de microciseaux, un porte-aiguille 30 G, suture et une aiguille, pince la peau, et l&#39;applicateur de clips. Désinfecter la stabilisation de la colonne vertébrale. Anesthetize la souris en utilisant un cocktail intrapéritonéale de kétamine / xylazine (100 mg / 10 mg / kg). Raser les poils du cou de la souris. </li><li> Après nettoyage de la peau avec une solution de polyvidone iodée et d&#39;alcool à 70%, de déplacer la souris sur la table d&#39;opération réchauffé avec un coussin chauffant. Couvrir les yeux de l&#39;animal avec une pommade ophtalmique pour éviter dessèchement de la cornée. </li><li> Après l&#39;induction de l&#39;anesthésie (atteint lorsque la souris ne répond pas à un pincement de la queue), faire une incision de la peau de la ligne médiane cervicale postérieure de l&#39;occiput à la graisse sous-cutanée-pad du rachis cervical inférieur. Au microscope, effectuer une incision médiane entre les trapèzes en C2 et diviser les muscles de capitis de semispinalis. Identification du coussinet adipeux sous-musculaire facilite la dissection dans la couche correct. </li><li> Prolonger la dissection du muscle ligne médiane caudale à l&#39;apophyse épineuse T2 qui sert de point de repère fiable. Couper les muscles attachés à la vertèbre T2 et enlever la partie cartilagineuse du T2apophyse épineuse. </li><li> Disséquer les muscles spinaux de la C2 par les lames T2 en utilisant une paire de micro-ciseaux. dissection musculaire commence adjacent aux apophyses épineuses et s&#39;étend de manière bilatérale aux facettes articulaires. Séparez les muscles adjacents à des apophyses épineuses et des lamelles (dans la couche périostée) afin de minimiser les saignements. Après les facettes latérales sont exposés, placez la souris sur le canal en forme de U de la scène LISA. </li><li> Fixez les bras en acier inoxydable sous les aspects exposés bilatérale. Une fois que les armes sont en place, serrez les vis de serrage des bras d&#39;acier pour immobiliser la colonne vertébrale. Cela maintient fixation ferme de la vertèbre cible et offre une excellente exposition. Les bras peuvent être ajustés pour fournir une orientation horizontale précise de la colonne vertébrale. </li><li> Inciser le ligament jaune entre C5 et C6 pour exposer sous-jacente dura. Entre l&#39;espace interlaminaire, utilisez une aiguille de calibre 30 pour créer une petite durotomie à travers lequel microciseaux sont placés àétendre le durotomie. La moelle épinière est maintenant prêt à subir la lésion de lacération contrôlée. </li></ol> 2. Cervicale lacération de la moelle épinière en utilisant le dispositif LISA <ol><li> La largeur de l&#39;élargissement de la moelle épinière cervicale varie à différents niveaux. Faire une lésion hemisection dorsale en C5-6 à l&#39;aide d&#39;une lame plate de 2,3 mm et régler l&#39;amplitude de vibration pour couvrir toute la largeur de la moelle épinière. Les lames sont obtenues à partir Beaux Sciences Tools Inc. (Foster City, CA) et modifiées pour lacération de la moelle épinière. Maintenir l&#39;amplitude de l&#39;oscillation de la lame à ≥ 0,5 mm, en tant que niveaux d&#39;amplitude plus faibles diminuent la facilité de la déchirure du cordon. </li><li> Positionnez le stabilisateur de la colonne vertébrale et de la souris sur la scène LISA. La lame est fixée à la LISA à sa position commandée par les micro-moteurs capables de trois gammes de mouvement. Composantes de la LISA et leurs fonctions sont décrites dans la figure 1. </li><li> Mettez le commutateur lame vibrante sur. Sous magnification, déplacer la souris pour que la moelle épinière exposée est positionnée directement en dessous de la lame vibrante. </li><li> Surélever la scène soutenant la souris vers la lame oscillante. La position «0» est enregistré lorsque la lame touche à peine la veine dorsale de la moelle épinière. Mesurer la profondeur de la lacération de la moelle épinière par rapport à la position &quot;0&quot;. </li><li> Élever la position de la scène par le contrôle micro-conducteur: un tour de 360 ​​° du bouton micro-conducteur élève le stade de 0,25 mm. Ainsi, une lésion dorsale mm de hemisection 0,75 est créé en tournant le bouton de micro-driver 3 fois. La précision de la lésion est de ± 0,01 mm. Comme la lame commence à lacérer la moelle épinière, lubrifier le champ opératoire avec irrigation saline. La profondeur de coupe de la moelle épinière est commandé par le micro-conducteur vertical et est indépendante de l&#39;orientation visuelle. </li><li> Une fois la profondeur prédéterminée a été atteinte, tournez le commutateur de vibration off. Idéalement, la lame oscillante est positionné dans la lécart de Esion sans preuve de la déformation des tissus. Abaisser le stade de la lame de coupe et retirer le sang et la solution saline du champ opératoire en utilisant du coton Q-tips. Hémostase se produit spontanément chez &lt;1 min. </li><li> Relâchez la souris du stabilisateur de la colonne vertébrale. Rapprocher les muscles spinaux utilisant 6-0 suture de soie et fermer la plaie de la peau avec Michel clips en acier inoxydable. </li></ol> 3. Animal Care <ol><li> Sous-cutanée injecter un total de 1-2 ml de solution saline pour maintenir une hydratation adéquate et placer la souris dans la cage de récupération sur un coussin chauffant tout en reprenant conscience. </li><li> Fournir de l&#39;eau et ad lib doux de nourriture et d&#39;administrer des analgésiques pendant 48 heures après l&#39;intervention. Il n&#39;est pas nécessaire pour les soins de la vessie après hemisection dorsale de la moelle épinière. </li></ol>

<ol>
	<li>Blackmore, M., Letourneau, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+within+maturing+neurons+limit+axonal+regeneration+in+the+developing+spinal+cord.">Changes within maturing neurons limit axonal regeneration in the developing spinal cord.</a> J. Neurobiol. 66 (4), 348 (2006).</li><li>Blackmore, M. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kruppel-like+Factor+7+engineered+for+transcriptional+activation+promotes+axon+regeneration+in+the+adult+corticospinal+tract.">Kruppel-like Factor 7 engineered for transcriptional activation promotes axon regeneration in the adult corticospinal tract.</a> Proc. Natl. Acad. Sci U.S.A. 109 (19), 7517 (2012).</li><li>Carbajal, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgical+transplantation+of+mouse+neural+stem+cells+into+the+spinal+cords+of+mice+infected+with+neurotropic+mouse+hepatitis+virus.">Surgical transplantation of mouse neural stem cells into the spinal cords of mice infected with neurotropic mouse hepatitis virus.</a> J. Vis. Exp. (53), e2834 (2011).</li><li>Duhamel, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+lumbar+and+cervical+spinal+cord+blood+flow+measurements+by+arterial+spin+labeling:+sensitivity+optimization+and+first+application.">Mouse lumbar and cervical spinal cord blood flow measurements by arterial spin labeling: sensitivity optimization and first application.</a> Magn. Reson. Med. 62 (2), 430 (2009).</li><li>Hermanns, S., Reiprich, P., Muller, H. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+reliable+method+to+reduce+collagen+scar+formation+in+the+lesioned+rat+spinal+cord.">A reliable method to reduce collagen scar formation in the lesioned rat spinal cord.</a> J. Neurosci. Methods. 110 (1-2), 141 (2001).</li><li>Hill, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomic+and+functional+outcomes+following+a+precise,+graded,+dorsal+laceration+spinal+cord+injury+in+C57BL/6+mice.">Anatomic and functional outcomes following a precise, graded, dorsal laceration spinal cord injury in C57BL/6 mice.</a> J. Neurotrauma. 26 (1), 1 (2009).</li><li>Iannotti, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dural+repair+reduces+connective+tissue+scar+invasion+and+cystic+cavity+formation+after+acute+spinal+cord+laceration+injury+in+adult+rats.">Dural repair reduces connective tissue scar invasion and cystic cavity formation after acute spinal cord laceration injury in adult rats.</a> J. Neurotrauma. 23 (6), 853 (2006).</li><li>Inman, D., Guth, L., Steward, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+influences+on+secondary+degeneration+and+wound+healing+following+spinal+cord+injury+in+various+strains+of+mice.">Genetic influences on secondary degeneration and wound healing following spinal cord injury in various strains of mice.</a> J. Comp Neurol. 451 (3), 225 (2002).</li><li>Onifer, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+rat+forelimb+dysfunction+after+dorsal+cervical+spinal+cord+injury.">Adult rat forelimb dysfunction after dorsal cervical spinal cord injury.</a> Exp. Neurol. 192 (1), 25 (2005).</li><li>Ramer, M. S., Harper, G. P., Bradbury, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progress+in+spinal+cord+research+-+a+refined+strategy+for+the+International+Spinal+Research+Trust.">Progress in spinal cord research - a refined strategy for the International Spinal Research Trust.</a> Spinal Cord. 38 (8), 449 (2000).</li><li>Seitz, A., Aglow, E., Heber-Katz, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recovery+from+spinal+cord+injury:+a+new+transection+model+in+the+C57Bl/6+mouse.">Recovery from spinal cord injury: a new transection model in the C57Bl/6 mouse.</a> J. Neurosci. Res. 67 (3), 337 (2002).</li><li>Sivasankaran, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PKC+mediates+inhibitory+effects+of+myelin+and+chondroitin+sulfate+proteoglycans+on+axonal+regeneration.">PKC mediates inhibitory effects of myelin and chondroitin sulfate proteoglycans on axonal regeneration.</a> Nat. Neurosci. 7 (3), 261 (2004).</li><li>Yu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibitor+of+DNA+binding+2+promotes+sensory+axonal+growth+after+SCI.">Inhibitor of DNA binding 2 promotes sensory axonal growth after SCI.</a> Exp. Neurol. 231 (1), 38 (2011).</li><li>Zhang, Y. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dural+closure,+cord+approximation,+and+clot+removal:+enhancement+of+tissue+sparing+in+a+novel+laceration+spinal+cord+injury+model.">Dural closure, cord approximation, and clot removal: enhancement of tissue sparing in a novel laceration spinal cord injury model.</a> J. Neurosurg. 100, 343 (2004).</li></ol>

<ol><li> Plusieurs auteurs (YPZ, XMX, CBS) ont un intérêt financier dans le Louisville Impactor System, Inc. </li><li> Les auteurs, Yi Zhang Ping, Lisa servir de boucliers, et Christopher B. Shields, sont des employés de Norton Healthcare, Louisville, KY. D&#39;autres auteurs sont employés par l&#39;Université de l&#39;Indiana, Indianapolis, IN. </li><li> Les auteurs n&#39;ont pas reçu de financement de toute entreprise qui produit les réactifs ou les instruments utilisés dans cet article. </li></ol>

Stabilisation vertébrale avant des lacérations à la moelle épinière a été obtenue par la fixation des apophyses épineuses. Tant la courbure cervicale de la colonne vertébrale lordose et la fixation des brides pour les courtes apophyses épineuses cervicales friables de C3 à T1 chez la souris empêcher la stabilisation de la colonne vertébrale efficace. En outre, l&#39;utilisation d&#39;une lame de rasoir ou microciseaux utilisé sous contrôle manuel provoque une déformation importante des tissus qui crée la variabilité de la profondeur de la lésion 6. Cela peut conduire à une mauvaise interprétation des données, en particulier lorsque la régénération axonale des voies spécifiques est étudiée. Par exemple, épargnés axones cortico dorsales peuvent être mal interprétés comme des axones régénérés si le tractus cortico-spinal dorsal n&#39;a pas été complètement sectionné au moment de lesioning. Ces défis peuvent être surmontés en utilisant un dispositif de stabilisation de la colonne vertébrale avec fixation à facettes à un seul niveau et lesioning précise de la moelle épinière. En outre, en utilisant ahaute lame oscillante de fréquence produit une déchirure nette sans écraser ou contusing la moelle épinière adjacent. Cette méthode a été utilisée pour produire de lésions à la moelle lacération de la moelle chez le rat 9,12,14, avec modifications ultérieures de produire thoraciques lacérations de la moelle épinière chez les souris 6. Dans la présente communication, nous décrivons la méthode de créer des lésions de lacération cervicale fiables chez la souris. Dans la mesure où le diamètre antéro-postérieure de la moelle épinière est &lt;2 mm chez la souris, des profondeurs précises de la lésion de lacération sont essentiels dans la création d&#39;un modèle expérimental fiable. Variabilité minimale dans la profondeur lésion va modifier considérablement les résultats d&#39;expériences évaluant la régénération des axones ainsi que des études volumétriques et comportementaux. La précision de la profondeur des lésions à l&#39;aide de cette méthode est de ± 0,01 mm parce que nous avions l&#39;habitude de précision micro-conducteurs haute pour contrôler la position de la lame de coupe. Cette méthode a permis de réduire l&#39;incohérenceHerent dans d&#39;autres modèles de la création d&#39;une lacération SCI. Cette méthode est particulièrement utile pour étudier la régénération axonale de la longue moelle épinière voies de situé dans la partie dorsale de la moelle épinière, comme le faisceau cortico-spinal, les voies rubrospinal, et l&#39;ascendant voies dorsale. Avec cette méthode, ces faisceaux de fibres peuvent être complètement sectionné et fiable. À cet égard, les erreurs d&#39;interprétation des données sont réduits au minimum, ce qui améliore la fiabilité des rapports d&#39;études expérimentales sur SCI. En résumé, nous avons décrit une nouvelle technique pour créer un reproductible modèle in vivo de lésions cervicales de lacération de la moelle épinière chez la souris. Cette technique est basée sur la stabilisation de la colonne vertébrale par la fixation des facettes cervicales et lacération de la moelle épinière à l&#39;aide d&#39;une lame oscillante. L&#39;utilisation de cette méthode dans la moelle modèle de lacération de la moelle thoracique dorsal chez la souris 6, nous avons démontré une corrélation étroite entre la profondeur de lacération, histologie, etrécupération de comportement. Cette technique a également été jugée fiable par plusieurs autres laboratoires 2,12.

La disponibilité des souris génétiquement modifiées est un outil puissant pour identifier les effets des gènes spécifiques qui jouent un rôle dans les mécanismes de la SCI. Lacération SCI est un modèle important utilisé pour examiner des agents ou des molécules thérapeutiques qui peuvent fournir un traitement efficace suite à cette blessure 8. Fixation des apophyses épineuses lors de la création de la blessure de lacération chez la souris est imprécis en raison de la difficulté à saisir les apophyses épineuses minces et fragiles impliqués dans le maintien de fixation rachidienne 5,11. La variabilité de la profondeur de la lacération de seulement 0,2 mm (10% du diamètre de la moelle épinière de souris) provoque l&#39;interprétation erronée de données. La nature et l&#39;étendue de la moelle épinière lacération lésion doivent être précisément définies 10. Pour relever ce défi, nous avons développé une nouvelle technique consistant en la stabilisation vertébrale et utilisé des lames fabriquées attachés à la blessure appareil de système Louisville (LISA) pour produire une lacération SCI 7,14. Cette lésion a été créée en utilisant une lame oscillante pointu qui évite la déformation des tissus au cours du processus de lacération. La profondeur de la déchirure était précis avec une précision de 0,01 mm à l&#39;aide de micro-moteurs qui contrôlent la profondeur de lacération. Lames sont fabriquées sur mesure aux formes et largeurs spécifiques pour créer la lacération souhaité contour 9. Nous démontrons 1) la méthode de l&#39;exposition du rachis cervical, 2) la technique de stabilisation vertébrale à l&#39;aide d&#39;un dispositif de fixation bilatérale des facettes, et 3) la création d&#39;une blessure à la déchirure cervicale à l&#39;aide d&#39;une lame vibrante.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalogue Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Mice vertebral stabilizer </td>
 <td>Louisville Impactor System</td>
 <td></td>
 <td>Stabilize and expose the cervical vertebra</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>LISA vibraknife </td>
 <td>Louisville Impactor System</td>
 <td></td>
 <td>Produce the laceration injury of the cervical spinal cord</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Spring Scissors</td>
 <td>Fine Science Tools (USA) </td>
 <td>15013-12</td>
 <td>Skin and trapezius muscle incision</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Spring Scissors</td>
 <td>Fine Science Tools (USA) </td>
 <td>15023-10</td>
 <td>Separate muscles from the laminae</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Spring Scissors</td>
 <td>Fine Science Tools (USA) </td>
 <td>15002-08</td>
 <td>Incision of dura</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Graefe forceps </td>
 <td>Fine Science Tools (USA) </td>
 <td>11154-10</td>
 <td>Retract skin</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dumont #7 forceps </td>
 <td>Fine Science Tools (USA) </td>
 <td>11274-20</td>
 <td>Muscle retraction (tip modified)(Fig. A)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dumont SS forceps </td>
 <td>Fine Science Tools (USA) </td>
 <td>11203-25</td>
 <td>Fixation of vertebra (tip modified )(Fig.B)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>30G needle </td>
 <td>Becton Dickenson</td>
 <td>305106</td>
 <td>Create a dural opening </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>6-0 suture </td>
 <td>Ethicon </td>
 <td>8806H</td>
 <td>Close muscle and fascial layers </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>wound clip </td>
 <td>Fine Science Tools (USA) </td>
 <td>12031-07</td>
 <td>Skin closure</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Tribromoethanol (Avertin)</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>90710-10G</td>
 <td>Anesthetic agent</td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Louisville Impactor System, Inc, 210 E. Gray St., Suite 1102, Louisville, KY 40202, (502) 629-5510, E-mail: <a href="mailto:cbshields1@gmail.com">cbshields1@gmail.com</a>
 Fine Science Tools (USA), Inc, 373-G Vintage Park Drive, Foster City, CA 94404-1139, (800) 521-2109, E-mail: <a href="mailto:info@finescience.com">info@finescience.com</a> 
 Becton Dickenson, 1 Becton Drive, Franklin Lakes, NJ USA 07417, (201) 847-6800 Ethicon, Route 22 West,
 Somerville, NJ 08876 1-877-ETHICON 
 Sigma-Aldrich Corp. 
 St. Louis, MO, USA, 63178 (314) 771-5765, E-mail: cssorders@sial.com</td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Figure A is the modified Dumont #7 forceps; B is the modified Dumont SS forceps.</td>
 </tr>
 </tbody>
 </table>

controlled cervical laceration injury in mice

Utilisation des souris génétiquement modifiées améliore notre compréhension des mécanismes moléculaires qui sous-tendent plusieurs troubles neurologiques tels qu&#39;une blessure de la moelle épinière (SCI). commande manuelle de Freehand utilisé pour produire un modèle de lacération de la SCI crée blessures incompatibles souvent associés à une composante d&#39;écrasement ou de contusion et, par conséquent, une nouvelle technique a été développée. Notre modèle de col de l&#39;utérus lacération SCI a décidé difficultés inhérentes à la méthode à main levée en incorporant 1) stabilisation vertébrale cervicale par la fixation de la facette vertébrale, 2) le renforcement de l&#39;exposition de la moelle épinière, et 3) la création d&#39;une lacération reproductible de la moelle épinière à l&#39;aide d&#39;une lame oscillante avec une précision de ± 0,01 mm de profondeur sans contusion associée. Par rapport aux méthodes classiques de création d&#39;une lacération SCI comme l&#39;utilisation à main levée d&#39;un scalpel ou des ciseaux, notre méthode a produit une lésion constante. Cette méthode est utile pour les études sur la régénération axonale des corticospinal, rubrospinal, et les voies ascendantes dorsales.

Immobilisation de la vertèbre cible est d&#39;une grande importance dans la génération de lésions précises de la moelle épinière de souris. Notre dispositif de stabilisation de la colonne vertébrale surmonte les problèmes anatomiques des apophyses épineuses courts et lordose ventrale du rachis cervical de la souris. Les vertèbres cervicales sont bien exposées avec notre stabilisateur de la colonne cervicale (figure 2). Notre colonne vertébrale de souris dispositif de stabilisation est une technique fiable pour préparer la colonne vertébrale des procédures de la moelle épinière cervicale. La profondeur de la lésion en utilisant le LISA est précis à 0,01 mm 6,13. La lacération précis ne provoque aucune contusion à l&#39;interface de la lésion / de tissu (figure 3). La précision des lésions dorsales Hémisection a été démontrée chez la souris C57BL / 6 dans une étude sur la régénération axonale dans lequel un 0,9 mm de profondeur lacération étendu juste au-delà du canal central dans chaque spécimen confirmé par les articles pathologiques de la moelle épinière 1. Locomotion de tous ces animaux récupérered suite de cette blessure à la lacération de la moelle épinière. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/50030/50030fig1.jpg" /> Figure 1. (A) la souris dans la stabilisation de la colonne vertébrale placé sur la scène LISA. La lame vibrante est dirigée vers la moelle épinière d&#39;être déchiré. Contrôles Micro-pilotes sont situés sous la scène et sont conçus pour placer la souris dans le site approprié. Le micro-conducteur vertical de contrôler l&#39;intensité des lésions, et le bouton de commande de basculement du plan horizontal de la moelle épinière d&#39;empêcher l&#39;angulation de la lacération. L&#39;interrupteur commande le moteur de vibration, et un autre bouton permet de régler son amplitude. (B) A mm dorsale hemisection lacération lésion 0,75 coupée sous arches laminaires intactes. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/50030/50030fig2.jpg" /> Figure 2. </strong&gt; (A) de stabilisation de la colonne vertébrale de la souris comprenant un canal en forme de U et deux bras et les connecteurs. La souris est placée dans le creux C utilisée pour col de l&#39;utérus SCI et dans l&#39;auge pour T thoracique SCI. (B) Le rachis cervical est une fixation en plaçant les bras sous les facettes latérales, puis le blocage des vis de serrage. La dure est exposée entre les lames de C5-C6, C6-7, et C7-T1 sans enlèvement de l&#39;os. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/50030/50030fig3.jpg" /> Figure 3. Quatre dorsale des lacérations de la moelle épinière à des profondeurs de 0,5, 0,8, 1,1 et 1,4 mm observés dans la vue sagittale (crésyl-violet et l&#39;éosine) représentant le degré élevé de précision, en utilisant cette technique.

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Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Une nouvelle technique pour créer un reproductible<em&gt; In vivo</em&gt; Modèle de lésion du col de lacération de la moelle épinière chez la souris est décrite. Cette technique est basée sur la stabilisation de la colonne vertébrale par la fixation des facettes cervicales et lacération de la moelle épinière à l&#39;aide d&#39;une lame oscillante avec une précision de ± 0,01 mm.

Contrôlé blessures de lacération du col chez la souris

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

16.5K vues.  Norton Healthcare. Une nouvelle technique pour créer un reproductible In vivo Modèle de lésion du col de lacération de la moelle épinière chez la souris est décrite. Cette technique est basée sur la stabilisation de la colonne vertébrale par la fixation des facettes cervicales et lacération de la moelle épinière à l'aide d'une lame oscillante avec une précision de ± 0,01 mm.

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Pressure Controlled Ventilation to Induce Acute Lung Injury in Mice

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged mechanical ventilation, contributes to morbidity and mortality of critical illness, and studies on novel genetic or pharmacological targets are areas of intense investigation (1-3, 5, 8, 26, 30, 33-36). ALI is defined by the acute onset of the disease, which leads to non-cardiac pulmonary edema and subsequent impairment of pulmonary gas exchange (36). We have developed a murine model of ALI by using a pressure-controlled ventilation to induce ventilator-induced lung injury (2). For this purpose, C57BL/6 mice are anesthetized and a tracheotomy is performed followed by induction of ALI via mechanical ventilation. Mice are ventilated in a pressure-controlled setting with an inspiratory peak pressure of 45 mbar over 1 - 3 hours. As outcome parameters, pulmonary edema (wet-to-dry ratio), bronchoalveolar fluid albumin content, bronchoalveolar fluid and pulmonary tissue myeloperoxidase content and pulmonary gas exchange are assessed (2). Using this technique we could show that it sufficiently induces acute lung inflammation and can distinguish between different treatment groups or genotypes (1-3, 5). Therefore this technique may be helpful for researchers who pursue molecular mechanisms involved in ALI using a genetic approach in mice with gene-targeted deletion.

A murine model for ventilator induced lung injury is an important tool to study an acute lung injury in vivo. Here, we report an easy applicable in situ model for acute lung injury using high-pressure mechanical ventilation to induce acute failure of the lung.

La ventilation à pression contrôlée pour induire lésion pulmonaire aiguë chez la souris

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged ...

Recherche

Médecine

Intraspinal Cell Transplantation for Targeting Cervical Ventral Horn in Amyotrophic Lateral Sclerosis and Traumatic Spinal Cord Injury

Respiratory compromise due to phrenic motor neuron loss is a debilitating consequence of a large proportion of human traumatic spinal cord injury (SCI) cases 1 and is the ultimate cause of death in patients with the motor neuron disorder, amyotrophic laterals sclerosis (ALS) 2.
ALS is a devastating neurological disorder that is characterized by relatively rapid degeneration of upper and lower motor neurons. Patients ultimately succumb to the disease on average 2-5 years following diagnosis because of respiratory paralysis due to loss of phrenic motor neuron innnervation of the diaphragm 3. The vast majority of cases are sporadic, while 10% are of the familial form. Approximately twenty percent of familial cases are linked to various point mutations in the Cu/Zn superoxide dismutase 1 (SOD1) gene on chromosome 21 4. Transgenic mice 4,5 and rats 6 carrying mutant human SOD1 genes (G93A, G37R, G86R, G85R) have been generated, and, despite the existence of other animal models of motor neuron loss, are currently the most highly used models of the disease.
Spinal cord injury (SCI) is a heterogeneous set of conditions resulting from physical trauma to the spinal cord, with functional outcome varying according to the type, location and severity of the injury 7. Nevertheless, approximately half of human SCI cases affect cervical regions, resulting in debilitating respiratory dysfunction due to phrenic motor neuron loss and injury to descending bulbospinal respiratory axons 1. A number of animal models of SCI have been developed, with the most commonly used and clinically-relevant being the contusion 8.
Transplantation of various classes of neural precursor cells (NPCs) is a promising therapeutic strategy for treatment of traumatic CNS injuries and neurodegeneration, including ALS and SCI, because of the ability to replace lost or dysfunctional CNS cell types, provide neuroprotection, and deliver gene factors of interest 9.
Animal models of both ALS and SCI can model many clinically-relevant aspects of these diseases, including phrenic motor neuron loss and consequent respiratory compromise 10,11. In order to evaluate the efficacy of NPC-based strategies on respiratory function in these animal models of ALS and SCI, cellular interventions must be specifically directed to regions containing therapeutically relevant targets such as phrenic motor neurons. We provide a detailed protocol for multi-segmental, intraspinal transplantation of NPCs into the cervical spinal cord ventral gray matter of neurodegenerative models such as SOD1G93A mice and rats, as well as spinal cord injured rats and mice 11.

Neural precursor transplantation is a promising strategy for protecting and/or replacing lost/dysfunctional cervical phrenic motor neurons in spinal cord injury (SCI) and the motor neuron disorder, amyotrophic laterals sclerosis (ALS). We provide a protocol for cell delivery to cervical spinal cord ventral horn in rodent models of ALS and SCI.

Cell Transplantation intraspinale pour le ciblage du col corne ventrale de la sclérose latérale amyotrophique et les lésions de la moelle épinière

Respiratory compromise due to phrenic motor neuron loss is a debilitating consequence of a large proportion of human traumatic spinal cord injury (SCI) ...

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Un modèle de contusion unilatérale des blessures moelle épinière cervicale aide de l&#39;impacteur Infinite Horizon

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

Ischémie-reperfusion modèle de lésions rénales aiguës et post blessures fibrose chez la souris

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

A Murine Model of Cervical Spinal Cord Injury to Study Post-lesional Respiratory Neuroplasticity

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed to improve/ameliorate the respiratory failure following high cervical spinal cord injury (SCI). Here we propose a murine pre-clinical model of high SCI at the cervical 2 (C2) metameric level to study diverse post-lesional respiratory neuroplasticity. The technique consists of a surgical partial injury at the C2 level, which will induce a hemiparalysis of the diaphragm due to a deafferentation of the phrenic motoneurons from the respiratory centers located in the brainstem. The contralateral side of the injury remains intact and allows the animal recovery. Unlike other SCIs which affect the locomotor function (at the thoracic and lumbar level), the respiratory function does not require animal motivation and the quantification of the deficit/recovery can be easily performed (diaphragm and phrenic nerve recordings, whole body ventilation). This pre-clinical C2 SCI model is a powerful, useful, and reliable pre-clinical model to study various respiratory and non-respiratory neuroplasticity events at different levels (molecular to physiology) and to test diverse putative therapeutic strategies which might improve the respiration in SCI patients.

Respiratory failure is the leading cause of death following a cervical spinal cord injury. Having a reproducible, quantifiable, and reliable pre-clinical animal model of respiratory failure induced by a partial cervical injury will help to understand the subsequent respiratory and non-respiratory neuroplasticity and allow testing putative repair strategies.

Un modèle murin de la moelle épinière cervicale blessures à étude post-lésionnelle respiratoire neuroplasticité

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Contrôlée corticale modèle d&#39;impact pour Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

Synergetic Use of Neural Precursor Cells and Self-assembling Peptides in Experimental Cervical Spinal Cord Injury

Spinal cord injuries (SCI) cause serious neurological impairment and psychological, economic, and social consequences for patients and their families. Clinically, more than 50% of SCI affect the cervical spine1. As a consequence of the primary injury, a cascade of secondary mechanisms including inflammation, apoptosis, and demyelination occur finally leading to tissue scarring and development of intramedullary cavities2,3. Both represent physical and chemical barriers to cell transplantation, integration, and regeneration. Therefore, shaping the inhibitory environment and bridging cavities to create a supportive milieu for cell transplantation and regeneration is a promising therapeutic target4. Here, a contusion/compression model of cervical SCI using an aneurysm clip is described. This model is more clinically relevant than other experimental models, since complete transection or ruptures of the cord are rare. Also in comparison to the weight drop model, which in particular damage the dorsum columns, circumferential compression of the spinal cord appears advantageous. Clip closing force and duration can be adjusted to achieve different injury severity. A ring spring facilitates precise calibration and constancy of clip force. Under physiological conditions, synthetic self-assembling peptides (SAP) self-assemble into nanofibers and thus, are appealing for application in SCI5. They can be injected directly into the lesion minimizing damage to the cord. SAPs are biocompatible structures erecting scaffolds to bridge intramedullary cavities and thus, equip the damaged cord for regenerative treatments. K2(QL)6K2 (QL6) is a novel SAP introduced by Dong et al.6 In comparison to other peptides, QL6 self-assembles into &#946;-sheets at neutral pH6.14 days after SCI, after the acute stage, SAPs are injected into the center of the lesion and neural precursor cells (NPC) are injected into adjacent dorsal columns. In order to support cell survival, transplantation is combined with continuous subdural administration of growth factors by osmotic micro pumps for 7 days.

Treating cervical spinal cord injury with both self-assembling peptides (SAP) and neural precursor cells (NPC), together with growth factors, is a promising approach to promote regeneration and recovery. A contusion/compression aneurysm clip rat model of cervical SCI and combined treatment involving SAP injection and NPC transplantation is established.

Utilisation synergique des cellules neurales précurseurs et peptides d&#39;auto-assemblage dans la partie expérimentale moelle épinière cervicale blessures

Spinal cord injuries (SCI) cause serious neurological impairment and psychological, economic, and social consequences for patients and their families. ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotopic col de l&#39;utérus chez la souris Transplantation cardiaque

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Repetitive Concussive Head Injury Model in Mice

Despite the concussion/ mild traumatic brain injury (mTBI) being the most frequent occurrence of traumatic brain injury, there is still a lack of knowledge on the injury and its effects. To develop a better understanding of concussions, animals are often used because they provide a controlled, rigorous, and efficient model. Studies have adapted traditional animal models to perform mTBI to stimulate mild injury severity by changing the injury parameters. These models have been used because they can produce morphologically similar brain injuries to the clinical condition and provide a spectrum of injury severities. However, they are limited in their ability to present the identical features of injuries in patients. Using a traditional impact system, a repetitive concussive injury (rCHI) model can induce mild to moderate human-like concussion. The injury degree can be determined by measuring the period of loss of consciousness (LOC) with a sign of a transient termination of breathing. The rCHI model is beneficial to use for its accuracy and simplicity in determining mTBI effects and potential treatments.

Concussion presents the most common type of traumatic brain injury. Therefore, a repetitive concussive animal model, which replicates the important features of an injury in patients, may provide a means to study concussion in a rigorous, controlled, and efficient manner.

Une blessure à la tête modèle Répétitive commotionnant chez la souris

Despite the concussion/ mild traumatic brain injury (mTBI) being the most frequent occurrence of traumatic brain injury, there is still a lack of ...

Induction of Accelerated Atherosclerosis in Mice: The "Wire-Injury" Model

Atherosclerosis is a proliferative fibro-inflammatory disease developing in the arterial wall, inducing a deficient blood flow or a lack of blood flow. Moreover, by rupture of the defective vascular wall, atherosclerosis induces occlusive thrombus formation, which represents the main cause of myocardial infarction or stroke and the most frequent cause of death. Despite the advances in the cardiovascular field, many questions remain unanswered, and additional basic research is essential to improve our understanding of the molecular mechanisms during atherosclerosis and its effects. Due to limited clinical studies, there is a need for representative animal models recreating atherosclerotic conditions such as neointima formation after stent implantation, balloon angioplasty, or endarterectomy. Since the mouse presents many advantages and is the most frequently used model for studying molecular processes, the current study proposes an invasive procedure of endothelial denudation, also known as the wire-injury model, which is representative of the human condition of neointima formation in arteries after revascularization procedures.

Induction of Accelerated Atherosclerosis in Mice: The &quot;Wire-Injury&quot; Model

This study describes an invasive procedure for the induction of accelerated atherosclerosis in mice. In comparison to other methods using electric- or cryo-induced injury, mechanical-induced injury mimics the human condition of restenosis after revascularization therapies and is ideal for the study of the molecular mechanisms involved.

Induction de l’athérosclérose accélérée chez les souris : le modèle « Wire-Injury »

Atherosclerosis is a proliferative fibro-inflammatory disease developing in the arterial wall, inducing a deficient blood flow or a lack of blood flow. ...