Les auteurs tiennent à remercier les membres passés et présents du laboratoire Kim, Mark Nilan pour les soins du poisson zèbre et l&#39;entretien, le Dr Robert Wheeler pour des discussions utiles et le partage de données, et des subventions des NIH 3RO1GM087308-02S1 et 1P20RR024475-01A2 et le Maine agricoles et forestiers expérimenter la station (numéro de publication 3303) pour le financement.

Une. Soins poisson zèbre et d&#39;entretien <ol><li> Élevage: poisson zèbre adulte d&#39;apparition de masse comme décrit précédemment 13. Recueillir des embryons engendrés comme décrit précédemment 14. </li><li> La micro-injection (si désiré): micro-injection 1-4 poisson zèbre embryons au stade de cellules avec des oligonucléotides morpholino à knockdown produits géniques ou ARNm pour surexprimer produits géniques comme décrit précédemment 15. <ol><li> Maintenir un bassin suffisant de la maquette contrôles injectés (au moins 48 Résidant, maquette injecté poissons témoins et 48 vivant, poissons expérimentalement manipulé sont nécessaires pour remplir un puits de microplaques 96). </li></ol></li><li> Maintenir embryons: Cultiver embryons dans des boîtes de Pétri profondes à 28 ° C dans l&#39;eau d&#39;œuf (60 pg / ml Instant Ocean sel de mer dans distillée autoclave-eau) jusqu&#39;à ce que le stade de développement souhaité (une réponse à l&#39;éclatement respiratoire n&#39;est pas détectable en utilisant ce protocole dans les embryons de poisson zèbre moins de 2 jours après la fécondation 12). Note: Il a été observed que la prévention de la pigmentation dans embryons de poissons zèbres, soit par l&#39;utilisation de 1-phényl 2-thiourée (PTU) ou poisson zèbre mutant golden/slc24a5 ne modifie pas significativement l&#39;induction de la fluorescence par le PMA (données non publiées, embryons testés à 48, 72 et 96 HPF). <ol><li> Retirer des embryons morts chaque jour avec une pipette de transfert en plastique. </li><li> Décanter avec soin l&#39;eau d&#39;œuf vieux et reconstituer avec de l&#39;eau nouvelle quotidienne d&#39;oeufs. </li></ol></li><li> Embryons Dechorionate: Le jour de l&#39;expérience, les embryons dechorionate (si les embryons sont encore dans leurs chorions) comme décrit précédemment à l&#39;aide de deux pinces fines 14 (cet essai d&#39;éclatement respiratoire peut également être effectuée sur les reins disséqués de poisson zèbre adulte 12 et protocoles détaillés pour les reins dissection de poisson zèbre adulte ont été décrits précédemment 16,17). </li></ol> 2. Préparation de la solution <ol><li> Préparer une solution stock de H2DCFDA: Peser 1 mg de H2DCFDA. <ol><li> Dissolve 1 mg de H2DCFDA dans 1 ml de diméthylsulfoxyde (DMSO) pour faire un / ml solution mère à 1 mg. </li><li> Faire 22 aliquotes de cette solution mère dans 1,7 ml microtubes. </li><li> Envelopper les aliquotes de solution mère H2DCFDA dans une feuille d&#39;aluminium et laisser dans l&#39;ignorance autant que possible parce H2DCFDA est sensible à la lumière. </li><li> Aliquotes magasin H2DCFDA à -20 ° C pour un maximum de 3 mois. </li></ol></li><li> ATTENTION - Préparer une solution mère d&#39;acétate de phorbol myristate (PMA): Peser à 1 mg de PMA utilisant l&#39;équipement adéquat de protection individuelle (c.-à-gants, lunettes et masque). <ol><li> Dissoudre PMA dans 1 ml de DMSO à faire un / ml solution mère à 1 mg. </li><li> Faire 11 aliquotes de 1,7 ml dans des microtubes. </li><li> aliquotes de magasins de solution stock PMA à -80 ° C pendant 3 mois. </li></ol></li><li> Préparer une solution de travail de H2DCFDA: Le jour de l&#39;expérience, faire une solution de travail H2DCFDA en ajoutant une solution H2DCFDA de stock 1 partie 1partie du DMSO (500 ug / ml de concentration finale H2DCFDA). Par exemple, ajouter 20 ul de solution stock H2DCFDA et 20 ul de DMSO à une feuille enroulée 1,7 ml microtube. </li><li> Préparer une solution de travail de PMA: Le jour de l&#39;expérience, faire une solution de travail en ajoutant une solution PMA PMA de stock 1 partie à 49 parties nucléases eau libre (20 pg / ml de PMA de concentration finale). Par exemple, diluer 10 pi PMA solution stock dans 490 ul nucléase l&#39;eau libre dans un tube de 1,7 ml à centrifuger. </li><li> Préparer une solution de dosage de H2DCFDA: Le jour de l&#39;expérience, préparer une solution de dosage H2DCFDA avec une concentration finale de 1 pg / ml dans de l&#39;eau H2DCFDA d&#39;oeuf. Les volumes préparé des solutions de dosage peuvent être modifiés comme on le souhaite, mais faire en sorte que les concentrations finales des réactifs sont maintenus. Pour les reins, au lieu de l&#39;eau de l&#39;oeuf, en utilisant le même volume de medium/F-12 modifié de Eagle de Dulbecco (DMEM 50%, 50% de F-12, sans rouge de phénol). Pour faire 5 ml de H2DCFDAsolution de dosage, utiliser une pipette sérologique de 5 ml pour transférer 5 ml d&#39;eau d&#39;œuf (ou DMEM/F-12) dans un tube de 15 ml à centrifuger conique enveloppée dans du papier et étiqueté «H». <ol><li> Retirer 10 pi d&#39;eau d&#39;œuf (ou DMEM/F-12) de 15 ml tube conique étiqueté «H» et le jeter. </li><li> Ajouter 10 ul de la solution de travail H2DCFDA dans le tube de 15 ml conique marqué «H» et vortex pour mélanger (ce volume est suffisant pour 48 embryon ou échantillons de reins (la moitié d&#39;un plein bien microplaque 96) et ces puits seront de fournir des mesures du niveau fluorescence de fond). </li></ol></li><li> Préparer une solution de dosage de H2DCFDA + PMA: Le jour de l&#39;expérience, préparer une solution H2DCFDA + PMA de dosage avec des concentrations finales de: H2DCFDA - 1 pg / ml de PMA et de - 400 ng / ml. Pour faire 5 ml de solution de dosage H2DCFDA + PMA, utiliser une pipette sérologique de 5 ml pour transférer 5 ml d&#39;eau d&#39;œuf (ou DMEM/F-12) dans un nouveau tube de 15 ml conique marqué «H + P &#39;. <ol><li> Retirer 110 _6; l d&#39;eau d&#39;œuf (ou DMEM/F-12) de 15 ml tube conique étiqueté «H + P &#39;et le jeter. </li><li> Ajouter 10 ul de la solution de travail H2DCFDA, puis ajouter 100 ul de solution de travail PMA dans le tube de 15 ml conique étiqueté «H + P &#39;et vortex pour mélanger (ce volume est suffisant pour 48 échantillons ou l&#39;autre moitié d&#39;une pleine et microplaques 96 ). </li></ol></li><li> Conserver les solutions de dosage sur la glace. </li></ol> 3. Programmation microplaque Reader <ol><li> Préparer l&#39;appareil: alimentation sur le lecteur de microplaques. <ol><li> Réchauffez la source de lumière. </li><li> Mettre en place un programme de lecture de fluorescence: par exemple excitation: 485 nm; émission: 528 nm; Optique Position: top 510 nm; Sensibilité: 65, avec une étape en secouant 5 sec avant la lecture. </li></ol></li></ol> 4. 96 Eh bien microplaques Set Up (voir la figure 2) <ol><li> Rassembler les fournitures: Obtenir des plats avec des embryons dechorionated, noir 96 puits de microplaques, p200 pipette etconseils, seau à glace avec H2DCFDA et solutions de dosage H2DCFDA + PMA, multicanal p200 pipette, deux réservoirs stériles, une feuille d&#39;aluminium, et des ciseaux. </li><li> Transfert d&#39;un embryon dans chaque puits d&#39;une microplaque à 96 puits: Utilisez des ciseaux pour couper une pointe de pipette tels que les embryons ou les reins ajustement à travers l&#39;ouverture. <ol><li> Définir une pipette p200 à 100 pi et de transférer un embryon avec l&#39;eau d&#39;œuf (ou DMEM/F-12) en autant de puits d&#39;une microplaque de 96 puits noire comme vous le souhaitez (il n&#39;est pas nécessaire de changer l&#39;embout de pipette pour chaque différente échantillon de l&#39;embryon dans une condition expérimentale, mais il peut être nécessaire de changer de conseils entre les conditions expérimentales). Soyez sûr d&#39;éviter le transfert chorions résiduelles, que ceux-ci ont tendance à fausser les données recueillies. Pour le transfert de reins, un volume plus grand pipette (fixée à 100 pi) peut être utilisé et embouts de pipette peut être coupé pour obtenir une taille de plus gros calibre, si nécessaire. Il peut être nécessaire d&#39;incorporer des puits sans échantillons d&#39;embryons ou des reins, mais avecles solutions de dosage pour contrôler quelques manipulations expérimentales. </li></ol></li><li> Ajouter solutions de dosage: Verser la solution de dosage H2DCFDA dans une aiguille stérile de 25 ml réservoir. <ol><li> Utilisez un p200 pipette multicanaux et huit conseils pour pipette simultanément 100 pi de solution de dosage H2DCFDA dans une colonne sur le bien microplaque 96 (500 concentration finale ng / ml de H2DCFDA). </li><li> Répétez cette (changement de conseils n&#39;est pas nécessaire) pour autant de colonnes que désiré (généralement six colonnes ou 48 puits si le remplissage toute une microplaque à 96 puits). Ajouter cette solution à la moitié des échantillons d&#39;embryons de commande et la moitié des échantillons d&#39;embryons expérimentalement manipulés (par exemple, 96 puits de microplaque mis en place est représenté sur la figure 2, ces puits (couleur orange) fournira des données de fluorescence d&#39;arrière-plan dans les échantillons non induites par le PMA) . </li><li> Verser la solution de dosage H2DCFDA + PMA en un nouveau réservoir de 25 ml, stérile. </li><li> Utilisez un p200 pipette multicanaux et huit conseils pour SIMULTpipeter aneously 100 ul de solution de dosage H2DCFDA + PMA dans les colonnes restantes (de couleur rouge sur la figure 2) du puits de microplaque 96 (changement de conseil n&#39;est pas nécessaire, des concentrations finales de H2DCFDA-500 ng / ml et PMA-200 ng / ml) . </li></ol></li><li> Recouvrir la plaque avec une feuille d&#39;aluminium. </li><li> Agiter la microplaque pendant environ 20 secondes à 150 tours par minute pour homogénéiser les solutions dans chaque puits. </li><li> Incuber la microplaque à 28 ° C quand il n&#39;est pas en cours de lecture. </li></ol> 5. Fluorescence Quantification <ol><li> Lire la microplaque au temps = 0 h après l&#39;addition de PMA en utilisant les paramètres décrits dans l&#39;étape 3.1.2. <ol><li> Continuer à prendre des mesures toutes les quelques minutes pour l&#39;intervalle de temps désiré ou incuber la microplaque feuille enroulée à 28 ° C jusqu&#39;à un point de temps plus tard, puis prendre une mesure de point final à une heure (par exemple 4 heures après l&#39;addition de PMA). </li></ol></li><li> Utilisez un plastique transfert pipette pour récupérer les embryons à partir des puits. </li><li> Euthanasier les embryons en fonction de votre soin des animaux et le protocole d&#39;utilisation, par exemple immersion dans tricaine MS222. </li><li> Disposer de la microplaque et autres matériaux jetables dans le conteneur de déchets biologiques. </li></ol> 6. Analyse des données <ol><li> Décider sur le point d&#39;heure à laquelle vous souhaitez comparer les valeurs de fluorescence (par exemple 4 h après l&#39;addition de PMA, tableau 1). </li><li> Soustraire la valeur de fluorescence de la moyenne non induite par le groupe de contrôle à partir des valeurs de fluorescence de l&#39;individu induite par le PMA contrôle groupe. </li><li> Répétez cette opération pour le groupe expérimental avec et sans PMA. </li><li> Conserver les valeurs de fluorescence normalisés en deux colonnes, le contrôle + groupe PMA et le groupe expérimental + PMA (tableau 2). </li><li> Calculer les moyens et les écarts types pour les valeurs de fluorescence normalisés de la commande + PMA group et le groupe + de PMA expérimental. </li><li> Comparez les valeurs de fluorescence normalisés en utilisant un test t apparié pour déterminer la signification statistique (tableau 2). </li><li> Graphique des moyens de contrôle + groupe PMA et le groupe expérimental PMA + avec des barres d&#39;erreur reflétant les écarts-types appropriées. </li><li> Noter le niveau d&#39;importance sur le graphique et dans la légende de la figure (Figure 2). </li></ol>

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Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

La fonction principale des phagocytes est de détecter, engloutir, et détruire les agents pathogènes. La capacité des phagocytes pour produire une explosion respiratoire adéquate est essentielle pour cette fonction. Ainsi, la quantification de la réponse de stimulation du métabolisme oxydatif est une méthode pour permettre la comparaison de la santé générale immunitaire innée et la fonction entre des groupes d&#39;individus et / ou en réponse à des manipulations expérimentales. Ici, nous décrivons un prot...

Le système immunitaire comprend deux branches: l&#39;immunité innée et adaptative. L&#39;immunité innée est évolutif plus ancienne que l&#39;immunité adaptative. Invertébrés sont actuellement pensé pour avoir seulement l&#39;immunité innée, alors que les vertébrés possèdent deux branches innées et adaptatives. Alors que l&#39;immunité adaptative confère une immunité spécifique et de longue durée à certains agents pathogènes, l&#39;immunité innée est une réponse immédiate aux bactéries envahissantes, les virus et les champignons. Un aspect crucial de la réponse immunitaire innée implique la libération de cytokines et de chimiokines, ce qui entraîne l&#39;inflammation et le recrutement des phagocytes (par exemple, les macrophages, les neutrophiles) d&#39;engloutir et de détruire les envahisseurs étrangers. Réponses immunitaires innées qui réussissent comprennent: (1) la reconnaissance des micro-organismes envahisseurs; (2) l&#39;induction des cascades de signalisation appropriées (par exemple de libération de cytokines et de chimiokines), (3) le développement approprié / un nombre suffisant de cellules phagocytaires; (4) Migration des phagocytes vers les sites d&#39;infection; (5) l&#39;engloutissement des agents pathogènes, et (6) la destruction des micro-organismes englouti. Une carence dans l&#39;une quelconque de ces étapes pourrait conduire à l&#39;hôte d&#39;être submergé par, et de succomber à, l&#39;infection. Une réponse immunitaire innée robuste est essentiel à la santé des organismes, car elle est la première ligne de défense contre les agents pathogènes dans les plantes et les animaux. Chez les vertébrés, il potentialise également la réponse immunitaire adaptative 1. Par conséquent, il est essentiel que nous sommes en mesure d&#39;évaluer tous les aspects de la réponse immunitaire innée afin de mieux comprendre et d&#39;optimiser sa fonction. De nombreux organismes modèles sont utilisés pour étudier l&#39;immunité innée, allant de Arabadopsis à C. elegans à la drosophile à des souris à des cellules humaines en culture. Un avantage d&#39;utiliser le poisson zèbre (Danio rerio) du système modèle pour étudier l&#39;immunité innée, c&#39;est que le poisson zèbre est un vertébré, avec im innée et acquisecommunauté, mais le développement de l&#39;immunité innée et adaptative sont temporairement séparés. Poisson zèbre se fonder uniquement sur ​​l&#39;immunité innée pour la protection contre l&#39;infection jusqu&#39;à ce que l&#39;immunité adaptative devient entièrement fonctionnel, qui se produit autour de 4-6 semaines après la fécondation 2. En plus des outils pour la manipulation génétique, la clarté optique et développement externe rapide, l&#39;immunité innée comme le principal mode de défense dans embryons de poissons zèbres fournit un modèle simplifié dans lequel pour étudier la complexité de la réponse immunitaire innée in vivo. Plusieurs protocoles ont été élaborés pour évaluer différentes facettes de la réponse immunitaire innée chez les embryons de poisson zèbre. Les puces à ADN ont validé RNAseq et que les profils de cytokines induites par la réponse immunitaire innée poisson zèbre sont similaires à celui des humains et ont également suggéré l&#39;implication de gènes inattendus dans l&#39;immunité innée 3,4. La transparence de l&#39;embryon de poisson zèbre et fluorescent, transgenic souches d&#39;agents pathogènes et de poisson zèbre pour permettre la visualisation des interactions hôte-pathogène dynamiques in vivo en temps réel. Embryons de poisson zèbre transgénique exprimant la GFP sous le contrôle du promoteur spécifique de la myéloperoxydase des neutrophiles ou la 5,6-spécifique des macrophages MPEG1 promoteur 7 ont permis de visualiser et de quantifier la migration des phagocytes à des sites d&#39;infections localisées 8 ainsi que de visualiser la phagocytose et la destruction de marqué par fluorescence pathogènes 8,9. Embryons de poisson zèbre sont également prêtent à la génération de tests à haut débit et les écrans chimiques. En conséquence, les méthodes d&#39;analyse du transcriptome lors de l&#39;infection 10 et migration des phagocytes à des sites de lésion induite chimiquement 11 à haut débit ont récemment été mis au point. Des techniques énumérées ci-dessus, aucun d&#39;évaluer quantitativement l&#39;étape finale de destruction d&#39;agents pathogènes par les phagocytes. Cette dernière étapeimplique une salve respiratoire (c.-à-production de ROS et d&#39;autres composés toxiques), qui tuent les agents pathogènes englouti. L&#39;enzyme oxydase NADPH est une source majeure de ROS dans les cellules phagocytaires. L&#39;assemblage des sous-unités des résultats d&#39;enzyme NADPH oxydase dans le transfert d&#39;électrons de l&#39;oxygène, générer des anions superoxydes. Par des réactions enzymatiques suivantes, superoxyde peut ensuite être converti en peroxyde d&#39;hydrogène et l&#39;acide hypochloreux (Figure 1A). Il s&#39;agit de la stimulation du métabolisme oxydatif des phagocytes qui tue les pathogènes, et donc, la quantification du potentiel de stimulation du métabolisme oxydatif des embryons de poisson zèbre est indicative de la santé globale immunitaire innée. Nous avons développé un test basé sur la fluorescence pour quantifier la salve respiratoire par groupes de 12 embryons de poisson zèbre individuels. Ce test utilise la forme non fluorescente, la réduction d&#39;un colorant disponible dans le commerce, la cellule-perméable. Ce colorant, 2 &#39;, 7&#39;-dichlorodihydrofluoresceine diacétate (H2DCFDA), est converti en la fluorescencecomposé de cent, 2 &#39;, 7&#39;-fluorescéine (DCF), lors de l&#39;oxydation. Les diverses ROS générés par l&#39;éclatement respiratoire des phagocytes peuvent oxyder H2DCFDA et générer une fluorescence 24. L&#39;apparition de fluorescence peut être utilisée pour quantifier et comparer la réponse de stimulation du métabolisme oxydatif entre les groupes de poisson-zèbre. L&#39;agoniste de l&#39;acétate myristate de phorbol protéine kinase C (PMA) est utilisé pour induire chimiquement la NADPH oxydase pour produire des ROS et d&#39;augmenter ainsi des lectures de fluorescence (Figure 1B). Ici, nous fournissons un protocole détaillé d&#39;une version modifiée et optimisée de ce dosage embryon de poisson zèbre stimulation du métabolisme oxydatif. Ce dosage peut être utilisé pour comparer la stimulation du métabolisme oxydatif entre les groupes d&#39;embryons de poisson zèbre individuels au cours du temps et / ou en réponse à des manipulations expérimentales (par exemple morpholino knockdown médié par la protéine). L&#39;utilisation de cette méthode, en conjonction avec d&#39;autres tests de l&#39;immunité innée de poisson zèbre, fournira une image plus complète du complexe et critiqueréponse immunitaire innée.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Instant Ocean Sea Salt</td>
			<td>Instant Ocean</td>
			<td>SS15-10</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>H2DCFDA</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>35845-1G</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>PMA</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP6851</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>DMSO</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>D2438-5X10ML</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Tricaine S MS222</td>
			<td>Western Chemical</td>
			<td>100 grams</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>DMEM/F-12, No Phenol Red </td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11039-021</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Deep Petri Dishes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89107-632</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Plastic Transfer Pipettes</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>13-711-7M</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>#5 Dumont Forceps</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>72700-D</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>1.7 ml Micro Centrifuge Tubes</td>
			<td>Axygen</td>
			<td>10011-724</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>15 ml Conical Centrifuge Tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>21008-918</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>5 ml Serological Pipettes</td>
			<td>Greiner Bio One</td>
			<td>606180</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Synergy 2 Multi-Mode Microplate Reader</td>
			<td>BioTek</td>
			<td>Contact BioTek</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Black 96 Well Microplate</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82050-728</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>25 ml Sterile Reservoirs</td>
			<td>VistaLab</td>
			<td>3054-2003</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>P200 Pipettor</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>F123601</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Multichannel Pipettor</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89079-948</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Pipette Tips</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89079-478</td>
			<td></td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

quantification of the respiratory burst response as an indicator of innate immune health in zebrafish

La stimulation du métabolisme oxydatif des phagocytes fait partie de la réponse immunitaire innée à l&#39;infection par des agents pathogènes et implique la production d&#39;espèces réactives de l&#39;oxygène (ROS). ROS sont toxiques et fonctionne pour tuer les microorganismes phagocytées. Dans quantification in vivo de phagocyte dérivés ROS fournit des informations sur la capacité de l&#39;organisme à une réponse immunitaire innée robuste. Ici, nous décrivons un protocole pour quantifier et comparer ROS dans embryons de poissons zèbres entiers lors de l&#39;induction chimique de l&#39;explosion respiratoire phagocytaire. Ce procédé fait usage d&#39;un composé non fluorescent qui devient fluorescent lors de l&#39;oxydation par les ROS. Embryons de poisson zèbre individuels sont déposés à la pipette dans les puits d&#39;une microplaque et on les incube dans ce substrat fluorogène avec ou sans un inducteur chimique de la stimulation du métabolisme oxydatif. La fluorescence dans chaque puits est quantifiée à des points temporels souhaités en utilisant un lecteur de microplaque. Des lectures de fluorescence sont ajustés pour éliminer la fluorescence de fond et compared l&#39;aide d&#39;un test t non apparié. Cette méthode permet de comparer le potentiel de stimulation du métabolisme oxydatif des embryons de poisson zèbre à différents stades de développement et en réponse à des manipulations expérimentales telles que la protéine effet de choc, la surexpression, ou un traitement avec des agents pharmacologiques. Ce procédé peut également être utilisé pour surveiller la réponse de la stimulation du métabolisme oxydatif dans les reins disséqué entières ou des préparations de cellules de reins de poisson zèbre adulte et une autre espèce de poisson. Nous croyons que la relative simplicité et l&#39;adaptabilité de ce protocole complètent les protocoles existants et seront d&#39;intérêt pour les chercheurs qui cherchent à mieux comprendre la réponse immunitaire innée.

Ici, nous fournissons des données comparant la réponse à l&#39;éclatement respiratoire dans embryons de poissons zèbres (de type sauvage, AB fond) à 48 et 72 heures après la fécondation (HPF). Les 48 embryons de HPF agi comme notre groupe de contrôle et les 72 HPF embryons que notre groupe expérimental. La taille de l&#39;échantillon utilisé était de 24 embryons induite Nations unies et les 24 embryons PMA-induites par stade de développement. Lectures de fluorescence brutes (en unités relatives de fluores...

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Quantification of the Respiratory Burst Response as an Indicator of Innate Immune Health in Zebrafish

La réponse immunitaire innée protège contre l&#39;infection par des organismes pathogènes. Un élément essentiel de la réponse immunitaire innée, l&#39;explosion respiratoire des phagocytes, génère des espèces réactives de l&#39;oxygène qui tuent les micro-organismes envahisseurs. Nous décrivons un essai de stimulation du métabolisme oxydatif qui quantifie les espèces réactives de l&#39;oxygène produites lors de la réponse immunitaire innée est chimiquement induite.

Quantification de la réponse du Rafale respiratoire comme indicateur d&#39;Innate Immune Health chez le poisson zèbre

The phagocyte respiratory burst is part of the innate immune response to  pathogen infection and involves the production of reactive oxygen species (ROS). ...

quantification-respiratory-burst-response-as-an-indicator-innate

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

21.5K vues.  University of Maine.  La réponse immunitaire innée protège contre l'infection par des organismes pathogènes. Un élément essentiel de la réponse immunitaire innée, l'explosion respiratoire des phagocytes, génère des espèces réactives de l'oxygène qui tuent les micro-organismes envahisseurs. Nous décrivons un essai de stimulation du métabolisme oxydatif qui quantifie les espèces réactives de l'oxygène produites lors de la réponse immunitaire innée est chimiqu...

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Human In Vitro Suppression as Screening Tool for the Recognition of an Early State of Immune Imbalance

Regulatory T cells (Tregs) are critical mediators of immune tolerance to self-antigens. In addition, they are crucial regulators of the immune response following an infection. Despite efforts to identify unique surface marker on Tregs, the only unique feature is their ability to suppress the proliferation and function of effector T cells. While it is clear that only in vitro assays can be used in assessing human Treg function, this becomes problematic when assessing the results from cross-sectional studies where healthy cells and cells isolated from subjects with autoimmune diseases (like Type 1 Diabetes-T1D) need to be compared. There is a great variability among laboratories in the number and type of responder T cells, nature and strength of stimulation, Treg:responder ratios and the number and type of antigen-presenting cells (APC) used in human in vitro suppression assays. This variability makes comparison between studies measuring Treg function difficult. The Treg field needs a standardized suppression assay that will work well with both healthy subjects and those with autoimmune diseases. We have developed an in vitro suppression assay that shows very little intra-assay variability in the stimulation of T cells isolated from healthy volunteers compared to subjects with underlying autoimmune destruction of pancreatic &beta;-cells. The main goal of this piece is to describe an in vitro human suppression assay that allows comparison between different subject groups. Additionally, this assay has the potential to delineate a small loss in nTreg function and anticipate further loss in the future, thus identifying subjects who could benefit from preventive immunomodulatory therapy1. Below, we provide thorough description of the steps involved in this procedure. We hope to contribute to the standardization of the in vitro suppression assay used to measure Treg function. In addition, we offer this assay as a tool to recognize an early state of immune imbalance and a potential functional biomarker for T1D.

Human In Vitro Suppression as Screening Tool for the Recognition of an Early State of Immune Imbalance

Tregs are potent suppressors of the immune system. There is a lack of unique surface markers to define them, hence, definitions of Tregs are primarily functional. Here we describe an optimized in vitro assay capable of identifying immune imbalance in subjects at risk to develop T1D.

Homme In Vitro</emRépression> comme outil de dépistage pour la reconnaissance d&#39;un Etat précoce de déséquilibre immunitaire

Regulatory T cells (Tregs) are critical mediators of immune tolerance to self-antigens. In addition, they are crucial regulators of the immune response ...

Recherche

Immunologie et infection

An Introduction to Parasitic Wasps of Drosophila and the Antiparasite Immune Response

Most known parasitoid wasp species attack the larval or pupal stages of Drosophila. While Trichopria drosophilae infect the pupal stages of the host (Fig. 1A-C), females of the genus Leptopilina (Fig. 1D, 1F, 1G) and Ganaspis (Fig. 1E) attack the larval stages. We use these parasites to study the molecular basis of a biological arms race. Parasitic wasps have tremendous value as biocontrol agents. Most of them carry virulence and other factors that modify host physiology and immunity. Analysis of Drosophila wasps is providing insights into how species-specific interactions shape the genetic structures of natural communities. These studies also serve as a model for understanding the hosts' immune physiology and how coordinated immune reactions are thwarted by this class of parasites.
The larval/pupal cuticle serves as the first line of defense. The wasp ovipositor is a sharp needle-like structure that efficiently delivers eggs into the host hemocoel. Oviposition is followed by a wound healing reaction at the cuticle (Fig. 1C, arrowheads). Some wasps can insert two or more eggs into the same host, although the development of only one egg succeeds. Supernumerary eggs or developing larvae are eliminated by a process that is not yet understood. These wasps are therefore referred to as solitary parasitoids.
Depending on the fly strain and the wasp species, the wasp egg has one of two fates. It is either encapsulated, so that its development is blocked (host emerges; Fig. 2 left); or the wasp egg hatches, develops, molts, and grows into an adult (wasp emerges; Fig. 2 right). L. heterotoma is one of the best-studied species of Drosophila parasitic wasps. It is a "generalist," which means that it can utilize most Drosophila species as hosts1. L. heterotoma and L. victoriae are sister species and they produce virus-like particles that actively interfere with the encapsulation response2. Unlike L. heterotoma, L. boulardi is a specialist parasite and the range of Drosophila species it utilizes is relatively limited1. Strains of L. boulardi also produce virus-like particles3 although they differ significantly in their ability to succeed on D. melanogaster1. Some of these L. boulardi strains are difficult to grow on D. melanogaster1 as the fly host frequently succeeds in encapsulating their eggs. Thus, it is important to have the knowledge of both partners in specific experimental protocols.
In addition to barrier tissues (cuticle, gut and trachea), Drosophila larvae have systemic cellular and humoral immune responses that arise from functions of blood cells and the fat body, respectively. Oviposition by L. boulardi activates both immune arms1,4. Blood cells are found in circulation, in sessile populations under the segmented cuticle, and in the lymph gland. The lymph gland is a small hematopoietic organ on the dorsal side of the larva. Clusters of hematopoietic cells, called lobes, are arranged segmentally in pairs along the dorsal vessel that runs along the anterior-posterior axis of the animal (Fig. 3A). The fat body is a large multifunctional organ (Fig. 3B). It secretes antimicrobial peptides in response to microbial and metazoan infections.
Wasp infection activates immune signaling (Fig. 4)4. At the cellular level, it triggers division and differentiation of blood cells. In self defense, aggregates and capsules develop in the hemocoel of infected animals (Fig. 5)5,6. Activated blood cells migrate toward the wasp egg (or wasp larva) and begin to form a capsule around it (Fig. 5A-F). Some blood cells aggregate to form nodules (Fig. 5G-H). Careful analysis reveals that wasp infection induces the anterior-most lymph gland lobes to disperse at their peripheries (Fig. 6C, D).
We present representative data with Toll signal transduction pathway components Dorsal and Sp&auml;tzle (Figs. 4,5,7), and its target Drosomycin (Fig. 6), to illustrate how specific changes in the lymph gland and hemocoel can be studied after wasp infection. The dissection protocols described here also yield the wasp eggs (or developing stages of wasps) from the host hemolymph (Fig. 8).

An Introduction to Parasitic Wasps of Drosophila and the Antiparasite Immune Response

Parasitoid (parasitic) wasps constitute a major class of natural enemies of many insects including Drosophila melanogaster. We will introduce the techniques to propagate these parasites in Drosophila spp. and demonstrate how to analyze their effects on immune tissues of Drosophila larvae.

Une introduction à guêpes parasites<em&gt; Drosophila</em&gt; Et la réponse immunitaire antiparasitaire

Most known parasitoid wasp species attack the larval or pupal stages of Drosophila. While Trichopria drosophilae infect the pupal stages of the host (Fig. ...

Quantitative Measurement of the Immune Response and Sleep in Drosophila

A complex interaction between the immune response and host behavior has been described in a wide range of species. Excess sleep, in particular, is known to occur as a response to infection in mammals 1 and has also recently been described in Drosophila melanogaster2. It is generally accepted that sleep is beneficial to the host during an infection and that it is important for the maintenance of a robust immune system3,4. However, experimental evidence that supports this hypothesis is limited4, and the function of excess sleep during an immune response remains unclear. We have used a multidisciplinary approach to address this complex problem, and have conducted studies in the simple genetic model system, the fruitfly Drosophila melanogaster. We use a standard assay for measuring locomotor behavior and sleep in flies, and demonstrate how this assay is used to measure behavior in flies infected with a pathogenic strain of bacteria. This assay is also useful for monitoring the duration of survival in individual flies during an infection. Additional measures of immune function include the ability of flies to clear an infection and the activation of NF&kappa;B, a key transcription factor that is central to the innate immune response in Drosophila. Both survival outcome and bacterial clearance during infection together are indicators of resistance and tolerance to infection. Resistance refers to the ability of flies to clear an infection, while tolerance is defined as the ability of the host to limit damage from an infection and thereby survive despite high levels of pathogen within the system5. Real-time monitoring of NF&kappa;B activity during infection provides insight into a molecular mechanism of survival during infection. The use of Drosophila in these straightforward assays facilitates the genetic and molecular analyses of sleep and the immune response and how these two complex systems are reciprocally influenced.

Quantitative Measurement of the Immune Response and Sleep in Drosophila

To understand a link between the immune response and behavior, we describe a method to measure locomotor behavior in Drosophila during bacterial infection as well as the ability of flies to mount an immune response by monitoring survival, bacterial load, and real-time activity of a key regulator of innate immunity, NF&kappa;B.

Mesure quantitative de la réponse immunitaire et le sommeil en<em&gt; Drosophila</em

A complex interaction between the immune response and  host behavior has been described in a wide range of species. Excess sleep, in  particular, is known ...

Dissecting Innate Immune Signaling in Viral Evasion of Cytokine Production

In response to a viral infection, the host innate immune response is activated to up-regulate gene expression and production of antiviral cytokines. Conversely, viruses have evolved intricate strategies to evade and exploit host immune signaling for survival and propagation. Viral immune evasion, entailing host defense and viral evasion, provides one of the most fascinating and dynamic interfaces to discern the host-virus interaction. These studies advance our understanding in innate immune regulation and pave our way to develop novel antiviral therapies.
Murine &#947;HV68 is a natural pathogen of murine rodents. &#947;HV68 infection of mice provides a tractable small animal model to examine the antiviral response to human KSHV and EBV of which perturbation of in vivo virus-host interactions is not applicable. Here we describe a protocol to determine the antiviral cytokine production. This protocol can be adapted to other viruses and signaling pathways.
Recently, we have discovered that &#947;HV68 hijacks MAVS and IKK&#946;, key innate immune signaling components downstream of the cytosolic RIG-I and MDA5, to abrogate NF&#922;B activation and antiviral cytokine production. Specifically, &#947;HV68 infection activates IKK&#946; and that activated IKK&#946; phosphorylates RelA to accelerate RelA degradation. As such, &#947;HV68 efficiently uncouples NF&#922;B activation from its upstream activated IKK&#946;, negating antiviral cytokine gene expression. This study elucidates an intricate strategy whereby the upstream innate immune activation is intercepted by a viral pathogen to nullify the immediate downstream transcriptional activation and evade antiviral cytokine production.

We describe a protocol to measure the antiviral cytokine production in mice infected with a model herpesvirus, murine gamma herpesvirus 68 (&#947;HV68) that is closely-related to human Kaposi&#8217;s sarcoma-associated herpesvirus (KSHV) and Epstein-Barr virus (EBV). Utilizing genetically modified mouse strains and mouse embryonic fibroblasts (MEFs), we assessed the antiviral cytokine production both in vivo and ex vivo. &#8220;Reconstituting&#8221; the expression of innate immune components in knockout embryonic fibroblasts by lentiviral transduction, we further pinpoint specific innate immune molecules and dissect the key signaling events that differentially regulate the antiviral cytokine production.

Dissection Innate Immune signalisation Evasion virale de la production de cytokines

In response to a viral infection, the host innate immune response is activated to up-regulate gene expression and production of antiviral cytokines. ...

Using RNA-interference to Investigate the Innate Immune Response in Mouse Macrophages

Macrophages are key phagocytic innate immune cells. When macrophages encounter a pathogen, they produce antimicrobial proteins and compounds to kill the pathogen, produce various cytokines and chemokines to recruit and stimulate other immune cells, and present antigens to stimulate the adaptive immune response. Thus, being able to efficiently manipulate macrophages with techniques such as RNA-interference (RNAi) is critical to our ability to investigate this important innate immune cell. However, macrophages can be technically challenging to transfect and can exhibit inefficient RNAi-induced gene knockdown. In this protocol, we describe methods to efficiently transfect two mouse macrophage cell lines (RAW264.7 and J774A.1) with siRNA using the Amaxa Nucleofector 96-well Shuttle System and describe procedures to maximize the effect of siRNA on gene knockdown. Moreover, the described methods are adapted to work in 96-well format, allowing for medium and high-throughput studies. To demonstrate the utility of this approach, we describe experiments that utilize RNAi to inhibit genes that regulate lipopolysaccharide (LPS)-induced cytokine production.

In this protocol, we describe methods to efficiently transfect murine macrophage cell lines with siRNAs using the Amaxa Nucleofector 96-well Shuttle System, stimulate the macrophages with lipopolysaccharide, and monitor the effects on inflammatory cytokine production.

En utilisant l&#39;ARN interférence pour étudier la réponse immunitaire innée dans les macrophages de souris

Macrophages are key phagocytic innate immune cells.  When macrophages encounter a pathogen, they produce antimicrobial proteins and compounds to kill the ...

In Vitro Analysis of Myd88-mediated Cellular Immune Response to West Nile Virus Mutant Strain Infection

An attenuated West Nile virus (WNV), a nonstructural (NS) 4B-P38G mutant, induced higher innate cytokine and T cell responses than the wild-type WNV in mice. Recently, myeloid differentiation factor 88 (MyD88) signaling was shown to be important for initial T cell priming and memory T cell development during WNV NS4B-P38G mutant infection. In this study, two flow cytometry-based methods &#8211; an in vitro T cell priming assay and an intracellular cytokine staining (ICS) &#8211; were utilized to assess dendritic cells (DCs) and T cell functions. In the T cell priming assay, cell proliferation was analyzed by flow cytometry following co-culture of DCs from both groups of mice with carboxyfluorescein succinimidyl ester (CFSE) - labeled CD4+ T cells of OTII transgenic mice. This approach provided an accurate determination of the percentage of proliferating CD4+ T cells with significantly improved overall sensitivity than the traditional assays with radioactive reagents. A microcentrifuge tube system was used in both cell culture and cytokine staining procedures of the ICS protocol. Compared to the traditional tissue culture plate-based system, this modified procedure was easier to perform at biosafety level (BL) 3 facilities. Moreover, WNV- infected cells were treated with paraformaldehyde in both assays, which enabled further analysis outside BL3 facilities. Overall, these in vitro immunological assays can be used to efficiently assess cell-mediated immune responses during WNV infection.

In Vitro Analysis of Myd88-mediated Cellular Immune Response to West Nile Virus Mutant Strain Infection

Two flow cytometry-based methods &#8211; an in vitro T cell priming assay and intracellular cytokine staining were utilized to measure antigen presenting capacity of dendritic cells and antigen-specific T cell responses to a West Nile virus mutant infection in mice.

Analyse in vitro de la réponse immunitaire cellulaire Myd88 médiation au virus du Nil occidental souche mutante Infection

An attenuated West Nile virus (WNV), a nonstructural (NS) 4B-P38G mutant, induced higher innate cytokine and T cell responses than the wild-type WNV in ...

Non-invasive Imaging of the Innate Immune Response in a Zebrafish Larval Model of Streptococcus iniae Infection

The aquatic pathogen, Streptococcus iniae, is responsible for over 100 million dollars in annual losses for the aquaculture industry and is capable of causing systemic disease in both fish and humans. A better understanding of S. iniae disease pathogenesis requires an appropriate model system. The genetic tractability and the optical transparency of the early developmental stages of zebrafish allow for the generation and non-invasive imaging of transgenic lines with fluorescently tagged immune cells. The adaptive immune system is not fully functional until several weeks post fertilization, but zebrafish larvae have a conserved vertebrate innate immune system with both neutrophils and macrophages. Thus, the generation of a larval infection model allows the study of the specific contribution of innate immunity in controlling S. iniae infection.
The site of microinjection will determine whether an infection is systemic or initially localized. Here, we present our protocols for otic vesicle injection of zebrafish aged 2-3 days post fertilization as well as our techniques for fluorescent confocal imaging of infection. A localized infection site allows observation of initial microbe invasion, recruitment of host cells and dissemination of infection. Our findings using the zebrafish larval model of S. iniae infection indicate that zebrafish can be used to examine the differing contributions of host neutrophils and macrophages in localized bacterial infections. In addition, we describe how photolabeling of immune cells can be used to track individual host cell fate during the course of infection.

Non-invasive Imaging of the Innate Immune Response in a Zebrafish Larval Model of Streptococcus iniae Infection

Here, we present a protocol for the generation and imaging of a localized bacterial infection in the zebrafish otic vesicle.

Imagerie non invasive de la réponse immunitaire innée dans un modèle de poisson zèbre larves de<em&gt; Streptococcus iniae</em&gt; Infection

The aquatic pathogen, Streptococcus iniae, is responsible for over 100 million dollars in annual losses for the aquaculture industry and is capable of ...

Noninvasive Sampling of Mucosal Lining Fluid for the Quantification of In Vivo Upper Airway Immune-mediator Levels

This protocol describes noninvasive sampling of undisturbed upper airway mucosal lining fluid. It also details the extraction procedure used prior to the analysis of immune mediators in fluid eluates for the study of the airway topical immune signature, without the need for stimulation procedures (often used by other techniques). The mucosal lining fluid is sampled on a strip of filter paper placed at the anterior part of the inferior turbinate and left for 2 min of absorption. Analytes are eluted from the filter papers, and the extracted protein-based eluates are analyzed by an electrochemiluminescence-based immunoassay, allowing for the high-sensitivity quantification of low- and high-level analytes in the same sample. We measured the in vivo levels of 20 preselected immune mediators related to specific immune signaling pathways in the upper airway mucosa, but the technique is not limited to that specific panel or sampling site. The technique was first implemented in 7-year-old children from the Copenhagen Prospective Studies on Asthma in Childhood2000 (COPSAC2000) cohort with allergic rhinitis. It was thereafter used in the longitudinal COPSAC2010 birth cohort, sampled at 1 month, 2 years, and 6 years of age and at instances of acute respiratory symptoms. We successfully obtained and analyzed samples from 620 (89%) of 700 1-month-old children; a few samples were below the assay detection limit (reported as the median (Inter-Quartile Range (IQR)). The number of samples below the detection limit (i.e.&#160;from 0 to the set point for the lower limit of detection) for each mediator was 29 (7.25 - 119.5). This technique enables the quantification of the in vivo airway mucosal immune profile from birth, can be applied longitudinally, and can be applied to studies on the effect of genetics and early-life environmental exposures, pathophysiology, endotyping, and monitoring of respiratory diseases, and development and evaluation of novel therapeutics.

Noninvasive Sampling of Mucosal Lining Fluid for the Quantification of In Vivo Upper Airway Immune-mediator Levels

This protocol describes a noninvasive technique for the sampling of undisturbed mucosal lining fluid from the upper airways. It can be used to perform the quantification of in vivo levels of protein mediators, such as cytokines and chemokines, in subjects of all ages.

Échantillonnage non invasive de muqueuse liquide pour la Quantification des niveaux d’immunitaire-médiateur In Vivo des voies respiratoires supérieures

This protocol describes noninvasive sampling of undisturbed upper airway mucosal lining fluid. It also details the extraction procedure used prior to the ...

Quantification of Efferocytosis by Single-cell Fluorescence Microscopy

Studying the regulation of efferocytosis requires methods that are able to accurately quantify the uptake of apoptotic cells and to probe the signaling and cellular processes that control efferocytosis. This quantification can be difficult to perform as apoptotic cells are often efferocytosed piecemeal, thus necessitating methods which can accurately delineate between the efferocytosed portion of an apoptotic target versus residual unengulfed cellular fragments. The approach outlined herein utilizes dual-labeling approaches to accurately quantify the dynamics of efferocytosis and efferocytic capacity of efferocytes such as macrophages. The cytosol of the apoptotic cell is labeled with a cell-tracking dye to enable monitoring of all apoptotic cell-derived materials, while surface biotinylation of the apoptotic cell allows for differentiation between internalized and non-internalized apoptotic cell fractions. The efferocytic capacity of efferocytes is determined by taking fluorescent images of live or fixed cells and quantifying the amount of bound versus internalized targets, as differentiated by streptavidin staining. This approach offers several advantages over methods such as flow cytometry, namely the accurate delineation of non-efferocytosed versus efferocytosed apoptotic cell fractions, the ability to measure efferocytic dynamics by live-cell microscopy, and the capacity to perform studies of cellular signaling in cells expressing fluorescently-labeled transgenes. Combined, the methods outlined in this protocol serve as the basis for a flexible experimental approach that can be used to accurately quantify efferocytic activity and interrogate cellular signaling pathways active during efferocytosis.

Efferocytosis, the phagocytic removal of apoptotic cells, is required to maintain homeostasis and is facilitated by receptors and signaling pathways that allow for the recognition, engulfment, and internalization of apoptotic cells. Herein, we present a fluorescence microscopy protocol for the quantification of efferocytosis and the activity of efferocytic signaling pathways.

Quantification des Efferocytosis en microscopie par Fluorescence des cellules individuelles

Studying the regulation of efferocytosis requires methods that are able to accurately quantify the uptake of apoptotic cells and to probe the signaling ...

A Mouse Model to Assess Innate Immune Response to Staphylococcus aureus Infection

Staphylococcus aureus (S. aureus)&#160;infections, including methicillin resistant stains, are an enormous burden on the healthcare system. With incidence rates of S. aureus infection climbing annually, there is a demand for additional research in its&#160;pathogenicity. Animal models of infectious disease advance our understanding of the host-pathogen response and lead to the development of effective therapeutics. Neutrophils play a primary role in the innate immune response that controls S. aureus infections by forming an abscess to wall off the infection and facilitate bacterial clearance; the number of neutrophils that infiltrate an S. aureus skin infection often correlates with disease outcome. LysM-EGFP mice, which possess the enhanced green fluorescent protein (EGFP) inserted in the Lysozyme M (LysM) promoter region (expressed primarily by neutrophils), when used in conjunction with in vivo whole animal fluorescence imaging (FLI) provide&#160;a means of quantifying neutrophil emigration noninvasively and longitudinally into wounded skin. When combined with a bioluminescent S. aureus strain and sequential in vivo whole animal bioluminescent imaging (BLI), it is possible to longitudinally monitor both the neutrophil recruitment dynamics and in vivo bacterial burden at the site of infection in anesthetized mice from onset of infection to resolution or death. Mice are more resistant to a number of virulence factors produced by S. aureus that facilitate effective colonization and infection in humans. Immunodeficient mice provide a more sensitive animal model to examine persistent S. aureus infections and the ability of therapeutics to boost innate immune responses. Herein, we characterize responses in LysM-EGFP mice that have been bred to MyD88-deficient mice (LysM-EGFP&#215;MyD88-/- mice) along with wild-type LysM-EGFP mice to investigate S. aureus skin wound infection. Multispectral simultaneous detection enabled study of neutrophil recruitment dynamics by using in vivo FLI, bacterial burden by using in vivo BLI, and wound healing longitudinally and noninvasively over time.

A Mouse Model to Assess Innate Immune Response to Staphylococcus aureus Infection

An approach is described for real-time detection of the innate immune response to cutaneous wounding and Staphylococcus aureus infection of mice. By comparing LysM-EGFP mice (which possess fluorescent neutrophils) with a LysM-EGFP crossbred immunodeficient mouse strain, we advance our understanding of infection and the development of approaches to combat infection.

Un modèle de souris pour évaluer réponse immunitaire innée à l’infection par Staphylococcus aureus

Staphylococcus aureus (S. aureus)&#160;infections, including methicillin resistant stains, are an enormous burden on the healthcare system. With incidence ...