Nous tenons à remercier Linus D. Soleil et Jeenah Jung, qui a lancé l&#39;utilisation de l&#39;ordinateur conçu, en 3-D des lecteurs imprimées dans notre laboratoire pour l&#39;enregistrement de la souris. En outre, nous tenons à remercier tous les membres passés et présents Lab Wilson pour leur contribution à la micro-disque et le développement technologique tétrode dans le laboratoire.

<ol><li> Aperçu gamme Micro-drive Une complète de micro-array disque est constitué de plusieurs composantes principales (Fig. 1): <ol><li> Un ordinateur conçu la base en plastique qui détient 21 mobiliers indépendamment des micro-disques. </li><li> Une canule au fond de la base dans laquelle un ensemble de tubes de guidage stationnaires tétrode sont collectées. </li><li> 21 micro-disques qui portent chacun une tétrode et qui peut être conduit individuellement à l&#39;aide d&#39;une vis. </li><li> Une carte d&#39;interface électrode pour l&#39;interconnexion entre tétrodes et pré-amplificateurs. </li><li> Un cône de protection (non représenté dans la figure 1.) </li><li> Dans un entièrement assemblé micro-disque de tableau, la base en plastique détient tous les disques micro-. Chaque disque porte un micro-tétrode unique. La tétrode est relié électriquement à la carte d&#39;interface électrode dans le haut du tableau des micro-disque, et traverse le tube de guidage fixes pour la sortie vers le cerveau dans le bas du tableau des micro-disque. En tournant la vis sur chaque disque de micro-avancées ou se rétracte la tétrode. </li></ol></li> <li> Conception de base en plastique Nous concevons la base d&#39;assemblage du lecteur de micro-dans un paquet en 3-D logiciel de CAO (SolidWorks). L&#39;avantage de ce processus de conception en interne est une rotation rapide et la flexibilité de conception. Dans le laboratoire de Wilson, nous avons conçu de nombreuses variantes de cette partie, orientée vers les exigences spécifiques de chaque expérience. Le fichier modèle 3-D est envoyé à un bureau de service où il est imprimé à partir d&#39;une résine liquide laser guérissables par stéréolithographie. Le délai d&#39;exécution est aussi peu que 2 jours. La pièce obtenue est léger, réutilisable et peut être usiné à tenir qu&#39;à un fil. Dans ce protocole, nous allons utiliser une base d&#39;entraînement qui est conçu avec un site d&#39;enregistrement unique et qui détient 21 des micro-disques. Le fichier de conception SolidWorks est disponible sur demande. </li> <li> Préparation de base en plastique La base en plastique est transformé pour accueillir les disques micro-et les vis pour fixer la carte d&#39;interface électrode et le cône de protection. Il n&#39;est pas possible de fiabilité de l&#39;impression en douceur à travers les trous dans la base de plastique, de sorte que nous concevons des trous trop petits, puis les étendre par forage. Alignez soigneusement la mèche avec l&#39;axe du trou de forage existant avant à très basse vitesse. Une perceuse à main à vitesse variable / couple fonctionne bien pour cette tâche. <ol><li> Percez les trous 21 pour le lecteur de micro-vis (l&#39;anneau extérieur) en utilisant une mèche # 61. </li><li> Percez les 21 trous pour les tubes en charge le lecteur de micro-(la bague intérieure) en utilisant une mèche # 65. </li><li> Percez les trous qui seront utilisées pour attacher le conseil interface électrode et le cône de protection en utilisant un petit 1,55 mm. </li><li> Presse adapter un manchon (5 mm de long 20 Ga paroi mince tube d&#39;acier inoxydable) dans chaque de la bague intérieure de trous à l&#39;aide d&#39;une pincette ou d&#39;une paire de pinces pour qu&#39;il affleure à la base en plastique. Les manches d&#39;assurer une circulation fluide des tubes en charge le lecteur de micro-. Ensuite, tous les trous qui contiendra les vis sont sur écoute. En plastique imprimé, autotaraudeuses résultat robinets dans plus durables que les discussions typiques de filetage des robinets. Ce style de robinet exige trous plus grands. Utiliser un étau broches à main pour tenir le robinet: </li> <li> Appuyez sur le trou pour le lecteur de micro-vis à l&#39;aide d&#39;un robinet qui correspond à la taille de vis utilisées (M1.2x0.25) et un lubrifiant sec. Pour aider à aligner le robinet avec le trou pilote, insérez une longueur de 23 tubes de Ga dans le manchon à côté d&#39;elle. </li><li> Notre conception de base en plastique doté d&#39;un démarreur robinet pour chaque trou de vis micro-disque pour s&#39;assurer que les fils initiaux ne sont pas endommagés pendant le processus d&#39;enfilage. Après tous les trous sont filetés, ces démarreurs du robinet peut être facilement cassé net à l&#39;aide d&#39;une lame de rasoir. </li><li> Appuyez sur le trou qui va contenir le vis pour la carte d&#39;interface électrode et le cône de protection à l&#39;aide d&#39;un robinet 1-72. </li></ol></li> <li> L&#39;insertion de tubes de guidage d&#39;électrode <ol> <li> Pour rendre la canule qui détient tous les tubes de guidage stationnaires d&#39;électrode, couper un morceau de 1,5 cm de long sur 13 tubes en acier inoxydable et Ga poncer la surface avec une roue de meulage Dremel pour améliorer l&#39;adhérence par le acryliques dentaires. </li><li> Insérer cette canule dans le trou au fond de la base en plastique, vérifiez qu&#39;il est co-linéaire avec l&#39;axe vertical du lecteur, et fixez-le avec de l&#39;acrylique dentaire ou époxy. Laisser 5 à 7 mm de la canule exposés afin de faciliter l&#39;implantation chirurgicale. </li><li> Couper les tubes de guidage 21 stationnaires d&#39;électrode (flexible polyimide tubes, diamètre intérieur: 0.0071 &quot;, diamètre extérieur: 0.0116&quot;) avec une lame de rasoir pour une longueur de 6 cm. </li><li> Nourrissez les tubes guides un à la fois dans les manches au dessus de la base de disque et tout le chemin à travers la canule collecteur à la base. Vérifier visuellement Kinks ou excessive des tubes de flexion et de la remplacer si nécessaire. Afin de faciliter l&#39;insertion et l&#39;alignement parallèle des tubes de guidage tétrode, on peut commencer avec la première alimentant le paquet entier de 21 tubes de guidage dans la placecanule collecteur d&#39;en bas. Puis, un à la fois, retirer un tube de guidage du faisceau et l&#39;alimenter à partir du haut de la base en plastique dans le trou qui l&#39;a laissée dans le bundle. </li><li> Poussez les tubes de guidage jusqu&#39;à ce qu&#39;ils ne s&#39;étendent que 1-2 mm du haut de la base en plastique. Appliquez une petite quantité de colle cyanoacrylate mince pour les tubes à leur sortie de la canule collecteur, en faisant attention à ne pas laisser n&#39;importe quel flux de colle jusqu&#39;à la fin dans des tubes de guidage. </li><li> Utilisez une lame de rasoir propre pour couper l&#39;excédent de l&#39;ensemble des tubes de guidage au fond du collecteur de la canule. </li> </ol></li><li> La fabrication des micro-disques Chaque lecteur de micro-constitué d&#39;une vis sur mesure usinées et un tube de support creux (fig. 2). La vis et le tube de support sont attachés ensemble de telle sorte que d&#39;une lèvre sur la vis est intégré à l&#39;acrylique, en laissant la vis de tourner librement (figure 2B). La vis est vissé dans le socle en plastique, et le tube de support est alors entraînée vers le haut ou le bas lorsque la vis est tournée, l&#39;avancement ou de rétracter la tétrode qu&#39;il transporte. Pour plus de facilité de l&#39;ajustement sur l&#39;animal de se comporter, la tête de la vis est en forme de demi-cylindre. Faire un tournevis sur mesure pour cette vis: <ol><li> Coupez 5 cm de tube 15 Ga en acier inoxydable. </li><li> Prenez l&#39;une des vis sur mesure et meuler les lèvres saillantes. </li><li> Insérez la vis dans le tube jusqu&#39;à ce que le haut de la vis affleure le bout du tuyau. </li><li> Crush le tube autour du filetage à plusieurs reprises avec une paire de pinces de verrouillage afin que la vis ne peut pas tourner par rapport à la canule. </li><li> Utilisez un étau pour maintenir la tige tournevis personnalisés. Pour fabriquer les disques micro-nous utiliser un moule en 3-D imprimés en plastique avec de petits puits (3 mm x 5 mm, 2 mm de profondeur). Chacun a bien deux trous dans la surface inférieure, espacées de 2 mm, pour le tube de support et la vis. Sinon, les moules peuvent être fabriqués à partir d&#39;un plastique technique comme le Delrin, en utilisant une perceuse à colonne pour créer le bien et des trous. </li> <li> Préparer le moule en effaçant le trou pour la canule en charge l&#39;utilisation d&#39;une aiguille 23 Ga et tapant sur le trou de la vis comme décrit pour la base en plastique, au-dessus. </li><li> Tapissent l&#39;intérieur du puits avec du lubrifiant téflon ou un film mince de gelée de pétrole pour permettre la libération de l&#39;acrylique guéri dentaires du moule .. </li><li> Appliquer du lubrifiant téflon à une vis et insérez-la dans le moule à l&#39;aide du tournevis sur mesure jusqu&#39;à ce que le fils sont juste en dessous du fond du puits. </li><li> Dépolir le haut 2-3 mm d&#39;un tube de support 14 mm de long (23 tubes de Ga acier inoxydable) avec une meule pour améliorer l&#39;adhérence de l&#39;acrylique dentaire. Insérez-la dans le moule jusqu&#39;à la partie supérieure de la canule est à mi-chemin entre le haut du puits et le haut de la vis. </li><li> Verser acryliques dentaires dans le puits. Le mouvement d&#39;agitation est utilisé pour s&#39;assurer que les acryliques dentaires flux dans tous les espaces autour de la vis et le tube de support. Retirer les bulles d&#39;air avec une petite aiguille. </li><li> Attendez jusqu&#39;à ce que l&#39;acrylique dentaire est complètement guéri (15-30 minutes), puis retirez le disque de micro-du moule en tournant la vis contre-aiguilles d&#39;une montre. </li><li> Il est important de faire une vérification de la qualité des lecteurs de micro-. Inspectez l&#39;acrylique guéri de soins dentaires pour les fissures et / ou des bulles d&#39;air, qui sont généralement causées par l&#39;acrylique dentaire qui était trop épais ou trop mince. Aussi, assurez-vous que les vis et le tube de support sont parallèles les uns aux autres et que la vis tourne en douceur. Vis et tubes de soutien des micro-disques qui ne répondent pas à ces critères peut être craqué libre de l&#39;acrylique dentaire et recyclés. </li><li> Répétez les étapes 5.6 à 5.11 jusqu&#39;à ce que vous avez 21 micro-disques. </li></ol></li> <li> L&#39;assemblage final des micro-array disque <ol> <li> Basse chaque disque micro-disque dans la base en plastique. Chaque tube de support micro-disque doit se déplacer régulièrement à l&#39;intérieur de sa manche et sur son tube de guidage stationnaire. Assurez-vous que les tubes de guidage ne se tord pas que le lecteur de micro-est abaissé. </li><li> Avec les disques micro-complètement abaissé, ajouter une fine couche d&#39;acrylique dentaire à l&#39;intérieur de la base d&#39;entraînement pour fixer les tubes de guidage d&#39;électrode en place. </li><li> Notez que l&#39;échec à la baisse les disques micro tout le chemin avant d&#39;ajouter l&#39;acrylique dentaires se traduira par capillarité de l&#39;acrylique tout le chemin jusqu&#39;à l&#39;obstruction des manches et des micro-disque mouvement. </li><li> Étiqueter les micro-disques 1-21. </li><li> Tourner la baie de disques à l&#39;envers et prendre une photo du faisceau de tubes de guidage. Cette image sera utilisée pour cartographier l&#39;emplacement du tube guide correspondant à chaque lecteur de micro-. </li><li> Lever tous les disques micro-par plusieurs mm. </li><li> Insérer un polyimide tube porteur (0,005 &quot;) dans chaque tube de guidage à partir du bas de la base d&#39;entraînement. Laisser le tube porteur d&#39;étendre à 1-2 mm du haut de la fiche complètement abaissé micro-lecteur et sur la photographie et de l&#39;identité de la correspondante de micro-disque. </li><li> Collez lestube porteur dans le tube d&#39;appui aux micro-lecteur à l&#39;aide de 5 minutes époxy ou colle cyanoacrylate. Notez que la colle époxy ou qui est trop mince couler la canule de soutien et d&#39;entraver le mouvement libre de la micro-voiture ou, pire, le fixer à la canule guide. Si cela arrive, que des micro-disque unité ne peut pas être utilisé. </li><li> Abaisser complètement tous les disques micro-. Couper tous les tubes support au ras dans le bas de la canule collecteur à l&#39;aide d&#39;une lame de rasoir propre. </li><li> Enfin, montez le conseil d&#39;électrode Neuralynx interface à la base d&#39;entraînement à l&#39;aide de deux vis (taille: 1-72, longueur: 3 / 16 &quot;). </li></ol></li></ol> À ce stade du tableau lecteur est prêt à être chargé avec tétrodes. Fabrication de tétrodes, comment les charger dans le micro-disques, et comment préparer le tableau d&#39;entraînement pour l&#39;implantation chirurgicale sont les sujets d&#39;un article de la vidéo suivante. <img src="/files/ftp_upload/1094/Figure1.png" alt="Figure 1" /> Figure 1. Modèle de produits finis de micro-disque de tableau. Une matrice de micro-disque se compose de plusieurs éléments majeurs: une base d&#39;entraînement en plastique; une canule collecteur à partir de laquelle l&#39;tétrodes pénétrer dans le cerveau; 21 micro-disques que chaque lecteur une tétrode unique; une carte d&#39;interface électrode qui se connecte au pré-amplificateurs. <img src="/files/ftp_upload/1094/Figure2.png" alt="Figure 2" /> Figure 2. Personnalisé micro-disque vis. A. dessins techniques de la conception à vis personnalisés. La vis comporte une partie filetée (M1.2x0.25; 1,2 mm de diamètre, 0,25 mm / tour)., Une tête de demi-cylindre qui correspond à notre pilote personnalisé vis de fait et une partie lisse avec la lèvre (voir détail) B. Modèle de complète de micro-disque. Le tube de support et de vis sur mesure sont connectés avec du ciment dentaire. La lèvre sur la vis est intégré dans le ciment dentaire et permet une rotation libre pendant la conduite du tube de support vers le haut ou vers le bas. Fichiers supplémentaires Nous avons conçu la base d&#39;entraînement imprimé, le cône de protection et le moule pour la construction de la micro-disques dans le logiciel SolidWorks 2008 CAO 3D: <ul style="list-style-type:none;"><li> Télécharger le fichier: <a href="/files/ftp_upload/1094/DriveBase.SLDPRT">DriveBase.sldprt</a> qui contient des modèles de la base de disque et le cône de protection et une casquette. </li><li> Télécharger le fichier: <a href="/files/ftp_upload/1094/MicroDriveMold.SLDPRT">MicroDriveMold.sldprt</a> qui contient le modèle du moule micro-disque </li></ul> Le bureau du service d&#39;impression 3D ne peut pas manipuler les fichiers natifs SolidWorks directement, mais exige plutôt les fichiers de conception en stéréolithographie format CAO (STL). Pour les personnes qui n&#39;ont pas accès au logiciel Solidworks, mais toujours voudrait utiliser les pièces d&#39;imprimés utilisés dans l&#39;article la vidéo nous incluons les dessins au format STL ainsi: <ul style="list-style-type:none;"><li> Télécharger le fichier: <a href="/files/ftp_upload/1094/DriveBase.STL">DriveBase.stl</a> qui contient le modèle de base d&#39;entraînement </li><li> Télécharger le fichier: <a href="/files/ftp_upload/1094/MicroDriveMold.STL">MicroDriveMold.stl</a> qui contient le modèle de micro-disque moisissures </li><li> Télécharger le fichier: <a href="/files/ftp_upload/1094/ProtectionCap.STL">ProtectionCap.stl</a> qui contient le modèle de bouchon pour cône de protection </li><li> Télécharger le fichier: <a href="/files/ftp_upload/1094/ProtectionCone.STL">ProtectionCone.stl</a> qui contient le modèle de cône de protection </li></ul>

<ol>
	<li>Yamamoto, J., Wilson, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+chronically+implantable+precision+motorized+microdrive+array+for+freely+behaving+animals.">Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals.</a> J. Neurophysiol. 100 (4), 2430-2440 (2008).</li></ol>

Ce protocole décrit les caractéristiques générales du processus de construction de micro-disque. Il a été modifié avec succès pour produire des tableaux d&#39;entraînement avec des objectifs multiples d&#39;enregistrement ou de petits tableaux pour les enregistrements chez la souris. En plus de l&#39;enregistrement de l&#39;hippocampe, de nombreux chercheurs utilisent ces disques de cibler les structures corticales et sous corticales. L&#39;utilisation de vis plus longues peuvent être nécessaires afin d&#39;e...

<table>
<tbody>
	<tr>
<td>3D-printed plastic parts</td>
<td>Material</td>
<td>American Precision Prototyping (www.approto.com)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Parts are printed by stereolithography (SLA) using DSM 14120 'ABS-like', DSM 11120 'Watershed' or Accura 55 resins. Request high resolution, no sandblasting.</td>
</tr>
<tr>
<td>stainless steel tubing</td>
<td>Material</td>
<td>Small Parts (www.smallparts.com)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cut to custom length and deburred. Sizes: 13 Ga (1pc @ 10 mm), 15 Ga (1pc @ 50 mm), 20 Ga thin wall (21pcs @ 5 mm), 23 Ga (21pcs @ 14 mm) </td>
</tr>
<tr>
<td>Dental cement powder</td>
<td>Material</td>
<td>A-M Systems (www.a-msystems.com)</td>
<td>525000</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>Dental cement solvent</td>
<td>Material</td>
<td>A-M Systems</td>
<td>526000</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>Electrode interface board</td>
<td>Material</td>
<td>Neuralynx (www.neuralynx.com)</td>
<td>EIB-81</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>micro-drive screws</td>
<td>Material</td>
<td>Advanced Machining and Tooling (www.amtmfg.com)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Custom made screws with M1.2x0.25 threads (1.2mm major diameter; 0.25 mm thread pitch) </td>
</tr>
<tr>
<td>'Tap-Ease' tapping lubricant </td>
<td>Tool</td>
<td>AGS Company</td>
<td>TA-2</td>
<td>Available from MSC Industrial Supply (www.mscdirect.com)</td>
</tr>
<tr>
<td>Polyimide tubing </td>
<td>Material</td>
<td>IWG High Performance Conductors (www.iwghpc.com)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sizes:
30 Ga (outer diam: 0.0071", inner diam: 0.0116") 
5 mil (nominal outer diam: 0.0055", wall: 0.0010") </td>
</tr>
<tr>
<td>Cordless drill/driver </td>
<td>Tool</td>
<td>DeWalt (www.dewalt.com)</td>
<td>DC750KA </td>
<td>Any drill/driver with low-speed setting will do.</td>
</tr>
<tr>
<td>Variable-Speed Rotary Tool Kit with Flex-Shaft </td>
<td>Tool</td>
<td>Dremel (www.dremel.com)</td>
<td>3956-02</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>Razor blades </td>
<td>Tool</td>
<td>VWR (www.vwr.com)</td>
<td>55411-050</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>Watch glass </td>
<td>Tool</td>
<td>VWR</td>
<td>66112-107</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>Tap for custom screws</td>
<td>Tool</td>
<td>Balax</td>
<td>01302</td>
<td>M1.2x0.25 Thredfloer thread-forming tap. Available from MSC Industrial Supply.</td>
</tr>
<tr>
<td>Taps</td>
<td>Tool</td>
<td>Small Parts</td>
<td>HSBT-0172, HSBT-0080 </td>
<td>1-72, 0-80 bottoming taps</td>
</tr>
<tr>
<td>Pin vise</td>
<td>Tool</td>
<td>Vargus</td>
<td>3SHC1--I </td>
<td>To hold taps. Available from MSC Industrial Supply</td>
</tr>
<tr>
<td>Drill bits</td>
<td>Tool</td>
<td>Small Parts</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sizes: 65, 61, 1.55mm</td>
</tr>
<tr>
<td>Benchtop vise</td>
<td>Tool</td>
<td>Panavise</td>
<td>301</td>
<td>Available from DigiKey (www.digikey.com).</td>
</tr>
<tr>
<td>No.2 Dumont forceps</td>
<td>Tool</td>
<td>Stoelting (www.stoeltingco.com)</td>
<td>52100-27</td>
<td>Used for inserting 20 Ga thin wall sleeves.</td>
</tr>
<tr>
<td>5-minute epoxy</td>
<td>Tool</td>
<td>Allied Electronics (www.alliedelec.com)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>Accu-Tek Carbofib Tip Tweezers</td>
<td>Tool</td>
<td>Aven (www.aveninc.com)</td>
<td>18768 (Pattern 304)</td>
<td>Used for handling polyimide tubing.</td>
</tr>
<tr>
<td>Micro Dissecting Scissors</td>
<td>Tool</td>
<td>Biomedical Research Instruments (www.biomedinstr.com)</td>
<td>25-1000</td>
<td>Used for cutting polyimide carrier tubes</td>
</tr>
<tr>
<td>Xcelite 378M Pliers</td>
<td>Tool</td>
<td>Newark</td>
<td>96F8903</td>
<td>Used for handling stainless steel tubing and for construction of custom screwdriver.</td>
</tr>
<tr>
<td>mini pin vise</td>
<td>Tool</td>
<td>MSC Industrial Supply (www.mscdirect.com)</td>
<td>00920314 </td>
<td>Used as a handle for custom made screwdriver.</td>
</tr>		
</tbody>
</table>

micro-drive array for chronic in vivo recording: drive fabrication

L&#39;enregistrement chronique de larges populations de neurones est une technique intéressante pour étudier la fonction des circuits neuronaux chez les rats éveillés se comporter. Appareils d&#39;enregistrement léger transportant une gamme haute densité de tétrodes permettre le contrôle simultané de l&#39;activité de dizaines à des centaines de neurones individuels. Nous décrivons ici un protocole pour la fabrication d&#39;une gamme de micro-disque avec vingt un indépendamment meubles micro-disques. Cet appareil a été utilisé avec succès pour enregistrer à partir de neurones de l&#39;hippocampe et le cortex dans notre laboratoire. Nous montrons comment préparer une coutume conçue, imprimée en 3-D base en plastique qui contiendra les disques micro-. Nous démontrons comment construire l&#39;individu micro-disques et comment assembler les complète de micro-disque de tableau. Préparation supplémentaire de la matrice de disque pour l&#39;implantation chirurgicale, comme la fabrication de tétrodes, le chargement des tétrodes dans le tableau d&#39;entraînement et de dorure, est abordée dans un article la vidéo suivante.

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Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication

Dans ce protocole, nous démontrons comment fabriquer une gamme de micro-disque pour les maladies chroniques des enregistrements électrophysiologiques chez le rat.

Micro-drive tableau pour les maladies chroniques In vivo Enregistrement: Disque de fabrication

Chronic recording of large populations of neurons is a valuable technique for studying the function of neuronal circuits in awake behaving rats. ...

micro-drive-array-for-chronic-in-vivo-recording-drive-fabrication

Research

JoVE Journal

Biology

Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication

25.2K vues.  MIT - Massachusetts Institute of Technology. Dans ce protocole, nous démontrons comment fabriquer une gamme de micro-disque pour les maladies chroniques des enregistrements électrophysiologiques chez le rat.

Vidéo: Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication

Population Replacement Strategies for Controlling Vector Populations and the Use of Wolbachia pipientis for Genetic Drive

In this video, Jason Rasgon discusses population replacement strategies to control vector-borne diseases such as malaria and dengue. "Population replacement" is the replacement of wild vector populations (that are competent to transmit pathogens) with those that are not competent to transmit pathogens. There are several theoretical strategies to accomplish this. One is to exploit the maternally-inherited symbiotic bacteria Wolbachia pipientis. Wolbachia is a widespread reproductive parasite that spreads in a selfish manner at the extent of its host's fitness. Jason Rasgon discusses, in detail, the basic biology of this bacterial symbiont and various ways to use it for control of vector-borne diseases.

In this interview, Jason Rasgon explains the concept of genetic drive and the characteristics of an effective gene drive system. The use of the endosymbiotic bacterium, Wolbachia pipientis, as a means to spread genes through mosquito populations, is hypothesized.

Stratégies de remplacement de la population pour les populations de vecteurs contrôle et l&#39;utilisation des Wolbachia pipientis pour Drive génétique

In this video, Jason Rasgon discusses population replacement strategies to control vector-borne diseases such as malaria and dengue. "Population ...

Recherche

Biologie

Application of Light-cured Dental Adhesive Resin for Mounting Electrodes or Microdialysis Probes in Chronic Experiments

In chronic recording experiments, self-curing dental acrylic resins have been used as a mounting base of electrodes or microdialysis-probes. Since these acrylics do not bond to the bone, screws have been used as anchors. However, in small experimental animals like finches or mouse, their craniums are very fragile and can not successfully hold the anchors. In this report, we propose a new application of light-curing dental resins for mounting base of electrodes or microdialysis probes in chronic experiments. This material allows direct bonding to the cranium. Therefore, anchor screws are not required and surgical field can be reduced considerably. Past experiences show that the bonding effect maintains more than 2 months. Conventional resin's window of time when the materials are pliable and workable is a few minutes. However, the window of working time for these dental adhesives is significantly wider and adjustable.

In this report, we propose a new application of light-curing dental resins for mounting base of electrodes or microdialysis probes in chronic experiments. This material allows direct bonding to the cranium.

Application de résine photopolymérisable adhésif dentaire pour les électrodes de montage ou des sondes de microdialyse dans les expériences chroniques

In chronic recording experiments, self-curing dental acrylic resins have been used as a mounting base of electrodes or microdialysis-probes. Since these ...

A Craniotomy Surgery Procedure for Chronic Brain Imaging

Imaging techniques are becoming increasingly important in the study brain function. Among them, two-photon laser scanning microscopy has emerged as an extremely useful method, because it allows the study of the live intact brain. With appropriate preparations, this technique allows the observation of the same cortical area chronically, from minutes to months. In this video, we show a preparation for chronic in vivo imaging of the brain using two-photon microscopy. This technique was initially pioneered by Dr. Karel Svoboda, who is now a Howard Hughes Medical Institute Investigator at Janelia Farm. Preparations like the one shown here can be used for imaging of neocortical structure (e.g., dendritic and axonal dynamics),  to record neuronal activity using calcium-sensitive dyes, to image cortical blood flow dynamics, or for intrinsic optical imaging studies. Deep imaging of the neocortex is possible with optimal cranial window surgeries. Operating under the most sterile conditions possible to avoid infections, together with using extreme care to do not damage the dura mater during the surgery, will result in successful and long-lasting glass-covered cranial windows.


This video and protocol demonstrate how to implant a glass-covered cranial window in rodents. These preparations can be used for chronic in vivo two-photon imaging of the neocortex over time scales of months. It may also be used for other types of imaging, including optical intrinsic signal imaging.

Une procédure de chirurgie Craniotomie pour l&#39;imagerie cérébrale chronique

Imaging techniques are becoming increasingly important in the study brain function. Among them, two-photon laser scanning microscopy has emerged as an ...

Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly

The tetrode, a bundle of four electrodes, has proven to be a valuable tool for the simultaneous recording of multiple neurons in-vivo.  The differential amplitude of action potential signatures over the channels of a tetrode allows for the isolation of single-unit activity from multi-unit signals.  The ability to precisely control the stereotaxic location and depth of the tetrode is critical for studying coordinated neural activity across brain regions.  In combination with a micro-drive array, it is possible to achieve precise placement and stable control of many tetrodes over the course of days to weeks.  In this protocol, we demonstrate how to fabricate and condition tetrodes using basic tools and materials, install the tetrodes into a multi-drive tetrode array for chronic in-vivo recording in the rat, make ground wire connections to the micro-drive array, and attach a protective cone onto the micro-drive array in order to protect the tetrodes from physical contact with the environment.



Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly

In this protocol we demonstrate how to fabricate and condition tetrodes for use with a micro-drive array, which was designed for chronic electrophysiological recordings in rats. In addition, we illustrate the final stages of micro-drive array construction, which includes installing ground wires and a protective cone.

Micro-drive tableau pour les maladies chroniques In vivo Enregistrement: Assemblée Tétrode

The tetrode, a bundle of four electrodes, has proven to be a valuable tool for the simultaneous recording of multiple neurons in-vivo.  The differential ...

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. Whole-cell patch-clamp techniques can then be employed to record from individually-identifiable neurons and somatic muscles. These recording configurations have been used to track the appearance and maturation of ionic currents and action potential propagation in both neurons and muscles. Genetic mutants affecting these electrical properties have been characterized to reveal the molecular composition of ion channels and associated signaling complexes, and to begin exploration of the molecular mechanisms of functional differentiation. A particular focus has been the assembly of synaptic connections, both in the central nervous system and periphery. The glutamatergic neuromuscular junction (NMJ) is most accessible to a combination of optical imaging and electrophysiological recording. A glass suction electrode is used to stimulate the peripheral nerve, with excitatory junction current (EJC) recordings made in the voltage-clamped muscle. This recording configuration has been used to chart the functional differentiation of the synapse, and track the appearance and maturation of presynaptic glutamate release properties. In addition, postsynaptic properties can be assayed independently via iontophoretic or pressure application of glutamate directly to the muscle surface, to measure the appearance and maturation of the glutamate receptor fields. Thus, both pre- and postsynaptic elements can be monitored separately or in combination during embryonic synaptogenesis. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Electrophysiological recordings from Drosophila embryos allow analyses of developing muscle and neuron electrical properties, as well as characterization of functional synaptogenesis at the glutamatergic neuromuscular junction and central cholinergic and GABAergic synapses.

Enregistrement électrophysiologique dans le Drosophile Embryon

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

In vivo-like Organotypic Murine Retinal Wholemount Culture

Targeted ablations of genes and analysis of animal models is the classical strategy for enrolling specific retinal gene function. However, transgenic, retina-specific or conditional knockout mouse models often display early lethality or suffer from severe malformations, preventing an analysis beyond embryonic or early postnatal stages.
Primary cell culture is an alternative to investigate the effects of exogenously applied recombinant factors, overexpression of genes or siRNA-mediated gene knockdown in a controlled environment. Dissociated cell culture has the advantage that the endogenous signals reaching the target cells are reduced, thereby facilitating the identification of exogenously triggered effects after pharmacological manipulation. However, important cell-cell interactions are initially destroyed by enzymatic digestion or mechanical dissociation, even if re-aggregated retinospheroid cultures1 are used.
By contrast, organotypic retinal wholemount cultures provide a system close to the physiological in vivo situation with neuronal interactions and connections still preserved2-5.
In this video article we provide a step by step demonstration of (1) the establishment of in vivo-like organotypic retinal wholemount cultures including dissection peculiarities of embryonic, postnatal and adult murine eyes and (2) a dissociation and cytospin procedure for analysis of neuronal apoptosis and retinal cell proliferation in organotypic wholemounts, e.g. after culture in the presence of exogenously applied recombinant factors.

In vivo-like Organotypic Murine Retinal Wholemount Culture

This video article demonstrates the establishment of organotypic retinal wholemount cultures and a cytospin procedure for analysis of exogenously induced effects. Organotypic retinal wholemount cultures mimic the in vivo situation and significantly facilitate the accessibility of murine retinas for experimental manipulations while circumventing the disadvantages of classical murine animal models.

In vivo-like organotypiques Culture Wholemount murin rétiniennes

Targeted ablations of genes and analysis of animal models is the classical strategy for enrolling specific retinal gene function. However, transgenic, ...

Ambulatory ECG Recording in Mice

Telemetric ECG recording in mice is essential to understanding the mechanisms behind arrhythmias, conduction disorders, and sudden cardiac death. Although the surface ECG is utilized for short-term measurements of waveform intervals, it is not practical for long-term studies of heart rate variability or the capture of rare episodes of arrhythmias. Implantable ECG telemeters offer the advantages of simple surgical implantation, long-term recording of electrograms in ambulatory mice, and scalability with simultaneous recordings of multiple animals. Here, we present a step-by-step guide to the implantation of telemeters for ambulatory ECG recording in mice. Careful adherence to aseptic technique is required for favorable survival results with the possibility of implantation and recording from weeks to months. Thus, implantable ECG telemetry is a valuable tool for detection of critical information on cardiac electrophysiology in ambulatory animal models such as the mouse. 

Telemetric ECG has emerged as an essential tool in evaluating animal models for cardiac arrhythmias and sudden cardiac death. Here, we present a stepwise guide to telemetric ECG recordings for application in long-term ambulatory ECG monitoring in mice.

Ambulatoires enregistrement de l&#39;ECG chez des souris

Telemetric ECG recording in mice is essential to understanding the mechanisms behind arrhythmias, conduction disorders, and sudden cardiac death. Although ...

One-channel Cell-attached Patch-clamp Recording

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate depends on properties intrinsic to each channel protein as well as the mechanism by which it is generated and controlled and represents an important area of current research. Information about the operational dynamics of ion channel proteins can be obtained by observing long stretches of current produced by a single molecule. Described here is a protocol for obtaining one-channel cell-attached patch-clamp current recordings for a ligand gated ion channel, the NMDA receptor, expressed heterologously in HEK293 cells or natively in cortical neurons. Also provided are instructions on how to adapt the method to other ion channels of interest by presenting the example of the mechano-sensitive channel PIEZO1. This method can provide data regarding the channel&#8217;s conductance properties and the temporal sequence of open-closed conformations that make up the channel&#8217;s activation mechanism, thus helping to understand their functions in health and disease.

Described here is a procedure for obtaining long stretches of current recording from one ion channel with the cell-attached patch-clamp technique. This method allows for observing, in real time, the pattern of open-close channel conformations that underlie the biological signal. These data inform about channel properties in undisturbed biological membranes.

Un canal cellulaire attaché patch-clamp enregistrement

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate ...

Array Comparative Genomic Hybridization (Array CGH) for Detection of Genomic Copy Number Variants

Array CGH for the detection of genomic copy number variants has replaced G-banded karyotype analysis. This paper describes the technology and its application in a clinical diagnostic service laboratory. DNA extracted from a patient&#8217;s sample (blood, saliva or other tissue types) is labeled with a fluorochrome (either cyanine 5 or cyanine 3). A reference DNA sample is labeled with the opposite fluorochrome. There follows a cleanup step to remove unincorporated nucleotides before the labeled DNAs are mixed and resuspended in a hybridization buffer and applied to an array comprising ~60,000 oligonucleotide probes from loci across the genome, with high probe density in clinically important areas. Following hybridization, the arrays are washed, then scanned and the resulting images are analyzed to measure the red and green fluorescence for each probe. Software is used to assess the quality of each probe measurement, calculate the ratio of red to green fluorescence and detect potential copy number variants.

Array Comparative Genomic Hybridization Array CGH for Detection of Genomic Copy Number Variants

Array CGH for the detection of genomic copy number variants has replaced G-banded karyotype analysis. This paper describes the technology and its application in a diagnostic service laboratory.

Tableau hybridation génomique comparative (CGH array) pour la détection des variantes génomiques du nombre de copies

Array CGH for the detection of genomic copy number variants has replaced G-banded karyotype analysis. This paper describes the technology and its ...

Measuring DNA Damage and Repair in Mouse Splenocytes After Chronic In Vivo Exposure to Very Low Doses of Beta- and Gamma-Radiation

Low dose radiation exposure may produce a variety of biological effects that are different in quantity and quality from the effects produced by high radiation doses. Addressing questions related to environmental, occupational and public health safety in a proper and scientifically justified manner heavily relies on the ability to accurately measure the biological effects of low dose pollutants, such as ionizing radiation and chemical substances. DNA damage and repair are the most important early indicators of health risks due to their potential long term consequences, such as cancer. Here we describe a protocol to study the effect of chronic in vivo exposure to low doses of &#947;- and &#946;-radiation on DNA damage and repair in mouse spleen cells. Using a commonly accepted marker of DNA double-strand breaks, phosphorylated histone H2AX called &#947;H2AX, we demonstrate how it can be used to evaluate not only the levels of DNA damage, but also changes in the DNA repair capacity potentially produced by low dose in vivo exposures. Flow cytometry allows fast, accurate and reliable measurement of immunofluorescently labeled &#947;H2AX in a large number of samples. DNA double-strand break repair can be evaluated by exposing extracted splenocytes to a challenging dose of 2 Gy to produce a sufficient number of DNA breaks to trigger repair and by measuring the induced (1 hr post-irradiation) and residual DNA damage (24 hrs post-irradiation). Residual DNA damage would be indicative of incomplete repair and the risk of long-term genomic instability and cancer. Combined with other assays and end-points that can easily be measured in such in vivo studies (e.g., chromosomal aberrations, micronuclei frequencies in bone marrow reticulocytes, gene expression, etc.), this approach allows an accurate and contextual evaluation of the biological effects of low level stressors.

Measuring DNA Damage and Repair in Mouse Splenocytes After Chronic In Vivo Exposure to Very Low Doses of Beta- and Gamma-Radiation

A protocol to evaluate changes in DNA damage levels and DNA repair capacity that may be induced by chronic in vivo low dose irradiation in mouse spleen lymphocytes, by measuring phosphorylated histone H2AX, a marker of DNA double-strand breaks, using flow cytometry is presented.

Mesure de dommages et réparation de l&#39;ADN dans les splénocytes de souris Après chronique<em&gt; In Vivo</em&gt; L&#39;exposition à de très faibles doses de bêta et gamma Rayonnement

Low dose radiation exposure may produce a variety of biological effects that are different in quantity and quality from the effects produced by high ...