Le laboratoire du Dr de Caestecker est soutenu par le NIH 1RO1 HL093057-01 et 1RC4DK090770-01. Le laboratoire du Dr Harris est soutenu par DK38226, DK51265, DK62794 et le financement de l&#39;Administration des anciens combattants. Soutien à la souris chirurgies de rein de blessures, de la créatinine sérique et des tests de fibrose également fournis par le Vanderbilt O&#39;Brien Kidney Injury Centre subvention 1P30 DK079341.

<ol><li> Autoclave tous les instruments chirurgicaux avant la chirurgie. Notez que si l&#39;on effectue plusieurs opérations sur différents souris, rincer les instruments après chaque utilisation, puis stériliser l&#39;aide d&#39;un stérilisateur à billes chaud. Il ne suffit pas de faire tremper dans de l&#39;éthanol à 70%. </li><li> Donner 0,5 ml S / C saline normale stérile préopératoire et postopératoire immédiate pour compenser la perte de liquide corporel pendant la chirurgie. </li><li> Peser les souris. </li><li> Anesthésier la souris en utilisant xylazine IP / mélange kétamine. Il prend habituellement 3-5 min pour les souris à atteindre chirurgicale plan anesthésie. </li><li> Raser le site chirurgical avec suffisamment zone frontalière pour garder les cheveux de contaminer le site d&#39;incision. Cela doit être effectué dans une zone de préparation, pas là où l&#39;opération est effectuée. </li><li> Appliquer une pommade ophtalmique lubrifiante pour les yeux pour éviter le dessèchement pendant la procédure. </li><li> Placer la souris sujettes à la surface chauffée couverte avec la garniture de banc absorbant. jambes de bande à la surface chirurgicale. </li><li> Si vous utilisezle système de bain d&#39;eau, mettre la chaleur à 38 ° C 1 heure avant la chirurgie. </li><li> Préparation aseptique utilisant Betadine solution tampon bâton: gommage du centre du site vers la périphérie 3x, chaque fois suivi d&#39;un nettoyage avec Nolvasan pour enlever la Betadine. Tous Betadine doit être retiré du champ chirurgical avant l&#39;incision par un rinçage à l&#39;Nolvasan. Avant de commencer gants de procédures aseptiques devraient être modifiés pour être stériles. </li><li> Couvrir champ opératoire avec un champ opératoire stérile. Cela permettra d&#39;éviter cheveux parasite de pénétrer dans le champ opératoire et offrir un espace où reposer instruments stériles pendant la chirurgie. </li><li> Palper emplacement du rein à travers la peau. </li><li> Coupez la peau du dos le long de la ligne médiane de souris (environ 1,5 cm) à l&#39;aide des ciseaux et des pinces. </li><li> Séparer la peau et les couches sous-cutanées sur les côtés dorsal gauche et droite à travers cette incision par dissection avec des ciseaux et des pinces. </li><li> Faire une petite incision à travers le droit flANK musculaire et fascia-dessus du rein et extérioriser le rein droit. </li><li> Disséquer soigneusement les pôles supérieur et inférieur du rein libres du tissu environnant. Notez que les tissus adipeux de partout dans le pôle supérieur contient la glande surrénale portant son propre approvisionnement en sang qui peut être poussée hors du rein, mais de toute évidence ne doit pas être retiré de la souris (Figure 1). Après rein libérateur de tissu environnant, attacher le fil de soie 4-0 autour du hile du rein droit en utilisant un noeud à double chirurgicale. Laisser une extrémité de la suture ~ 2 en long pour contenir le rein que vous coupez distale du nœud de sorte que vous pouvez visualiser le site à couper. Irriguer le moignon avec une solution saline stérile. </li><li> Fermez la couche musculaire en utilisant suture absorbable. </li><li> Faire une petite incision dans le muscle du flanc gauche et au-dessus du fascia rein et extérioriser le rein gauche (figure 2A). </li><li> Tenez soigneusement rein en utilisant le forceps émoussé tout en libérant rénalepédicule du tissu environnant graisse à l&#39;aide des pinces (figures 2B-2F). Trop de pression sur le rein en utilisant les forceps émoussé peut provoquer des lésions rénales on doit donc tenir compte lors de la conception des contrôles «Sham» pour les études. Si vous trouvez que vos commandes fictives se développent des lésions rénales (comme en témoigne une augmentation de la créatinine sérique), une méthode alternative, vous pouvez envisager de libérer le tissu adipeux environnant du pédicule rénal est de faire rouler doucement les tissus avec une solution saline stérile imbibée de coton écouvillons pointe. Dans notre expérience, la graisse est assez fermement attaché à la pédicule rénal et ne peut pas être enlevé facilement avec des cotons-tiges, de sorte que ce ne soit pas la première approche que vous souhaitez utiliser. Cependant, comme d&#39;autres aspects de ce modèle, c&#39;est quelque chose que vous aurez à mettre en place pour vous-même avec la pratique et l&#39;expérience. </li><li> Clamp gauche pédicule rénal utilisant clamp vasculaire non traumatique aide d&#39;une pince de fixation (pour faciliter le positionnement de la pince), utiliser la minuterie pour différentes clamp fois en fonction de la souche de souris et de la gravité des blessures nécessaire (voir tableau 1). </li><li> Couvrir le rein gauche avec la peau (figure 2H). </li><li> Couvrir incision de la peau avec gaze imbibée saline. </li><li> Extérioriser rein, confirmer l&#39;aspect sombre uniforme et relâcher la pince après les heures indiquées, et confirmer que l&#39;aspect sombre revers uniformément dans le rein (Figure 2I / G). Si le rein n&#39;est pas rapidement et uniformément re-perfuser (jusqu&#39;à rose) de la souris devrait être exclu de l&#39;analyse. Poussez doucement les reins en arrière dans l&#39;espace rétro-péritonéal. </li><li> Fermez la couche musculaire en utilisant suture absorbable. </li><li> Fermez la couche de peau en utilisant monofilament en nylon non résorbable. </li><li> Administrer la buprénorphine analgésie. </li><li> Transfert souris loin du champ opératoire sur un coussin chauffant jusqu&#39;à ce qu&#39;ils se réveillent. </li><li> Remettre les souris à la salle des animaux. </li><li> Surveiller de près les souris et donner des doses supplémentairesde la buprénorphine comme indiqué ci-dessus toutes les 8-12 h pour la douleur ou d&#39;inconfort. Les signes cliniques résultant de l&#39;administration d&#39;analgésiques comme la dépression ou d&#39;autres changements de comportement, l&#39;apparence anormale ou posture comme horripilation, posture courbée, le manque de toilettage et de manger, ou à l&#39;immobilité. </li></ol>

<ol>
	<li>Singh, A. P., Junemann, A., Muthuraman, A., Jaggi, A. S., Singh, N., Grover, K., Dhawan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+acute+renal+failure.">Animal models of acute renal failure.</a> Pharmacological reports: PR. 64, 31-44 (2012).</li><li>Heyman, S. N., Rosenberger, C., Rosen, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+ischemia-reperfusion:+Biases+and+myths-the+proximal+vs.+Distal+hypoxic+tubular+injury+debate+revisited.">Experimental ischemia-reperfusion: Biases and myths-the proximal vs. Distal hypoxic tubular injury debate revisited.</a> Kidney Int. 77, 9-16 (2010).</li><li>Lieberthal, W., Nigam, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+renal+failure.+II.+Experimental+models+of+acute+renal+failure:+Imperfect+but+indispensable.">Acute renal failure. II. Experimental models of acute renal failure: Imperfect but indispensable.</a> Am. J. Physiol. Renal Physiol. 278, F1-F12 (2000).</li><li>Dunn, S. R., Qi, Z., Bottinger, E. P., Breyer, M. D., Sharma, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utility+of+endogenous+creatinine+clearance+as+a+measure+of+renal+function+in+mice.">Utility of endogenous creatinine clearance as a measure of renal function in mice.</a> Kidney Int. 65, 1959-1967 (2004).</li><li>Yuen, P. S., Dunn, S. R., Miyaji, T., Yasuda, H., Sharma, K., Star, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simplified+method+for+HPLC+determination+of+creatinine+in+mouse+serum.">A simplified method for HPLC determination of creatinine in mouse serum.</a> Am. J. Physiol. Renal Physiol. 286, F1116-F1119 (2004).</li><li>Hetu, P. O., Gingras, M. E., Vinet, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+validation+of+a+rapid+liquid+chromatography+isotope+dilution+tandem+mass+spectrometry+(LC-IDMS/MS)+method+for+serum+creatinine.">Development and validation of a rapid liquid chromatography isotope dilution tandem mass spectrometry (LC-IDMS/MS) method for serum creatinine.</a> Clin. Biochem. 43, 1158-1162 (2010).</li><li>Keppler, A., Gretz, N., Schmidt, R., Kloetzer, H. M., Groene, H. J., Lelongt, B., Meyer, M., Sadick, M., Pill, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasma+creatinine+determination+in+mice+and+rats:+An+enzymatic+method+compares+favorably+with+a+high-performance+liquid+chromatography+assay.">Plasma creatinine determination in mice and rats: An enzymatic method compares favorably with a high-performance liquid chromatography assay.</a> Kidney Int. 71, 74-78 (2007).</li><li>Yang, L., Besschetnova, T. Y., Brooks, C. R., Shah, J. V., Bonventre, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epithelial+cell+cycle+arrest+in+G2/M+mediates+kidney+fibrosis+after+injury.">Epithelial cell cycle arrest in G2/M mediates kidney fibrosis after injury.</a> Nat. Med. 16, 535-543 (2010).</li><li>Shanley, P. F., Rosen, M. D., Brezis, M., Silva, P., Epstein, F. H., Rosen, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topography+of+focal+proximal+tubular+necrosis+after+ischemia+with+reflow+in+the+rat+kidney.">Topography of focal proximal tubular necrosis after ischemia with reflow in the rat kidney.</a> Am. J. Pathol. 122, 462-468 (1986).</li><li>Chawla, L. S., Amdur, R. L., Amodeo, S., Kimmel, P. L., Palant, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+severity+of+acute+kidney+injury+predicts+progression+to+chronic+kidney+disease.">The severity of acute kidney injury predicts progression to chronic kidney disease.</a> Kidney Int. 79, 1361-1369 (2012).</li><li>Lo, L. J., Go, A. S., Chertow, G. M., McCulloch, C. E., Fan, D., Ordonez, J. D., Hsu, C. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dialysis-requiring+acute+renal+failure+increases+the+risk+of+progressive+chronic+kidney+disease.">Dialysis-requiring acute renal failure increases the risk of progressive chronic kidney disease.</a> Kidney Int. 76, 893-899 (2009).</li><li>Burne, M. J., Haq, M., Matsuse, H., Mohapatra, S., Rabb, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+susceptibility+to+renal+ischemia+reperfusion+injury+revealed+in+a+murine+model.">Genetic susceptibility to renal ischemia reperfusion injury revealed in a murine model.</a> Transplantation. 69, 1023-1025 (2000).</li><li>Muller, V., Losonczy, G., Heemann, U., Vannay, A., Fekete, A., Reusz, G., Tulassay, T., Szabo, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sexual+dimorphism+in+renal+ischemia-reperfusion+injury+in+rats:+Possible+role+of+endothelin.">Sexual dimorphism in renal ischemia-reperfusion injury in rats: Possible role of endothelin.</a> Kidney Int. 62, 1364-1371 (2002).</li><li>Schmitt, R., Marlier, A., Cantley, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zag+expression+during+aging+suppresses+proliferation+after+kidney+injury.">Zag expression during aging suppresses proliferation after kidney injury.</a> J. Am. Soc. Nephrol. 19, 2375-2383 (2008).</li><li>Oxburgh, L., de Caestecker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemia-reperfusion+injury+of+the+mouse+kidney.">Ischemia-reperfusion injury of the mouse kidney.</a> Methods Mol. Biol. 886, 363-379 (2012).</li></ol>

Les auteurs n&#39;ont aucun conflit d&#39;intérêts à déclarer.

Nous décrivons deux modèles d&#39;IR-AKI pour étudier les effets de l&#39;atteinte rénale modérée et sévère. Ces modèles nous permettent d&#39;induire des lésions cohérente et prévisible avec une faible mortalité. Notre protocole décrit bon nombre des difficultés et des écueils traditionnellement associés à ce modèle. Par ailleurs, nous avons montré que selon la longueur du pédicule rénal serrage, le modèle induit une légère ou modérée AKI largement réversibles, ou plus grave AKI avec récup?...

Une variété de modèles expérimentaux d&#39;insuffisance rénale aiguë (IRA) ont été développés pour répondre à la diversité et à la complexité de la condition humaine (voir référence pour un récent examen exhaustif 1). Chacun de ces modèles a ses propres forces et faiblesses, et tandis que chaque imite les conditions humaines correspondantes avec des rendements variés, aucun modéliser précisément la physiopathologie de leurs homologues humains. ischémie-reperfusion (IR) induite par AKI a été développé comme un modèle de lésion rénale induite par l&#39;ischémie aiguë chez les rongeurs. Alors que la gravité de la blessure tubulaire rénale vu dans ce modèle est rarement observée chez les patients souffrant de lésions de hypoperfusion rénale 2, malgré ses limites et en grande partie en raison de la nature relativement reproductible de ce modèle, son utilisation intensive a fourni, et il est prévu, continuera de fournir des indications importantes sur la plupart des mécanismes communs de base de AKI, la réparation et la thérapie 3. Chirurgie IR nécessite familiarity avec l&#39;anatomie du rein de souris, que nous avons illustré sous une forme simplifiée dans la figure 1. Chirurgie des lésions rénales ischémie-reperfusion (IR) peut être réalisée par des approches ventrales (laparotomie) ou dorsale (rétropéritonéale). Nous utilisons une approche dorsale car elle est moins traumatisante, permettant des temps de récupération plus rapide et une meilleure survie (en particulier lors de la première étude de la procédure). Rénale blessure IR peut être effectuée unilatéralement ou bilatéralement. Toutefois, les différences entre les pressions efficaces de serrage (qui peut résulter de l&#39;interposition de la graisse péri-hilaire entre les mâchoires de la pince) et / ou des différences dans les réponses à une ischémie rénale entre les côtés conduit à des résultats plus variables. Si ce n&#39;est pas un problème insurmontable, il peut augmenter la variabilité entre les expériences, ce qui est un enjeu majeur pour ce modèle. IR unilatérale peut être réalisée avec une néphrectomie controlatérale. C&#39;est notre méthode de choix car elle réduit la variabilité de serrage entre pédicules, et en même temps uneP ermet un à évaluer la fonction rénale, qui n&#39;est pas affecté par IR unilatérale seul. Il ya eu des discussions sur ce qui est la méthode la plus pratique vs optimale afin d&#39;évaluer la fonction rénale chez les souris. Urée sanguine (BUN) fournit une mesure de la fonction rénale et est un &quot;premier regard&quot; marqueur utile dans certains modèles de AKI, y compris les blessures IR. Cependant, les niveaux BUN peuvent être affectés par l&#39;état du volume des souris susceptibles d&#39;être affectés, notamment à la suite ventral blessure IR d&#39;approche, lorsque la récupération tardive réduit la prise orale de fluides pour un nombre de jours post-opératoires. La créatinine sérique est moins influencée par l&#39;état d&#39;hydratation mais il est clairement affectée par la masse musculaire. Une des difficultés avec des mesures de la créatinine sérique a eu des problèmes avec la détection des chromogènes non-créatinine dans le sérum de souris en utilisant des techniques à base d&#39;acide picrique. Comme alternative, un certain nombre de centres ont mis au point une méthode HPLC à base de quantifier la créatinine de la souris qui n&#39;est pas affectée par cet artefact 4. Cependant, UNLike BUN et dosages de la créatinine de l&#39;acide picrique, qui ne nécessitent 5-10 ul de sérum, HPLC tests nécessitent environ 25 pi par dosage sérique, qui si elle est effectuée en double, il faudra ~ 100 ul de sang total par dosage. Cela peut être un facteur limitant pour les études de souris. Certains centres ont développé des méthodes HPLC et spectrométrie de masse basée sur plus sensibles qui permettent une analyse de petits volumes d&#39;échantillons 5, 6. Cependant, ces technologies ne sont pas largement disponibles. Un essai en cascade alternative enzymatique (qui nécessite seulement 5-10 ul de sérum) a été évaluée dans des échantillons de sérum souris et le rat et montré ressemblerait de près mesures HPLC de la créatinine sérique alors que les tests de l&#39;acide picrique toujours des valeurs de créatinine surestimer 7. Bien que ce test n&#39;est pas largement utilisé dans la littérature AKI, le dosage est disponible dans le commerce, simple à utiliser, et nous trouvons donne des résultats fiables avec ce modèle d&#39;IR induite par AKI chez la souris.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Drug or solution</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine (anesthetic)</td>
			<td>Webster Veterinary</td>
			<td>07-881-9413 (100 mg/ml)</td>
			<td>Final concentration 30 mg/ml Ketamine with 3 mg/ml Xylazine administered at 3-4 ml/kg (100 mg/kg Ketamine and 10 mg/kg Xylazine)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine (analgesic)</td>
			<td>Webster Veterinary</td>
			<td>07-808-1939 (100 mg/ml)</td>
			<td>As above</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antisedan (anti-Xylazine)</td>
			<td>Webster Veterinary</td>
			<td>07-867-7097 (5 mg/ml)</td>
			<td>Optional: to reverse effects of Xylazine in order to increase the rate of recovery after surgery Use 0.5-0.7 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine (analgesic)</td>
			<td>Bedford Laboratories</td>
			<td>NDC 55390-100-10 (0.3 mg/ml)</td>
			<td>Dose 0.05-0.1 &mu;g/g every 8-12 hr. Make up a 1:5 dilution in sterile normal saline preoperatively and give 2.5-5 &mu;l/g of the diluted solution.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic ointment</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>NDC 17033-211-38</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine swab sticks</td>
			<td>Purdue Products L.P.</td>
			<td>NDC 67618-153-01</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nolvasan Surgical Scrub</td>
			<td>Pfizer Animal Care</td>
			<td>300253</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 2. Drugs and solutions for I/R surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris Scissors</td>
			<td>Integra Miltex</td>
			<td>VWR 21909-404</td>
			<td>For skin and muscle dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved iris forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11065-07</td>
			<td>To hold skin and muscle, to remove peri-nephric fat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blunt forceps</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5228</td>
			<td>To manipulate kidneys</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular clamp (795 g pressure)</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5459</td>
			<td>Good for C57BL/6 and BALB/c mice strains</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Schwartz clip applying forceps</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5450</td>
			<td>For RS-5459 clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular clamp (75-85 g pressure)</td>
			<td>FST</td>
			<td>18055-02</td>
			<td>Optimal for CD1 mice strain, but also can be used for C57BL/6 and BALB/c</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-Serrefine Clamp Applicator-14 cm with Lock</td>
			<td>FST</td>
			<td>18056-14</td>
			<td>For FST 18055-02 clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gayman T/Pump (water-bath heated platform)</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>TP-650</td>
			<td>The water heater is set at 38 &deg;C 1 hr prior surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15" W x 24" Heated platform</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>HHP-2</td>
			<td>Connect to Gayman heated water pump</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>Model 39DP</td>
			<td>Uses microwave for heating. This is useful for warming during recovery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbable suture (Vicryl 5-0)</td>
			<td>ETHICON</td>
			<td>VCP834G</td>
			<td>For fascia and muscle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-absorbable suture: monofilament nylon MONOMID 6/0 660B)</td>
			<td>CP Medical</td>
			<td>CP-B660B-03</td>
			<td>For skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halsey needle holder: Tungsten Carbide/13 cm</td>
			<td>FST</td>
			<td>12501-13</td>
			<td>To hold suture needles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timer</td>
			<td>FST</td>
			<td>06-662-3</td>
			<td>To quantify ischemia time</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot bead sterilizer</td>
			<td>FST</td>
			<td>18000-45</td>
			<td>To sterilize instruments between mice if you are performing multiple surgeries (it is not sufficient to soak instruments in ethanol)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric razor</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>CLP-22965</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tape</td>
			<td>Durapore</td>
			<td>1538-0</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml Syringe</td>
			<td>EXELint</td>
			<td>26044</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile cotton tipped applicators</td>
			<td>Kendall</td>
			<td>8884541300</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbent BenchPad</td>
			<td>VWR</td>
			<td>56617-014</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drapes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>21902-985</td>
			<td>Need to be autoclaved</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2'' x 2'' Gauze Pads</td>
			<td>Medi-First</td>
			<td>60673</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile gloves</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td>2D7251</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 3. Equipment and instruments for I/R surgery.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post injury fibrosis in mice

Insuffisance rénale aiguë induite par l&#39;ischémie-reperfusion (IR-AKI) est largement utilisé comme un modèle de AKI chez la souris, mais les résultats sont souvent très variable avec des taux élevés de mortalité souvent non déclarés qui peuvent fausser les analyses. Bilatérale pédicule rénal serrage est couramment utilisé pour induire IR-AKI, mais les différences entre les pressions de serrage efficaces et / ou des réponses à une ischémie rénale entre reins conduisent souvent à des résultats plus variables. En outre, les temps de serrage plus courtes sont connus pour induire des lésions aux tubules plus variable, et alors que les souris subissant une blessure bilatérale avec des temps de serrage plus développer lésion tubulaire plus cohérente, ils meurent souvent dans les 3 premiers jours après une blessure due à une insuffisance rénale sévère. Pour améliorer la survie post-traumatique et d&#39;obtenir des résultats plus cohérents et prévisibles, nous avons développé deux modèles de lésions d&#39;ischémie-reperfusion unilatérale suivie par néphrectomie controlatérale. Les deux chirurgies sont effectuées en utilisant une approche dorsale, la réduction du stress chirurgical résultant from laparotomie ventrale, couramment utilisé pour les souris IR-Aki chirurgies. Pour l&#39;induction de blessures souris BALB / c modérés subissent unilatérale de serrage du pédicule rénal pour 26 min et subissent également une néphrectomie controlatérale simultanée. En utilisant cette approche, 50-60% des souris de développer modérée AKI 24 heures après la blessure, mais 90-100% des souris survivent. Pour induire une IRA plus grave, des souris BALB / c subissent pédicule rénal serrage pendant 30 min suivie par néphrectomie controlatérale 8 jours après la blessure. Cela permet une évaluation fonctionnelle de récupération rénale après une blessure à 90-100% de survie. Au début des lésions tubulaires post-traumatique ainsi que après une blessure fibrose sont hautement compatibles avec ce modèle.

Modéré IR induite par AKI. IR unilatérale avec néphrectomie controlatérale simultanée réduit considérablement la variabilité des résultats, mais avec des temps de serrage courtes nécessaires pour les souris de survivre à cette procédure, nous avons trouvé encore que seulement 50-60% des souris ont développé l&#39;insuffisance rénale attendu 24 heures après une blessure (figure 3A). En termes pratiques, cela crée des difficultés à évaluer les données, sauf si les ?...

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Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Nous décrivons les modèles de lésions rénales ischémie-reperfusion induite modérée et sévère dans laquelle les souris subissent unilatérale pédicule rénal serrage suivie par néphrectomie controlatérale simultanée ou différée, respectivement. Ces modèles donnent systématiquement lieu à une insuffisance rénale et une fibrose post-traumatique, mais la gravité des blessures et la survie dépendent de fond, l&#39;âge et chirurgical de la souris.

Ischémie-reperfusion modèle de lésions rénales aiguës et post blessures fibrose chez la souris

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

ischemia-reperfusion-model-acute-kidney-injury-post-injury-fibrosis

Research

JoVE Journal

Medicine

39.2K vues.  Vanderbilt University Medical Center. Nous décrivons les modèles de lésions rénales ischémie-reperfusion induite modérée et sévère dans laquelle les souris subissent unilatérale pédicule rénal serrage suivie par néphrectomie controlatérale simultanée ou différée, respectivement. Ces modèles donnent systématiquement lieu à une insuffisance rénale et une fibrose post-traumatique, mais la gravité des blessures et la survie dépendent de fond, l'âge et chirurgical de la souris.

Vidéo: Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normothermique arrêt cardiaque et la réanimation cardiorespiratoire: un modèle murin de l&#39;ischémie-reperfusion

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

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Médecine

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Modèle murin de Intestinal Ischémie-reperfusion

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

Un modèle de souris de Retinal Ischémie-reperfusion Grâce à une élévation de la pression intraoculaire

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Évaluation de la réserve de flux coronaire après la réperfusion d'ischémie myocardique chez les rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Un modèle préclinique de rat pour l'étude des dommages d'ischémie-réperfusion dans la microchirurgie reconstructive

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Retard de l’accouchement intramyocardique des cellules souches après une blessure à l’Ischémie Reperfusion dans un modèle murine

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

Acute Kidney Injury Model Induced by Cisplatin in Adult Zebrafish

Cisplatin is commonly used as chemotherapy. Although it has positive effects in cancer-treated individuals, cisplatin can easily accumulate in the kidney due to its low molecular weight. Such accumulation causes the death of tubular cells and can induce the development of Acute Kidney Injury (AKI), which is characterized by a quick decrease in kidney function, tissue damage, and immune cells infiltration. If administered in specific doses cisplatin can be a useful tool as an AKI inducer in animal models. The zebrafish has appeared as an interesting model to study renal function, kidney regeneration, and injury, as renal structures conserve functional similarities with mammals. Adult zebrafish injected with cisplatin shows decreased survival, kidney cell death, and increased inflammation markers after 24 h post-injection (hpi). In this model, immune cells infiltration and cell death can be assessed by flow cytometry and TUNEL assay. This protocol describes the procedures to induce AKI in adult zebrafish by intraperitoneal cisplatin injection and subsequently demonstrates how to collect the renal tissue for flow cytometry processing and cell death TUNEL assay. These techniques will be useful to understand the effects of cisplatin as a nephrotoxic agent and will contribute to the expansion of AKI models in adult zebrafish. This model can also be used to study kidney regeneration, in the search for compounds that treat or prevent kidney damage and to study inflammation in AKI. Moreover, the methods used in this protocol will improve the characterization of tissue damage and inflammation, which are therapeutic targets in kidney-associated comorbidities.

This protocol describes the procedures to induce Acute Kidney Injury (AKI) in adult zebrafish using cisplatin as a nephrotoxic agent. We detailed the steps to evaluate the reproducibility of the technique and two techniques to analyze inflammation and cell death in the renal tissue, flow cytometry and TUNEL, respectively.

Modèle aigu de lésion rénale induit par le cisplatine chez le poisson zèbre adulte

Cisplatin is commonly used as chemotherapy. Although it has positive effects in cancer-treated individuals, cisplatin can easily accumulate in the kidney ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

Lésion d’ischémie-reperfusion d’organe en simulant des changements hémodynamiques dans le modèle de greffe de foie de rat

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...

An Effective Mouse Model of Unilateral Renal Ischemia-Reperfusion Injury

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models are the only available resources that mimic the complexities of the IRI-associated damage encountered in vivo. This paper describes an effective mouse model of unilateral renal IRI that delivers highly reproducible data. Ischemia is induced by occluding the right renal pedicle for 30 min followed by reperfusion. In addition to the surgical procedure, a sequential overview of the expected physiological and histopathological changes following renal IRI will be provided by comparing data from seven different reperfusion times (4 h, 8 h, 16 h, 1 day, 2 days, 4 days, and 7 days). Critical data for planning experiments ahead, such as mean surgical time, average anesthetic consumption, and body weight changes over time, will be shared. This work will help researchers implement a reliable renal IRI model and select the appropriate reperfusion time that aligns with their intended investigative goals.

Renal ischemia-reperfusion injury is associated with high morbidity and mortality in hospitalized patients. Here, we present a simple and effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury and provide a sequential overview of representative pathological changes observed in the kidney.

Un modèle murin efficace de lésion unilatérale d’ischémie rénale-reperfusion

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

Induction d’un infarctus du myocarde et d’une lésion d’ischémie-reperfusion myocardique chez la souris

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...