Ce travail a été soutenu par l&#39;ester et Joseph Klingenstein Fonds, le Fonds de dotation McKnight et NINDS-01A1 1R01NS066408.

1. Présentation des composants <ol><li> Un microdrive complet se compose de plusieurs composants principaux (figure 1): un châssis qui sert de la superstructure pour le lecteur, un moteur avec un arbre de sortie finement filetée, une navette fileté qui porte les électrodes et fournit un point de connexion électrique, et un Omnetics (ou équivalent) de connecteur. </li><li> Le châssis, navette d&#39;électrode et tubes navette d&#39;électrode sont des composants personnalisés qui ont été conçus avec des logiciels de CAO 3D (SolidWorks) et ont été usinés par un machiniste de précision locale. Tous les autres composants sont disponibles dans le commerce. </li><li> Châssis et de navette sont usinés à partir léger polyétherimide (PEI), tandis que les tubes navette électrodes sont coupées à la taille avec un tour en tube d&#39;acier inoxydable hypodermique (0,0293 &quot;OD x 0,00975&quot; ID). Bien que ces composants peuvent être coupées à partir d&#39;autres matériaux, nous avons constaté que Prince-Édouard et en acier inoxydable ont le bon équilibre de l&#39;usinabilité, la force et whuit pour notre application. </li><li> Pour assembler le disque, un dispositif de commande du moteur, capable de faire tourner le bas de tension DC-moteur pas à pas, est nécessaire. Nous utilisons une solution personnalisée basée sur un réseau triphasé de commande de moteur IC (Faulhaber BLD05002 disponible auprès du fabricant) en conjonction avec une minuterie IC qui fournit le pas de temps d&#39;entrée. Une variété de hors-la-shelf solutions sont également disponibles (par exemple Faulhaber MCBL05002 ou Sutter Instruments MP-285). </li></ol> 2. Préparation du châssis d&#39;entraînement et de l&#39;Assemblée <ol><li> Avec de fines coupante diagonale, coupez les broches de contact au bas des Omnetics (ou équivalent) connecteur - 1,5 mm pour la rangée arrière, 1 mm pour la première rangée (figure 2A). Pour améliorer la résistance de la liaison époxy entre le châssis et le connecteur, utiliser un scalpel pour rendre rugueuse la surface arrière de deux composants. </li><li> Avec un scalpel, découpez quatre 15 mm de longues sections de tuyau de polyimide (0,0113 &quot;0,0133 x ID&quot; OD) pour une utilisation en tant que fils guides. Soigneusement fixer le châssis dans un petit étau avec la cavité ouverte vers le bas (figure 2B). Utiliser de la colle cyanoacrylate pour fixer les tubes de polyimide sur le châssis. Ils devraient mettre de niveau avec la surface arrière du châssis et être orientés parallèlement les uns aux autres comme le montre la figure 2B. </li><li> Une fois sec, couper les tubes de polyimide à environ 6 mm de longueur et enlever les sections de déchets. Les autres tubes doit être d&#39;environ 3 mm à partir du bord inférieur du châssis. </li><li> À assurer un dégagement suffisant pour un accouplement avec le headstage ou câble, le connecteur doit être monté de quelques millimètres au-dessus du polyimide tubes et être parallèle à la surface du châssis (figure 2B). Utilisez époxy (Torr Seal) pour construire un petit socle pour le connecteur, placez-le sur le dessus avec la plus courte rangée de broches de premier niveau, et d&#39;ajouter plus d&#39;époxy autour du connecteur. Ne continuez pas tant que l&#39;époxy a complètement guéri. </li><li> Retirez le châssis du vice, transfert à l&#39;un gabarit qui permet de se connecter au contrôleur de moteur (c&#39;est à dire, dans notre cas, ce gabarit est simplement une tige rigide avec les Omnetics accouplement du connecteur fixé à une extrémité) et orient avec la surface avant du disque vers le haut. Guider les fils du moteur à travers le trou dans le châssis et le moteur coulisser dans la rainure de la base. Le moteur et l&#39;arbre d&#39;entraînement doit être parallèle au châssis et épousent la forme du fond et des côtés. </li><li> Epoxy le moteur au châssis, en prenant soin de ne pas obstruer soit l&#39;arbre d&#39;entraînement ou de l&#39;espace où les électrodes seront installés (voir Torr Seal placement dans la figure 4). Laisser durcir l&#39;époxy. </li><li> Faire pivoter le châssis de manière à ce que le connecteur est accessible. Afin de soutenir les fils du moteur et éviter les ruptures accidentelles, ajouter une petite goutte d&#39;époxy prise rapide sur les fils où ils émergent du châssis. Trim, bande, et souder les fils aux contacts appropriés sur le connecteur (figure 2A). Testez le moteurassurer une rotation d&#39;arbre lisse dans les deux sens. </li></ol> 3. Assemblée navette d&#39;électrode <ol><li> Pour minimiser le risque pour le mouvement induits par des artefacts dans les enregistrements, il est essentiel que la navette d&#39;électrode s&#39;ajuste parfaitement dans le châssis. Tester l&#39;adéquation de la navette en l&#39;enfilant sur l&#39;arbre du moteur et il monte et descend sur toute la longueur de l&#39;arbre à basse vitesse. Veillez à ne pas coincer la navette dans le lecteur et donc sur-serrage au couple du moteur, il est très-facile à endommager le réducteur en plastique à ce stade. Si un arbre moteur précédemment rotation cesse de tournage, le réducteur risque d&#39;être endommagé. </li><li> Si la navette ne fonctionne pas correctement dans le puits, inspecter les surfaces du châssis et de la vis d&#39;entraînement de débris. Retirez-les avec une pince fine ou d&#39;air comprimé, enduire le filetage dans de l&#39;huile minérale légère, et vérifier l&#39;ajustement de la navette. </li><li> Si la navette est trop serré, utiliser des forceps et une pierre à aiguiser grain fin pour enlever de la matière gênante vientm du côté de la navette. Prendre soin d&#39;enlever le matériau uniformément. </li><li> Si la navette est trop lâche tel qu&#39;il s&#39;incline et bavarde pendant le voyage, de la colle un petit éclat de film transparent à la navette pour combler l&#39;écart entre elle et la surface du châssis. </li><li> Une fois que la navette a été bien ajusté, retirez la navette de l&#39;arbre et appuyez sur l&#39;un des tubes en acier inoxydable navette d&#39;acier dans chacun des quatre grands trous dans la navette. Chacun doit être centrée sur la navette avec les extrémités de tous les ras quatre tubes (figure 3). Fixez-les avec une petite goutte de colle cyanoacrylate appliqué à la base du tube. Soyez très prudent de ne pas permettre à la colle de monter sur les bords de la navette ou dans les tubes. </li><li> Enfiler la navette rempli d&#39;électrode arrière sur l&#39;arbre d&#39;entraînement et l&#39;amener tout le long de la base du filetage. </li></ol> 4. Tube Guide d&#39;installation et d&#39;électrodes <ol><li> Couper quatre 25 mm de longues sections de polyimide tubing (0,0045 &quot;ID x 0,006&quot; OD) destiné à être utilisé en tant que guides d&#39;électrodes. En outre, découpez quatre électrodes de 40 mm pour les sections servir d&#39;électrodes factices qui maintiennent les tubes de guidage en position pendant le montage. (Notez que ces électrodes factices sont pour l&#39;assemblage et ne sera pas utilisée pour l&#39;enregistrement, de sorte que vous pouvez réutiliser les mêmes pour chaque assemblage.) Faites glisser chaque section de tuyau sur une électrode sur mannequin de façon que l&#39;électrode s&#39;étend au-delà de ~ 10 mm l&#39;extrémité du tube. </li><li> Fixer chacun des tubes de polyimide dans le boîtier, comme représenté sur la figure 4A. Cela se traduira par les extrémités des guides d&#39;électrode, rincer à l&#39;autre et alignés sur la base de l&#39;arbre moteur, sur évasement vers l&#39;électrode de navette et les extrémités opposées convergeant vers le bas du disque. Mélangez une petite quantité de Kwik-Cast et appliquer environ 2 mm au-dessous de l&#39;extrémité supérieure des guides d&#39;électrodes. Laisser sécher. </li><li> Retirer les électrodes fictives et repositionner les extrémités libres de l&#39;électrode de tels guidesà former un faisceau serré à la partie inférieure du disque. Il peut être utile d&#39;utiliser un fil fin pour les maintenir en place temporairement (figure 4B). Fixer la nouvelle position avec plus de Kwik-Cast. Laisser sécher. </li><li> Avec un scalpel tranchant, couper les tubes de guidage des électrodes où ils s&#39;étendent au-delà du bas de la microdrive. Lorsqu&#39;il est implanté, ces tubes guidera les électrodes de la partie inférieure du disque (en appui sur le crâne) à la surface du cerveau. Ainsi, la longueur à laquelle les tubes doivent être coupées dépend de l&#39;anatomie du site d&#39;implantation (figure 5). Pour les oiseaux chanteurs, cela représente environ 1,5 mm. </li><li> Pour connecter une électrode au connecteur, coupez une section de 30 mm de long fil de platine isolé (0.003 &quot;dia.) Et la bande de 1 mm d&#39;isolation d&#39;une extrémité. Elle souder à l&#39;une des broches de signal sur le connecteur. Pliez le fil sous le connecteur et le pousser à travers l&#39;un des tubes de guidage de fil. Tirer le fil de provocation et de l&#39;enrouler autour de la rainure de guidage en til en haut du châssis. </li><li> Avec des ciseaux ou coupe-fil fin, couper une électrode à ~ 25 mm de longueur. Prenez soin de le faire sans plier l&#39;électrode ou d&#39;endommager la pointe; si l&#39;une se produisent, l&#39;électrode peut pas être utilisé. Avec la navette d&#39;électrode maintenant au sommet de l&#39;arbre, insérer l&#39;électrode dans un tube de polyimide et tirez vers le haut à travers le tube en acier inoxydable dans la navette. Positionner de telle sorte que la pointe de l&#39;électrode est de niveau avec l&#39;extrémité inférieure du tube de polyimide. Coupez l&#39;électrode 1 mm au-dessus du tube de navette. </li><li> Avec un bel ensemble de pince, enlever l&#39;isolation de la dernière de 2 mm de l&#39;électrode et la dernière 2 mm du fil de platine. Repositionner l&#39;électrode dans le tube de navette, insérez le fil de platine dans le tube, et épingler les deux ensemble en glissant un court 1 mm de section de fil de tungstène (0,008 &quot;de diamètre) dans le tube. Cela devrait être un ajustement serré qui permettra à la fois une liaison mécanique et électrique entre une électrode et le fil (figure3). </li><li> Exécuter la navette le long de la longueur de l&#39;arbre d&#39;entraînement pour assurer un mouvement continu. </li><li> Répétez jusqu&#39;à ce que toutes les électrodes 4.5 à 4.8 ont été installés. </li><li> Couper une section de 30 mm de longueur de fil d&#39;argent (0,005 &quot;de diamètre) pour une utilisation comme fil de terre. Bande de 1 mm d&#39;isolation à une extrémité et à souder la broche de terre. </li></ol> 5. Assemblage final et pré-implantatoire Préparation <ol><li> Afin de réduire le frottement des électrodes contre les tubes de guidage, remplir les tubes de guidage de l&#39;huile minérale légère. L&#39;action capillaire est suffisante pour remplir les tubes à partir d&#39;une goutte d&#39;huile placé à une extrémité. </li><li> À créer un couvercle de protection pour le moteur, et des électrodes, couper un rectangle de 12 mm x 25 mm de transparence et le plier en un large U. Utiliser de la colle cyanoacrylate de la couverture sur les surfaces extérieures du châssis (figure 6). Découper un rectangle de 15 mm x 6 mm de transparence et d&#39;utiliser de la colle cyanoacrylate pour l&#39;autour du connecteur. Pour empêcher toute interférencerence avec le connecteur, le bord long de la transparence doit être de niveau avec le bord supérieur de l&#39;embout. </li><li> Avant l&#39;implantation, stériliser les électrodes et les tubes de guidage en abaissant les électrodes étendues en eau DI 10:01 solution de blanchiment pendant 10 min. Ensuite, rincer abondamment avec de l&#39;eau stérile. </li><li> Un gabarit similaire à celui utilisé à l&#39;étape 2.5 peut être utilisé pour maintenir le microdrive dans un manipulateur stéréotaxique lors de l&#39;implantation. </li></ol> 6. Les résultats représentatifs Ce protocole nécessite environ 5 heures de pratique sur le temps de montage avec un supplément de 08.06 hr entrecoupées pour l&#39;époxy et de la colle de sécher. Cependant, une fois le microdrive a été assemblé pour la première fois, elle peut être préparée pour réutilisation (à savoir, les électrodes, les tubes de guidage des électrodes, et des fils d&#39;électrodes peuvent être remplacés) en moins de 2 heures. La qualité et le caractère des enregistrements obtenus en suivant ce protocole, bien sûr, être en partie dépendante de laenregistrement cible, le choix des électrodes, et tout traitement effectué à l&#39;headstage ou plus en amont de la microdisque. Cela mis à part, il est possible d&#39;obtenir des enregistrements stables d&#39;un animal se comporter sur un laps de temps de plus de dix semaines. Exemples d&#39;enregistrements unitaires du noyau solide de la archistriatum (RA) dans un comportement oiseau chanteur est illustré à la figure 7A; multi-unité d&#39;activité de la même région est représentée sur la figure 7B. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig1.jpg" /> Figure 1. Modèle 3D de l&#39;assemblée microdrive motorisé. Le Microdrive est constitué de plusieurs composants principaux: (i) le châssis, (ii) du moteur avec arbre de sortie fileté, navette d&#39;électrode (iii), les tubes navette (iv), (v) des électrodes, (vi) des tubes de guidage des électrodes, et (vii ) connecteur. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig2.jpg" /> Figure 2. A)Modèle et schéma de raccordement pour le connecteur. Fils du moteur: b, i, l. Fils d&#39;électrodes: c, d, e, f. Fil de terre: k. Toutes les autres broches disponibles pour l&#39;instrumentation auxiliaire. B) Photo du connecteur fixé sur le châssis avec Torr Seal époxy. Notez la position du connecteur et les tubes de guidage de fil sous-jacentes. La colle cyanoacrylate de maintien des tubes-guides en position claire et sèche, par conséquent, n&#39;est pas visible dans l&#39;image. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig3.jpg" /> Figure 3. Ensemble navette d&#39;électrode. <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig4.jpg" /> La figure 4. A) Les tubes de guidage d&#39;électrodes positionnées dans le châssis avant d&#39;appliquer Kwik-Cast. B) Pour s&#39;assurer que les électrodes quitter le bas de l&#39;unité en parallèle, mettre l&#39;extrémité inférieure des tubes de guidage en un faisceau serré avant d&#39;ajouter la dernière goutte du Kwik-Cast. Figure 5. La quantité que les tubes de guidage d&#39;électrode s&#39;étendent au-delà de la partie inférieure du disque est spécifié par l&#39;anatomie du site d&#39;implantation. Le diagramme illustre les dimensions qui sont pertinentes pour la détermination de la longueur des tubes-guides. Pour implanter dans l&#39;oiseau chanteur, 1,5 mm est suffisante. <img alt="Figure 6" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig6.jpg" /> Figure 6. L&#39;microdrive terminé motorisé avec couvre protection en place. <img alt="Figure 7" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig7.jpg" /> Figure 7. Enregistrements représentatifs du noyau solide de la archistriatum (RA) dans le comportement diamant mandarin. A) une seule unité d&#39;activité enregistré avec 10M platine-iridium électrodes. Haut: Enregistrement par exemple une semaine après l&#39;implantation. En bas: exemple d&#39;enregistrement de la même électrodecomme ci-dessus, neuf semaines plus tard. B) Multi-unit activité enregistrée avec des électrodes de platine 1MOhm. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/4314/4314fig7large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> . Fichiers supplémentaires: Le châssis, la navette, et les tubes d&#39;électrodes ont été conçus avec SolidWorks 2010 un logiciel de CAO. Ces dossiers partiels sont fournis dans la propriété (*. Sldprt) et indépendant du fournisseur (*. IGES) formats et dessins cotés de production sont fournis au format PDF.

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Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Le protocole présenté ici se traduira par un dispositif capable d&#39;enregistrements de haute qualité avec des artefacts de mouvement que si un minimum de prise en charge adéquate de la construction. L&#39;ajustement de la navette dans le châssis d&#39;une importance cruciale si: trop serré et le risque de surcharge du moteur est élevé, trop lâche et le risque d&#39;artefacts de mouvement significatif est élevé. Un ajustement idéal permettra à la navette de se déplacer sur toute la longueur de la tige fil...

<table border="1"&gt;<tbody&gt;<tr&gt;<td<strong&gt; Nom du point</strong</td&gt;<td<strong&gt; Société</strong</td&gt;<td<strongNuméro de catalogue&gt;</strong</td&gt;<td<strong&gt; Commentaires</strong</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Châssis</td&gt;<td&gt; Sur-mesure</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Couper PEI</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<tdNavette d&#39;électrode&gt;</td&gt;<td&gt; Sur-mesure</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Couper PEI</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<tdTubes Navette&gt;</td&gt;<td&gt; Sur-mesure</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Couper en acier inoxydable</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Connecteur</td&gt;<td&gt; Omnetics</td&gt;<td&gt; A7886-001</td&gt;<td&gt; Mates à A7877-001</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Motor w / Réducteur</td&gt;<td&gt; Faulhaber</td&gt;<td&gt; 0206-A-001-B-021-47: 1</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<tdGuide-fil&gt;</td&gt;<td&gt; Petites pièces, Inc</td&gt;<td&gt; SWPT-0113-12</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<tdGuide de l&#39;électrode&gt;</td&gt;<td&gt; Petites pièces, Inc</td&gt;<td&gt; SWPT-0045-12</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; 10M Pt-Ir électrodes</td&gt;<td&gt; Microsondes, Inc</td&gt;<td&gt; PI2PT310.0H3</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<tdFil platine&gt;</td&gt;<td&gt; AM Systems</td&gt;<td&gt; 772000</td&gt;<td&gt; Pour les fils d&#39;électrodes</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<tdFil d&#39;Argent&gt;</td&gt;<td&gt; AM Systems</td&gt;<td&gt; 786000</td&gt;<td&gt; Pour le fil de terre</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<tdFil de tungstène&gt;</td&gt;<td&gt; AM Systems</td&gt;<td&gt; 797000</td&gt;<td&gt; Pour les électrodes-aiguilles</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Transparence</td&gt;<td&gt; 3M</td&gt;<td&gt; AF4300</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Torr Seal</td&gt;<td&gt; Varian</td&gt;<td&gt; 9530001</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Kwik-Cast</td&gt;<td&gt; WPI</td&gt;<td&gt; KWIK-CAST</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Cyanoacrylate</td&gt;<td&gt; Krazy Glue</td&gt;<td&gt; KG517</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Fast-Set Epoxy</td&gt;<td&gt; Hardman</td&gt;<td&gt; 04001</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Huile minérale légère</td&gt;<td&gt; Sigma</td&gt;<td&gt; M5310</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; De blanchiment au chlore</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Pince coupante</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Scalpel lame</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Pinces</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Entraînement gabarit</td&gt;<td&gt; Sur-mesure</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Epoxy le connecteur d&#39;accouplement à une seringue ou d&#39;un bâton</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Vice-Petit</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;</tbody&gt;</table

design and assembly of an ultra-light motorized microdrive for chronic neural recordings in small animals

La capacité d&#39;enregistrer à partir chronique des populations de neurones chez les animaux se comportent librement s&#39;est avéré un outil précieux pour disséquer la fonction des circuits neuronaux qui sous-tendent une variété de comportements naturels, y compris la navigation 1, la prise de décision 2,3, et la génération de séquences motrices complexes 4 , 5,6. Les progrès dans l&#39;usinage de précision a permis pour la fabrication de matériaux légers dispositifs appropriés pour les enregistrements chroniques chez les petits animaux comme les souris et les oiseaux chanteurs. La possibilité d&#39;ajuster la position de l&#39;électrode avec de petits moteurs commandés à distance a encore augmenté le rendement d&#39;enregistrement dans divers contextes de comportement en réduisant la manipulation des animaux. 6,7 Nous décrivons ici un protocole de construire un microdrive ultra-léger motorisé à long terme des enregistrements chroniques chez les petits animaux. Notre conception a évolué d&#39;un précédent publié la version 7, et a été adapté pour la facilité d&#39;utilisation et le coût-efficavité pour être plus pratique et accessible à un large éventail de chercheurs. Cette conception permet de preuves 8,9,10,11 fine, le positionnement à distance d&#39;électrodes dans une plage de ~ 5 mm et pèse moins de 750 mg une fois assemblé. Nous présentons le protocole complet de la façon de construire et d&#39;assembler ces unités, y compris les dessins de CAO 3D pour tous les composants personnalisés Microdrive.

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Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

La conception, la fabrication et l&#39;assemblage d&#39;un microdrive ultra-léger motorisé est décrit. Le dispositif fournit une solution rentable et facile à utiliser pour les enregistrements chroniques d&#39;unités simples dans les petits animaux au comportement.

Conception et montage d&#39;un Microdrive ultra-léger motorisé pour des enregistrements de neurones chroniques chez les petits animaux

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.0K vues.  Harvard University. La conception, la fabrication et l'assemblage d'un microdrive ultra-léger motorisé est décrit. Le dispositif fournit une solution rentable et facile à utiliser pour les enregistrements chroniques d'unités simples dans les petits animaux au comportement.

Vidéo: Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal. Simultaneously recording from multiple nerves and muscles gives us precise information about the timing of neural activity. Previous recording methods have worked for two electrodes, but the study of additional nerves or muscles required combining and averaging the recordings of multiple animals, which made it difficult to determine fine details of timing and phasing, because of variability from response to response, and from animal to animal. Implanting four individual electrodes has a very low success rate due to the formation of adhesions that prevent animals from performing normal feeding movements. We developed a new method of electrode fabrication that reduces the bulk of the electrodes inside the animal allowing for normal feeding movements. Using a combination of glues to attach the electrodes results in a more reliable insulation of the electrode which lasts longer, making it possible to record for periods as long as a week. The fabrication technique that we describe could be extended to incorporate several additional electrodes, and would be applicable to vertebrate animals.

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

A technique is described for implanting four in vivo electrodes to monitor the neuromuscular control of feeding behavior in Aplysia californica.

Fabrication des électrodes et l&#39;implantation de Aplysia californica Des enregistrements multi-canaux neuronaux et musculaires au Intact, Animaux Librement Behaving

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

Recherche

Neurosciences

A Thin-skull Window Technique for Chronic Two-photon In vivo Imaging of Murine Microglia in Models of Neuroinflammation

Traditionally in neuroscience, in vivo two photon imaging of the murine central nervous system has either involved the use of open-skull1,2 or thinned-skull 3 preparations. While the open-skull technique is very versatile, it is not optimal for studying microglia because it is invasive and can cause microglial activation. Even though the thinned-skull approach is minimally invasive, the repeated re-thinning of skull required for chronic imaging increases the risks of tissue injury and microglial activation and allows for a limited number of imaging sessions. Here we present a chronic thin-skull window method for monitoring murine microglia in vivo over an extended period of time using two-photon microscopy. We demonstrate how to prepare a stable, accessible, thinned-skull cortical window (TSCW) with an apposed glass coverslip that remains translucent over the course of three weeks of intermittent observation. This TSCW preparation is far more immunologically inert with respect to microglial activation than open craniotomy or repeated skull thinning and allows an arbitrary number of imaging sessions during a time period of weeks. We prepare TSCW in CX3CR1 GFP/+ mice 4 to visualize microglia with enhanced green fluorescent protein to &le;150 &mu;m beneath the pial surface. We also show that this preparation can be used in conjunction with stereotactic brain injections of the HIV-1 neurotoxic protein Tat, adjacent to the TSCW, which is capable of inducing durable microgliosis. Therefore, this method is extremely useful for examining changes in microglial morphology and motility over time in the living brain in models of HIV Associated Neurocognitive Disorder (HAND) and other neurodegenerative diseases with a neuroinflammatory component.

A Thin-skull Window Technique for Chronic Two-photon In vivo Imaging of Murine Microglia in Models of Neuroinflammation

We describe a method for repeatedly visualizing murine microglia and circulating monocytes in vivo over hours, days or weeks using transcranial two-photon microscopy. We demonstrate how to prepare a thinned-skull window that allows intermittent observation of quiescent microglia that can be activated by adjacent stereotactic injection of the HIV-1 regulatory protein Tat.

Une technique de la fenêtre mince crâne pour chronique à deux photons In vivo</emImagerie> de Murine microglies dans les modèles de la neuro-inflammation

Traditionally in neuroscience, in vivo two photon imaging of the murine central nervous system has either involved the use of open-skull1,2 or ...

Combining Behavioral Endocrinology and Experimental Economics: Testosterone and Social Decision Making

Behavioral endocrinological research in humans as well as in animals suggests that testosterone plays a key role in social interactions. Studies in rodents have shown a direct link between testosterone and aggressive behavior1 and folk wisdom adapts these findings to humans, suggesting that testosterone induces antisocial, egoistic or even aggressive behavior2. However, many researchers doubt a direct testosterone-aggression link in humans, arguing instead that testosterone is primarily involved in status-related behavior3,4. As a high status can also be achieved by aggressive and antisocial means it can be difficult to distinguish between anti-social and status seeking behavior.
We therefore set up an experimental environment, in which status can only be achieved by prosocial means. In a double-blind and placebo-controlled experiment, we administered a single sublingual dose of 0.5 mg of testosterone (with a hydroxypropyl-&beta;-cyclodextrin carrier) to 121 women and investigated their social interaction behavior in an economic bargaining paradigm. Real monetary incentives are at stake in this paradigm; every player A receives a certain amount of money and has to make an offer to another player B on how to share the money. If B accepts, she gets what was offered and player A keeps the rest. If B refuses the offer, nobody gets anything. A status seeking player A is expected to avoid being rejected by behaving in a prosocial way, i.e. by making higher offers.
The results show that if expectations about the hormone are controlled for, testosterone administration leads to a significant increase in fair bargaining offers compared to placebo. The role of expectations is reflected in the fact that subjects who report that they believe to have received testosterone make lower offers than those who say they believe that they were treated with a placebo. These findings suggest that the experimental economics approach is sensitive for detecting neurobiological effects as subtle as those achieved by administration of hormones. Moreover, the findings point towards the importance of both psychosocial as well as neuroendocrine factors in determining the influence of testosterone on human social behavior.

The procedure described in this protocol shows that testosterone administration and folk beliefs about testosterone may be associated with directly opposed social behaviors.

Combinant endocrinologie du comportement et l&#39;économie expérimentale: Décision de la testostérone et social Rendre

Behavioral endocrinological research in humans as well as in animals suggests that testosterone plays a key role in social interactions. Studies in ...

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a noninvasive brain monitoring tool in cognitive neuroscience as well as a diagnostic tool for epilepsy and sleep disorders in neurology. However, the underlying mechanism of EEG rhythm generation is still under the veil. Recently introduced polyimide-based microelectrode (PBM-array) for high resolution mouse EEG1 is one of the trials to answer the neurophysiological questions on EEG signals based on a rich genetic resource that the mouse model contains for the analysis of complex EEG generation process. This application of nanofabricated PBM-array to mouse skull is an efficient tool for collecting large-scale brain activity of transgenic mice and accommodates to identify the neural correlates to certain EEG rhythms in conjunction with behavior. However its ultra-thin thickness and bifurcated structure cause a trouble in handling and implantation of PBM-array. In the presented video, the preparation and surgery steps for the implantation of PBM-array on a mouse skull are described step by step. Handling and surgery tips to help researchers succeed in implantation are also provided.

In this article, we described the surgery procedure and handling tips for implantation of ultra-thin polyimide-based microelectrode array (PBM-array) on the mouse skull for acquisition of high-density encephalography (EEG) in a mouse model.

Haute densité enregistrements EEG des souris se déplacent librement à l&#39;aide à base de polyimide microélectrodes

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Une procédure d&#39;implantation de tableaux organisés de microfils pour enregistrements unitaires dans Awake, se comportant Animaux

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Conception et de fabrication de Ultralight Poids, réglables sondes multi-électrodes pour électrophysiologiques enregistrements chez la souris

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

Enregistrements simultanés des potentiels corticaux champ Local, électrocardiogramme, électromyogramme et respiration rythmique d’un Rat librement mobile

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent development of thin, flexible ECoG electrodes has enabled conduction of stable recordings of large-scale cortical activity. We have developed a whole-cortical ECoG array for the common marmoset. The array continuously covers almost the entire lateral surface of cortical hemisphere, from the occipital pole to the temporal and frontal poles, and it captures whole-cortical neural activity in one shot. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain. Marmosets have two advantages regarding ECoG recordings, one being the homologous organization of anatomical structures in humans and macaques, including frontal, parietal, and temporal complexes. The other advantage is that the marmoset brain is lissencephalic and contains a large number of complexes, which are more difficult to access in macaques with ECoG, that are exposed to the brain surface.These features allow direct access to most cortical areas beneath the surface of the brain. This system provides an opportunity to investigate global cortical information processing with high resolutions at a sub-millisecond order in time and millimeter order in space.

We have developed a whole-cortical electrocorticographic array for the common marmoset that continuously covers almost the entire lateral surface of cortex, from the occipital pole to the temporal and frontal poles. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain.

Implantation chronique d’ensemble-corticale Electrocorticographic tableau dans l’ouistiti commun

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent ...

Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the entire state, with the exception of New York City. The Rabies laboratory necropsies a variety of animals ranging in size from bats to bovids. Most of these specimens are animals exhibiting neurological signs, however, less than 10% actually test positive for rabies; implying trauma, lesions or other infectious agents as the cause of these symptoms. Due to the risk of aerosolizing undiagnosed infectious agents, the Rabies Laboratory does not use power tools or saws. Three necropsy techniques will be presented for animals whose skulls are impenetrable with scissors. The laboratory has implemented these techniques to decrease potential exposure to infectious agents, eliminate unnecessary manipulation of the specimen and reduce processing time. The advantages of a preferred technique opposed to another is subject to the trained individual processing the specimen.

The goal of this protocol is to demonstrate safe necropsy techniques in small and large animals to obtain satisfactory tissue samples for rabies testing.

Techniques d'autopsie de la rage chez les grands et les petits animaux

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

Multi-Fiber Photometry to Record Neural Activity in Freely-Moving Animals

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and smaller functional subgroups, it becomes paramount to record from projections and/or genetically-defined subpopulations of neurons. Fiber photometry is an accessible and powerful approach that can overcome these challenges. By combining optical and genetic methodologies, neural activity can be measured in deep brain structures by expressing genetically-encoded calcium indicators, which translate neural activity into an optical signal that can be easily measured. The current protocol details the components of a multi-fiber photometry system, how to access deep brain structures to deliver and collect light, a method to account for motion artifacts, and how to process and analyze fluorescent signals. The protocol details experimental considerations when performing single and dual color imaging, from either single or multiple implanted optic fibers.

This protocol details how to implement and perform multi-fiber photometry recordings, how to correct for calcium-independent artifacts, and important considerations for dual-color photometry imaging.

Photométrie multifibres pour enregistrer l'activité neuronale chez les animaux en mouvement libre

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and ...