Nous tenons à remercier Michael Dubbert, Oliver Hoffmann, Hans Scharstein, Jan Sydow et Anne Wosnitza d&#39;assistance technique excellente. Cette étude a été soutenue par la DFG octroi Bu 857 / 8,10 à AB

1. La surface de marche La surface de marche noir est constitué de deux plaques de laiton recouvert définitivement assemblés côte à côte et électriquement isolées l&#39;une de l&#39;autre par un large bande de 2mm à 2 composants de la colle époxy (UHU plus, UHU GmbH, Allemagne) directement sous l&#39;axe longitudinal du l&#39;animal. Elles produisent une surface totale de 13.5x15.5cm (figure 1). La séparation des demi-plans pour les jambes gauche et droite permet la surveillance indépendante de contact du tarse pour une seule jambe de chaque côté. <ol><li> La plaque est lubrifié avec un mélange glycérine / eau à un ratio de 95 pièces de glycérine à 5 parties saturées solution de NaCl à transmettre glissance et la conductivité électrique, la viscosité est d&#39;environ 430cStokes (Shankar et Kumar, 1994). </li><li> Le mélange est appliqué directement sur la surface et est dispersée avec un morceau de tissus mous pour assurer une épaisseur totale de 0,1-0.2mm. </li></ol> 2. Configuration stimulation optique <ol><li> Marcher épisodes sont déclenchés à l&#39;aide de deux projecteurs tels que décrits par Scharstein (1989) pour projeter un motif rayé sur deux rondes, des écrans en verre dépoli (diamètre 130mm, écrans Marata, LINOS Photonics, Göttingen, Allemagne) qui sont positionnés à une distance d&#39;env. 70mm à partir des yeux, et à un angle de 45 ° à l&#39;avant gauche et droite de la plaque (Fig.1). La longueur d&#39;onde du motif rayé est maintenu constant à λ = 21 °. La fréquence de contraste des stimuli en mouvement peut être varié entre 0,35, 0,72, 1,07 et 1.49Hz. Comme la réaction des animaux dépend uniquement de la fréquence ω contraste / λ (ω = vitesse angulaire, λ = longueur d&#39;onde motif) si le contraste modèle est assez élevé (Fermi et Reichhardt, 1963), nous ne varie pas au cours des expériences λ . La luminance des bandes lumineuses sur le côté de l&#39;animal est d&#39;environ 15cd/m2 et le contraste 0.8. L&#39;œil composé de l&#39;insecte bâton (Carausius morosus) dispose de 24 ommatidies dans l&#39;axe dorso-ventral (Friza, 1928) et un peu plus dans l&#39;axe rostro-caudal. Comme l&#39;angle de divergence de l&#39;œil phasme est en moyenne de 6,2 ° (Jander et Volk-Henrichs, 1970) de notre longueur d&#39;onde modèle était environ 4 fois l&#39;angle de la ommatidies. Les expériences sont mis en place dans une cage de Faraday et de sombres effectuées dans une pièce sombre à 20-22 ° C. </li><li> Avant la marche est induite par un modèle progressif sur les deux écrans où les rayures sur l&#39;écran chaque déménagement vers l&#39;extérieur, ou un seul faisceau noir sur fond blanc placé entre les écrans </li><li> Le tournage est induite par le déplacement des bandes dans le même sens sur les deux écrans. Nous n&#39;avons pas trouvé une corrélation entre la vitesse de déplacement et les rayures de l&#39;angle du virage. Une fois la luminance de l&#39;rayures sont mis à induire la marche, il ne nécessite généralement pas de réglage supplémentaire, mais il peut être ajusté pour différents animaux selon les besoins par la tension des lampes halogènes dans les projecteurs. </li></ol> 3. Préparer l&#39;animal expérimental <ol><li> Femme phasmes adulte (Carausius morosus) sont collés (ciment dentaire, ProTempII, 3M ESPE, Seefeld, Allemagne) face ventrale vers le bas sur un bâton mince balsa (3x5x100mm, LxHxP), qui est inséré dans un tube de laiton qui a de multiples connecteurs. L&#39;animal est maintenu enfoncé pendant environ une minute jusqu&#39;à ce que la colle est au moins partiellement, durci. </li><li> La tête et les jambes dépassent de l&#39;avant et à côté de la cheville pour permettre leur libre circulation. La zone de la coxae de toutes les jambes ainsi que la majeure partie de l&#39;abdomen doit être laissé libre de colle. </li><li> La tête d&#39;insecte, le thorax et les extrémités distales de chaque fémur et le tibia sont marqués avec des pigments fluorescents (Dr Kremer Farbmühle, Aichstetten, Allemagne) mélangé avec du ciment dentaire pour le suivi de la vidéo plus tard. </li></ol> 4. Placement des électrodes EMG L&#39;activité musculaire des muscles de la jambe différents, tels que, dans cet exemple, le rapporteur et les muscles coxae écarteur, qui sont situés dans le thorax et la prolongation cause (mouvement vers l&#39;avant) et la rétraction (mouvement vers l&#39;arrière) de la jambe, est enregistrée au moyen d&#39;électrodes EMG implanté dans le thorax. Tous les enregistrements EMG sont différentiellement amplifiés. Le signal a été amplifié dans un préamplificateur 100x (électronique atelier, Institut de Zoologie, Cologne), passe-bande filtrée, (100Hz-2000Hz), encore amplifié (10x), et importées via un convertisseur AD en Spike2 (Vers.5.05, DEC, Cambridge, UK). <ol><li> Les électrodes sont faites de fils de cuivre revêtu (Elektrisola, Eckernhagen, Allemagne; 47μm de diamètre extérieur). Pour une électrode, deux fils sont d&#39;abord enduit avec de la colle, puis, les deux fils sont tordus collante autour de l&#39;autre </li><li> À une extrémité les extrémités des fils torsadés sont soudées à une mini-fiche. À l&#39;autre bout les fils sont coupés pour fournir termine propre sans isolation pour l&#39;insertion dans l&#39;animal. </li><li> Les électrodes EMG sont PluggeD dans le petit connecteur à l&#39;extrémité du tube de laiton. </li><li> Une broche Minuten est utilisé pour percer des trous dans la cuticule petites </li><li> Les extrémités coupées de l&#39;électrode sont ensuite séparés et inséré dans un muscle à environ 1mm de distance les uns des autres, qui, dans notre expérience, donne un bon signal à bruit. Il faut prendre soin de ne pas insérer les électrodes trop profondément dans le muscle afin d&#39;éviter sa détérioration. La figure 2 montre l&#39;emplacement des électrodes dans le thorax de l&#39;animal. La figure 3 montre un animal avec les fils électrodes en place. </li><li> Nous utilisons une petite goutte de colle histoacrylic (3M Vetbond, St.Paul, MN, USA) pour maintenir les fils en place. </li><li> Un fil de terre est inséré dans l&#39;abdomen. </li></ol> 5. Enregistrement de la contacter tarsien Contactez-tarsien est toujours enregistré avec des traces EMG. Depuis la surface glissante est divisé en deux moitiés, un maximum de deux controlatéral contacts tarse peut être enregistré dans le même temps. À cette fin, la jambe est utilisé comme un &quot;interrupteur&quot; pour fermer un circuit entre la plaque et l&#39;amplificateur. Le courant peut être appliquée aux plaques séparément par deux prises à la base de chaque plaque. Nous pouvons générer deux signaux carrés avec 2-4mV amplitudes avec un générateur d&#39;impulsions (Modèle MS501, électronique atelier, Institut de Zoologie, Cologne) qui sont la phase retardée de 90 °. Les signaux sont atténués de 60dB (/ 1000) et appliquée aux deux moitiés de la surface glissante. Dans cette expérience, nous n&#39;utilisons que l&#39;un des deux signaux. Il est simultanément introduit dans un lock-in-amplificateur comme un signal de référence. Le lock-in-amplificateur 2-phase (Atelier d&#39;électronique, Institut de Zoologie, Cologne) amplifie sélectivement les signaux que de la même fréquence et de phase que le signal de référence fourni. Un second canal ne détecte que le signal de 90 ° phase retardée. Signaux de bruit à des fréquences autres que la fréquence de référence sont rejetés et ne pas affecter la mesure. Le signal de sortie de l&#39;amplificateur est alimenté dans un convertisseur AD (Micro 1401k II, DEC, Cambridge, UK) et numérisé à l&#39;aide Spike2. Entre touch-down et le décollage du tarse sur et à partir de la surface glissante, le courant de la plaque par le biais du tarse et le tibia dans le fil de cuivre (voir ci-dessous: 5.3 à 5.8). L&#39;amplificateur choisi a une résistance d&#39;entrée élevée (1MOhm) et la tension du signal est très faible afin d&#39;éviter d&#39;affecter le comportement de marche de l&#39;animal. Le courant traversant le tarse et le tibia est entre 2 et 4NA. Le délai du signal pendant touch-down, entre l&#39;entrée dans le lubrifiant et la surface de contact est inférieure à 1 ms. La transition du signal de contact pendant le décollage est moins raide et plus retardée. Cela est dû à la déchirure retardée du lubrifiant à partir du tarse par un effet de capillarité et en raison du mouvement de la jambe, sans terminer le décollage de la phase d&#39;oscillation. <ol><li> Le tube de laiton avec le bâton de balsa pour lequel l&#39;animal est collé est inséré dans un micromanipulateur pour permettre le réglage de hauteur de l&#39;animal entre 7 et 12mm au-dessus de la surface glissante, ce qui correspond à la hauteur lors de la marche libre. </li><li> Afin de mesurer le flux de courant à chaque fois le tarse des insectes de la jambe surveillée est sur le terrain, un fils (47μm de diamètre) est découpé en morceaux d&#39;environ 15cm de long. </li><li> L&#39;isolation d&#39;un cuivre est éliminé par l&#39;brûlant avec de l&#39;alcool. </li><li> Une boucle est formée avec une extrémité du fil et a glissé sur le tarse de l&#39;animal </li><li> La boucle est liée à l&#39;extrémité distale du tibia pour fournir un bon contact entre l&#39;animal et du fil. </li><li> Le fil est ensuite fixé sur le thorax de l&#39;animal avec une goutte de colle à deux composants (ProTempII, voir ci-dessus), et relié à l&#39;amplificateur différentiel par une pince crocodile. </li><li> Pour améliorer la conductivité du fil à ses extrémités, une goutte de crème électrode est appliquée (Marquette Hellige, Freiburg, Allemagne) sur les zones de contact. </li><li> La force du signal est ensuite testé sur le moniteur. Grâce aux propriétés filtre passe-bas de la serrure-dans-amplificateur (10ms de temps constant) et le lift-off/touch-down progressive du tarse, le signal n&#39;est pas un signal exacte carrés. On dispose donc de définir des seuils adaptés à proximité du point de transition afin de déterminer le moment exact de contact du tarse et vérifier manuellement chaque événement déterminé par le logiciel de numérisation. Basé sur le contact du tarse, nous avons défini le moment où le tarse d&#39;une jambe a été donnée sur le terrain que la position et le moment où il était dans l&#39;air comme la phase d&#39;oscillation. </li><li> Le signal de déclenchement de l&#39;appareil photo est enregistrée simultanément avec la trace du signal EMG et de contact du tarse, et permet à un cadre précis par corrélation cadre du comportement et des traces enregistrées. </li></ol> 6. Enregistrement optique des mouvements de la jambe pour l&#39;analyse numérique La fréquence approfondissement de phasmes sur les surfaces glissantes peuvent atteindre 3-4Hz (Graham et Cruse, 1981). <ol><li>Avant d&#39;enregistrer des séquences de marche, un miroir est placé à un angle de 45 ° derrière l&#39;animal d&#39;avoir un moniteur visuel supplémentaire pour les touch-down. La caméra est déclenchée à l&#39;extérieur et les images sont introduits dans un PC via une interface FireWire. </li><li> Nous enregistrons la marche des séquences d&#39;en haut avec une caméra vidéo à haute vitesse (F-033C Marlin, Allied Vision Technologies, Stadtroda, Allemagne) à 100fps pour analyser les mouvements des jambes numériquement, et les corréler avec l&#39;activité EMG et le contact du tarse. </li><li> Pendant l&#39;enregistrement de séquences de marche, l&#39;animal est illuminé de bleu matrices de diodes (30-50V DC, 24cd luminance, Atelier d&#39;électronique, Institut de Zoologie, Université de Cologne), qui sont ajustés en intensité pour éclairer les marqueurs fluorescents. Selon la littérature (Schlegtendal, 1934), les phasmes ne possèdent pas la vision des couleurs et nous n&#39;avons pas observé un effet négatif de l&#39;illumination UV sur la réponse de tourner. Un filtre jaune en face de la lentille de la caméra supprime la courte longueur d&#39;onde de la lumière d&#39;activation et donne un contraste plus élevé pour les enregistrements vidéo. </li><li> Les fichiers vidéo peuvent être analysés en utilisant un logiciel de suivi de mouvement (WINanalyze, Vers.1.9, Mikromak service, Berlin, Allemagne). </li></ol> 7. Enregistrement de séquences de marche <ol><li> Comme un contrôle, d&#39;abord une séquence de marche avec un animal intact est enregistrée. </li><li> La vitesse du motif rayé est réglé, et le modèle et l&#39;enregistrement vidéo sont lancés à peu près au même moment. </li><li> Si l&#39;animal ne commence pas la locomotion spontanée, elle peut être stimulée à l&#39;abdomen avec une brosse (Bassler et Wegener, 1983), ou par une bouffée d&#39;air pour les antennes. Dans ce cas, les animaux touchés sur le côté gauche de l&#39;abdomen ont tendance à tourner à gauche et vice versa. Le motif rayé est maintenu en mouvement jusqu&#39;à ce que l&#39;animal s&#39;arrête de marcher ou jusqu&#39;à ce que après 3 minutes d&#39;enregistrements continus. </li><li> Afin de tester dans quelle mesure l&#39;activité musculaire à la jambe dépend entrée sensorielle à partir jambes voisins, l&#39;animal est amené à autotomize ses jambes. Le site d&#39;autotomie se referme naturellement en quelques secondes. Un exemple d&#39;un animal à l&#39;avant et les pattes arrière autotomized est montré dans la figure 3. </li><li> Par exemple, pour des expériences avec des animaux ayant une seule jambe du milieu, on induit autotomie des pattes pro et métathoraciques en pinçant le fémur proximal avec une paire de pinces (Schmidt et Grund, 2003) ou de couper les jambes au niveau de l&#39;os coxal après l&#39;enregistrement de l&#39;animal intact. Après cela, un minimum de 30min pour le temps de récupération est donné à l&#39;animal. </li><li> Ensuite nous enregistrons de nouvelles séquences de marche comme avant. Dans les préparations réduite, nous avons souvent besoin de provoquer la marche à l&#39;aide coups de pinceau de peinture. </li></ol> 8. Les résultats représentatifs: <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig1.jpg" alt="Figure 1" /> Figure 1 Montage expérimental; A:. Photo d&#39;un phasme attachés dessus de la surface glissante, a marqué avec des pigments fluorescents pour le suivi de la jambe et câblées pour enregistrement EMG et la mesure sans contact du tarse. B: schéma de câblage pour l&#39;enregistrement de la jambe double contact du tarse pendant la marche sur la surface glissante. <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig2.jpg" alt="Figure 2" /> Figure 2. Positions pour le placement des électrodes EMG dans les muscles rapporteur et enrouleur dans le thorax de la jambe moyenne bâton insecte. ML: patte médiane; FL: jambe avant <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig3.jpg" alt="Figure 3" /> Figure 3. Bâton insectes avec des fils de l&#39;EMG dans les muscles pro-et rétracteurs de la jambe moyenne en place; pattes avant et arrière ont été enlevés pour étudier l&#39;effet de la présence de jambes voisins sur la cinématique et l&#39;activité musculaire des jambes du milieu dans la préparation réduite. <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig4.jpg" alt="Figure 4" /> Figure 4. Exemple de traces d&#39;enrouleur activité EMG avec signal de référence de contact du tarse dans une jambe à l&#39;intérieur du Moyen-pendant le tournage. Au début de la trace (la première boîte bleue) de l&#39;écarteur est actif pendant la position, tandis que la jambe est en contact au sol (&quot;circuit fermé&quot;), indiquant que la jambe fait avancer les étapes; après un passage de courte durée (seconde boîte bleue), le écarteur est actif pendant le swing, tandis que la jambe est dans l&#39;air (&quot;circuit ouvert&quot;, troisième boîte bleue), montrant l&#39;apparition de pas en arrière dirigé. <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig5.jpg" alt="Figure 5" /> Figure 5. Capture d&#39;écran d&#39;un enregistrement de l&#39;rapporteur (trace supérieure) et écarteur (milieu de trace) les muscles et la trace de contact enregistrées simultanément tarse (oligo-bas). Notez l&#39;activité en alternance dans les traces EMG qui correspond à l&#39;activité des deux muscles dans le cycle étape, qui est l&#39;activité rapporteur juste avant et pendantbalançoire, lorsque la trace du tarse contact signale la perte de contact avec le sol, et l&#39;activité écarteur pendant et après touch-down du tarse, quand la jambe est en position. L&#39;insert montre le fichier vidéo correspondant correspondant à cet enregistrement qui est utilisé pour vérifier le comportement de l&#39;animal.

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Physiologie. 70, 425-447 (1970).</li><li>Kirschfeld, K., Zettler, F., Weiler, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+resolution+of+lens+and+compound+eyes.">The resolution of lens and compound eyes.</a> Neural Principles in Vision. , 354-370 (1976).</li><li>Kutsch, W., Schwarz, G., Fischer, H., Kautz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wireless+transmission+of+muscle+potentials+during+free+flight+of+a+locust.">Wireless transmission of muscle potentials during free flight of a locust.</a> J Exp Biol. 185, 367-373 (1993).</li><li>Scharstein, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+universal+projector+for+optomotor+stimulation.">A universal projector for optomotor stimulation.</a> , (1985).</li><li>Schlegtendal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beitrag+zum+Farbensinn+der+Arthropoden.">Beitrag zum Farbensinn der Arthropoden.</a> Zeitschr. f. vergl. Physiologie. 20, 573-581 .</li><li>Schmidt, J., Grund, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rhythmic+activity+in+a+motor+axon+induced+by+axotomy.">Rhythmic activity in a motor axon induced by axotomy.</a> Neuroreport. 14, 1267-1271 (2003).</li><li>Shankar, P. N., Kumar, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+Determination+of+the+Kinematic+Viscosity+of+Glycerol-Water+Mixtures.">Experimental Determination of the Kinematic Viscosity of Glycerol-Water Mixtures.</a> Proc. Mathematical and Physical Sci. 444, 573-581 (1994).</li><li>Tryba, A. K., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-Joint+coordination+during+walking+and+foothold+searching+in+the+Blaberus+cockroach+I.+Kinematics+and+electromyograms.">Multi-Joint coordination during walking and foothold searching in the Blaberus cockroach I. Kinematics and electromyograms.</a> J Neurophysiol. 83, 3323-3336 .</li><li>Tryba, A. K., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-Joint+coordination+during+walking+and+foothold+searching+in+the+Blaberus+cockroach.+II.+Extensor+motor+neuron+pattern.">Multi-Joint coordination during walking and foothold searching in the Blaberus cockroach. II. Extensor motor neuron pattern.</a> J Neurophysiol. 83, 3337-3350 .</li><li>Tsuchida, Y., Hama, N., Takahata, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+optical+telemetry+system+for+underwater+recording+of+electromyogram+and+neuronal+activity+from+non-tethered+crayfish.">An optical telemetry system for underwater recording of electromyogram and neuronal activity from non-tethered crayfish.</a> J Neurosci Methods. 137, 103-109 (2004).</li><li>Wang, H., Ando, N., Kanzaki, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Active+control+of+free+flight+maneuvers+in+a+hawkmoth,+Agrius+convolvuli.">Active control of free flight maneuvers in a hawkmoth, Agrius convolvuli.</a> J Exp Biol. 211, 423-432 (2008).</li></ol>

Nous avons décrit une configuration qui permet la génération optiquement induite de transformer les comportements et les permis dans une large mesure le découplage de l&#39;activité neuronale de marche générées par les effets passive provoquée par le déplacement mécanique de la marche d&#39;autres membres sur le terrain. Flux d&#39;informations potentielles entre les jambes à travers le système nerveux au sujet des forces de réaction au sol ou contactez tarse, d&#39;autre part, est encore possible et permet à l&#39;expérimentateur d&#39;étudier l&#39;influence de ces informations dans la préparation réduite. Les principaux avantages de la configuration surface glissante comprennent que les animaux montrent une tendance très forte à marcher, et contrairement à la marche ou le pied sur une treadwheel, l&#39;animal peut effectuer des mouvements de swing et la phase d&#39;appui dans toutes les directions de la marche naturelle. En outre, les degrés de liberté pour toutes les pattes de l&#39;animal permettent de réaliser la courbe de marche si elle est une préparation intacte ou semi-intactes. Parce que les jambes ne peuvent pas être passivement manipulée par le simple mouvement vers l&#39;avant de l&#39;animal ou le mouvement du substrat en dessous, chaque mouvement reflète la puissance du moteur de cette jambe (Cruse, 1976; Graham et Wendler, 1981). La configuration est très approprié pour étudier les bases neuronales des comportements adaptatifs tels que le tournage ou en avant vs marche arrière, parce que l&#39;on peut combiner des enregistrements électrophysiologiques de l&#39;activité motrice de l&#39;analyse de la cinématique mouvements des membres. Nous avons utilisé la réponse optomoteur l&#39;insecte bâton à susciter la marche. Les réponses de l&#39;animal à l&#39;rayures tournantes montrent leur volonté de réaliser la courbe de marche alors attaché sur la surface glissante. Le plus surprenant pour nous, les jambes unique en une seule jambe préparation qualitative montrent le même schéma que le déplacement chez l&#39;animal intact. Nous avons donc raison de croire que le contrôle de la marche courbe peut fonctionner pratiquement sans coordination entrée sensorielle à partir jambes voisins. Il sera important de tester dans d&#39;autres expériences si l&#39;activité des neurones moteurs de la jambe enlevée est également influencée par le modèle optomoteur. La configuration peut facilement être modifié pour permettre l&#39;étude d&#39;autres tâches telles que droites avant et en arrière la marche en plaçant une seule rayure à l&#39;avant de l&#39;animal ou en tirant doucement les antennes. La mesure précise de contact avec le sol nous permet de corréler l&#39;activité musculaire et la position de la jambe. La haute résolution temporelle de ce signal contact électrique est mieux que 1ms et nous conduit à un nouvel aperçu du calendrier de l&#39;interrupteur du swing au phase d&#39;appui. La résolution est pire pour la position de balancer de transition en raison du retard en cisaillement du lubrifiant conducteur et une absence de besoin d&#39;une complète lift-off lors de la protraction sur la surface glissante. Néanmoins, les connaissances sur la balançoire précis pour la transition attitude est une étape particulièrement utile en premier si nous voulons comprendre les mécanismes que le timing de muscle de contrôle et la coordination des activités des muscles de la jambe dans différents contextes de comportement (voir aussi: Büschges et al, 2008;. Büschges &amp; Gruhn 2008). Comme exemple, nous avons utilisé l&#39;écarteur et les muscles coxae rapporteur de la jambe du milieu et justement son activité corrélée avec la commutation, du swing au phase d&#39;appui pendant que nous surveillés simultanément le contexte comportemental dans lequel la jambe a été utilisé. À cette fin, nous avons induit la marche et l&#39;activité musculaire enregistrée en continu. Une jambe peut être donnée une à l&#39;intérieur ou une jambe à l&#39;extérieur, selon le sens de rotation. Dans la jambe milieu step, agissant comme une jambe à l&#39;intérieur dans le sens fonctionnel, on peut observer que les muscles rétracteurs et du rapporteur peut à la fois le travail que les muscles attitude fonctionnelle, car la jambe vers l&#39;arrière par intermittence produit étapes, en plus de pas en avant réalisé (voir Fig.4 ). Le électromyogrammes (EMG) de deux muscles ont été rectifiées et normalisé à l&#39;époque de touch-down et la latence des pics premier muscle a été calculée. Fait intéressant, les latences des deux muscles à l&#39;égard de décollage et touch-down dépendent de la fonction du muscle comme le swing ou de la position respective des muscles (voir Fig.4) et non sur le muscle lui-même, et ne montrent que des modifications mineures dans la moment d&#39;apparition de l&#39;activité. La plupart des explications pour le changement d&#39;état du swing à la position supposer que les signaux sensoriels de déclencher des contacts tarsien le début de la posture. La question intéressante de la façon dont les latences courtes entre touch-down et de l&#39;activation des muscles dans le phasme est apporté et sur ce que l&#39;information sensorielle qu&#39;ils dépendent peuvent désormais être traitées avec la configuration modifiée. En résumé, nous montrons une configuration surface glissante qui nous permet de recueillir de manière fiable à marcher tout droit et la courbe de phasmes stationnaire. Cinématique, l&#39;activité musculaire et le moment de toucher des roues du tarse et de lift-off peuvent être surveillés et corrélé dans les deux différents comportementales contexts au même moment. Cela nous donne un excellent outil pour étudier le lien entre l&#39;activité musculaire détaillé et le contexte de comportement pour une seule jambe, ainsi que dans l&#39;animal intact et les mécanismes sous-jacents.

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		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>2-component epoxy glue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>UHU plus, UHU GmbH, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>glass screens (diameter 130mm)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Marata screens, Linos Photonics, G&#246;ttingen, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>dental cement</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>ProTemp II, 3M ESPE, Seefeld, Germany</td>
<td>3M Id : 70-2011-0358-0 Catalog Number : 46430</td>
<td>Available through 3M (<a href="http://www.3m.com/">http://www.3m.com/</a>)or dental suppliers</td>
</tr>
<tr>
<td>fluorescent pigments </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dr. Kremer Farbm&#252;hle, Aichstetten, Germany</td>
<td>Cat.#s: i.e 56200 Fluorescent Pigment Golden Yellow 56350 Fluorescent Pigment Flame Red</td>
<td><a href="http://kremer-pigmente.de/en">http://kremer-pigmente.de/en</a> or <a href="http://www.kremerpigments.com/
">http://www.kremerpigments.com/</a>
</td>
</tr>
<tr>
<td>histoacrylic glue </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>3M Vetbond, St.Paul, MN, USA</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>supplier: WPI</td>
</tr>
<tr>
<td>coated copper wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Elektrisola Eckernhagen</td>
<td>&nbsp;</td>
<td><a href="http://www.elektrisola.com/">http://www.elektrisola.com/</a></td>
</tr>
<tr>
<td>electrode cream </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Marquette Hellige, Freiburg, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Product is now discontinued, we suggest for example: <a href="www.grasstechnologies.com">www.grasstechnologies.com</a></td>
</tr>
<tr>
<td>pulse generator </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model MS501, electronics workshop, Zoological Institute, Cologne, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>lock-in-amplifier </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>electronics workshop, Zoological Institute, Cologne, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>AD converter </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Micro 1401k II, CED, Cambridge, UK</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>preamplifier </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>electronics workshop, Zoological Institute, Cologne, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>high speed video camera </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Marlin F-033C, Allied Vision Technologies, Stadtroda, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>UV LED arrays </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>30-50V DC, electronics workshop, Zoological Institute, Cologne, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&lambda;390-395nm 
Luminance 24cd</td>
</tr>
<tr>
<td>Digitalizing software Spike2 </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Vers.5.05, CED, Cambridge, UK</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>motion tracking software </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>(WINanalyze, Vers.1.9, Mikromak service, Berlin, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

studying the neural basis of adaptive locomotor behavior in insects

Etudier les bases neurales de la marche de comportement, l&#39;un se heurte souvent au problème qu&#39;il est difficile de séparer la production neuronale produite intensification de ces mouvements de la jambe qui résultent de forces passives et les interactions avec d&#39;autres jambes à travers le contact commun avec le substrat. Si nous voulons comprendre, qui s&#39;inscrit dans un mouvement donné est produit par la sortie du système nerveux moteur, analyse cinématique des mouvements pas à pas, par conséquent, doit être complétée par des enregistrements électrophysiologiques de l&#39;activité motrice. L&#39;enregistrement de l&#39;activité neuronale ou musculaire chez un animal un comportement est souvent limité par l&#39;équipement d&#39;électrophysiologie qui peut contraindre l&#39;animal dans sa capacité à se déplacer avec autant de degrés de liberté que possible. Cela peut être évité en utilisant des électrodes implantables et ensuite avoir le déplacement des animaux sur une longe longue (ie Clarac et al, 1987;. Duch &amp; Pflüger, 1995; Böhm et al, 1997;. Gruhn &amp; Rathmayer, 2002) ou en transmettant les données en utilisant des dispositifs télémétriques (Kutsch et al, 1993; Fischer et al, 1996;. Tsuchida et al 2004;. Hama et al, 2007;.. Wang et al, 2008). Ces deux méthodes élégantes, qui sont utilisés avec succès dans les grands arthropodes, s&#39;avèrent souvent difficiles à appliquer dans la marche des insectes plus petits, qui soit facilement se coincer dans la longe longue ou sont entravés par le poids de l&#39;appareil télémétrique et ses batteries. En outre, dans tous ces cas, il est encore impossible de distinguer entre la base purement neuronale de la locomotion et les effets exercés par couplage mécanique entre les jambes de marche à travers le substrat. Une solution à ce problème est de mener des expériences dans un animal attaché qui est libre de se promener en place et qui est localement suspendu, par exemple sur une surface glissante, ce qui élimine efficacement la mécanique de contact plus de terrain. Cela a été utilisé pour étudier les réponses d&#39;échappement (Camhi et Nolen, 1981; Camhi et Levy, 1988), en tournant (Tryba et Ritzman, 2000a, b;. Gruhn et al, 2009a), marche arrière (Graham et Epstein, 1985) ou changements de vitesse (Gruhn et al., 2009b) et il permet à l&#39;expérimentateur facile de combiner intra-et extracellulaire avec la physiologie des analyses cinématiques (Gruhn et al., 2006). Nous utilisons une configuration de surface glissante pour enquêter sur le timing des muscles des jambes dans le phasme se comporter à l&#39;égard de touch-down et le décollage sous différents paradigmes comportementaux tels que marcher tout droit vers l&#39;avant et incurvée dans les préparations intactes et réduit.

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Studying the Neural Basis of Adaptive Locomotor Behavior in Insects

Nous décrivons une méthode pour enregistrer l&#39;activité motrice, à temps pour le signal de contact du tarse électriquement enregistrées dans un insecte captif, en marchant sur une surface glissante. Ceci est utilisé pour étudier les bases neurales du comportement adaptatif sous l&#39;influence réduite des interactions mécaniques entre les jambes à travers le substrat.

Etudier la base neurophysiologique de comportement locomoteur Adaptive chez les insectes

Studying the neural basis of walking behavior, one often faces the problem that it is hard to separate the neuronally produced stepping output from those ...

studying-the-neural-basis-of-adaptive-locomotor-behavior-in-insects

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.7K vues.  University of Cologne. Nous décrivons une méthode pour enregistrer l'activité motrice, à temps pour le signal de contact du tarse électriquement enregistrées dans un insecte captif, en marchant sur une surface glissante. Ceci est utilisé pour étudier les bases neurales du comportement adaptatif sous l'influence réduite des interactions mécaniques entre les jambes à travers le substrat.

Vidéo: Studying the Neural Basis of Adaptive Locomotor Behavior in Insects

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Enregistrements Sensillum simple chez les insectes Drosophila melanogaster Et Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Recherche

Neurosciences

Studying the Integration of Adult-born Neurons

Neurogenesis occurs in adult mammalian brains in the sub-ventricular zone (SVZ) of the lateral ventricle and in the sub-granular zone (SGZ) of the hippocampal dentate gyrus throughout life. Previous reports have shown that adult hippocampal neurogenesis is associated with diverse brain disorders, including epilepsy, schizophrenia, depression and anxiety (1). Deciphering the process of normal and aberrant adult-born neuron integration may shed light on the etiology of these diseases and inform the development of new therapies.
SGZ adult neurogenesis mirrors embryonic and post-natal neuronal development, including stages of fate specification, migration, synaptic integration, and maturation. However, full integration occurs over a prolonged, 6-week period. Initial synaptic input to adult-born SGZ dentate granule cells (DGCs) is GABAergic, followed by glutamatergic input at 14 days (2). The specific factors which regulate circuit formation of adult-born neurons in the dentate gyrus are currently unknown.
Our laboratory uses a replication-deficient retroviral vector based on the Moloney murine leukemia virus to deliver fluorescent proteins and hypothesized regulatory genes to these proliferating cells. This viral technique provides high specificity and resolution for analysis of cell birth date, lineage, morphology, and synaptogenesis.
A typical experiment often employs two or three viruses containing unique label, transgene, and promoter elements for single-cell analysis of a desired developmental process in vivo. The following protocol describes a method for analyzing functional newborn neuron integration using a single green (GFP) or red (dTomato) fluorescent protein retrovirus and patch-clamp electrophysiology.

A way to study the integration of newborn dentate granule cells in adult animals is described. This technique uses an engineered retrovirus to label newborn neurons, followed by electrophysiological recordings to determine in vivo functional integration.

Etudier l&#39;intégration des adultes-né Neurones

Neurogenesis occurs in adult mammalian brains in the sub-ventricular zone (SVZ) of the lateral ventricle and in the sub-granular zone (SGZ) of the ...

High-resolution Live Imaging of Cell Behavior in the Developing Neuroepithelium

The embryonic spinal cord consists of cycling neural progenitor cells that give rise to a large percentage of the neuronal and glial cells of the central nervous system (CNS). Although much is known about the molecular mechanisms that pattern the spinal cord and elicit neuronal differentiation1, 2, we lack a deep understanding of these early events at the level of cell behavior. It is thus critical to study the behavior of neural progenitors in real time as they undergo neurogenesis.
In the past, real-time imaging of early embryonic tissue has been limited by cell/tissue viability in culture as well as the phototoxic effects of fluorescent imaging. Here we present a novel assay for imaging such tissue for long periods of time, utilizing a novel ex vivo slice culture protocol and wide-field fluorescence microscopy (Fig. 1). This approach achieves long-term time-lapse monitoring of chick embryonic spinal cord progenitor cells with high spatial and temporal resolution.
This assay may be modified to image a range of embryonic tissues3, 4 In addition to the observation of cellular and sub-cellular behaviors, the development of novel and highly sensitive reporters for gene activity (for example, Notch signaling5) makes this assay a powerful tool with which to understand how signaling regulates cell behavior during embryonic development.

Imaging embryonic tissue in real-time is challenging over long periods of time. Here we present an assay for monitoring cellular and sub-cellular changes in chick spinal cord for long periods with high spatial and temporal resolution. This technique can be adapted for other regions of the nervous system and developing embryo.

Imagerie à haute résolution en direct du comportement des cellules dans le développement neuro-épithélium

The embryonic spinal cord consists of cycling neural progenitor cells that give rise to a large percentage of the neuronal and glial cells of the central ...

Co-analysis of Brain Structure and Function using fMRI and Diffusion-weighted Imaging

The study of complex computational systems is facilitated by network maps, such as circuit diagrams. Such mapping is particularly informative when studying the brain, as the functional role that a brain area fulfills may be largely defined by its connections to other brain areas. In this report, we describe a novel, non-invasive approach for relating brain structure and function using magnetic resonance imaging (MRI). This approach, a combination of structural imaging of long-range fiber connections and functional imaging data, is illustrated in two distinct cognitive domains, visual attention and face perception. Structural imaging is performed with diffusion-weighted imaging (DWI) and fiber tractography, which track the diffusion of water molecules along white-matter fiber tracts in the brain (Figure 1). By visualizing these fiber tracts, we are able to investigate the long-range connective architecture of the brain. The results compare favorably with one of the most widely-used techniques in DWI, diffusion tensor imaging (DTI). DTI is unable to resolve complex configurations of fiber tracts, limiting its utility for constructing detailed, anatomically-informed models of brain function. In contrast, our analyses reproduce known neuroanatomy with precision and accuracy. This advantage is partly due to data acquisition procedures: while many DTI protocols measure diffusion in a small number of directions (e.g., 6 or 12), we employ a diffusion spectrum imaging (DSI)1, 2 protocol which assesses diffusion in 257 directions and at a range of magnetic gradient strengths. Moreover, DSI data allow us to use more sophisticated methods for reconstructing acquired data. In two experiments (visual attention and face perception), tractography reveals that co-active areas of the human brain are anatomically connected, supporting extant hypotheses that they form functional networks. DWI allows us to create a "circuit diagram" and reproduce it on an individual-subject basis, for the purpose of monitoring task-relevant brain activity in networks of interest.

We describe a novel approach for simultaneous analysis of brain function and structure using magnetic resonance imaging (MRI). We assess brain structure with high-resolution diffusion-weighted imaging and white-matter fiber tractography. Unlike standard structural MRI, these techniques allow us to directly relate anatomical connectivity to functional properties of brain networks.

Co-analyse de la structure du cerveau et son fonctionnement en utilisant l&#39;IRMf et imagerie de diffusion

The study of complex computational systems is facilitated by network maps, such as circuit diagrams. Such mapping is particularly informative when ...

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety of brain disorders1,2. To better understand the mechanisms by which brain circuits react to an animal's experience requires the ability to monitor the experience-dependent molecular changes in a given set of neurons, over a prolonged period of time, in the live animal. While experience and associated neural activity is known to trigger gene expression changes in neurons1,2, most of the methods to detect such changes do not allow repeated observation of the same neurons over multiple days or do not have sufficient resolution to observe individual neurons3,4. Here, we describe a method that combines in vivo two-photon microscopy with a genetically encoded fluorescent reporter to track experience-dependent gene expression changes in individual cortical neurons over the course of day-to-day experience. 
One of the well-established experience-dependent genes is Activity-regulated cytoskeletal associated protein (Arc)5,6. The transcription of Arc is rapidly and highly induced by intensified neuronal activity3, and its protein product regulates the endocytosis of glutamate receptors and long-term synaptic plasticity7. The expression of Arc has been widely used as a molecular marker to map neuronal circuits involved in specific behaviors3. In most of those studies, Arc expression was detected by in situ hybridization or immunohistochemistry in fixed brain sections. Although those methods revealed that the expression of Arc was localized to a subset of excitatory neurons after behavioral experience, how the cellular patterns of Arc expression might change with multiple episodes of repeated or distinctive experiences over days was not investigated. 
In vivo two-photon microscopy offers a powerful way to examine experience-dependent cellular changes in the living brain8,9. To enable the examination of Arc expression in live neurons by two-photon microscopy, we previously generated a knock-in mouse line in which a GFP reporter is placed under the control of the endogenous Arc promoter10. This protocol describes the surgical preparations and imaging procedures for tracking experience-dependent Arc-GFP expression patterns in neuronal ensembles in the live animal. In this method, chronic cranial windows were first implanted in Arc-GFP mice over the cortical regions of interest. Those animals were then repeatedly imaged by two-photon microscopy after desired behavioral paradigms over the course of several days. This method may be generally applicable to animals carrying other fluorescent reporters of experience-dependent molecular changes4.

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

Experience-dependent molecular changes in neurons are essential for the brain's ability to adapt in response to behavioral challenges. An in vivo two-photon imaging method is described here that allows the tracking of such molecular changes in individual cortical neurons through genetically encoded reporters.

In Vivo Imagerie biphotonique d&#39;expérience qui dépendent des changements moléculaires dans les neurones corticaux

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Détermination de l&#39;activité locomotrice spontanée,<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Insectes teinture pour comportement essais: le comportement d&#39;accouplement des anesthésié<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

A Simple Flight Mill for the Study of Tethered Flight in Insects

Flight in insects can be long-range migratory flights, intermediate-range dispersal flights, or short-range host-seeking flights. Previous studies have shown that flight mills are valuable tools for the experimental study of insect flight behavior, allowing researchers to examine how factors such as age, host plants, or population source can influence an insects' propensity to disperse. Flight mills allow researchers to measure components of flight such as speed and distance flown. Lack of detailed information about how to build such a device can make their construction appear to be prohibitively complex. We present a simple and relatively inexpensive flight mill for the study of tethered flight in insects. Experimental insects can be tethered with non-toxic adhesives and revolve around an axis by means of a very low friction magnetic bearing. The mill is designed for the study of flight in controlled conditions as it can be used inside an incubator or environmental chamber. The strongest points are the very simple electronic circuitry, the design that allows sixteen insects to fly simultaneously allowing the collection and analysis of a large number of samples in a short time and the potential to use the device in a very limited workspace. This design is extremely flexible, and we have adjusted the mill to accommodate different species of insects of various sizes.

Flight in insects is influenced by a number of factors and the propensity to disperse is an important variable in understanding insect ecology and biological control strategies. We describe the construction and use of a simple, relatively inexpensive, and flexible flight mill for measuring parameters of tethered flight in insects.

A Mill vol simple pour l&#39;étude du vol captif chez les insectes

Flight in insects can be long-range migratory flights, intermediate-range dispersal flights, or short-range host-seeking flights. Previous studies have ...

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other neurological diseases at an increasing speed. However, little is known about the molecular mechanisms that underlie these disorders. The genetic, molecular, and behavioral toolbox of Drosophila melanogaster makes this model organism particularly useful to characterize new disease genes and mechanisms in a high-throughput manner. Nevertheless, high-throughput screens require efficient and reliable assays that, ideally, are cost-effective and allow for the automatized quantification of traits relevant to these disorders. The island assay is a cost-effective and easily set-up method to evaluate Drosophila locomotor behavior. In this assay, flies are thrown onto a platform from a fixed height. This induces an innate motor response that enables the flies to escape from the platform within seconds. At present, quantitative analyses of filmed island assays are done manually, which is a laborious undertaking, particularly when performing large screens.
This manuscript describes the &#34;Drosophila Island Assay&#34; and &#34;Island Assay Analysis&#34; algorithms for&#160;high-throughput, automated data processing and quantification of island assay data. In the setup, a simple webcam connected to a laptop collects an image series of the platform while the assay is performed. The &#34;Drosophila Island Assay&#34; algorithm developed for the open-source software Fiji processes these image series and quantifies, for each experimental condition, the number of flies on the platform over time. The &#34;Island Assay Analysis&#34; script, compatible with the free software R, was developed to automatically process the obtained data and to calculate whether treatments/genotypes are statistically different. This greatly improves the efficiency of the island assay and makes it a powerful readout for basic locomotion and flight behavior. It can thus be applied to large screens investigating fly locomotor ability, Drosophila models of movement disorders, and drug efficacy.

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

The island assay is a relatively new, cost-effective assay that can be used to evaluate the basic locomotor behavior of Drosophila melanogaster. This manuscript describes algorithms for automatic data processing and objective quantification of island assay data, making this assay a sensitive, high-throughput readout for large genetic or pharmacological screens.

Analyse de haut-débit du comportement locomoteur dans le dosage de l’île de drosophile

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other ...

Measuring Neural Mechanisms Underlying Sleep-Dependent Memory Consolidation During Naps in Early Childhood

Sleep is critical for daily functioning. One important function of sleep is the consolidation of memories, a process that makes them stronger and less vulnerable to interference. The neural mechanisms underlying the benefit of sleep for memory can be investigated using polysomnography (PSG). PSG is a combination of physiological recordings including signals from the brain (EEG), eyes (EOG), and muscles (EMG) that are used to classify sleep stages. In this protocol, we describe how PSG can be used in conjunction with behavioral memory assessments, actigraphy, and parent-report to examine sleep-dependent memory consolidation. The focus of this protocol is on early childhood, a period of significance as children transition from biphasic sleep (consisting of a nap and overnight sleep) to monophasic sleep (overnight sleep only). The effects of sleep on memory performance are measured using a visuospatial memory assessment across periods of sleep and wakeful-rest. A combination of actigraphy and parent report is used to assess sleep rhythms (i.e., characterizing children as habitual or non-habitual nappers). Finally, PSG is used to characterize sleep stages and qualities of those stages (such as frequencies and the presence of spindles) during naps. The advantage of using PSG is that it is the only tool currently available to assess sleep quality and sleep architecture, pointing to the relevant brain state that supports memory consolidation. The main limitations of PSG are the length of time it takes to prepare the recording montage and that recordings are typically taken over one sleep bought. These limitations can be overcome by engaging young participants in distracting tasks during application and combining PSG with actigraphy and self/parent-report measures to characterize sleep cycles. Together, this unique combination of methods allows for investigations into how naps support learning in preschool children.

This protocol describes methods used to examine neural mechanisms underlying sleep-dependent memory consolidation during naps in early childhood. It includes procedures for examining the effect of sleep on behavioral memory performance, as well as the application and recording of both polysomnography and actigraphy.

Mesure des mécanismes neuronaux sous-jacents à la consolidation de la mémoire dépendante du sommeil pendant les naps dans la petite enfance

Sleep is critical for daily functioning. One important function of sleep is the consolidation of memories, a process that makes them stronger and less ...