Ce travail est financé par des subventions du CRSNG à BK et RG. Les auteurs tiennent aussi à remercier Kehe Xie et Russell Hosain pour leur expertise en matière de coloration de Golgi-Cox.

Toutes les expériences ont été effectuées en conformité avec le Conseil canadien de protection des animaux et approuvées par l&#39;Université de Lethbridge, Comité de protection des animaux. Une. Elevage et tactile Stimulation <ol><li> Commandez rats enceintes des fournisseurs d&#39;animaux communs ou reproduire des chiots en interne en utilisant des procédures de sélection standard de laboratoire. </li><li> Maison tous les animaux dans une pièce à température contrôlée de l&#39;élevage (21 ° C), maintenu sur une lumière 12:12 h: cycle d&#39;obscurité et de fournir l&#39;accès à la nourriture et de l&#39;eau ad libitum. </li><li> Lorsque les chiots sont nés, maison rates individuellement avec leur progéniture. </li><li> Pour éviter le stress supplémentaire lié à la manipulation immédiatement après la naissance, commencer la stimulation tactile de chiots à P3. </li><li> La stimulation tactile doit être effectuée trois fois par jour (09h00, 13h00 et 16h00) à partir de P3-P21 et les chiots doivent être sevrés de leur mère à la P21. </li><li> Lors de l&#39;utilisation d&#39;une conception de la litière en coupe, la moitié des chiots Liste from chaque portée subira stimulation tactile avec l&#39;autre moitié servant de témoins. Affecter aléatoirement un nombre égal de chiots mâles et femelles de chaque groupe. Pour différencier chiots traitement de stimulation et de contrôle tactile, marquer un groupe de chiots avec un marqueur permanent sur leurs pattes de derrière et la queue. Le marquage doit être appliqué de nouveau tous les jours. </li></ol> Stimulation tactile <ol start="7"><li> Retirer les barrages de leur cage et les placer dans une cage temporaire avec de la nourriture et de l&#39;eau. Gardez le barrage et la cage temporaire dans la salle d&#39;élevage / de logement. </li><li> Peser les ratons comme un groupe avant le matin séance de stimulation tactile (09:00 AM). Pour chaque session, le transport rat chiots leurs cages dans une chambre de test séparé pour la stimulation tactile. Placez la cage de la maison sur un coussin chauffant qui est fixé à 24 ° C. </li><li> Utilisez une planche rigide pour diviser la cage de la maison en deux moitiés. Placez les ratons dans les tactiles stimulation groupe demie et de contrôle chiots dans l&#39;autre moitié.Réglez une minuterie pour 15 min. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un plumeau comme doux, brosser tous les petits dans le groupe stimulation tactile en même temps pendant 15 minutes d&#39;affilée. Les jeunes ratons (~ P3-P12) se blottissent ususally ensemble et semblent entrer dans un cycle de sommeil profond qui le rend très facile à stimuler tous les petits à la fois. Comme l&#39;âge des chiots, ils deviennent plus actifs, avec quelques petits marche et l&#39;enquête lors de la session. L&#39;expérimentateur doit en permanence déplacer chiots errants dans le groupe pour s&#39;assurer que chaque chiot reçoit la stimulation égale. </li><li> Une fois la session de 15 min est complète, le transport des chiots à la salle de reproduction et de retourner à la mère de la cage. </li><li> Répétez ce processus trois fois par jour pendant les 19 jours de stimulation tactile. Après la dernière séance de stimulation tactile à P21, les chiots doivent être sevrés de leur mère. Les chiots doivent ensuite être logés dans des cages avec 5 ou 6 autres animaux sevrés de même sexe. </li><li> Si les rats subissent pas de tests supplémentaires, ils devraient être laissés nondérangé, la lumière normale: cycle d&#39;obscurité avec accès à la nourriture et de l&#39;eau libitm (en dehors de la cage de nettoyage et de manutention ordinaire) jusqu&#39;à ce qu&#39;ils atteignent environ 100 jours d&#39;âge. Si l&#39;objet d&#39;autres manipulations expérimentales, les animaux doivent être traités ou testés conformément à ces protocoles de laboratoire. </li></ol> 2. Sacrifice et Golgi-Cox coloration <ol><li> À environ P100, administrer une surdose de pentobarbital de sodium par injection IP aux rats et perfusent intracardiaque avec environ 100 ml de solution saline 0,9%. </li><li> Extrait le cerveau lorsque la perfusion est terminée. Retirer le cerveau du crâne, couper le nerf optique sous un effort pour garder intact le cervelet; chercheurs peuvent choisir de conserver ou de supprimer les bulbes olfactifs. Placer cerveaux extraits dans une bouteille de Nalgene opaque avec 20 ml d&#39;une solution 14 Golgi-Cox. </li><li> Gardez le cerveau en solution Golgi-Cox pendant 14 jours. Après 14 jours, remplacer le Golgi-Csolution de boeuf avec une solution de saccharose à 30%. Gardez le cerveau dans la solution de saccharose pendant 2-5 jours avant la coupe. </li></ol> Remarque: Si les cerveaux ne peuvent pas être sectionnés dans les 14 jours suivant le transfert de la solution de saccharose, le chercheur doit remplacer le saccharose avec un nouveau stock de 30% de saccharose. Le chercheur peut remplacer le saccharose toutes les deux semaines pendant 4 mois, sans effets néfastes sur la coloration. <ol start="4"><li> Pour la section du cerveau, le cerveau doit être effacé sec et fixé à l&#39;étape de découpe avec de la colle cyanocacrylic. Pour éviter de le déchirer ou le sectionnement inégale, le chercheur doit faire preuve de prudence et veiller à ce que l&#39;ensemble du cerveau est solidement fixé à la scène. </li><li> Le réservoir de vibratome doit être rempli d&#39;une solution de saccharose à 6% à un niveau qui recouvre la lame de sectionnement. Définissez les paramètres de vibratome à une vitesse et une amplitude de 5, (le milieu sur les deux échelles). Trancher le cerveau en 200 sections um et placer les sections sur un micro gélifié de 2%lame de portée. Soyez sûr de garder les sections humide au cours de la coupe. </li><li> Lorsque toutes les sections d&#39;intérêts ont été recueillis, appuyez sur les sections sur les lames en appliquant une pression sur les lames avec du papier absorbant humide. Conserver les diapositives d&#39;une grille coulissante dans la chambre de l&#39;humidité jusqu&#39;à ce qu&#39;ils soient prêts à être souillé. Ils doivent rester dans la chambre humide pendant au moins 12 heures, mais pas plus de 4 jours. Les diapositives doivent être humide et ne devraient pas être autorisés à sécher. </li><li> Préparer le régiment de coloration avant de commencer le processus de coloration. Étiquette douze plats de coloration du verre (10,7 x 8,5 x 6,8 cm) et processus de la manière suivante: <ol><li> Eau distillée - 1 min </li><li> Hydroxyde d&#39;ammonium - 30 min (dans le noir) </li><li> Eau distillée - 1 min </li><li> Kodak Fix pour Film - 30 min (dans l&#39;obscurité) </li><li> Eau distillée - 1 min </li><li> 50% d&#39;alcool - 1 min </li><li> 70% d&#39;alcool - 1 min </li><li> 95% d&#39;alcool - 1 min </li><li> 100% Alcohol - 5 min </li><li> 100% d&#39;alcool - 5 min </li><li> La solution (1/3 de chloroforme, 1/3 HemoDe, 1/3 d&#39;alcool à 100%) - 15 min </li><li> HemoDe - 15 min </li></ol></li></ol> * Le xylène peut être utilisé en remplacement de la HemoDe. Afin d&#39;assurer la qualité de la coloration uniforme, de nouvelles solutions doivent être utilisés pour chaque grille coulissante traitées. <ol start="8"><li> Suite à la dernière 15 min émersion dans HemoDe, lamelle les diapositives avec Permount. </li><li> Laisser les lames sécher à l&#39;air avant d&#39;examiner au microscope. </li></ol>

<ol>
	<li>Mychasiuk, R., Ilnystkyy, S., Kovalchuk, O., Kolb, B., Gibb, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intensity+matters:+Brain,+behaviour,+and+the+epigenome+of+prenatally+stressed+rats.">Intensity matters: Brain, behaviour, and the epigenome of prenatally stressed rats.</a> Neuroscience. 180, 105-110 (2011).</li><li>Muhammad, A., Carroll, C., Kolb, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stress+during+development+alters+dendritic+morphology+in+the+nucleus+accumbens+and+prefrontal+cortex.">Stress during development alters dendritic morphology in the nucleus accumbens and prefrontal cortex.</a> Neuroscience. 216, 103-109 (2012).</li><li>Wiesel, T., Hubel, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+visual+deprivation+on+morphology+and+physiology+of+cells+in+the+cat's+lateral+geniculate+body.">Effects of visual deprivation on morphology and physiology of cells in the cat's lateral geniculate body.</a> Journal of Neurophysiology. 26 (978), 6 (1963).</li><li>Dwyer, J., McQuown, S., Leslie, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+dynamic+effects+of+nicotine+on+the+developing+brain.">The dynamic effects of nicotine on the developing brain.</a> Pharmacology &amp; Therapeutics. 122, 125-139 (2009).</li><li>Richards, S., Mychasiuk, R., Kolb, B., Gibb, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tactile+stimulation+during+development+alters+behaviour+and+neuroanatomical+organization+of+normal+rats.">Tactile stimulation during development alters behaviour and neuroanatomical organization of normal rats.</a> Behavioural Brain Research. 231, 86-91 (2012).</li><li>Schanberg, S., Field, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensory+deprivation+stress+and+supplemental+stimulation+in+the+rat+pup+and+preterm+neonate.">Sensory deprivation stress and supplemental stimulation in the rat pup and preterm neonate.</a> Child Development. 58 (6), 1431-1447 (1987).</li><li>Caldji, C., Tannenbaum, J., Sharma, S., Francis, D., Plotsky, P., Meaney, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maternal+care+during+infancy+regulates+the+development+of+neural+systems+mediating+the+expression+of+fearfulness+in+the+rat.">Maternal care during infancy regulates the development of neural systems mediating the expression of fearfulness in the rat.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 95 (9), 5335-5340 (1998).</li><li>Imanaka, A., Morinobu, S., Toki, S., Yamamoto, S., Matsuki, A., Kozuru, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neonatal+tactile+stimulation+reverses+the+effect+of+neonatal+isolation+on+open-field+and+anxiety-like+behavior,+and+pain+sensitivity+in+male+and+female+adult+Sprague-Dawley+rats.">Neonatal tactile stimulation reverses the effect of neonatal isolation on open-field and anxiety-like behavior, and pain sensitivity in male and female adult Sprague-Dawley rats.</a> Behavioural Brain Research. 186, 91-97 (2008).</li><li>Gibb, R., Gonzalez, C., Wegenast, W., Kolb, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tactile+stimulation+promotes+motor+recovery+following+cortical+injury+in+adult+rats.">Tactile stimulation promotes motor recovery following cortical injury in adult rats.</a> Behavioural Brain Research. 214 (1), 102-107 (2010).</li><li>Rodrigues, A., Artneni, N., Abel, C., Zylbersztejn, D., Chazan, R., Viola, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tactile+stimulation+and+maternal+separation+prevent+hippocampal+damage+in+rats+submitted+to+neonatal+hypoxia-ischemia.">Tactile stimulation and maternal separation prevent hippocampal damage in rats submitted to neonatal hypoxia-ischemia.</a> Brain Research. 1002, 94-99 (2004).</li><li>Kolb, B., Gibb, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tactile+stimulation+after+frontal+or+parietal+cortical+injury+in+infant+rats+facilitates+functional+recovery+and+produces+synaptic+changes+in+adjacent+cortex.">Tactile stimulation after frontal or parietal cortical injury in infant rats facilitates functional recovery and produces synaptic changes in adjacent cortex.</a> Behavioural Brain Research. 214, 115-120 (2010).</li><li>Muhammad, A., Hossain, S., Pellis, S., Kolb, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tactile+stimulation+during+development+attenuates+amphetamine+sensitization+and+structurally+reorganizes+prefrontal+cortex+and+striatum+in+a+sex-dependent+manner.">Tactile stimulation during development attenuates amphetamine sensitization and structurally reorganizes prefrontal cortex and striatum in a sex-dependent manner.</a> Behavioral Neuroscience. 125 (2), 161-174 (2011).</li><li>Golgi, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sulla+struttura+della+sostanza+grigia+dell+cervello.">Sulla struttura della sostanza grigia dell cervello.</a> Gaz Med Lomb. 33, 244-246 .</li><li>Glaser, E. M., van der Loos, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+thick+brain+sections+by+obverse-reverse+computer+microscopy:+Application+of+a+new,+high+clarity+Golgi-Nissl+stain.">Analysis of thick brain sections by obverse-reverse computer microscopy: Application of a new, high clarity Golgi-Nissl stain.</a> Journal of Neuroscience Methods. 4, 117-125 (1981).</li><li>Gibb, R., Kolb, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+vibratome+sectioning+of+Golgi-Cox+stained+whole+rat+brain.">A method for vibratome sectioning of Golgi-Cox stained whole rat brain.</a> Journal of Neuroscience Methods. 79, 1-4 (1998).</li><li>Meaney, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maternal+care,+gene+expression,+and+the+transmission+of+individual+differences+in+stress+reactivity+across+generations.">Maternal care, gene expression, and the transmission of individual differences in stress reactivity across generations.</a> Annual Review of Neuroscience. 24, 1161-1192 (2001).</li><li>Robinson, T. E., Kolb, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+plasticity+associated+with+exposure+to+drugs+of+abuse.">Structural plasticity associated with exposure to drugs of abuse.</a> Neuropharmacology. 47, 33-46 (2004).</li></ol>

Les auteurs déclarent que nous n&#39;avons pas d&#39;intérêts financiers concurrents.

En raison de la plasticité manifeste du cerveau en développement, il est important que les procédures expérimentales portant sur les premières expériences sont soigneusement examinés et des tentatives sont faites pour contrôler toutes les variables qui interviennent. Pour cette raison, une conception de la litière croix est utilisé lors de la procédure de stimulation tactile de veiller à ce que les chiots reçoivent des expériences similaires dans tous les autres domaines du développement. En outre, il est également important que de multiples petits de plusieurs portées sont sélectionnées pour analyse afin d&#39;éviter la possibilité que les effets résultent d&#39;une polarisation dans un seul petit ou litière. La stimulation tactile est censé imiter le comportement de la mère naturelle, léchage et toilettage, qui est considéré comme bénéfique pour le développement de la progéniture. Bien que des études antérieures ont mis l&#39;accent sur ​​la première semaine de vie (P0-P7) est une période critique pour lécher et toilettage 16, l&#39;ampleur du changement identifié suite à 18 jours de tactile stimulation peut signifier que, bien que les périodes sensibles existent, plus l&#39;exposition est supérieure. Il est également important de noter que les chiots reçoivent une stimulation tactile dans ce paradigme expérimental connaissent aussi lécher et le toilettage de leur mère, d&#39;où la stimulation tactile est en plus à la stimulation normale administré par la mère. Enfin, il faut aussi être conscient des changements de région dépendant. Bien que la stimulation tactile au cours du développement a augmenté la complexité dendritique dans le cortex préfrontal, cela ne garantit pas que les changements structurels de cette nature seront évidents dans toutes les régions du cerveau. Il est possible que la morphologie neuronale dans d&#39;autres régions du cerveau telles que le cortex pariétal, réagirait de façon remarquablement différentes de la même expérience. Cependant, parce que la procédure de stimulation tactile est facile à administrer et ne pose aucun risque pour la descendance ou des barrages, il a le potentiel de servir comme un outil précieux pour de nombreuses études de recherche visant à améliorer le développementrésultats al. En ce qui concerne l&#39;appareil de Golgi-Cox coloration du tissu cérébral, les étapes critiques pour la réussite de la visualisation des cellules neuronales sont les suivantes: 1) il doit y avoir une perfusion adéquate du cerveau avec une solution saline. Perfusion inadéquate ou insuffisante des résultats de tissu cérébral dans les artefacts des vaisseaux sanguins qui font qu&#39;il est difficile de réellement visualiser les cellules neuronales dans le dédale des vaisseaux sanguins, tout en compliquant la possibilité de photographier les neurones colorés. 2) cerveaux perfusés doivent être stockés dans une solution de Golgi-Cox et solution de saccharose dans l&#39;obscurité. Stocker le tissu cérébral dans l&#39;obscurité réduit la coloration du tissu de fond, augmentant encore le risque de visualisation avec succès des cellules neuronales de qualité. 3) Le tissu cérébral est stocké dans une solution de saccharose suivant l&#39;entreposage de 14 jours dans une solution de Golgi-Cox. Lorsque le tissu est immergé dans la solution de saccharose à 30% pendant 2-5 jours, les cerveaux sont plus souples qui empêche éclatement et la déchirure des sections oùcoupe. Il est important d&#39;empêcher le tissu cérébral de rester dans la solution de saccharose pour des périodes de temps accrues (à moins que la solution de saccharose est continuellement remplacée par une solution fraîche) en raison d&#39;un stockage prolongé en saccharose réduit la qualité de la coloration. 4) Enfin, une fois les lames ont été colorées et couvercle glissé, ils devraient être suffisamment de temps pour sécher avant de visualisation au microscope. Si les lames ne sont pas autorisés à diffuser suffisamment sec, le tissu peut s&#39;assombrir, réduisant visualisation succès de neurones corticaux. Des changements stables dans le fonctionnement psychologique et des réponses comportementales qui se produisent en réponse à des expériences sont soupçonnés d&#39;être facilitée par la réorganisation de la morphologie neuronale et la connectivité synaptique 17. Comme ces changements structurels constituent une ressource mesurable pour l&#39;expérience la plasticité, l&#39;utilisation d&#39;une procédure de coloration fiable est important. Cette base vibratome Golgi-Cox procédure de coloration fournit tache fiabletion de fines branches et les épines dendritiques qui peuvent ne pas être évident avec d&#39;autres protocoles tels que celloïdine-encastrement. La particularité de la procédure de Golgi-Cox vient de sa capacité à colorer seulement une petite fraction d&#39;éléments neuronaux (1-10%), de ce qui permet le traçage des neurones individuels pour les longues distances. En dépit du fait que seule une petite fraction des neurones sont imprégnés avec le colorant, les cellules qui sont rendues visibles, à maintenir toutes les fonctions, y compris le corps de la cellule, des dendrites, épines dendritiques et des axones. En outre, lorsque la procédure de coloration est effectuée correctement, les cellules colorées se distinguent clairement et distinctement sur un fond transparent parce que d&#39;autres structures corticales restent non colorées et transparent. En raison de la prise de conscience que les modifications persistantes dans le fonctionnement vers l&#39;extérieur doit être lié à la plasticité du système nerveux, à savoir la capacité des neurones à modifier leur structure et leur connectivité, la procédure de coloration de Golgi-Cox donne aux chercheurs untechnique fiable de visualiser et de quantifier cette plasticité.

Bien qu&#39;il existe de nombreuses techniques rapportés et utilisés pour l&#39;examen des premières expériences négatives sur la maturation du cerveau, comme le stress périnatal 1,2, la privation sensorielle 3, et 4 drogue toxicité, il existe très peu de méthodes employées pour examiner les effets des expériences positives dans cette période de temps. Mis à part l&#39;enrichissement de l&#39;environnement, la stimulation tactile est l&#39;un des rares cerveau amélioration des traitements avec des effets démontrés 5. La stimulation tactile est une méthode de stimulation sensorielle à la peau qui imite le comportement de rat maternelle, léchage et toilettage. Son acceptation générale comme une manipulation positif découle des études indiquant que la stimulation tactile amélioré la maturation des prématurés et des rats nouveau-nés 6. En outre, la recherche dans le laboratoire Meaney 7 a démontré que des niveaux plus élevés de léchage et toilettage maternelle sont liés à des résultats positifs dans la progéniture. En raison de tinfluences positives es, stimulation tactile évolué rapidement dans une stratégie de redressement visant à réduire l&#39;anxiété 8, l&#39;amélioration des résultats liés à une lésion cérébrale 9-11, et atténuer médicament sensibilisation 12. En tant que tel, la stimulation tactile est une technique utile pour la promotion de premières expériences positives, avec une capacité éprouvée à réorganiser radicalement la morphologie neuronale et la connectivité synaptique du cerveau en développement. Afin d&#39;étudier et de quantifier les modifications de la morphologie neuronale, il est nécessaire pour visualiser les neurones intacts. La procédure de coloration de Golgi-Cox est une modification de la technique de Camillo Golgi publié dans les années 1800 qui fournit la coloration discrète d&#39;un petit nombre de neurones complètes 13. Bien que la procédure semble tacher neurones au hasard et la reproductibilité est souvent cité comme défaut majeur, le permis de taux d&#39;imprégnation petite visualisation de l&#39;ensemble de l&#39;élément neuronal, y compris CEorganes ll, dendrites, épines dendritiques, et des axones. De même, le temps nécessaire pour imprégner un cerveau donné avec une solution de Golgi a également été citée comme une chute. Toutefois, étant donné qu&#39;une fois que la coloration est un tissu complet peut être conservée indéfiniment, et le temps entre la perfusion du cerveau et de la visualisation de neurones avec un microscope peut être achevée en moins de 21 jours, la période de temps n&#39;est pas déraisonnable. En outre, avec des modifications mineures au protocole, Golgi-Cox coloration peut être efficacement utilisée pour imprégner le cerveau de rongeurs de toutes les tranches d&#39;âge. Comme les changements au niveau de la structure ont été liés à des modifications persistantes de fonctionnement comportemental et psychologique, la technique de coloration de Golgi-Cox offre aux chercheurs un outil précieux pour mesurer la neuroplasticité.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Material/ Equipment</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Dichromate</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>P188</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mercuric Chloride</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>M1561</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Chromate</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>P220</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ammonium Hydroxide</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>A669-500</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kodak Rapid Fix</td>
			<td>Vistek</td>
			<td>Kodak 146 4016</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EtOH-95 &amp; Anhydrous</td>
			<td>Commercial Alcohols</td>
			<td>No Cat Numbers</td>
			<td>All other Et-OH are dilutions</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Swiffers- Soft Feather-Like dusters</td>
			<td>Safeway</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Can be found at most grocery stores</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S-9378</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HemoDe</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>23410</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Permount</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>Sp15</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Slides</td>
			<td>VWR</td>
			<td>160004-365</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverslips</td>
			<td>VWR</td>
			<td>062011-9</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

visualizing the effects of a positive early experience, tactile stimulation, on dendritic morphology and synaptic connectivity with golgi-cox staining

Pour générer des changements à long terme dans le comportement, les expériences doivent produire des changements stables dans la morphologie neuronale et la connectivité synaptique. La stimulation tactile est une première expérience positive qui imite maternels lécher et toilettage chez le rat. Exposer ratons à cette expérience positive peut être complété facilement et à moindre coût en utilisant des matériaux très accessibles, comme un chiffon de ménage. L&#39;utilisation d&#39;un dessin de la croix-portée, les chiots sont soit caressé ou laissés au repos, pendant 15 minutes, trois fois par jour pendant la période périnatale. Pour mesurer les changements neuroplastiques liés à cette première expérience positive Golgi-Cox coloration des tissus du cerveau est utilisée. En raison du fait que l&#39;appareil de Golgi-Cox imprégnation colore un nombre discret de neurones et non la totalité des cellules, la coloration du cerveau de rongeurs avec une solution Golgi-Cox permet la visualisation d&#39;éléments neuronaux entiers, y compris le corps de la cellule, des dendrites, les axones, et épines dendritiques. Le protocole de coloration is effectuée sur plusieurs jours et exige que le chercheur accorder une attention particulière aux détails. Cependant, une fois que la coloration est terminée, l&#39;ensemble du cerveau a été imprégnée et peut être conservé indéfiniment à l&#39;analyse en cours. Par conséquent, l&#39;appareil de Golgi-Cox coloration est une ressource précieuse pour l&#39;étude de l&#39;expérience la plasticité.

Lorsque cette procédure de coloration a été suivie de façon appropriée, la coloration homogène et uniforme des dendrites et des épines est généré. Voir la figure 1 pour une représentation de Golgi-Cox coloration neuronale. Cette procédure produit une coloration qui est comparable à la visualisation de champs dendritiques qui sont sans coupure incorporation de tissu nouvellement développé suivant les méthodes in vitro et peut permettre. La technique basée vibratome de Golgi-Cox coloration a été trouvée pour produire une coloration plus répandue des branches terminales et des neurones pyramidaux, de coloration avec collodionné soit incorporé et le tissu de section de cryostat, 15. En outre, parce que cette méthode de coloration imprègne l&#39;ensemble du cerveau, toutes les sections peuvent être analysés immédiatement ou dans l&#39;avenir. Comme l&#39;emplacement du changement morphologique est qu&#39;il n&#39;est pas toujours évident lors de la génération d&#39;une hypothèse de départ, ce processus permet l&#39;exploration de régions du cerveau supplémentaires uned empêche l&#39;élimination des tissus qui peuvent être utiles à l&#39;avenir. Cette méthode de coloration peut être utilisée pour la coloration fiable de toute cerveaux de rats âgés (P0-vieillesse). Toutefois, lorsque la coloration jeunes cerveaux (&lt;1 gramme), le cerveau ne doit rester dans la solution de Golgi-Cox pour 6 jours, plutôt que les 14 jours recommandés pour le cerveau adulte, toutes les autres procédures sont maintenus constants. La principale difficulté que l&#39;on peut rencontrer au cours de ce processus de coloration de Golgi-Cox est l&#39;incapacité à produire une coloration de qualité des régions centrales du cerveau, y compris le thalamus. Comme l&#39;ensemble du cerveau est imprégné en même temps, les régions centrales ne peuvent pas recevoir les concentrations idéales de tache. Malgré cette constatation, la technique de Golgi-Cox produit une coloration exceptionnelle des régions sous-corticales comme l&#39;hippocampe et le striatum. Une limite finale de la procédure résulte de l&#39;élimination incomplète de sang du cerveau au cours du processus de perfusion. Le sang peut produire des artefacts dans le tissu cérébralqui le rend difficile à photographier et tracer les neurones. Techniques de coloration de Golgi-Cox fournissent une mesure fiable de la morphologie dendritique et neuroanatomie qui est utile pour une vaste gamme d&#39;études destinées à examiner les changements au niveau des neurones. Lors de l&#39;examen la structure neuronale dans le cortex préfrontal suite à une stimulation tactile dans la période postnatale précoce, Golgi-Cox coloration a révélé une augmentation spectaculaire de la complexité dendritique. Les changements anatomiques liés à une stimulation tactile précoce peut être démontrée en comparant visuellement la densité de la colonne vertébrale de neurones pyramidaux à partir d&#39;un rat témoin de neurones pyramidaux à partir d&#39;un rat ayant subi une stimulation tactile (voir la figure 1). En outre, des paramètres tels que l&#39;arborisation dendritique, longueur dendritique, et la densité de la colonne vertébrale peuvent être calculées et analysées statistiquement pour générer des données en continu qui peut être comparé à travers les animaux. Pour générer des résultats fiables, l&#39;analyse doit être effectuée sur hinimum de trois animaux par groupe de traitement et environ cinq neurones par l&#39;hémisphère doit être choisi au hasard pour chaque région du cerveau en cours d&#39;analyse. Figure 2 montre la complexité dendritique (épines / um x um de dendrites) des animaux qui ont reçu la stimulation et les animaux qui n&#39;ont pas tactile . Dans les deux domaines apical et basilaires des neurones analysées à partir de la mPFC (CG3), stimulation tactile a entraîné la prolifération des paramètres neuronaux. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/50694/50694fig1.jpg" /> Figure 1. Photo A. Représentant d&#39;un appareil de Golgi-Cox taché neurone pyramidal de la couche III de la zone CG3 dans un rat qui a reçu une stimulation tactile au cours du développement. B. Représentant agrandie (1000 X) photographie des épines dendritiques sur les dendrites terminaux dans le domaine basilaire de CG3 ; l&#39;image la plus claire sur la gauche est un rat dans le groupe de contrôle et l&#39;image plus sombre sur la right provient d&#39;un rat ayant reçu une stimulation tactile. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/50694/50694fig2.jpg" /> Figure 2. Représentation illustrative de la complexité dendritique apicale et basilaire moyenne (épines / um um x) pour les neurones dans la région CG3 de rats adultes qui ont reçu soit une stimulation tactile au cours du développement ou n&#39;ont pas (* p &lt;0,01).

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Visualizing the Effects of a Positive Early Experience, Tactile Stimulation, on Dendritic Morphology and Synaptic Connectivity with Golgi-Cox Staining

Ce document décrit les procédures de stimulation tactile de ratons et après coloration de Golgi-Cox de la morphologie neuronale. La stimulation tactile est une expérience positive qui est administré dans la période périnatale par caresser les petits avec un chiffon de ménage. Golgi-cox coloration est une procédure fiable permettant la visualisation des neurones entiers.

Visualiser les effets d&#39;une expérience précoce positive, tactile stimulation, sur dendritiques Morphologie et Synaptic connectivité avec Golgi-Cox coloration

To generate longer-term changes in behavior, experiences must be producing stable changes in neuronal morphology and synaptic connectivity. Tactile ...

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Neuroscience

17.9K vues.  University of Lethbridge.  Ce document décrit les procédures de stimulation tactile de ratons et après coloration de Golgi-Cox de la morphologie neuronale. La stimulation tactile est une expérience positive qui est administré dans la période périnatale par caresser les petits avec un chiffon de ménage. Golgi-cox coloration est une procédure fiable permettant la visualisation des neurones entiers. 

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State-Dependency Effects on TMS:  A Look at Motive Phosphene Behavior

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability (either increasing or decreasing it) via the application of localized magnetic field pulses.1,2 Within the field of TMS, the term state dependency refers to the initial, baseline condition of the particular neural region targeted for stimulation. As can be inferred, the effects of TMS can (and do) vary according to this primary susceptibility and responsiveness of the targeted cortical area.3,4,5

In this experiment, we will examine this concept of state dependency through the elicitation and subjective experience of motive phosphenes. Phosphenes are visually perceived flashes of small lights triggered by electromagnetic pulses to the visual cortex. These small lights can assume varied characteristics depending upon which type of visual cortex is being stimulated. In this particular study, we will be targeting motive phosphenes as elicited through the stimulation of V1/V2 and the V5/MT+ complex visual regions.6

In this article, we examine the effects of visually relevant state dependency on TMS induced motive phosphenic presentations.

Etat-dépendance Effets sur TMS: Un regard sur le comportement Phosphène Motive

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate ...

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Neurosciences

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety of brain disorders1,2. To better understand the mechanisms by which brain circuits react to an animal's experience requires the ability to monitor the experience-dependent molecular changes in a given set of neurons, over a prolonged period of time, in the live animal. While experience and associated neural activity is known to trigger gene expression changes in neurons1,2, most of the methods to detect such changes do not allow repeated observation of the same neurons over multiple days or do not have sufficient resolution to observe individual neurons3,4. Here, we describe a method that combines in vivo two-photon microscopy with a genetically encoded fluorescent reporter to track experience-dependent gene expression changes in individual cortical neurons over the course of day-to-day experience. 
One of the well-established experience-dependent genes is Activity-regulated cytoskeletal associated protein (Arc)5,6. The transcription of Arc is rapidly and highly induced by intensified neuronal activity3, and its protein product regulates the endocytosis of glutamate receptors and long-term synaptic plasticity7. The expression of Arc has been widely used as a molecular marker to map neuronal circuits involved in specific behaviors3. In most of those studies, Arc expression was detected by in situ hybridization or immunohistochemistry in fixed brain sections. Although those methods revealed that the expression of Arc was localized to a subset of excitatory neurons after behavioral experience, how the cellular patterns of Arc expression might change with multiple episodes of repeated or distinctive experiences over days was not investigated. 
In vivo two-photon microscopy offers a powerful way to examine experience-dependent cellular changes in the living brain8,9. To enable the examination of Arc expression in live neurons by two-photon microscopy, we previously generated a knock-in mouse line in which a GFP reporter is placed under the control of the endogenous Arc promoter10. This protocol describes the surgical preparations and imaging procedures for tracking experience-dependent Arc-GFP expression patterns in neuronal ensembles in the live animal. In this method, chronic cranial windows were first implanted in Arc-GFP mice over the cortical regions of interest. Those animals were then repeatedly imaged by two-photon microscopy after desired behavioral paradigms over the course of several days. This method may be generally applicable to animals carrying other fluorescent reporters of experience-dependent molecular changes4.

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

Experience-dependent molecular changes in neurons are essential for the brain's ability to adapt in response to behavioral challenges. An in vivo two-photon imaging method is described here that allows the tracking of such molecular changes in individual cortical neurons through genetically encoded reporters.

In Vivo Imagerie biphotonique d&#39;expérience qui dépendent des changements moléculaires dans les neurones corticaux

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety ...

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

Rapide Micro-iontophorèse de glutamate et le GABA: un outil utile d&#39;étudier l&#39;intégration synaptique

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

Deriving the Time Course of Glutamate Clearance with a Deconvolution Analysis of Astrocytic Transporter Currents

The highest density of glutamate transporters in the brain is found in astrocytes. Glutamate transporters couple the movement of glutamate across the membrane with the co-transport of 3 Na+ and 1 H+ and the counter-transport of 1 K+. The stoichiometric current generated by the transport process can be monitored with whole-cell patch-clamp recordings from astrocytes. The time course of the recorded current is shaped by the time course of the glutamate concentration profile to which astrocytes are exposed, the kinetics of glutamate transporters, and the passive electrotonic properties of astrocytic membranes. Here we describe the experimental and analytical methods that can be used to record glutamate transporter currents in astrocytes and isolate the time course of glutamate clearance from all other factors that shape the waveform of astrocytic transporter currents. The methods described here can be used to estimate the lifetime of flash-uncaged and synaptically-released glutamate at astrocytic membranes in any region of the central nervous system during health and disease.

We describe an analytical method to estimate the lifetime of glutamate at astrocytic membranes from electrophysiological recordings of glutamate transporter currents in astrocytes.

Issu l&#39;évolution temporelle du glutamate Dégagement avec une analyse de déconvolution des courants de Transporteur ASTROCYTIQUES

The highest density of glutamate transporters in the brain is found in astrocytes. Glutamate transporters couple the movement of glutamate across the ...

Imaging Neurons within Thick Brain Sections Using the Golgi-Cox Method

The Golgi-Cox method of neuron staining has been employed for more than two hundred years to advance our understanding of neuron morphology within histological brain samples. While it is preferable from a practical perspective to prepare brain sections at the greatest thickness possible, in order to increase the probability of identifying stained neurons that are fully contained within single sections, this approach is limited from a technical perspective by the working distance of high-magnification microscope objectives. We report here a protocol to stain neurons using the Golgi-Cox method in mouse brain sections that are cut at 500 &#956;m thickness, and to visualize neurons throughout the depth of these sections using an upright microscope fitted with a high-resolution 30X 1.05 N.A. silicone oil-immersion objective that has an 800 &#956;m working distance. We also report two useful variants of this protocol that may be employed to counterstain the surface of mounted brain sections with the cresyl violet Nissl stain, or to freeze whole brains for long-term storage prior to sectioning and final processing. The main protocol and its two variants produce stained thick brain sections, throughout which full neuron dendritic&#160;trees and dendrite spines may be reliably visualized and quantified.

We present a protocol for using the Golgi-Cox staining method in thick brain sections, in order to visualize neurons with long dendritic&#160;trees contained within single tissue samples. Two variants of this protocol are also presented that involve cresyl violet counterstaining, and the freezing of unprocessed brains for long-term storage.

Imagerie Neurones dans les sections du cerveau épais Utilisation du Golgi-Cox Méthode

The Golgi-Cox method of neuron staining has been employed for more than two hundred years to advance our understanding of neuron morphology within ...

Analyzing Dendritic Morphology in Columns and Layers

In many regions of the central nervous systems, such as the fly optic lobes and the vertebrate cortex, synaptic circuits are organized in layers and columns to facilitate brain wiring during development and information processing in developed animals. Postsynaptic neurons elaborate dendrites in type-specific patterns in specific layers to synapse with appropriate presynaptic terminals. The fly medulla neuropil is composed of 10 layers and about 750 columns; each column is innervated by dendrites of over 38 types of medulla neurons, which match with the axonal terminals of some 7 types of afferents in a type-specific fashion. This report details the procedures to image and analyze dendrites of medulla neurons. The workflow includes three sections: (i) the dual-view imaging section combines two confocal image stacks collected at orthogonal orientations into a high-resolution 3D image of dendrites; (ii) the dendrite tracing and registration section traces dendritic arbors in 3D and registers dendritic traces to the reference column array; (iii) the dendritic analysis section analyzes dendritic patterns with respect to columns and layers, including layer-specific termination and planar projection direction of dendritic arbors, and derives estimates of dendritic branching and termination frequencies. The protocols utilize custom plugins built on the open-source MIPAV (Medical Imaging Processing, Analysis, and Visualization) platform and custom toolboxes in the matrix laboratory language. Together, these protocols provide a complete workflow to analyze the dendritic routing of Drosophila medulla neurons in layers and columns, to identify cell types, and to determine defects in mutants.

Here, we show how to analyze dendritic routing of Drosophila medulla neurons in columns and layers. The workflow includes a dual-view imaging technique to improve the image quality and computational tools for tracing, registering dendritic arbors to the reference column array and for analyzing the dendritic structures in 3D space.

Analyse dendritique Morphologie dans les colonnes et les couches

In many regions of the central nervous systems, such as the fly optic lobes and the vertebrate cortex, synaptic circuits are organized in layers and ...

Assessment of Hippocampal Dendritic Complexity in Aged Mice Using the Golgi-Cox Method

Dendritic spines are the protuberances from the neuronal dendritic shafts that contain&#160; excitatory synapses. The morphological and branching variations of the neuronal dendrites within the hippocampus are implicated in cognition and memory formation. There are several approaches to Golgi staining, all of which have been useful for determining the morphological characteristics of dendritic arbors and produce a clear background. The present Golgi-Cox method, (a slight variation of the protocol that is provided with a commercial Golgi staining kit), was designed to assess how a relatively low dose of the chemotherapeutic drug 5-flurouracil (5-Fu) would affect dendritic morphology, the number of spines, and the complexity of arborization within the hippocampus. The 5-Fu significantly modulated the dendritic complexity and decreased the spine density throughout the hippocampus in a region-specific manner. The data presented show that the Golgi staining method effectively stained the mature neurons in the CA1, the CA3, and the dentate gyrus (DG) of the hippocampus. This protocol reports the details for each step so that other researchers can reliably stain tissue throughout the brain with high quality results and minimal troubleshooting.

Here we present a Golgi-Cox protocol in extensive detail. This reliable tissue stain method allows for a high-quality assessment of the cytoarchitecture in the hippocampus, and throughout the entire brain, with minimal troubleshooting.

Évaluation de la complexité dendritique de l&#39;hippocampe chez les souris vieillies utilisant la méthode de Golgi-Cox

Dendritic spines are the protuberances from the neuronal dendritic shafts that contain&#160; excitatory synapses. The morphological and branching ...

Effects of Transcranial Alternating Current Stimulation on the Primary Motor Cortex by Online Combined Approach with Transcranial Magnetic Stimulation

Transcranial Alternating Current Stimulation (tACS) is a neuromodulatory technique able to act through sinusoidal electrical waveforms in a specific frequency and in turn modulate ongoing cortical oscillatory activity. This neurotool allows the establishment of a causal link between endogenous oscillatory activity and behavior. Most of the tACS studies have shown online effects of tACS. However, little is known about the underlying action mechanisms of this technique because of the AC-induced artifacts on Electroencephalography (EEG) signals. Here we show a unique approach to investigate online physiological frequency-specific effects of tACS of the primary motor cortex (M1) by using single pulse Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) to probe cortical excitability changes. In our setup, the TMS coil is placed over the tACS electrode while Motor Evoked Potentials (MEPs) are collected to test the effects of the ongoing M1-tACS. So far, this approach has mainly been used to study the visual and motor systems. However, the current tACS-TMS setup can pave the way for future investigations of cognitive functions. Therefore, we provide a step-by-step manual and video guidelines for the procedure.

Transcranial Alternating Current Stimulation (tACS) allows the modulation of cortical excitability in a frequency-specific fashion. Here we show a unique approach which combines online tACS with single pulse Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) in order to "probe" cortical excitability by means of Motor Evoked Potentials.

Effets de la Stimulation transcrânienne courant alternatif sur le Cortex moteur primaire par en ligne approche combinée avec la Stimulation magnétique transcrânienne

Transcranial Alternating Current Stimulation (tACS) is a neuromodulatory technique able to act through sinusoidal electrical waveforms in a specific ...

Combining Optogenetics with Artificial microRNAs to Characterize the Effects of Gene Knockdown on Presynaptic Function within Intact Neuronal Circuits

The purpose of this protocol is to characterize the effect of gene knockdown on presynaptic function within intact neuronal circuits. We describe a workflow on how to combine artificial microRNA (miR)-mediated RNA interference with optogenetics to achieve selective stimulation of manipulated presynaptic boutons in acute brain slices. The experimental approach involves the use of a single viral construct and a single neuron-specific promoter to drive the expression of both an optogenetic probe and artificial miR(s) against presynaptic gene(s). When stereotactically injected in the brain region of interest, the expressed construct makes it possible to stimulate with light exclusively the neurons with reduced expression of the gene(s) under investigation. This strategy does not require the development and maintenance of genetically modified mouse lines and can in principle be applied to other organisms and to any neuronal gene of choice. We have recently applied it to investigate how the knockdown of alternative splice isoforms of presynaptic P/Q-type voltage-gated calcium channels (VGCCs) regulates short-term synaptic plasticity at CA3 to CA1 excitatory synapses in acute hippocampal slices. A similar approach could also be used to manipulate and probe the neuronal circuitry in vivo.

This protocol provides a workflow on how to combine artificial microRNA-mediated RNA interference with optogenetics to stimulate specifically presynaptic boutons with reduced expression of selective gene(s) within intact neuronal circuits.

Alliant Optogenetics artificiel microARN pour caractériser les effets du gène Knockdown fonction présynaptique dans les Circuits de neurones intacts

The purpose of this protocol is to characterize the effect of gene knockdown on presynaptic function within intact neuronal circuits. We describe a ...

Visualizing Axonal Growth Cone Collapse and Early Amyloid &#946; Effects in Cultured Mouse Neurons

Amyloid-&#946; (A&#946;) causes memory impairments in Alzheimer's disease (AD). Although therapeutics have been shown to reduce A&#946; levels in the brains of AD patients, these do not improve memory functions. Since A&#946; aggregates in the brain before the appearance of memory impairments, targeting A&#946; may be inefficient for treating AD patients who already exhibit memory deficits. Therefore, downstream signaling due to A&#946; deposition should be blocked before AD development. A&#946; induces axonal degeneration, leading to the disruption of neuronal networks and memory impairments. Although there are many studies on the mechanisms of A&#946; toxicity, the source of A&#946; toxicity remains unknown. To help identify the source, we propose a novel protocol that uses microscopy, gene transfection, and live cell imaging to investigate early changes caused by A&#946; in axonal growth cones of cultured neurons. This protocol revealed that A&#946; induced clathrin-mediated endocytosis in axonal growth cones followed by growth cone collapse, demonstrating that inhibition of endocytosis prevents A&#946; toxicity. This protocol will be useful in studying the early effects of A&#946; and may lead to more efficient and preventative AD treatment.

Visualizing Axonal Growth Cone Collapse and Early Amyloid &amp;#946; Effects in Cultured Mouse Neurons

Here a protocol to investigate the early effects of amyloid-&#946; (A&#946;) in the brain is presented. This shows that A&#946; induces clathrin-mediated endocytosis and collapse of axonal growth cones. The protocol is useful in studying early effects of A&#946; on axonal growth cones and may facilitate prevention of Alzheimer's disease.

Visualisation de la croissance axonale cône effondrement et effets précoces de β-amyloïde dans des neurones cultivés de souris

Amyloid-&#946; (A&#946;) causes memory impairments in Alzheimer's disease (AD). Although therapeutics have been shown to reduce A&#946; levels in the ...