Nous remercions Daniel Carpi pour son aide et des premières contributions à ce projet. Nous remercions également Lucrecia Novoa pour son aide avec des illustrations et des images. Ce travail a été soutenu par le NIH / NIAID programme de subvention 5P01AI073693-03.

1. Tetrode Fabrication <ol><li> Commencez par utiliser isolés 12,5 um (0,0005 &quot;) de diamètre noyau de fil de platine-iridium de la Californie Fine Wire. La longueur du fil doit être coupé à la longueur appropriée pour la structure cible. Par exemple, couper le fil à au moins 30 cm de long pour cibler le subiculum dorsal ou hippocampe. </li><li> Plier le fil sur au centre de sorte qu&#39;il existe deux fils parallèles, qui sera de 15 cm de longueur. Drapé du point médian de ce fil sur un bras horizontal pour former quatre fils parallèles de 7,5 cm de longueur. Suivant attacher la pince de caoutchouc à proximité du fond de la toile drapée, la création d&#39;un faisceau de quatre conducteurs. </li><li> Placez le clip en caoutchouc dans le Tetrode Spinner motorisé, en s&#39;assurant que le fil est tendu, mais le poids n&#39;est pas trop tendue ou roulement, car cela casserait durant le processus de filage. </li><li> Mettez le Spinner Tetrode en mode &quot;Manuel&quot; et appuyez sur le joystick pour &quot;Droite&quot; pour faire tourner le fil dans le sens horaire. La fileuseva tourner à environ 2 Hz, la création d&#39;un faisceau serré de quatre fils pour former la tétrode. </li><li> Appliquer 80 rotations dans le sens horaire, puis arrêter en appuyant sur &quot;Up&quot; sur le joystick. Cela fera une pause au spinner motorisé. Ensuite, appliquez 20 dans le sens antihoraire («Gauche») rotations afin de relâcher la tension sur la tétrode. Le nombre final de rotations par unité de longueur de fil doit être de 8 rotations par micron. </li><li> Utilisation du pistolet de chauffage sur le cadre inférieur 1, qui atteint un maximum de 400 degrés, afin de fusionner les fils ensemble par fusion de la couche de liaison VG. Tenez le pistolet à air chaud ~ 2 cm du fil et exécutez le pistolet vers le haut et vers le bas la longueur droite du fil pendant environ 5 sec à partir de plusieurs angles différents. Assurez-vous de balayer constamment le pistolet de chaleur et pas tenir tout seul endroit car cela va faire fondre l&#39;isolation HML et provoquer les fils à fusionner dans le bundle. </li><li> Effectuer une coupe dans la partie supérieure de la tétrode (près de la branche horizontale) puis relâcher la tétrode de la pince à la partie inférieure. Couper la boucle unique, de sorte qu&#39;il existe quatre fils séparés sur une extrémité de la tétrode, ces fils doivent être connectés électriquement à des broches d&#39;or ou d&#39;une carte de circuit à une étape ultérieure. </li><li> Placez la tétrode terminé dans une boîte de détention sans poussière pour le stockage jusqu&#39;à ce que le disque a été terminé. </li></ol> 2. Assemblée Microdrive personnalisée <ol><li> D&#39;abord construire la base qui va contenir le microdrive (s). La base du microdrive implanté est généralement plus stable si elle est fixée et positionnée le long de la ligne médiane du crâne. Ce protocole décrit les étapes pour construire une base avec une seule microdrive de tenir quatre transporteurs de tubes en polyamide. Micromoteurs et tubes supplémentaires peuvent être facilement ajoutés au besoin. </li><li> Commencez avec un 20 mm environ morceau carré de plexiglas acrylique (5 mm d&#39;épaisseur) et le sable acrylique dans une forme qui permettra à la souris de se déplacer librement à l&#39;entraînement après qu&#39;il se soit implanté sur la tête. </li><li> Ensuite, assembler l&#39;unité d&#39;entraînement. Utilisez personnalisé 30,3 x 6,3 mm guides en laiton qui porteront la vis d&#39;entraînement. Tout d&#39;abord, souder deux guides en laiton ainsi que perpendiculairement. Le guidage vertical de laiton tiendra la vis d&#39;entraînement et des électrodes, tandis que la pièce horizontale sera collée dans le fond de l&#39;acrylique. </li><li> Après souder les pièces de laiton ainsi, commencer l&#39;assemblage du lecteur lui-même en passant une vis en laiton à tête cylindrique à travers le haut du guide et dans un bloc de plastique Delrin. Le bloc carré est conçue de telle sorte que le trou de vis est légèrement excentré (de 0,2 mm), ce qui entraîne une face du bloc en saillie très légèrement par rapport au guide. C&#39;est le côté où les tubes en polyamide portant les électrodes vont s&#39;asseoir. </li><li> Avec le bloc Delrin l&#39;intérieur du guide, et la vis tout au long, enfiler un écrou en laiton hexagonale jusqu&#39;à ce que l&#39;écrou est près de toucher le fond du guide. Ne pas serrer l&#39;écrou, mais plutôt fondre un peu de soudure sur la fin afin de se joindre à l&#39;écrou et la vis mais en faisant attention de ne pas souder anything au guide. Or, la rotation de la vis doit se déplacer vers le haut le bloc de Delrin (sens horaire) et le bas (vers la gauche) verticalement le long du filetage de la vis. Coupez fil qui dépasse derrière l&#39;écrou soudé. </li><li> Une fois que le lecteur a été assemblé, revenir à la base en acrylique et couper une fente 3 mm de large où le lecteur électrode sera. Passez le guide de laiton horizontale à travers la fente, puis utiliser de la colle cryanoacrylate à fixer la pièce à la base. </li><li> Placez la base acrylique dans un étau pour la maintenir en place. Placez une carte d&#39;interface électronique (BEI) au-dessus de la base et marquer l&#39;emplacement des deux trous de vis. Eibs sont micropuces qui fournissent une connexion de signal entre les fils d&#39;électrode et un headstage pré-amplificateur. L&#39;utilisation d&#39;un mm foret de 1,5 pointe, percer des trous soigneusement les marques pour les vis qui tiendront la BEI en place sur le dessus de la base. Placez la BEI et le fil deux vis en laiton dans les trous. </li><li> Utilisez micro ciseaux de dissection pour couper quatre longs morceaux 7 mm de polyamtubes ide. Aligner les quatre tubes les uns à côté des autres sur un morceau de bande pliée en laboratoire. Appliquer cyanoacrylate au centre pour les réunir, mais prenez garde de ne pas mettre de colle dans les tubes eux-mêmes. Laisser les tubes reliés à sécher complètement. </li><li> Faire pivoter la base d&#39;entraînement de 90 degrés de sorte que la puce BEI est vertical et le lecteur est positionné horizontalement avec le bloc de Delrin faisant saillie vers le haut. En regardant à travers une loupe binoculaire, en tamponnant doucement une petite quantité de cyanoacrylate sur le visage Delrin puis placez les quatre tubes reliés à la colle. Laisser sécher la colle complètement avant de tenter de déplacer le lecteur. </li><li> Test que les tubes de polyamide sont solidement fixés et que la totalité de l&#39;ensemble se déplace en douceur sans toucher le guide ou rencontrer de résistance. </li><li> Ensuite, préparez la vis de terre et le fil de terre à la BEI. Faire une vis de terre en prenant une vis en laiton (3/32 &quot;) et poncer les fils jusqu&#39;à ce que les discussions demeurent 1-2. Cela devrait être ~1 mm, car cette vis sera assis à l&#39;intérieur du crâne et n&#39;est pas destinée à pénétrer dans le tissu cérébral. </li><li> Couper une longueur de 30 mm de fil de cuivre (la durée exacte dépendra de l&#39;endroit où le crâne de placer le sol des animaux). Le fil de cuivre doit être de 100 à 500 um (0,004 à 0,02 &quot;) de diamètre, c&#39;est à peu près équivalent à 38 AWG à 24 AWG Appliquer flux de soudure aux deux extrémités du fil de cuivre sur une de ses extrémités, à souder la vis à la masse.. le fil. De l&#39;autre côté, souder une épinglette en or BEI. Ce fil de terre peut être annulée et relié à la BEI plus tard au cours de la chirurgie d&#39;implantation. </li><li> L&#39;étape suivante consiste à guider les électrodes à travers les tubes de polyamide et de les connecter aux trous de canal sur la puce BEI. Tourner la vis d&#39;entraînement entièrement dans le sens horaire de sorte que les tubes sont à leur première position. </li><li> Pour les électrodes simples, couper une longueur de 50 mm de Stableohm 50 fils pm et le guider à travers un tube en polyamide, ce qui lui permet de dépasser d&#39;au moins 2,0 mm passé l&#39;extrémité du tube (pour le ciblage subiculum ouhippocampe). Appliquer une petite goutte de cyanoacrylate dans la partie supérieure du tube, fixer le fil au tube et à empêcher tout mouvement du fil. Ensuite, connectez l&#39;extrémité libre du fil à un trou de canal BEI aide d&#39;une épingle d&#39;or. Coupez l&#39;excédent de fil avec des ciseaux fins. Répéter pour les autres microélectrodes. </li><li> Pour le raccordement tétrodes, prendre un achevés tetrode hors de la boîte de rangement. Guide de l&#39;extrémité fusionnée de la tétrode à travers un tube en polyamide et lui permettre de prolonger au moins 2,0 mm passé l&#39;extrémité du tube (pour subiculum ou hippocampe). Appliquez une petite goutte de cyanoacrylate dans la partie supérieure du tube, l&#39;apposition du tetrode au tube et empêchant tout mouvement. Prendre les quatre fils séparés, à l&#39;autre extrémité de la tétrode et raccorder chaque fil d&#39;un trou de rigole BEI en utilisant une broche d&#39;or. Coupez l&#39;excédent de fil. Répétez l&#39;opération pour les autres tétrodes. </li></ol> 3. Assemblée VersaDrive <ol><li> Commencer à construire une tétrode VersaDrive quatre, ce qui comprend une base, enceinte, et le bouchon pieces. </li><li> Couper une tubulure de polyamide et 10 mm et de le guider à travers le petit trou sur un porte-tétrode. Laisser le tube dépasser de la porte très légèrement (0,5 mm). Utilisez 5 min époxy pour coller le tube de polyamide en place, en faisant attention de ne pas permettre à l&#39;époxy pour aller dans le tube lui-même. Répétez cette opération pour les trois autres tubes et les transporteurs. </li><li> Après l&#39;époxy est entièrement fixé, guider chaque tube de polyamide à travers l&#39;un des quatre trous de la base VersaDrive. Une fois tous les quatre tubes sont dans leurs trous, pousser une goupille à travers le trou d&#39;insecte externe, ce qui va maintenir le support d&#39;tétrode en ligne et servir comme un rail pour le support de se déplacer sur. Répétez cette opération pour les trois autres transporteurs. </li><li> Prenez un bouchon et l&#39;aligner avec les quatre broches insectes de sorte que le capuchon recouvre la base et les transporteurs tétrodes réside dans le bouchon. Fil vis de la machine x 5 mm à 1 mm dans le trou approprié dans le bouchon et dans le porte-tétrode. Ce sera la vis d&#39;entraînement pour déplacer le support vers le haut et vers le bas. Repmanger ce pour les trois autres vis. </li><li> Mettez toutes les vis dans le sens horaire jusqu&#39;à ce que les transporteurs tétrodes sont à leur position de tête et les tubes de polyamide sont visibles à travers l&#39;ouverture du bouchon. Utilisation de fines micro ciseaux de dissection, couper le tube juste au-dessous (1 mm) de la base de telle sorte que les quatre tubes de polyamide sont de la même longueur. </li><li> En utilisant un microscope à dissection, enfiler avec soin une tétrode à travers un tube en polyamide. Il est important de garder le fil de tetrode parfaitement droite à mesure qu&#39;il avance dans le tube que tout plié ou écrasé, il sera très difficile d&#39;enfiler entièrement la tétrode à travers. Répétez l&#39;opération pour les trois autres tétrodes. </li><li> Une fois toutes les tétrodes sont dans leurs tubes, appliquer soigneusement une petite goutte de cyanoacrylate au sommet de chaque tube, la sécurisation des tétrodes dans leurs tubes respectifs. Prenez garde à ne pas mettre cyanoacrylate entre les transporteurs ou sur les fils de tétrodes lâches qui font saillie à travers le bouchon. </li><li> Couper les tétrodes sorte qu&#39;ils ne s&#39;étendent que passé les tubes2,0 mm (pour subiculum ou hippocampe). Ensuite, placez la base d&#39;entraînement (avec les quatre broches insectes insérés) dans le gabarit VersaDrive. L&#39;autre moitié du gabarit tiendra le cap VersaDrive qui a tous les trous de réceptacle pour faire les connexions de canal. </li><li> Tourner la vis d&#39;entraînement complètement dans le sens antihoraire afin que les tétrodes sont dans leur position la plus basse. </li><li> Avant de raccorder les fils de tétrodes aux récipients d&#39;or, d&#39;abord connecter les fils de terre au bouchon. Le capuchon VersaDrive a deux trous de broche pour le raccordement au sol à la position centrale des deux rangées de trous. Couper un fil de cuivre d&#39;au moins 30 mm (dépend où sur le crâne de placer le sol) et le guider à travers l&#39;un de ces trous centraux. Le fil de cuivre doit être 100 - 500 um (0,004 à 0,02 &quot;) de diamètre, c&#39;est à peu près équivalent à 38 AWG à 24 AWG Pousser un récipient d&#39;or dans le trou pour attraper le fil de cuivre en place et couper tout excès de fil.. Sur l&#39;autre extrémité du fil de cuivre, et appliquer flux solder cette extrémité de fil à une vis de terre (voir 2.11.). Répétez l&#39;opération pour le second fil de terre. </li><li> Ensuite, guider tous les câbles de tétrode vrac (il faudrait seize au total) à travers leurs trous réceptacles respectifs sur le capuchon. Il est préférable de commencer avec une tétrode et enfilez les fils individuels aux quatre trous appropriés qui finira juste au-dessus. Les fils de tétrodes individuels doivent être manipulés avec une légère pression car ils sont fragiles et peuvent facilement sertir si serré trop fort. Remettre le bouchon en alignant les broches d&#39;insectes trous et appuyez sur raccord à la base. </li><li> Avec les fils de tétrodes saillie à travers le couvercle, appuyez répondre aux récipients en or à saisir les fils de tétrodes en place et effectuer les raccordements électriques. Environ 50% des fils sera rognée (au-dessus du cap) une fois le réceptacle de l&#39;or est poussé vers le bas. Couper l&#39;excédent de fil qui reste en saillie de la partie supérieure du capuchon. Dans de rares cas (moins de 5%), en poussant le réceptacle de l&#39;or vers le bas va écraser le filet de le briser en dessous réceptacle, résultant dans un canal déconnecté. Cette déconnexion ne peut être réalisée tant que le test d&#39;impédance et les étapes de galvanoplastie (voir 4.7). </li><li> Répétez le processus d&#39;emmanchement pour les trois autres tétrodes. Tourner les vis d&#39;entraînement vers la droite pour les déplacer vers le haut et faire en sorte que le mouvement d&#39;entraînement est lisse. </li></ol> 4. Plaqué or de pointes d&#39;électrodes <ol><li> Indépendamment de ce type de microélectrodes utilisées, les pointes des électrodes doivent être plaqués or afin de réduire l&#39;impédance de pointe. Cela permettra de maximiser la capacité d&#39;enregistrer de manière fiable et discriminer des potentiels d&#39;action seule unité. Testez l&#39;impédance d&#39;électrode en utilisant le dispositif nanoZ Neuralynx. Le nanoZ est un dispositif informatique qui mesure l&#39;impédance et permet de galvanoplastie automatisé. </li><li> Première tourner les vis Microdrive vers le bas (sens antihoraire) à leur position la plus basse. Montez ensuite solidement le microdrive sur une pince qui permet l&#39;abaissement dules pointes des électrodes dans la solution de placage or. </li><li> Remplissez un tour Delrin avec une solution d&#39;or SIFCO et l&#39;autre tour avec de l&#39;eau distillée. Abaisser les pointes d&#39;électrodes dans la solution d&#39;or. </li><li> Branchez le câble USB nanoZ dans un ordinateur basé sur Windows et puis ouvrez le programme nanoZ. Ce programme permettra de donner des lectures d&#39;impédance et d&#39;effectuer la dorure sur chaque canal connecté sur le microdrive. </li><li> Accédez au périphérique déroulant et sélectionner le nanoZ, après quoi il affichera &quot;Connexion établie&quot; au bas de la fenêtre. Ensuite, sélectionnez l&#39;adaptateur approprié pour tester dans le menu déroulant. Cliquez sur &quot;impédances de test&quot; et régler la fréquence de test à 1004 Hz (40 cycles, 0 msec pause). Cliquez sur &quot;sonde de test&quot;, qui ouvrira la fenêtre &quot;Probe Report&quot; qui affiche tous les canaux disponibles avec leurs MQ lectures. Enregistrer ces valeurs d&#39;impédance en cliquant sur l&#39;icône du disque ou en sélectionnant &quot;Fichier&quot;, puis &quot;Enregistrer le rapport&quot;. </li><li> Ensuite, cliquez sur &quot;CC plaquent&quot; et assignerles valeurs suivantes: Mode = impédances de match, plaquant courant = -1.0 pA, Target = 350 kQ à 1.004 Hz, 5 courses, 5 sec intervalle, 2 sec de pause. </li><li> Cliquez sur &quot;Autoplate&quot;. Le programme va d&#39;abord lire l&#39;impédance de chaque canal, puis appliquer le courant spécifié à ce canal, re-tester l&#39;impédance et appliquer un courant que nécessaire jusqu&#39;à ce que l&#39;impédance de la cible (ou d&#39;une valeur inférieure) est atteint. Bien que l&#39;objectif est de réduire l&#39;impédance de l&#39;électrode, il est possible que les canaux seront galvanoplastie en dessous des valeurs de 100 kQ. Dans de tels cas, il est possible que les fils voisins sur la tétrode ont été court-circuitées. Dans ce cas, inverser la polarité du courant (+ 1,0 mA) pour éliminer les particules d&#39;or excédentaires, re-tester l&#39;impédance de ce canal, puis répétez la galvanoplastie. Valeurs d&#39;impédance finales typiques sur un faisceau de quatre fils 12,5 uM vont de 150 à 325 kQ. </li><li> S&#39;il ya un seul canal qui n&#39;a pas plaqué en dessous de 350 kQ, répétez le processus de galvanoplastie.Le programme vous permet de sauter les canaux qui ont déjà atteint la cible et ne sera canaux de plaque qui ne l&#39;ont pas. </li><li> Une fois tous les canaux ont été plaqués à une impédance acceptable, fermez le programme nanoZ et débranchez l&#39;appareil. Soulevez les électrodes sur la solution de placage et de réduire les pointes dans la tour Delrin de l&#39;eau distillée pour rincer les particules d&#39;or excédentaires. </li><li> Tournez les vis du disque dans le sens horaire jusqu&#39;à ce que les électrodes sont portées à leur position supérieure. Maintenant, le microdrive et les électrodes sont prêts pour l&#39;implantation. </li></ol>

<ol>
	<li>Recce, M. L., O'Keefe, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+tetrode:+a+new+technique+for+multi-unit+extracellular+recording.">The tetrode: a new technique for multi-unit extracellular recording.</a> Soc. Neurosci. Abstr. 15, 1250 (1989).</li><li>O'Keefe, J., Recce, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phase+relationship+between+hippocampal+place+units+and+the+EEG+theta+rhythm.">Phase relationship between hippocampal place units and the EEG theta rhythm.</a> Hippocampus. 3, 317-330 (1993).</li><li>Chen, G., Wang, L. P., Tsien, J. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+population-level+memory+traces+in+the+mouse+hippocampus.">Neural population-level memory traces in the mouse hippocampus.</a> PLoS ONE. 4 (12), e8256 (2009).</li><li>Buzs&#225;ki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+origin+of+extracellular+fields+and+currents+--+EEG,+ECoG,+LFP,+and+spikes.">The origin of extracellular fields and currents -- EEG, ECoG, LFP, and spikes.</a> Nat. Rev. Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).</li><li>Tort, A. B., Kramer, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+cross-frequency+coupling+of+local+field+potential+oscillations+in+rat+striatum+and+hippocampus+during+performance+of+a+T-maze+task.">Dynamic cross-frequency coupling of local field potential oscillations in rat striatum and hippocampus during performance of a T-maze task.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 105 (51), 20517-20522 (2008).</li><li>Seidenbecher, T., Laxmi, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amygdalar+and+hippocampal+theta+rhythm+synchronization+during+fear+memory+retrieval.">Amygdalar and hippocampal theta rhythm synchronization during fear memory retrieval.</a> Science. 301 (5634), 846-850 (2003).</li><li>Yamamoto, J., Wilson, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+chronically+implantable+precision+motorized+microdrive+array+for+freely+behaving+animals.">Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals.</a> J. Neurophysiol. 100 (4), 2430-2440 (2008).</li><li>Harris, K. D., Henze, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+of+tetrode+spike+separation+as+determined+by+simultaneous+intracellular+and+extracellular+measurements.">Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements.</a> J. Neurophysiol. 84 (1), 401-414 (2000).</li><li>Henze, D. A., Borhegyi, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+features+predicted+by+extracellular+recordings+in+the+hippocampus+in+vivo.">Intracellular features predicted by extracellular recordings in the hippocampus in vivo.</a> J. Neurophysiol. 84 (1), 390-400 (2000).</li><li>Chang, E. H., Huerta, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurophysiological+correlates+of+object+recognition+in+the+dorsal+subiculum.">Neurophysiological correlates of object recognition in the dorsal subiculum.</a> Front. Behav. Neurosci. 6, 46 (2012).</li><li>Gray, C. M., Maldonado, P. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tetrodes+markedly+improve+the+reliability+and+yield+of+multiple+single-unit+isolation+from+multi-unit+recordings+in+cat+striate+cortex.">Tetrodes markedly improve the reliability and yield of multiple single-unit isolation from multi-unit recordings in cat striate cortex.</a> J. Neurosci. Methods. 63 (1-2), 43-54 (1995).</li><li>O'Keefe, J., Dostrovsky, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hippocampus+as+a+spatial+map.+Preliminary+evidence+from+unit+activity+in+the+freely-moving+rat.">The hippocampus as a spatial map. Preliminary evidence from unit activity in the freely-moving rat.</a> Brain Res. 34 (1), 171-175 (1971).</li><li>Wilson, M. A., McNaughton, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+the+hippocampal+ensemble+code+for+space.">Dynamics of the hippocampal ensemble code for space.</a> Science. 261 (5124), 1055-1058 (1993).</li><li>Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Rhythms of the Brain. , (2006).</li><li>McHugh, T. J., Blum, K. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impaired+hippocampal+representation+of+space+in+CA1-specific+NMDAR1+knockout+mice.">Impaired hippocampal representation of space in CA1-specific NMDAR1 knockout mice.</a> Cell. 87 (7), 1339-1349 (1996).</li><li>Resnik, E., McFarland, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+GluA1+deletion+on+the+hippocampal+population+code+for+position.">The effects of GluA1 deletion on the hippocampal population code for position.</a> J. Neurosci. 32 (26), 8952-8968 (2012).</li><li>Cacucci, F., Yi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Place+cell+firing+correlates+with+memory+deficits+and+amyloid+plaque+burden+in+Tg2576+Alzheimer+mouse+model.">Place cell firing correlates with memory deficits and amyloid plaque burden in Tg2576 Alzheimer mouse model.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105 (22), 7863-7868 (2008).</li><li>Sigurdsson, T., Stark, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impaired+hippocampal-prefrontal+synchrony+in+a+genetic+mouse+model+of+schizophrenia.">Impaired hippocampal-prefrontal synchrony in a genetic mouse model of schizophrenia.</a> Nature. 464 (7289), 763-767 (2010).</li><li>Engel, A. K., Moll, C. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Invasive+recordings+from+the+human+brain:+clinical+insights+and+beyond.">Invasive recordings from the human brain: clinical insights and beyond.</a> Nat. Rev. Neurosci. 6 (1), 35-47 (2005).</li><li>Cash, S. S., Halgren, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+human+K-complex+represents+an+isolated+cortical+down-state.">The human K-complex represents an isolated cortical down-state.</a> Science. 324 (5930), 1084-1087 (2009).</li></ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

Nous avons décrit un ensemble de techniques pour la construction de micromoteurs légers et compacts pour l&#39;enregistrement de l&#39;unité extracellulaire et l&#39;activité de potentiel de champ chez la souris. En construisant des micromoteurs personnalisés avec des bases façonné en verre acrylique (méthacrylate de méthyle), le système de base peut être facilement adapté pour plusieurs lecteurs et pour le ciblage d&#39;un large éventail de régions neurales. Nous avons réussi à modifier le système pour...

L&#39;utilisation de la technique de micro-électrodes pour enregistrer des signaux neuronaux extracellulaires in vivo a une longue et précieuse tradition en neurosciences 1, 2. La capacité d&#39;enregistrer l&#39;activité électrique de plusieurs régions du cerveau chez les animaux se comportent librement est, cependant, une technologie plus récente qui est de plus en plus fréquent que les logiciels pour l&#39;acquisition, l&#39;analyse et la discrimination des signaux neuronaux devient plus sophistiqué et convivial 3, 4. Les avancées technologiques sur le plan logiciel ont également été accompagné par des réductions dans le poids et l&#39;encombrement des dispositifs implantables, qui ont été revus à la baisse suffisamment pour l&#39;enregistrement dans les petits mammifères comme les souris. En utilisant des composants légers (souvent en plastique), les chercheurs sont en mesure de construire des micromoteurs qui permettent de positionnement indépendant des électrodes ou tétrodes pour cibler un large éventail de régions du cerveau 5-7. Même structures cérébrales profondes, telles que l&#39;amygdale 6 et le striatum 5, peuvent être régulièrement pris pour cibles par la sélection d&#39;une vis d&#39;entraînement suffisamment longue. Ces techniques d&#39;enregistrement permettent aux chercheurs d&#39;obtenir des signaux neuronaux de haute fidélité et sont en correspondance avec l&#39;activité électrique de neurones isolés enregistrés intracellulaire 8, 9. L&#39;utilisation de ces types de micromoteurs, nous avons enregistré des succès simples unités de souris jusqu&#39;à deux mois après l&#39;implantation 10. En outre, la nature léger des appareils (environ 1,5-2,0 g) a abouti à la performance comportementale qui est comparable aux souris non implantés dans de nombreuses tâches comportementales. En particulier, nous avons démontré que les souris implantées présentent des performances normales dans le roman tâche de reconnaissance d&#39;objet 10 et le lieu tâche d&#39;objet (données non publiées). L&#39;utilisation de micromoteurs couplés à de multiples tétrodes permet aux chercheurs de surveiller et d&#39;analyser l&#39;activité neuronale au niveau du réseautout en enregistrant à partir de multiples unités individuelles dans le cerveau. Enregistrement avec ces tétrodes a plusieurs avantages importants à des fins d&#39;identification d&#39;unité et permet l&#39;acquisition de haute précision et de la discrimination de plusieurs unités individuelles 11. Nous décrivons comment fabriquer et faisceaux de tétrodes or plaque, puis charger ensuite dans les supports d&#39;électrodes pouvant être entraînés. Un type de support de disque nous décrivons est disponible dans le commerce et l&#39;autre est une conception simple, mais facilement extensible, un lecteur qui peut accueillir plusieurs transporteurs et les modalités de tétrodes sans un investissement important de ressources.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>0.0005" (12.5 &mu;M) diameter Platinum-Iridium wire </td>
			<td>California Fine Wire</td>
			<td>CFW#100-167</td>
			<td>HML VG insulated <a href="http://www.calfinewire.com" target="_blank">www.calfinewire.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>0.002" (50 &mu;M) diameter Stableohm 675 wire</td>
			<td>California Fine Wire</td>
			<td>CFW# 100-188</td>
			<td>HML insulated Ni-Cr</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>polyamide tubing</td>
			<td>Polymicro Technologies</td>
			<td>1068150020</td>
			<td>99 micron I.D., 166 micron O.D. <a href="http://www.polymicro.com" target="_blank">www.polymicro.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>brass guides</td>
			<td>World Plastics Inc</td>
			<td></td>
			<td>3.3 x 6.6 mm</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Delrin blocks</td>
			<td>World Plastics Inc</td>
			<td></td>
			<td>3.13 x 2.5 mm</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Fillister head brass screws</td>
			<td>J.I. Morris Co.</td>
			<td>00-90 x 1/2</td>
			<td>drive screw <a href="http://www.jimorrisco.com" target="_blank">www.jimorrisco.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>hex brass nuts</td>
			<td>J.I. Morris Co.</td>
			<td>00-90</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Fillister head brass screws</td>
			<td>J.I. Morris Co.</td>
			<td>000-120 x 3/32</td>
			<td>EIB mount and ground screw</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>plexiglass acrylic</td>
			<td>Canal Street Plastics</td>
			<td></td>
			<td>5 mm thick, clear, <a href="http://www.cpcnyc.com" target="_blank"> www.cpcnyc.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>cyanoacrylate</td>
			<td>Krazy Glue</td>
			<td></td>
			<td>2 g tube</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>electronic interface board</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td>EIB-18</td>
			<td><a href="http://www.neuralynx.com" target="_blank">www.neuralynx.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>non-cyanide gold solution</td>
			<td>SIFCO</td>
			<td>SIFCO 5355</td>
			<td><a href="http://www.sifcoasc.com" target="_blank">www.sifcoasc.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>VersaDrive 4</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td>four tetrode model</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>tetrode assembly station</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>motorized tetrode spinner</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td>tetrode spinner 2.0</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>VersaDrive jig</td>
			<td>Neuralynx </td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>soldering iron</td>
			<td>Radio Shack </td>
			<td>64-2802B</td>
			<td><a href="http://www.radioshack.com" target="_blank">www.radioshack.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>nanoZ</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>small bit drill/driver</td>
			<td>Ram Products </td>
			<td>Rampower 35</td>
			<td>with footpedal controller, <a href="http://www.ramprodinc.com" target="_blank">www.ramprodinc.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>drill bits</td>
			<td>Small Parts, Inc.</td>
			<td></td>
			<td>3/32" bits, <a href="http://www.smallpartsinc.com" target="_blank">www.smallpartsinc.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>dissecting microscope</td>
			<td>Olympus </td>
			<td>SZ-60</td>
			<td><a href="http://www.olympusamerica.com" target="_blank">www.olympusamerica.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>heat gun</td>
			<td>Alphawire</td>
			<td>Fit gun 3</td>
			<td>use setting "1" only, <a href="http://www.alphawire.com" target="_blank">www.alphawire.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>26 AWG copper wire</td>
			<td>Arcor Electronics</td>
			<td>F26</td>
			<td>for ground wires, <a href="http://www.arcorelectronics.com" target="_blank"> www.arcorelectronics.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>soldering flux</td>
			<td>Eagle</td>
			<td>2 oz, #205</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>0.02" diameter solder</td>
			<td>Kester</td>
			<td>24-6337-0010</td>
			<td><a href="http://www.kester.com" target="_blank"> www.kester.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>benchtop vise</td>
			<td>Vacu-Vise</td>
			<td>Model 300</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>fiber optic light</td>
			<td>Nikon </td>
			<td>MKII</td>
			<td>dual light arms, <a href="http://www.nikon.com" target="_blank"> www.nikon.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>5-min epoxy</td>
			<td>Allied Electronics</td>
			<td></td>
			<td>25 ml, <a href="http://www.alliedelec.com" target="_blank"> www.alliedelec.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>fine tweezers</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument Co.</td>
			<td>RS-4907, RS-5010</td>
			<td>INOX material, <a href="http://www.roboz.com" target="_blank"> www.roboz.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>micro dissecting scissors</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument Co.</td>
			<td>RS-5880</td>
			<td></td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>
 Table 1. Materials and reagents used for constructing tetrodes and microdrives.

construction of microdrive arrays for chronic neural recordings in awake behaving mice

Enregistrements électrophysiologiques State-of-the-art des cerveaux des animaux se comportent librement permettent aux chercheurs d&#39;examiner simultanément les potentiels de champ locaux (LFP) à partir de populations de neurones et les potentiels d&#39;action des cellules individuelles, que l&#39;animal se livre à des expérimentalement tâches pertinentes. Microdrive chroniquement implantés permettent des enregistrements du cerveau pour durer sur des périodes de plusieurs semaines. Durs miniaturisés et des composants légers permettent à ces enregistrements à long terme de se produire chez les petits mammifères comme les souris. En utilisant tétrodes, qui sont constitués de faisceaux étroitement tressées de quatre électrodes, dans lequel chaque fil a un diamètre de 12,5 um, il est possible d&#39;isoler des neurones physiologiquement actifs dans des régions du cerveau superficielles telles que le cortex cérébral, l&#39;hippocampe dorsal, et subiculum, ainsi que les régions plus profondes telles que le striatum et l&#39;amygdale. En outre, cette technique assure des enregistrements de neurones stables, de haute fidélité que l&#39;animal est contestée par un varieté de tâches comportementales. Ce manuscrit décrit plusieurs techniques qui ont été optimisés pour enregistrer à partir du cerveau de la souris. Tout d&#39;abord, nous montrons comment fabriquer tétrodes, les charger dans des tubes de rouler, et plaqué or leurs conseils afin de réduire leur impédance de MQ à la gamme de kQ. Deuxièmement, nous montrons comment construire un ensemble de microdrive personnalisé pour porter et déplacer les tétrodes verticalement, avec l&#39;utilisation de matériaux peu coûteux. Troisièmement, nous montrons les étapes de l&#39;assemblage d&#39;un microdrive disponible dans le commerce (Neuralynx VersaDrive) qui est conçu pour transporter tétrodes mobiles indépendamment. Enfin, nous présentons des résultats représentatifs des potentiels de champs locaux et les signaux mono-parts obtenues dans le subiculum dorsal de souris. Ces techniques peuvent être facilement modifiés pour s&#39;adapter à différents types de réseaux d&#39;électrodes et des systèmes d&#39;enregistrement dans le cerveau de souris.

<p class="jove_content"&gt; Après avoir implanté le microdrive et baisser les électrodes aux objectifs escomptés du cerveau, un système d&#39;acquisition de données amplifié, comme un Neuralynx Lynx-8, est nécessaire pour enregistrer des signaux neuronaux. Enregistrements de neurones représentatifs de potentiels de champs locaux (LFP) et les potentiels d&#39;action unique unitaires (souvent appelés «pics») de la dorsale subiculum de la souris sont indiquées dans<strong&gt; Figure 2</strong&gt;. Signaux LFP ont été échantillonné...

Watch this Scientific Journal Video about Construction of Microdrive Arrays for Chronic Neural Recordings in Awake Behaving Mice at JoVE.com

Construction of Microdrive Arrays for Chronic Neural Recordings in Awake Behaving Mice

La conception et l&#39;assemblage de micromoteurs pour des enregistrements électrophysiologiques in vivo des signaux du cerveau de la souris est décrite. En attachant des faisceaux de microélectrodes aux transporteurs carrossables robustes, ces techniques permettent des enregistrements de neurones à long terme et stable. Le design léger permet une performance comportementale sans restriction par l&#39;animal implantation d&#39;entraînement suivant.

Construction de tableaux Microdrive pour les enregistrements de neurones chroniques chez la souris Behaving Awake

State-of-the-art electrophysiological recordings from the brains of freely behaving animals allow researchers to simultaneously examine local field ...

construction-microdrive-arrays-for-chronic-neural-recordings-awake

Research

JoVE Journal

Behavior

20.0K vues.  North Shore LIJ Health System. La conception et l'assemblage de micromoteurs pour des enregistrements électrophysiologiques in vivo des signaux du cerveau de la souris est décrite. En attachant des faisceaux de microélectrodes aux transporteurs carrossables robustes, ces techniques permettent des enregistrements de neurones à long terme et stable. Le design léger permet une performance comportementale sans restriction par l'animal implantation d'entraînement suivant.

Vidéo: Construction of Microdrive Arrays for Chronic Neural Recordings in Awake Behaving Mice

Long-term Potentiation of Perforant Pathway-dentate Gyrus Synapse in Freely Behaving Mice

Studies of long-term potentiation of synaptic efficacy, an activity-dependent synaptic phenomenon having properties that make it attractive as a potential cellular mechanism underlying learning and information storage, have long been used to elucidate the physiology of various neuronal circuits in the hippocampus, amygdala, and other limbic and cortical structures. With this in mind, transgenic mouse models of neurological diseases represent useful platforms to conduct long-term&#160;potentiation (LTP) studies to develop a greater understanding of the role of genes in normal and abnormal synaptic communication in neuronal networks involved in learning, emotion and information processing. This article describes methodologies for reliably inducing LTP in the freely behaving mouse. These methodologies can be used in studies of transgenic and knockout freely&#160;behaving mouse models of neurodegenerative diseases.

Transgenic and knockout mouse models of neurological diseases are useful for studying the role of genes in normal and abnormal neurophysiology. This article describes methodologies which can be used to study long-term potentiation, a cellular mechanism which may underlie learning and memory, in transgenic and knockout freely&#160;behaving mouse models of neuropathology.

Potentialisation à long terme de perforante Pathway-gyrus denté Synapse en se comportant librement souris

Studies of long-term potentiation of synaptic efficacy, an activity-dependent synaptic phenomenon having properties that make it attractive as a potential ...

Recherche

Sciences du comportement

Automated, Quantitative Cognitive/Behavioral Screening of Mice: For Genetics, Pharmacology, Animal Cognition and Undergraduate Instruction

We describe a high-throughput, high-volume, fully automated, live-in 24/7 behavioral testing system for assessing the effects of genetic and pharmacological manipulations on basic mechanisms of cognition and learning in mice. A standard polypropylene mouse housing tub is connected through an acrylic tube to a standard commercial mouse test box. The test box has 3 hoppers, 2 of which are connected to pellet feeders. All are internally illuminable with an LED and monitored for head entries by infrared (IR) beams. Mice live in the environment, which eliminates handling during screening. They obtain their food during two or more daily feeding periods by performing in operant (instrumental) and Pavlovian (classical) protocols, for which we have written protocol-control software and quasi-real-time data analysis and graphing software. The data analysis and graphing routines are written in a MATLAB-based language created to simplify greatly the analysis of large time-stamped behavioral and physiological event records and to preserve a full data trail from raw data through all intermediate analyses to the published graphs and statistics within a single data structure. The data-analysis code harvests the data several times a day and subjects it to statistical and graphical analyses, which are automatically stored in the &#34;cloud&#34; and on in-lab computers. Thus, the progress of individual mice is visualized and quantified daily. The data-analysis code talks to the protocol-control code, permitting the automated advance from protocol to protocol of individual subjects. The behavioral protocols implemented are matching, autoshaping, timed hopper-switching, risk assessment in timed hopper-switching, impulsivity measurement, and the circadian anticipation of food availability. Open-source protocol-control and data-analysis code makes the addition of new protocols simple. Eight test environments fit in a 48 in x 24 in x 78 in&#160;cabinet; two such cabinets (16 environments) may be controlled by one computer.

Fully automated system for measuring physiologically meaningful properties of the mechanisms mediating spatial localization, temporal localization, duration, rate&#160;and probability estimation, risk assessment, impulsivity, and the accuracy and precision of memory, in order to assess the effects of genetic and pharmacological manipulations on foundational mechanisms of cognition in mice.

Automatisé, quantitative cognitive / comportementale dépistage de souris: pour la génétique, la pharmacologie, la Cognition Animale et de formation de premier cycle

We describe a high-throughput, high-volume, fully automated, live-in 24/7 behavioral testing system for assessing the effects of genetic and ...

Cortical Source Analysis of High-Density EEG Recordings in Children

EEG is traditionally described as a neuroimaging technique with high temporal and low spatial resolution. Recent advances in biophysical modelling and signal processing make it possible to exploit information from other imaging modalities like structural MRI that provide high spatial resolution to overcome this constraint1. This is especially useful for investigations that require high resolution in the temporal as well as spatial domain. In addition, due to the easy application and low cost of EEG recordings, EEG is often the method of choice when working with populations, such as young children, that do not tolerate functional MRI scans well. However, in order to investigate which neural substrates are involved, anatomical information from structural MRI is still needed. Most EEG analysis packages work with standard head models that are based on adult anatomy. The accuracy of these models when used for children is limited2, because the composition and spatial configuration of head tissues changes dramatically over development3.&#160;
In the present paper, we provide an overview of our recent work in utilizing head models based on individual structural MRI scans or age specific head models to reconstruct the cortical generators of high density EEG. This article describes how&#160;EEG recordings are acquired, processed, and analyzed with pediatric populations at the London Baby Lab, including laboratory setup, task design, EEG preprocessing, MRI processing, and EEG channel level and source analysis.&#160;

In recent years, there has been increasing interest in estimating the cortical sources of scalp measured electrical activity for cognitive neuroscience experiments. This article describes how high density EEG is acquired and how recordings are processed for cortical source estimation in children from the age of 2 years at the London Baby Lab.

Corticale Analyse de la source de haute densité EEG Recordings chez les enfants

EEG is traditionally described as a neuroimaging technique with high temporal and low spatial resolution. Recent advances in biophysical modelling and ...

A Novel Experimental and Analytical Approach to the Multimodal Neural Decoding of Intent During Social Interaction in Freely-behaving Human Infants

Understanding typical and atypical development remains one of the fundamental questions in developmental human neuroscience. Traditionally, experimental paradigms and analysis tools have been limited to constrained laboratory tasks and contexts due to technical limitations imposed by the available set of measuring and analysis techniques and the age of the subjects. These limitations severely limit the study of developmental neural dynamics and associated neural networks engaged in cognition, perception and action in infants performing &#8220;in action and in context&#8221;. This protocol presents a novel approach to study infants and young children as they freely organize their own behavior, and its consequences in a complex, partly unpredictable and highly dynamic environment. The proposed methodology integrates synchronized high-density active scalp electroencephalography (EEG), inertial measurement units (IMUs), video recording and behavioral analysis to capture brain activity and movement non-invasively in freely-behaving infants. This setup allows for the study of neural network dynamics in the developing brain, in action and context, as these networks are recruited during goal-oriented, exploration and social interaction tasks.

This protocol presents a novel methodology for the neural decoding of intent from freely-behaving infants during unscripted social interaction with an actor. Neural activity is acquired using non-invasive high-density active scalp electroencephalography (EEG). Kinematic data is collected with inertial measurement units and supplemented with synchronized video recording.

Une nouvelle approche expérimentale et analytique à l&#39;multimodal Neural Décodage d&#39;intention lors de l&#39;interaction sociale dans Librement-comporter nourrissons humains

Understanding typical and atypical development remains one of the fundamental questions in developmental human neuroscience. Traditionally, experimental ...

A Pressure Injection System for Investigating the Neuropharmacology of Information Processing in Awake Behaving Macaque Monkey Cortex

The top-down modulation of feed-forward cortical information processing is functionally important for many cognitive processes, including the modulation of sensory information processing by attention. However, little is known about which neurotransmitter systems are involved in such modulations. A practical way to address this question is to combine single-cell recording with local and temporary neuropharmacological manipulation in a suitable animal model. Here we demonstrate a technique combining acute single-cell recordings with the injection of neuropharmacological agents in the direct vicinity of the recording electrode. The video shows the preparation of the pressure injection/recording system, including preparation of the substance to be injected. We show a rhesus monkey performing a visual attention task and the procedure of single-unit recording with block-wise pharmacological manipulations.

Here, we show the pressure injection of neuropharmacological substances during single-cell recording in an awake, behaving macaque monkey. This procedure allows pharmacological manipulation in the direct vicinity of a cortical recording site.

Un système d&#39;injection de pression pour les enquêtes de la neuropharmacologie de traitement de l&#39;information dans Awake Behaving Singe Macaque Cortex

The top-down modulation of feed-forward cortical information processing is functionally important for many cognitive processes, including the modulation ...

Using Laser Doppler Imaging and Monitoring to Analyze Spinal Cord Microcirculation in Rat

Laser Doppler flowmetry (LDF) is a noninvasive method for blood flow (BF) measurement, which makes it preferable for measuring microcirculatory alterations of the spinal cord. In this article, our goal was to use both Laser Doppler imaging and monitoring to analyze the change of BF after spinal cord injury. Both the laser Doppler image scanner and the probe/monitor were being employed to obtain each readout. The data of LDPI provided a local distribution of BF, which gave an overview of perfusion around the injury site and made it accessible for comparative analysis of BF among different locations. By intensely measuring the probing area over a period of time, a combined probe was used to simultaneously measure the BF and oxygen saturation of the spinal cord, showing overall spinal cord perfusion and oxygen supply. LDF itself has a few limitations, such as relative flux, sensitivity to movement, and biological zero signal. However, the technology has been applied in clinical and experimental study due to its simple setup and rapid measurement of BF.

Here we present a combination of laser Doppler perfusion imaging (LDPI) and laser Doppler perfusion monitoring (LDPM) to measure spinal cord local blood flows and oxygen saturation (SO2), as well as a standardized procedure for introducing spinal cord trauma on rat.

À l’aide de Laser Doppler d’imagerie et de surveillance pour analyser la Microcirculation de la moelle épinière chez le Rat

Laser Doppler flowmetry (LDF) is a noninvasive method for blood flow (BF) measurement, which makes it preferable for measuring microcirculatory ...

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer scale. However, current methods mostly rely on tethered cable recordings or only use unidirectional systems, allowing either recording or stimulation of neural activity, but not at the same time or same target. Here, a new wireless, bidirectional device for simultaneous multichannel recording and stimulation of neural activity in freely behaving rats is described. The system operates through a single portable head stage that both transmits recorded activity and can be targeted in real-time for brain stimulation using a telemetry-based multichannel software. The head stage is equipped with a preamplifier and a rechargeable battery, allowing stable long-term recordings or stimulation for up to 1 h. Importantly, the head stage is compact, weighs 12 g (including battery) and thus has minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire, making the method applicable to a broad set of behavioral tasks. Moreover, the method has the major advantage that the effect of brain stimulation on neural activity and behavior can be measured simultaneously, providing a tool to assess the causal relationships between specific brain activation patterns and behavior. This feature makes the method particularly valuable for the field of deep brain stimulation, allowing precise assessment, monitoring, and adjustment of stimulation parameters during long-term behavioral experiments. The applicability of the system has been validated using the inferior colliculus as a model structure.

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

A wireless, bidirectional system for multi-channel neural recordings and stimulation in freely behaving rats is introduced. The system is light and compact, thus having minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire. Moreover, this bidirectional system provides a sophisticated tool to assess causal relationships between brain activation patterns and behavior.

Un réseau sans fil, Interface bidirectionnelle pour In Vivo d’enregistrement et la Stimulation de l’activité neuronale en comportement librement des Rats

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer ...

A Behavioral Assay for Investigating the Role of Spatial Memory During Instinctive Defense in Mice

Evolution has selected a repertoire of defensive behaviors that are essential for survival across all animal species. These behaviors are often stereotyped actions elicited in response to innately aversive sensory stimuli, but their success requires enough flexibility for adapting to different spatial environments, which can change rapidly. Here, we describe a behavioral assay to evaluate the influence of learned spatial knowledge on defensive behaviors in mice. We have adapted the widely used Barnes maze spatial memory assay to investigate how mice navigate to a shelter during escape responses to innately aversive sensory stimuli in a novel environment, and how they adapt to acute changes in the environment. This new assay is an ethological paradigm that does not require training and exploits the natural exploration patterns and navigation strategies in mice. We propose that the set of protocols described here are a powerful means of studying goal-directed behaviors and stimulus-triggered navigation, which should be of interest to both the fields of instinctive behaviors and spatial memory.

This protocol describes a behavioral assay, based on the Barnes maze test, to study how instinctive defensive actions are modified by the knowledge of spatial environment.

Une analyse comportementale pour enquêter sur le rôle de la mémoire spatiale pendant la défense Instinctive chez les souris

Evolution has selected a repertoire of defensive behaviors that are essential for survival across all animal species. These behaviors are often ...

The Unpredictable Chronic Mild Stress Protocol for Inducing Anhedonia in Mice

Depression is a highly prevalent and debilitating condition, only partially addressed by current pharmacotherapies. The lack of response to treatment by many patients prompts the need to develop new therapeutic alternatives and to better understand the etiology of the disorder. Pre-clinical models with translational merits are rudimentary for this task. Here we present a protocol for the unpredictable chronic mild stress (UCMS) method in mice. In this protocol, adolescent mice are chronically exposed to interchanging unpredictable mild stressors. Resembling the pathogenesis of depression in humans, stress exposure during the sensitive period of mice adolescence instigates a depressive-like phenotype evident in adulthood. UCMS can be used for screenings of antidepressants on the variety of depressive-like behaviors and neuromolecular indices. Among the more prominent tests to assess depressive-like behavior in rodents is the sucrose preference test (SPT), which reflects anhedonia (core symptom of depression). The SPT will also be presented in this protocol. The ability of UCMS to induce anhedonia, instigate long-term behavioral deficits and enable reversal of these deficits via chronic (but not acute) treatment with antidepressants strengthens the protocol&#39;s validity compared to other animal protocols for inducing depressive-like behaviors.

Here we present the unpredictable chronic mild stress protocol in mice. This protocol induces a long-term depressive-like phenotype and enables to assess the efficacy of putative antidepressants in reversing the behavioral and neuromolecular depressive-like deficits.

Le protocole d’effort doux chronique imprévisible pour induire l’anhédonie chez la souris

Depression is a highly prevalent and debilitating condition, only partially addressed by current pharmacotherapies. The lack of response to treatment by ...

Novel Object Recognition and Object Location Behavioral Testing in Mice on a Budget

Ethologically relevant behavioral testing is a critical component of any study that uses mouse models to study the cognitive effects of various physiological or pathological changes. The object location task (OLT) and the novel object recognition task (NORT) are two effective behavioral tasks commonly used to reveal the function and relative health of specific brain regions involved in memory. While both of these tests exploit the inherent preference of mice for the novelty to reveal memory for previously encountered objects, the OLT primarily evaluates spatial learning, which relies heavily on hippocampal activity. The NORT, in contrast, evaluates non-spatial learning of object identity, which relies on multiple brain regions. Both tasks require an open-field-testing arena, objects with equivalent intrinsic value to mice, appropriate environmental cues, and video recording equipment and the software. Commercially available systems, while convenient, can be costly. This manuscript details a simple, cost-effective method for building the arenas and setting up the equipment necessary to perform the OLT and NORT. Furthermore, the manuscript describes an efficient testing protocol that incorporates both OLT and NORT and provides typical methods for data acquisition and analysis, as well as representative results. Successful completion of these tests can provide valuable insight into the memory function of various mouse model systems and appraise the underlying neural regions that support these functions.

Here we provide a protocol which includes comprehensive instructions for the economical establishment of murine object location and novel object recognition behavioral testing, including the design, cost, and construction of required equipment as well as execution of behavioral testing, data collection, and analysis.