AB remercie la National Science Foundation pour financer au titre du programme Cyber ​​Systems physique (1239243) et la Division de formation de premier cycle (1245680); et l&#39;Agence de défense Advanced Research Project (DARPA) pour soutenir les premières étapes de ce travail. Les premières étapes de ce travail a été effectué par AB dans le laboratoire du professeur Amit Lal à l&#39;Université Cornell. AB grâce Ayesa Sinha et professeur Lal à titre indicatif expérimentale et la génération d&#39;idées à ce stade. Manduca sexta (Linnaeus 1763) ont été obtenus à partir d&#39;une colonie à jour par le Département de biologie de l&#39;Université de Duke, Durham, Caroline du Nord, États-Unis. Mites ont été utilisés dans les 5 jours de l&#39;éclosion. Nous tenons à remercier Triangle Biosystems International, en particulier David Juranas et Katy Millay pour leur excellente assistance technique et l&#39;utilisation de leur système Neuroware. Nous tenons également à remercier Will Caffey pour son aide lors des expériences.

NOTE: La source des matériaux et des réactifs nécessaires pour suivre le protocole est fourni dans le tableau «Réactifs» ci-dessous. 1. Préparation cartes de circuits imprimés (PCB) pour l&#39;enregistrement de l&#39;électrode de connexion NOTE: Afin de fournir une procédure expérimentale pratique, fils-électrodes sont soudées à une carte à insérer ces électrodes dans un connecteur FFC (câble plat flexible). <ol><li> Coupez un 0.5x5 cm 2 morceau de stratifié recouvert de cuivre. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un marqueur à pointe fine, tirer trois plaquettes 0.1x5cm 2 rectangle que la gravure des motifs de masques. </li><li> Graver le stratifié exposé en utilisant un agent de gravure de PCB dans un endroit bien ventilé ou hotte. Couvrir d&#39;environ 1 cm de la longueur de la découpe du stratifié avec du ruban adhésif non réactif. Remplir un gobelet gradué avec au moins 100 ml de gravure de circuits imprimés et la bande de la découpe du stratifié de cuivre à l&#39;intérieur du gobelet gradué avec du scotch. La moitié de la cutou stratifié de cuivret doit être immergé dans la solution de gravure de circuits imprimés. </li><li> Placer le bêcher sur une plateforme rotative pendant 20 minutes. </li><li> Retirez la découpe de la gravure et le placer dans un bécher rempli d&#39;eau pendant 10 min. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un papier de soie, appliquer de l&#39;alcool isopropylique et enlever les marques d&#39;exposer les plaquettes de cuivre non gravées. </li><li> Couper la carte de circuit imprimé en petits carrés d&#39;environ 1 cm de long. </li><li> Coupez deux morceaux de fil enduit, recuit, acier inoxydable (0,11 &quot;revêtus, 0.008&quot; nus) à l&#39;aide d&#39;une lame tranchante à des longueurs de 3 cm chaque. Ces morceaux de fils en acier inoxydable sont des électrodes actives qui seront insérés dans le thorax de l&#39;insecte. </li><li> En utilisant une lame, enlever 4-5 mm de la couche de matière plastique à partir de chaque extrémité de chaque fil. Utilisation d&#39;un microscope est recommandée. </li><li> Coupez un morceau de 0,7 cm de fil d&#39;acier inoxydable isolé pour créer une extension de pointe pour l&#39;électrode de masse. Retirez délicatement le revêtement avec une lame ou faire fondre avec la chaleur d&#39;un ir à soudersur comme réalisé à l&#39;étape 1.9. </li><li> Pour la connexion à la terre, couper un morceau de flexible (Litz ou inducteur) fil à une longueur de 4,5 cm. </li><li> Soudez le 0,7 cm pièce d&#39;acier inoxydable préparé à l&#39;étape 1.10 au fil de mise à la terre préparée à l&#39;étape 1.11. Une pointe en acier inoxydable exposé doit être à la fin de la connexion à la terre. </li><li> Tape le panneau d&#39;électrode préparée fermement à l&#39;espace de travail de soudure en utilisant une bande non-réactive. Utilisez le ruban à masquer tout mais 1-2 mm des plots sur la carte où les électrodes seront soudés. Cette extrémité masqué, sans soudure des plots sera inséré dans le connecteur FFC décrit à l&#39;étape 4.1. </li><li> Aligner les trois fils d&#39;électrode de telle sorte que l&#39;une des extrémités de chaque peut être soudé aux plots correspondants sur le panneau d&#39;électrode. Appliquer le flux d&#39;acier inoxydable pour les plots d&#39;électrodes pour faciliter la soudure. </li><li> Soudez chacune des électrodes exposées sur les plaquettes. </li><li> Plonger les électrodes dans de l&#39;acétone et de l&#39;alcool isopropylique pendant 10 minchacun de nettoyer les résidus de soudure. Utilisation d&#39;un bain à ultrasons permet d&#39;améliorer la performance de nettoyage. </li></ol> 2. L&#39;insertion chirurgicale au Manduca sexta pupes NOTE: Les insectes seront plus actifs pendant les transitions entre le jour et la nuit. Par conséquent, un cycle jour / nuit artificielle doit être établie dans une chambre d&#39;insectes en utilisant des minuteries automatiques de sortie. Ceux-ci devraient être définis pour simuler un sombre 7 h et 17 cycle de la lumière h. <ol><li> Examinez la sexta pupes Manduca quotidienne pour déterminer un temps d&#39;insertion approprié. Les nymphes sont prêts pour l&#39;insertion d&#39;environ un jour après les ailes présentent des taches sombres. </li><li> Pour anesthésier les nymphes, les placer dans le réfrigérateur (4C) pour environ 6 heures. </li><li> Préparer l&#39;espace de travail d&#39;insertion. L&#39;espace de travail doit inclure l&#39;alcool isopropylique, des pincettes tranchants, lames, et une aiguille hypodermique G 30. En option, un adhésif à base de cyanoacrylate peut être utilisée pour améliorer la fixation de l&#39;électrode.</li><li> Stériliser l&#39;aiguille, une pince à épiler, et les électrodes en les trempant dans ou essuyage avec de l&#39;alcool isopropylique. </li><li> Retirer la nymphe du réfrigérateur et de le transférer à l&#39;espace de travail. </li><li> Déterminer l&#39;emplacement sur le thorax qui correspond au groupe de muscles de l&#39;intérêt. L&#39;objectif du travail dans cet exemple est les muscles dorso-ventral responsables de mouvement de course vers le haut de l&#39;aile. </li><li> En utilisant une lame tranchante, grattez doucement un 1x1 cm 2 rectangle à travers la couche exocutical. Utilisation de la pince à épiler, retirez lentement ces pièces. </li><li> (Facultatif) Utilisez un aspirateur pour enlever les poils de l&#39;aile de la région exposée du thorax. </li><li> Insérer l&#39;aiguille lentement, environ 5 mm dans le mesothorax où les ailes attachent au thorax de créer deux points d&#39;insertion visant le groupe de muscles. </li><li> En utilisant des pinces, de guider les deux électrodes d&#39;enregistrement dans les deux points d&#39;insertion. </li><li> (Facultatif) Pour améliorer la durabilité mécanique, nettoyer les poils autour des électrodeset appliquer généreusement adhésif cyanoacrylate autour de chaque point d&#39;insertion sur le thorax avec un applicateur de fil. </li><li> Préparer une cage pour l&#39;émergence d&#39;un matériau approprié (rugueux et texturé) couvrant les murs et le plafond de sorte que l&#39;insecte peut monter sur l&#39;émergence. Des boîtes de carton ou de papier perforées d&#39;emballage peuvent être utilisés. </li><li> Préparer une fixation rigide avec bâton longueur d&#39;environ 6 cm et d&#39;un diamètre de 2 mm. Palettines, un tampon de coton ou des fils de métal peuvent être utilisées pour cette étape. </li><li> Faites glisser délicatement ce bâton dans le trou sous la trompe en saillie. </li><li> Fixer les deux côtés de la baguette sur la surface de la cage de telle sorte que la chrysalide ne peut pas rouler. Placez la pupe à l&#39;intérieur de la cage de telle sorte que la mesothorax est orientée vers le haut. Vaste mouvement peut causer des dommages à l&#39;électrode, la perte d&#39;hémolymphe, ou de rendre l&#39;insertion inutile. </li></ol> 3. Insertion de la électrode de masse en Manduca sexta NOTE: Le rez-de (voirrence), l&#39;électrode doit être inséré dans les parties de l&#39;abdomen ou du thorax distales pour éviter le couplage de signal. Cette insertion peut se faire soit au cours des étapes ultérieures du développement nymphal ou après l&#39;insecte émerge. La fenêtre de l&#39;électrode de masse doit être préparé au stade de pupe, soit pour une pupe ou insertion d&#39;électrode de masse stade adulte. <ol><li> Pour l&#39;insertion de pupe: après l&#39;épluchage de la cuticule mésothoracique autour de l&#39;électrode active (voir l&#39;étape 2.7), rayer un autre rectangle à travers la couche exocutical (environ 0.5x0.5 cm 2) sur l&#39;abdomen dorsal proche du thorax à l&#39;aide du G 30 hypodermique aiguille. Insérez l&#39;électrode de masse dans cette fenêtre en utilisant la technique décrite dans l&#39;article 2. </li><li> Pour adultes insertion d&#39;électrode de terre de stade: une fois l&#39;insecte a émergé, le placer dans le réfrigérateur à 4 ° C pendant 6 à 24 heures pour immobiliser. Les étapes restantes sont les mêmes pour les deux pupe et insertions en scène des adultes. </li><li> Préparer l&#39;insertion<html> espace de travail tion, y compris l&#39;alcool isopropylique, pinces acérées, un G aiguille hypodermique 30, colle cyanoacrylate, un morceau de fil pour l&#39;application de la colle, une cauterizer thermique (en option), et un bâton de cire dentaire (facultatif). </li><li> Localiser un point d&#39;insertion d&#39;environ 1-2 cm des électrodes d&#39;enregistrement le long de l&#39;abdomen postérieur. </li><li> Introduire lentement l&#39;aiguille pour perforer l&#39;abdomen et de fournir un site d&#39;insertion. </li><li> En utilisant des pinces insérer soigneusement l&#39;électrode de masse dans le site d&#39;insertion et appliquer une pression jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit 3-4 mm de profondeur. Tenir l&#39;électrode en place et utiliser un fil à appliquer de la colle autour du site d&#39;insertion. </li><li> (Facultatif) Pour améliorer la résistance mécanique, utilisez le cauterizer thermique et de recueillir un petit (2-3 mm) cordon de cire à l&#39;extrémité. Placez la pointe à proximité du site d&#39;insertion et appliquer de la chaleur tels que la cire entoure l&#39;électrode et le maintient fermement en place. </li></ol> 4. Préparation du Conseil Adaptateur ontenu &quot;&gt; NOTE:. Une carte adaptateur est nécessaire pour connecter le panneau d&#39;électrode à la headstage d&#39;enregistrement sans fil via un FFC (Flat Flexible Cable) connecteur Pour cela, un conseil similaire à la carte de l&#39;électrode doit être préparé en suivant les étapes 1.1 à 1.7 . <ol><li> Soudez un connecteur FFC à une extrémité de la planche préparé. </li><li> Soudez les trois 30 AWG (de American Wire Gauge) brancher les fils à trois plots sur l&#39;autre extrémité. </li><li> Soudez trois connecteurs mini pour les trois plots sur la carte de l&#39;adaptateur pour des lectures de l&#39;oscilloscope comme décrit dans l&#39;étape suivante. </li><li> Souder l&#39;autre extrémité de ces trois fils au connecteur headstage. </li><li> Fixez le circuit de headstage sur le dessus du cadre de lévitation. </li></ol> 5. Préenregistrement avec l&#39;oscilloscope (Facultatif) NOTE: Afin d&#39;évaluer la fiabilité des électrodes et observer le signal par rapport au bruit, les enregistrements de l&#39;oscilloscope captifs peuvent être obtenues avant de déployer le Wirelsystème d&#39;enregistrement ess. Les mini-connecteurs de fils sur la carte de l&#39;adaptateur doivent être utilisés pour cela. <ol><li> Connectez l&#39;oscilloscope à un amplificateur d&#39;enregistrement neuronal extracellulaire. Réglez les paramètres de l&#39;amplificateur à un passe-haut de fréquence de coupure de 1 Hz, un passe-bas de fréquence de coupure de 20 kHz, et un gain de 100. </li><li> Connectez chacun des mini connecteurs de fils femelles sur la carte adaptateur à des canaux d&#39;entrée de l&#39;amplificateur. </li><li> Retirer l&#39;insecte avec le conseil de l&#39;électrode implantée dans la cage quand il est dans un état actif (pendant son temps de l&#39;aube). Placez un morceau de papier de soie sous l&#39;insecte pour qu&#39;il repose sur avant les mesures sont prises. </li><li> L&#39;aide de pinces, faites glisser le bord de l&#39;électrode dans le récepteur FFC sur la carte adaptateur. Observer une référence de tension plat et bas lorsque l&#39;insecte est au repos et à la génération de l&#39;électromyogramme (EMG) des pointes comme l&#39;insecte bat des ailes. REMARQUE: Reportez-vous à la section 6: Observer vol d&#39;insecte avec le système d&#39;enregistrement sans fil pour représentative résultats de l&#39;oscilloscope. </li><li> Ajuster les paramètres d&#39;affichage de l&#39;oscilloscope en fonction des besoins. Capturez les données sur l&#39;oscilloscope et sauvegarder les données. </li></ol> 6. D&#39;observation des insectes de vol avec le système d&#39;enregistrement sans fil REMARQUE: Une plate-forme de lévitation électromagnétique peut être construit pour l&#39;enregistrement sans fil de signaux EMG pendant captif vol sexta Manduca. La plate-forme de lévitation est constitué d&#39;un châssis conçu pour équilibrer un mécanisme d&#39;attache. La lévitation permet à l&#39;image, et par conséquent l&#39;insecte, à lacet lors des essais sans la contrainte des fils d&#39;attache. Le cadre peut être rapide-prototype utilisant une modélisation par dépôt en fusion (FDM) de la machine. Un aimant a besoin d&#39;être fixée à la partie inférieure de ce châssis à sustentation par une série d&#39;aimants dans la plate-forme de base. L&#39;insecte est connecté au connecteur FFC suspendu à la partie supérieure du cadre. Cette plate-forme de lévitation est situé à l&#39;intérieur de l&#39;arène LED qui a été construit using 60 panneaux composés d&#39;un réseau de 5x7 LED individuelles. Ce système était basé sur des méthodes établies pour l&#39;élaboration d&#39;un environnement pour la stimulation visuelle de mouches des fruits 15, 16, 17. L&#39;arène est commandé par un microcontrôleur de simulation permettant à la fois dans le sens horaire et la rotation dans le sens antihoraire ainsi que le contrôle de la vitesse de rotation. <ol><li> Mettre en place le système d&#39;enregistrement sans fil en connectant le headstage au connecteur de la carte de l&#39;adaptateur sur la plate-forme de lévitation. </li><li> Retirer l&#39;insecte de la cage quand elle est dans un état actif, de préférence au cours de son temps de l&#39;aube. </li><li> Aide de pincettes, insérez avec précaution le panneau d&#39;électrode dans le récepteur FFC sur le cadre de lévitation tels que l&#39;insecte est suspendu fermement dans la configuration. </li><li> Placez la baguette magnétique près de l&#39;interrupteur magnétique sur le headstage pour activer la transmission de données sans fil. Une lumière bleue s&#39;allume indiquant que le headstage est actif. </li><li> Éteignez les lumières dans lasalle de l&#39;obscurité complète. Une lampe rouge peut être utilisé pour ajouter de l&#39;éclairage de la pièce. Ouvrez le logiciel de collecte des données de télémétrie sur un ordinateur et sélectionnez le fichier de configuration préchargés appropriée le cas échéant. Lancement de l&#39;acquisition de données pour commencer signaux de visualisation. </li><li> Sélectionnez l&#39;interface utilisateur concerné pour l&#39;observation des signaux EMG sur le système d&#39;enregistrement sans fil pour assurer une opération de connexion et l&#39;électrode sans fil fiable. </li><li> Mettez tous les composants LED Arena: alimentation régulée et microcontrôleurs DC. Le microcontrôleur peut ajuster les rotations par minute du motif de lumière cyclique et peut aussi contrôler la direction de la rotation de la lumière. </li><li> Équilibrer lentement la plate-forme de lévitation dans l&#39;arène. Alignez le cadre au-dessus du centre de la base de sustentation soin, sinon le cadre est tirée brusquement au sol peut nuire à l&#39;insecte. </li><li> Amorcer le système d&#39;enregistrement vidéo. </li><li> Sélectionnez l&#39;onglet d&#39;enregistrement pertinente du logicielinterface. Désigner le temps d&#39;enregistrement et fichier de sauvegarde destination. Choisissez les paramètres de sortie appropriées pour sauvegarder les données. Cliquez sur le bouton de démarrage pour lancer une session d&#39;enregistrement dans le logiciel. Cela permettra d&#39;économiser du fichier de données qui peut être importé dans un environnement de calcul numérique. </li><li> Observer que l&#39;insecte vole dans la direction qui correspond au mouvement des LED. Inverser le sens de la LED et de confirmer que l&#39;insecte change de direction. Effectuez cette autant de fois que souhaité. </li></ol>

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Authors have no conflict of interest in this study.

Il existe plusieurs étapes critiques au cours de l&#39;insertion chirurgicale d&#39;électrodes d&#39;enregistrement qui affectent la capacité d&#39;enregistrer des données dans les étapes ultérieures du protocole. Les électrodes d&#39;enregistrement doivent être insérés dans la pupe un jour après présentant des taches d&#39;aile sur sa face dorsale. Si l&#39;insertion est effectuée deux jours ou plus après cette heure, les tissus de l&#39;insecte n&#39;aura pas assez de temps pour se développer autour et ...

Insérant des électrodes, même avec des systèmes électroniques attachés aux insectes pour les applications d&#39;enregistrement télémétrique, a été une des principales méthodes pour comprendre le fonctionnement des systèmes neuronaux pendant le vol naturel 1. Fixation ou l&#39;implantation des systèmes artificiels chez les insectes a posé de nombreux défis concernant le potentiel de perturber le vol naturel de l&#39;insecte. Attachement superficiel ou l&#39;insertion chirurgicale de plates-formes artificielles sur l&#39;insecte adulte ne sont pas fiables en raison de possible déplacement des dispositifs insérés causés par inertie et le stress induit par les forces du corps. Superficiellement attachés ou électrodes chirurgicalement insérés sont également sujettes à être rejeté par les insectes comme un corps étranger. En outre, l&#39;opération d&#39;implantation nécessite le retrait d&#39;échelles et des piles autour de l&#39;exosquelette. La couche de cuticule épaisse doit également être pénétré pour innervation chirurgicaux qui pourraient causer des dommages tissulaires collatéraux, interférant ainsi avec le vol naturel de l&#39;insecte. Tous les tfacteurs es peuvent faire une opération chirurgicale d&#39;implantation ou superficielle une tâche difficile et délicate. Afin de pallier ces problèmes impliqués dans la fixation à l&#39;extérieur des systèmes de contrôle et de détection pour les insectes, une nouvelle méthodologie impliquant une croissance métamorphique sera décrit dans cet article. Le développement métamorphique des insectes holométaboles commence par la transformation de la larve (ou nymphe) dans un adulte avec un stade de pupe intermédiaire (Figure 1). Le processus de métamorphose implique une reprogrammation étendue des tissus, y compris la dégénérescence suivie par remodelage. Cette transformation transforme une larve terrestre à un insecte adulte démontrant plusieurs comportements complexes 2,3. La survie des insectes après les chirurgies parabiotic extrêmes a été démontré où les opérations ont été réalisées au cours des phases précoces métamorphiques 4,5. Dans ces chirurgies, les caus de histogénèse développementplaies chirurgicales ed à être réparés dans des durées plus courtes. Suite à ces observations, une nouvelle technique a été développée où l&#39;implantation d&#39;électrodes conductrices de l&#39;électricité a été réalisée au cours des premiers stades de la croissance métamorphique (figure 1). Cela permet une fixation sécurisée biomécanique sur l&#39;insecte 6. Une interface très fiable est également fixé avec de neurones de l&#39;insecte et systèmes neuromusculaires 7. Cette technique est connue comme &quot;Early Métamorphose Technology Insertion&quot; (EMIT) 8. Après la reconstruction du système de tissu ensemble, les structures insérées dans la pupe émergent à l&#39;insecte adulte. groupes de muscles de vol font jusqu&#39;à 65% de la masse totale du corps thoracique et, par conséquent, est une cible relativement commode pour la procédure EMIT 9. Au cours de la battement d&#39;ailes de base, les changements dans la morphologie du vol alimenter dorsolongitudinal (dl) et la dorso-ventral (DV) muscles provoquent la Articulat de l&#39;ailela géométrie d&#39;ions pour générer une portance 10. Par conséquent, la coordination fonctionnelle de dl et dv muscles a été un sujet de recherche actif sous vol neurophysiologie. insectes attachés dans des environnements visuels programmés électroniquement a été la méthode la plus courante pour l&#39;étude de la neurophysiologie des comportements locomoteurs complexes 11,12. Arènes cylindrique composé de panneaux émettant de diode ont été utilisés pour ces environnements de réalité virtuelle, où les insectes volants sont attaché dans le milieu et le mouvement est simulé par la mise à jour dynamiquement l&#39;affichage visuel panoramique environnante. Dans le cas de petits insectes, tels que la mouche des fruits Drosophila, l&#39;attache est réalisée par fixation d&#39;une tige de métal sur le thorax dorsal des insectes et en plaçant la tige sous un aimant permanent 13,14. Cette méthode ne permet que la quantification des réponses motrices grâce à des observations visuelles avec des caméras à haute vitesse sans analyse électrophysiologique. De plus, cette méthod a été inefficace de suspendre le corps grand et plus lourd de Manduca sexta. Pour résoudre ce problème, nous avons bénéficié de cadres magnétique lévitation où léger frames avec des aimants attachés à leur fond sont en lévitation par des forces électromagnétiques. Lorsqu&#39;il est combiné avec des amplificateurs de neurones disponibles dans le commerce et les réseaux de DEL, cela fournit une plate-forme à la sortie de contrôle en vol moteur et enregistrer l&#39;électrophysiologie liés de Manduca sexta.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="579">
	<tbody>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:195px;">Coated stainless steel wire</td>
			<td style="width:113px;">A-M Systems</td>
			<td style="width:137px;">791900</td>
			<td style="width:135px;">0.008&#8217;&#8217; bare, 0.011&#8217;&#8217; coated, annealed</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:195px;">Flexible electrode wire</td>
			<td style="width:113px;"></td>
			<td style="width:137px;"></td>
			<td style="width:135px;">Litz or inductor wire can be used.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:195px;">Surface-mount FFC connector</td>
			<td style="width:113px;">Hirose Connector</td>
			<td style="width:137px;">FH28E-20S-0.5SH(05)</td>
			<td style="width:135px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:195px;">Tweezers</td>
			<td style="width:113px;">Grobet USA</td>
			<td style="width:137px;">N/A</td>
			<td style="width:135px;">Clean with 70% alcohol before use on the insect.</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:195px;">Kim-Wipes</td>
			<td style="width:113px;">Kimberly-Clark Worldwide</td>
			<td style="width:137px;">34155</td>
			<td style="width:135px;">Any size delicate-wipe tissues can be used.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:195px;">Teflon tape</td>
			<td style="width:113px;">N/A</td>
			<td style="width:137px;">N/A</td>
			<td style="width:135px;">5 mm width Teflon tape.</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:195px;">Hypodermic Needle</td>
			<td style="width:113px;">Becton Dickinson &#38; Co.</td>
			<td style="width:137px;">30511</td>
			<td style="width:135px;">20-30 gauge hypodermic needle can be used. Video showed 30 gauge.</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:195px;">Rigid Fixation Stick</td>
			<td style="width:113px;">N/A</td>
			<td style="width:137px;">N/A</td>
			<td style="width:135px;">Variety of materials can be used (e.g. coffee stirrers)</td>
		</tr>
		<tr height="126">
			<td height="126" style="height:126px;width:195px;">Insect Emergence Cage</td>
			<td style="width:113px;">N/A</td>
			<td style="width:137px;">N/A</td>
			<td style="width:135px;">Plastic pet cage lined with packing paper or similar padding. Ventilation holes are needed.</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:195px;">Thermal Cauterizer</td>
			<td style="width:113px;">Advanced Meditech International</td>
			<td style="width:137px;">CH-HI CT2103 (tip)</td>
			<td style="width:135px;">Optional equipment used for application of dental wax.</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:195px;">Dental Wax</td>
			<td style="width:113px;">Orthomechanics LC., Broken Arrow, Oklahoma</td>
			<td style="width:137px;">N/A</td>
			<td style="width:135px;">Optional material used for stabilizing the electrodes on the insect.</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:195px;">Magnetic Levitation Platform</td>
			<td style="width:113px;">N/A</td>
			<td style="width:137px;">N/A</td>
			<td style="width:135px;">Custom designed frame fabricated in-house with 3D prototyping</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:195px;">CA40 Instant Adhesive</td>
			<td style="width:113px;">3M</td>
			<td style="width:137px;">62-3803-0330-5</td>
			<td style="width:135px;">Avoid skin contact. Use gloves when handling.</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:195px;">70% Isopropyl alcohol</td>
			<td style="width:113px;">store brand</td>
			<td style="width:137px;"></td>
			<td style="width:135px;">Commercially available from many suppliers.</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:195px;">PCB Etchant</td>
			<td style="width:113px;">RadioShack</td>
			<td style="width:137px;">276-1535</td>
			<td style="width:135px;">Toxic if swallowed or ingested, skin irritant&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:195px;"></td>
			<td style="width:113px;"></td>
			<td style="width:137px;"></td>
			<td style="width:135px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">EQUIPMENT:</td>
			<td style="width:113px;"></td>
			<td style="width:137px;"></td>
			<td style="width:135px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:195px;">Name of Reagent/Material</td>
			<td style="width:113px;">Company</td>
			<td style="width:137px;">Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="231">
			<td height="231" style="height:231px;width:195px;">TBSI Neuroware Software</td>
			<td style="width:113px;">Triangle Biosystems International</td>
			<td style="width:137px;">N/A</td>
			<td style="width:135px;">NeuroWare v1.4. Software for importing .nex files obtained at Technologies, N. NeuroExplorer Code and Scripts. (2012).at http://www.neuroexplorer.com/code.html</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:195px;">TBSI Wireless Recording System</td>
			<td style="width:113px;">Triangle Biosystems International</td>
			<td style="width:137px;">W5 FI</td>
			<td style="width:135px;">USB Base station, headstage unit, charger</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:195px;">16 Channel Amplifier A-C Amplifier</td>
			<td style="width:113px;">A-M Systems&#160;</td>
			<td style="width:137px;">950000</td>
			<td style="width:135px;">Model 3500 (110 V)</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:195px;">Oscilloscope&#160;</td>
			<td style="width:113px;">Agilent Technologies&#160;</td>
			<td style="width:137px;">DSO1014A</td>
			<td style="width:135px;">Oscilloscope, 100 MHz, 4 channel</td>
		</tr>
		<tr height="120">
			<td height="120" style="height:120px;width:195px;">Microscope</td>
			<td style="width:113px;">N/A</td>
			<td style="width:137px;">N/A</td>
			<td style="width:135px;">5x magnification microscope to assist visualization during electronics construction.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:195px;">Ultrasonic Cleaner</td>
			<td style="width:113px;">ColeParmer</td>
			<td style="width:137px;">EW-08848-10</td>
			<td style="width:135px;">Ultrasonic Cleaner with Timer,&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

early metamorphic insertion technology for insect flight behavior monitoring

Early Metamorphosis Insertion Technology (EMIT) is a novel methodology for integrating microfabricated neuromuscular recording and actuation platforms on insects during their metamorphic development. Here, the implants are fused within the structure and function of the neuromuscular system as a result of metamorphic tissue remaking. The implants emerge with the insect where the development of tissue around the electronics during pupal development results in a bioelectrically and biomechanically enhanced tissue interface. This relatively more reliable and stable interface would be beneficial for many researchers exploring the neural basis of the insect locomotion with alleviated traumatic effects caused during adult stage insertions. In this article, we implant our electrodes into the indirect flight muscles of Manduca sexta. Located in the dorsal-thorax, these main flight powering dorsoventral and dorsolongitudinal muscles actuate the wings and supply the mechanical power for up and down strokes. Relative contraction of these two muscle groups has been under investigation to explore how the yaw maneuver is neurophysiologically coordinated. To characterize the flight dynamics, insects are often tethered with wires and their flight is recorded with digital cameras. We also developed a novel way to tether Manduca sexta on a magnetically levitating frame where the insect is connected to a commercially available wireless neural amplifier. This set up can be used to limit the degree of freedom to yawing &#8220;only&#8221; while transmitting the related electromyography signals from dorsoventral and dorsolongitudinal muscle groups.

Un schéma de la procédure globale d&#39;EMIT est présenté dans la figure 1, montrant les principales étapes du cycle métamorphique du sphinx et les étapes d&#39;insertion d&#39;électrode correspondantes. L&#39;insertion de l&#39;électrode doit être effectuée au stade de chrysalide fin 4 à 7 jours avant l&#39;éclosion. Ceci permet aux fibres musculaires à développer autour des électrodes et de fixer l&#39;implant dans l&#39;insecte. Le résultat typique d&#39;...

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Early Metamorphic Insertion Technology for Insect Flight Behavior Monitoring

We present a novel surgical procedure to implant electrodes in Manduca sexta during its early metamorphic stages. This technique allows mechanically stable and electrically reliable coupling with the neuromuscular tissue to study flight neurophysiology dynamics. We also present a novel magnetic levitation platform for tethered studies of insect yaw.

Début d&#39;insertion de technologie métamorphique des insectes Vol surveillance des comportements

Early Metamorphosis Insertion Technology (EMIT) is a novel methodology for integrating microfabricated neuromuscular recording and actuation platforms on ...

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Research

JoVE Journal

Behavior

14.4K vues.  North Carolina State University. We present a novel surgical procedure to implant electrodes in Manduca sexta during its early metamorphic stages. This technique allows mechanically stable and electrically reliable coupling with the neuromuscular tissue to study flight neurophysiology dynamics. We also present a novel magnetic levitation platform for tethered studies of insect yaw.

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Examining Recall Memory in Infancy and Early Childhood Using the Elicited Imitation Paradigm

The ability to recall the past allows us to report on details of previous experiences, from the everyday to the significant. Because recall memory is commonly assessed using verbal report paradigms in adults, studying the development of this ability in preverbal infants and children proved challenging. Over the past 30 years, researchers have developed a non-verbal means of assessing recall memory known as the elicited or deferred imitation paradigm. In one variant of the procedure, participants are presented with novel three-dimensional stimuli for a brief baseline period before a researcher demonstrates a series of actions that culminate in an end- or goal-state. The participant is allowed to imitate the demonstrated actions immediately, after a delay, or both. Recall performance is then compared to baseline or to performance on novel control sequences presented at the same session; memory can be assessed for the individual target actions and the order in which they were completed. This procedure is an accepted analogue to the verbal report techniques used with adults, and it has served to establish a solid foundation of the nature of recall memory in infancy and early childhood. In addition, the elicited or deferred imitation procedure has been modified and adapted to answer questions relevant to other aspects of cognitive functioning. The broad utility and application of imitation paradigms is discussed, along with limitations of the approach and directions for future research.

The elicited imitation procedure was established to examine the development of recall memory in infancy and early childhood. This procedure has been widely used to establish a solid foundation of the nature of recall memory in infancy and early childhood.

Examen Rappel Mémoire du nourrisson et de la petite enfance Utilisation du élicitées Imitation Paradigm

The ability to recall the past allows us to report on details of previous experiences, from the everyday to the significant. Because recall memory is ...

Recherche

Sciences du comportement

Protocol for Data Collection and Analysis Applied to Automated Facial Expression Analysis Technology and Temporal Analysis for Sensory Evaluation

We demonstrate a method for capturing emotional response to beverages and liquefied foods in a sensory evaluation laboratory using automated facial expression analysis (AFEA) software. Additionally, we demonstrate a method for extracting relevant emotional data output and plotting the emotional response of a population over a specified time frame. By time pairing each participant's treatment response to a control stimulus (baseline), the overall emotional response over time and across multiple participants can be quantified. AFEA is a prospective analytical tool for assessing unbiased response to food and beverages. At present, most research has mainly focused on beverages. Methodologies and analyses have not yet been standardized for the application of AFEA to beverages and foods; however, a consistent standard methodology is needed. Optimizing video capture procedures and resulting video quality aids in a successful collection of emotional response to foods. Furthermore, the methodology of data analysis is novel for extracting the pertinent data relevant to the emotional response. The combinations of video capture optimization and data analysis will aid in standardizing the protocol for automated facial expression analysis and interpretation of emotional response data.

A protocol for capturing and statistically analyzing emotional response of a population to beverages and liquefied foods in a sensory evaluation laboratory using automated facial expression analysis software is described.

Protocole de collecte de données et d&#39;analyse appliquée à la technologie d&#39;analyse de l&#39;expression du visage automatisé et analyse temporelle pour l&#39;évaluation sensorielle

We demonstrate a method for capturing emotional response to beverages and liquefied foods in a sensory evaluation laboratory using automated facial ...

An Objective and Child-friendly Assessment of Arm Function by Using a 3-D Sensor

Progressive and irreversible muscle atrophy characterizes Spinal Muscular Atrophy (SMA) and other similar muscle disorder diseases. Objective assessment of muscle functions is an essential and important, although challenging, prerequisite for successful clinical trials. Current clinical rating scales restrain the movement abnormalities to certain predefined coarse-grained individual items. The Kinect 3-D sensor has emerged as a low-cost and portable motion sensing technology used to capture and track people&#39;s movement in many medical and research fields. A novel approach using this 3-D sensor was developed and a game-like test was designed to objectively measure the upper limb function of patients with SMA. The prototype test targeted joint movement capability. While sitting in a virtual scene, the patient was instructed to extend, flex, and lift the whole arm in order to reach and place some objects. Both kinematic and spatiotemporal characteristics of upper limb movement were extracted and analyzed, e.g., elbow extension and flexion angles, hand velocity, and acceleration. The first study included a small cohort of 18 ambulant SMA patients and 19 age- and gender-matched healthy controls. A comprehensive analysis of arm movement was achieved; however, no significant difference between the groups were found due to the mismatch of patient&#39;s capability and the test difficulty. Based on this experience, a second version of the test consisting of a modified version of the first game with increased difficulties and a second game targeting muscle endurance were designed and implemented. The new test has not been conducted in any patient groups yet. Our work has demonstrated the potential capability of the 3-D sensor in assessing such muscle function and suggested an objective approach to complement the clinical rating scales.

An objective measure of muscle functions is challenging especially in children. Based on a commercially available digital 3-D sensor, a child-friendly gaming test was developed to assess upper limb function for clinical trials.

Une évaluation Objective et adaptée aux enfants de la fonction de bras en utilisant un capteur 3D

Progressive and irreversible muscle atrophy characterizes Spinal Muscular Atrophy (SMA) and other similar muscle disorder diseases. Objective assessment ...

Key Elements of Photo Attraction Bioassay for Insect Studies or Monitoring Programs

Optimized visual attractants will increase insect trapping efficiency by using the target insect&#39;s innate behaviors (positive photo-taxis) as a means to lure the insect into a population control or monitoring trap. Light emitting diodes (LEDs) have created customizable lighting options with specific wavelengths (colors), intensities, and bandwidths, all of which can be customized to the target insects. Photo-attraction behavioral bioassays can use LEDs to optimize the attractive color(s) for an insect species down to specific life history stages or behaviors (mating, feeding, or seeking shelter). Researchers must then confirm the bioassay results in the field and understand the limited attractive distance of the visual attractants.
The cloverleaf bioassay arena is a flexible method to assess photo attraction while also assessing a range of natural insect behaviors such as escape and feeding responses. The arena can be used for terrestrial or aerial insect experiments, as well as diurnal, and nocturnal insects. Data collection techniques with the arena are videotaping, counting contact with the lights, or physically collecting the insects as they are attracted towards the lights. The assay accounts for insects that make no-choice and the arenas can be single (noncompetitive) color or multiple (competitive) colors. The cloverleaf design causes insects with strong thigmotaxis to return to the center of the arena where they can view all the options in a competitive LED tests. The cloverleaf arena presented here has been used with mosquitoes, bed bugs, Hessian fly, house flies, biting midges, red flour beetles, and psocids. Bioassays are used to develop accurate and effective insect traps to guide the development and optimization of insect traps used to monitor pest population fluctuations for disease vector risk assessments, the introduction of invasive species, and/or be used for population suppression.

Photo-attraction bioassay arenas are used to determine the optimal light color(s) to maximize insect attraction; however bioassays and methods are specific to target insect behaviors and habitats. Customizable equipment and modifications are explained for nocturnal or diurnal and terrestrial or aerial insects.

Éléments clés de Photo Attraction Bioassay for Studies insectes ou les programmes de surveillance

Optimized visual attractants will increase insect trapping efficiency by using the target insect&#39;s innate behaviors (positive photo-taxis) as a means ...

A Wind Tunnel for Odor Mediated Insect Behavioural Assays

Olfaction is the most important sensory mechanism by which many insects interact with their environment and a wind tunnel is an excellent tool to study insect chemical ecology. Insects can locate point sources in a three-dimensional environment through the sensory interaction and sophisticated behavior. The quantification of this behavior is a key element in the development of new tools for pest control and decision support. A wind tunnel with a suitable flight section with laminar air flow, visual cues for in-flight feedback and a variety of options for the application of odors can be used to measure complex behaviour which subsequently may allow the identification of attractive or repellent odors, insect flight characteristics, visual-odor interactions and interactions between attractants and odors lingering as background odors in the environment. A wind tunnel holds the advantage of studying the odor mediated behavioural repertoire of an insect in a laboratory setting. Behavioural measures in a controlled setting provide the link between the insect physiology and field application. A wind tunnel must be a flexible tool and should easily support the changes to setup and hardware to fit different research questions. The major disadvantage to the wind tunnel setup described here, is the clean odor background which necessitates special attention when developing a synthetic volatile blend for field application.

Here, we describe the construction and use of a wind tunnel for odor mediated behavioural assays with insects. The wind tunnel design facilitates the release of odor sources by several methods, with and without visual stimuli. Wind tunnel experiments are important methods to identify behaviorally active volatile chemicals.

Une soufflerie pour odeur véhiculée par des tests comportements insectes

Olfaction is the most important sensory mechanism by which many insects interact with their environment and a wind tunnel is an excellent tool to study ...

Using Flight Mills to Measure Flight Propensity and Performance of Western Corn Rootworm, Diabrotica virgifera virgifera (LeConte)

The western corn rootworm, Diabrotica virgifera virgifera (LeConte) (Coleoptera: Chrysomelidae), is an economically important pest of corn in the northern United States. Some populations have developed resistance to management strategies including transgenic corn that produces insecticidal toxins derived from the bacterium Bacillus thuringiensis (Bt). Knowledge of western corn rootworm dispersal is of critical importance for models of resistance evolution, spread, and mitigation. Flight behavior of an insect, especially over a long distance, is inherently difficult to observe and characterize. Flight mills provide a means to directly test developmental and physiological impacts and consequences of flight in the laboratory that cannot be obtained in field studies. In this study, flight mills were used to measure the timing of flight activity, total number of flights, and the distance, duration, and speed of flights taken by female rootworms during a 22-h test period. Sixteen flight mills were housed in an environmental chamber with programmable lighting, temperature, and humidity control. The flight mill described is of a typical design, where a flight arm is free to rotate about a central pivot. Rotation is caused by flight of an insect tethered to one end of the flight arm, and each rotation is recorded by a sensor with a time-stamp. Raw data are compiled by software, which are subsequently processed to provide summary statistics for flight parameters of interest. The most difficult task for any flight mill study is attachment of the tether to the insect with an adhesive, and the method used must be tailored to each species. The attachment must be strong enough to hold the insect in a rigid orientation and to prevent detachment during movement, while not interfering with natural wing motion during flight. The attachment process requires dexterity, finesse, and speed, making video footage of the process for rootworms of value.

Using Flight Mills to Measure Flight Propensity and Performance of Western Corn Rootworm, Diabrotica virgifera virgifera LeConte

Flight mills are important tools for comparing how age, sex, mating status, temperature, or various other factors may influence an insect&#8217;s flight behavior. Here we describe protocols to tether and measure the flight propensity and performance of western corn rootworm under different treatments.

Utilisation de flight Mills pour mesurer la propension et la performance du ver de racine de maïs occidental, Diabrotica virgifera virgifera (LeConte)

The western corn rootworm, Diabrotica virgifera virgifera (LeConte) (Coleoptera: Chrysomelidae), is an economically important pest of corn in the northern ...

Nest Building Behavior as an Early Indicator of Behavioral Deficits in Mice

Nest building is an innate behavior in male and female rodents, even when raised in laboratory settings. As such, many researchers provide rodents synthetic and/or natural materials (such as twine, tissue, cotton, paper, and hay) as a gauge of their overall well-being and as an ancillary assessment to predict the possible decline in cognition. Typically, changes in nesting behaviors, such as failure to create a nest, indicate a change in health or welfare. In addition, nesting behavior is sensitive to many environmental and physiological challenges, as well as many genetic mutations underlying pathological disease states. The following protocol describes a nesting behavior paradigm that explores the usage of four types of nesting material. In addition, the protocol utilizes intraclass correlations to demonstrate that inter-rater reliability is higher when nests are constructed out of shredded paper compared to other common nesting materials such as cotton squares, paper twists, and soft cob bedding. The chosen methodology and statistical considerations (i.e., intraclass correlation) for this assay may be of interest for those conducting experiments assessing the quality of living of mice.&#160;

Here, we present a protocol to quantify nest building behavior in mice, which is known to be impaired in several neurological disorders and diseases. This protocol examines the utility of four materials and offers the opportunity to quantify the rater agreement in scoring, improving the validity and reliability of the assay.

Comportement de construction de nid comme indicateur tôt des déficits comportementaux chez les souris

Nest building is an innate behavior in male and female rodents, even when raised in laboratory settings. As such, many researchers provide rodents ...

A Novel Pavlovian Fear Conditioning Paradigm to Study Freezing and Flight Behavior

Fear- and anxiety-related behaviors significantly contribute to an organism&#8217;s survival. However, exaggerated defensive responses to perceived threat are characteristic of various anxiety disorders, which are the most prevalent form of mental illness in the United States. Discovering the neurobiological mechanisms responsible for defensive behaviors will aid in the development of novel therapeutic interventions. Pavlovian fear conditioning is a widely used laboratory paradigm to study fear-related learning and memory. A major limitation of traditional Pavlovian fear conditioning paradigms is that freezing is the only defensive behavior monitored. We recently developed a modified Pavlovian fear conditioning paradigm that allows us to study both conditioned freezing and flight (also known as escape) behavior within individual subjects. This model employs higher intensity footshocks and a greater number of pairings between the conditioned stimulus and unconditioned stimulus. Additionally, this conditioned flight paradigm utilizes serial presentation of pure tone and white noise auditory stimuli as the conditioned stimulus. Following conditioning in this paradigm, mice exhibit freezing behavior in response to the tone stimulus, and flight responses during the white noise. This conditioning model can be applied to the study of rapid and flexible transitions between behavioral responses necessary for survival.

Defensive behavioral responses are contingent upon threat intensity, proximity, and context of exposure. Based on these factors, we developed a classical conditioning paradigm that elicits clear transitions between conditioned freezing and flight behavior within individual subjects. This model is crucial for the understanding the pathologies involved in anxiety, panic, and post-traumatic stress disorders.

Un nouveau paradigme pavlovien de conditionnement de la peur pour étudier le gel et le comportement de vol

Fear- and anxiety-related behaviors significantly contribute to an organism&#8217;s survival. However, exaggerated defensive responses to perceived threat ...

The Participant-Reported Implementation Update and Score (PRIUS): A Novel Method for Capturing Implementation-Related Data Over Time

"Implementation" of new initiatives in healthcare settings typically encompasses two distinct components: a "clinical intervention" plus accompanying "implementation strategies" that support putting the clinical intervention into day-to-day practice. A novel clinical intervention, for example, might consist of a new medication, a new protocol, a new device, or a new program. As clinical interventions are not self-implementing, however, they nearly always require effective implementation strategies in order to succeed. Implementation strategies set out to engage healthcare providers, staff and patients in ways that increase the likelihood of the new initiative being successfully adopted, a process that often involves behavior change and new ways of thinking by participants. One of the challenges in studying implementation is that it can be difficult to collect data about the status and progress of implementation, including participants' own perspectives and experiences concerning implementation to date. This protocol describes a novel method for collecting and analyzing data related to ongoing implementation called the Participant-Reported Implementation Update and Score, or PRIUS. The PRIUS method allows for the efficient and systematic capture of qualitative and quantitative data that can provide a detailed and nuanced account of implementation over time and from multiple viewpoints. This longitudinal method can enable researchers, as well as implementation leaders and organizational stakeholders, to monitor implementation progress more closely, conduct formative evaluation, identify improvement opportunities, and gauge the effect of any implementation changes on a rolling basis.

The Participant-Reported Implementation Update and Score PRIUS: A Novel Method for Capturing Implementation-Related Data Over Time

This protocol describes a novel method for collecting and analyzing data related to ongoing implementation called the Participant-Reported Implementation Update and Score (PRIUS). The PRIUS method allows for the efficient and systematic capture of data over time and from multiple viewpoints in healthcare settings.

La mise à jour et la note de mise en œuvre rapportées par les participants (PRIUS) : une nouvelle méthode pour saisir les données liées à la mise en œuvre au fil du temps

"Implementation" of new initiatives in healthcare settings typically encompasses two distinct components: a "clinical intervention" plus accompanying ...

Embryo Microinjection and Knockout Mutant Identification of CRISPR/Cas9 Genome-Edited Helicoverpa Armigera (H&#252;bner)

The cotton bollworm, Helicoverpa armigera, is one of the most destructive pests in the world. A combination of molecular genetics, physiology, functional genomics, and behavioral studies has made H. armigera a model species in Lepidoptera Noctuidae. To study the in vivo functions of and interactions between different genes, clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/ associated protein 9 (Cas9) genome editing technology is a convenient and effective method used for performing functional genomic studies. In this study, we provide a step-by-step systematic method to complete gene knockout in H. armigera using the CRISPR/Cas9 system. The design and synthesis of guide RNA (gRNA) are described in detail. Then, the subsequent steps consisting of gene-specific primer design for guide RNA (gRNA) creation, embryo collection, microinjection, insect rearing, and mutant detection are summarized. Finally, troubleshooting advice and notes are provided to improve the efficiency of gene editing. Our method will serve as a reference for the application of CRISPR/Cas9 genome editing in H. armigera as well as other Lepidopteran moths.

Embryo Microinjection and Knockout Mutant Identification of CRISPR/Cas9 Genome-Edited Helicoverpa Armigera H&amp;#252;bner

Presented here is a protocol of Helicoverpa armigera (H&#252;bner) embryo microinjection and knockout mutant identification created by CRISPR/Cas9 genome editing. Mutant insects enable further research of gene function and interaction among different genes in vivo.

Microinjection embryonnaire et identification des mutants Knockout de l’Helicoverpa Armigera éditée par le génome CRISPR/Cas9 (Hübner)

The cotton bollworm, Helicoverpa armigera, is one of the most destructive pests in the world. A combination of molecular genetics, physiology, functional ...