Sandeep Khurana est soutenu par le NIH (K08DKO81479). Vikrant Rachakonda est soutenu par (T32DK067872).

Les exemples présentés ici sont des expériences approuvées par IACUC à Georgia Regents de l&#39;Université - Protocole n °: # 2011-0408 1. Préparation des réactifs <ol><li> Préparer la solution de dissection stock: Pour 500 ml de solution mère de dissection (5x), dissoudre 21,18 g NaCl, 0,875 g de KCl, 0,739 g MgSO 4, 1,049 g et 0,019 g MOPS EDTA dans 450 ml d&#39;eau Milli-Q. Ajuster le pH à 7.3 à 7.4 à l&#39;aide de NaOH 1 N. Compléter le volume à 500 ml avec de l&#39;eau Milli-Q. La solution stock peut être conservé jusqu&#39;à 7-10 jours. Voir le tableau 1 pour une liste de produits chimiques et de leurs fournisseurs. Voir le tableau 2 pour la concentration en mM. </li><li> Préparer la solution de travail de dissection: Préparer une solution fraîche de dissection de travail chaque jour. Pour 100 ml de solution de travail, dissoudre 0,091 g de glucose, 0,016 g de NaH 2 PO 4 et de 0,022 g de pyruvate de sodium dans 79,8 ml d&#39;eau Milli-Q. Ajouter 0,2 ml de CaCl2 1 M et 20 ml de solution de dissection de stock pour amener volumoi à 100 ml. </li><li> Préparer une solution de sel physiologique (PSS): Pour préparer 1000 ml PSS, dissoudre 0,365 g de KCl, 6.545 g NaCl, 0,296 g MgSO 4, 0,163 g de KH 2 PO 4, 2,072 g de glucose, 2.184 g de NaHCO 3 et 2.383 g HEPES à 950 ml de l&#39;eau Milli-Q. Ajuster le pH à 7.3 à 7.4 à l&#39;aide de NaOH 1 N. Compléter le volume à 1000 ml avec de l&#39;eau Milli-Q. Retirer 2 ml de solution et le remplacer par 2 ml de 1 M CaCl 2. (Fresh PSS doit être préparé tous les jours) </li><li> Préparer calcium (Ca2 +) du PSS gratuitement: Pour 100 ml PSS sans Ca 2+, dissoudre 0,036 g de KCl, 0,654 g de NaCl, 0,029 g MgSO 4, 0,016 g de KH 2 PO 4, 0,207 g de glucose, 0,218 g de NaHCO 3, 0,238 g HEPES, 0,015 g d&#39;EGTA et 0,0026 g de nitroprussiate de sodium (SNP) dans 95 ml d&#39;eau Milli-Q. Ajuster le pH à 7.3 à 7.4 à l&#39;aide de NaOH 1 N. Compléter le volume à 100 ml avec de l&#39;eau Milli-Q. </li></ol> 2. Préparation de verre canules <ol><li> Tirez pipettes en verrepour générer les canules à pointe de 100 à 150 um en utilisant un extracteur de pipette selon les directives du fabricant. </li><li> Bevel les conseils de la canule de verre en utilisant une biseauteur de microélectrodes, le feu les polir et plier les conseils de la canule de verre par ~ 45 ° à l&#39;aide d&#39;une sonde de chauffe. </li><li> Chargez les canules dans le porte micropipette et fixer le support de micropipette à la chambre de perfusion. </li></ol> 3. Préparation de perfusion Chambre <ol><li> Chambre de perfusion rinçage avec de l&#39;eau Milli-Q, suivi par une solution de dissection pendant 5 minutes chacun. Chargez la chambre avec 2 ml de solution de dissection. </li><li> solution de dissection d&#39;aspiration à travers la canule en utilisant seringue de 10 ml et remplissez soigneusement l&#39;ensemble de canule et le tube joint sans bulles. Appliquer aspiration doucement pour éviter la production de bulles. </li><li> Préparer deux sutures avec une demi-nœud en utilisant chaque pince émoussée. Depuis ophtalmiques sutures monofilament de nylon (10-0, 0,2 métrique) sont utilisés pour préparer les noeuds qui ne sont que1-2 mm de diamètre, dissection microscope peut être nécessaire. </li><li> Visualisation sous dissection microscope, utiliser une pince de dissection à charger les deux canules avec des noeuds de suture partiellement fermés un peu loin de la pointe. Plus tard, ces nœuds seront glissés attentivement sur les extrémités artérielles une canule et complètement fermées. </li></ol> 4. Collection de l&#39;artère mésentérique Arcade de rats Sprague-Dawley <ol><li> Obtenir l&#39;approbation de la commission locale animaux dans les institutions de soins et d&#39;utilisation (IACUC) avant de procéder à ces expériences. Animaux Maison dans l&#39;animalerie à température contrôlée et de l&#39;éclairage et de permettre le libre accès à l&#39;eau et un rongeur commerciale. </li><li> Anesthésier les rats par injection intraperitoneale de kétamine (80 mg / kg) et de xylazine (10 mg / kg). Confirmez anesthésie profonde par toe-pincement et si nécessaire administrer des anesthésiques supplémentaires. </li><li> Après confirmation de l&#39;anesthésie chirurgicale, euthanasier l&#39;animal par décapitation. Suivez les directives AAALAC pour utiLizing méthodes appropriées pour l&#39;euthanasie des animaux. </li><li> Utilisez une paire de ciseaux de dissection et une pince pour effectuer une laparotomie ligne médiane à partir du bassin de sternum. Cela se fait en deux étapes: d&#39;abord, inciser la peau et les secondes, inciser la couche musculaire sous-jacent. Il faut prendre soin de ne pas blesser les organes intra-abdominaux. </li><li> Coupez l&#39;extrémité proximale de l&#39;intestin à proximité du pylore et l&#39;extrémité distale à proximité de la jonction iléo-caecale. Attachez les deux extrémités séparément pour éviter la fuite du chyme et les fèces, évitant ainsi la contamination de la solution de bain extracellulaire. Inciser le mésentère à sa base près de l&#39;alimentation vasculaire-à-dire, l&#39;artère mésentérique supérieure et de transférer la totalité du petit lit mésentérique intestinale dans un bécher de 50 ml contenant une solution de dissection glacée. </li><li> Laisser tissu prélevé de rester en solution de dissection froide de la glace pendant 5 min et rincer avec une solution de dissection frais pour se débarrasser du sang. </li></ol> 5. Isolement et Canulation de 4 e </sup&gt; Commander artère mésentérique <ol><li> Cerner l&#39;extrémité proximale de l&#39;intestin sur le côté droit dans un plat Sylgard-enduit. Elargir l&#39;intestin restant dans une trajectoire anti-horaire, plaquant le segment vers le bas pour se propager le mésentère et exposer les vaisseaux sanguins (Figure 1). Note: Nous isolons segments artériels à la température ambiante. Sinon, nous plaçons l&#39;arcade mésentérique contenant plat sur la glace. Certains laboratoires, y compris ceux dans notre institution, utilisent des unités de refroidissement à disséquer artères à 4 ° C. </li><li> Sous un zoom stéréo microscope disséquer 3 ème et 4 ème ordre petites artères mésentériques (~ 260 um) parallèle à l&#39;intestin grêle à l&#39;aide de petits ciseaux. Première disséquer toute la graisse de couverture. Puis disséquer la veine et isoler l&#39;artère avec un point de branche en forme de V. Veillez à ne pas percer le segment sélectionné. Lancer disséquer la graisse près d&#39;une branche afin de 2 ème et trouver le moyen de 3 e ou 4 e ordvaisseaux er. <ol><li> Note: Les artères et les veines peuvent être distingués en fonction de leur épaisseur de paroi - paroi artérielle est plus épaisse que la veine de. En outre, lorsque attenant tissu conjonctif est tiré doucement perpendiculaire à la vaisseaux, veines effondrement facilement tout artères ne le font pas. Depuis artères avec diamètre de la lumière &lt;400 um sont des sites majeurs de la résistance vasculaire systémique, pour ce protocole, nous avons utilisé 4 ième ordre rat artères mésentériques (diamètre de la lumière &lt;300 um). </li></ol></li><li> Isoler une section de 4-5 mm de l&#39;artère parallèle à l&#39;intestin grêle. Visualisez tous les 5 branches ème ordre d&#39;incorporation dans l&#39;intestin grêle et coupez-les légèrement à l&#39;écart de l&#39;origine de branches et de préserver une partie. Ces parties préservées de branches servent de sites de maintien (avec une pince de dissection) pour transférer des segments artériels à une chambre de perfusion et, par la suite guider leur canulation. </li><li> Ensuite, couper les segments artériels en faisant deux incisions distaleles 5 branches de commande e de chaque côté de l&#39;artère et la transférer à la chambre de perfusion (voir la figure 1C et la légende). </li><li> Cathétériser une extrémité des vaisseaux sur une micropipette de verre (diamètre: 100 à 150 pm) en utilisant des pinces à dissection en maintenant les extrémités du segment artériel avec une pince à dissection. Faites glisser la suture partiellement fermée précédemment chargé sur l&#39;extrémité canule et le fixer. Remarque: L&#39;extrémité proximale de l&#39;artère peut être pourvue d&#39;une canule sur la canule de verre qui est connecté à un appareil de régulation de pression servo-commandé à imiter en environnement in situ. </li><li> Fixer une solution de dissection chargé 10 ml seringue au robinet d&#39;arrêt relié à cette canule de telle sorte que la solution de dissection dans la tubulure de raccordement de la canule et se confond avec celle robinet dans la seringue. Soulevez doucement la seringue. La force gravitationnelle sur la solution supprime le sang vasculaire intra à partir de l&#39;extrémité ouverte du récipient. Après avoir retiré le sang intra-artérielle, Fermer le robinet. Remarque: vous pouvez fixer le robinet d&#39;arrêt du régulateur de pression, l&#39;allumer et d&#39;augmenter légèrement la pression de 5-10 mm Hg pour obtenir le même résultat. </li><li> Attachez l&#39;extrémité distale des vaisseaux sur une seconde canule en verre en mettant soigneusement la canule autre aussi près que possible de l&#39;extrémité non liée du segment artériel. Faites glisser la suture partiellement fermée précédemment chargé sur l&#39;extrémité canule et le fixer. Il faut veiller à ne pas tirer ou de tirer sur les segments artériels. Assurez-vous que les robinets attachées aux deux canules sont fermées. </li><li> Transfert chambre de perfusion sur la scène d&#39;un microscope inversé équipé avec enregistrement vidéo en direct. </li><li> Connectez le robinet de la canule attachée à l&#39;extrémité proximale du segment artériel à un dispositif de régulation de pression servo-contrôlé et assurez-vous que le robinet fixé à l&#39;autre canule reste fermée pour maintenir la pression intraluminale stable. </li><li> Ensuite, attacher le tuyau d&#39;aspiration à l&#39;orifice d&#39;aspiration d&#39;une la tubulure de perfusion à l&#39;orifice de perfusion de la chambre. Remarque: le port de l&#39;aiguille biseauté est utilisé pour l&#39;aspiration et le port d&#39;aiguille émoussée pour perfusion. </li><li> Lancer la perfusion de vaisseau avec chaud PSS par simple chauffage de la solution en ligne (37 ° C, en équilibre avec le mélange de gaz: 5% de CO 2, 5% d&#39;O 2 et 90% N pour maintenir un pH neutre et une oxygénation adéquate 17) à 2 ml / min en utilisant une pompe péristaltique. Tournez le vide sur ainsi. Placer une thermistance dans la chambre pour surveiller la température en continu. </li><li> Lorsque la température de PSS dans la chambre approche de ~ 37 ° C (en général moins de 5 min), d&#39;augmenter lentement la pression intraluminale entre 20 et 100 mmHg et de vérifier l&#39;absence de fuites bateaux. Ceci est fait en utilisant le réglage automatique de la pression du régulateur de pression. Jeter vaisseaux avec fuite et le remplacer par un autre segment. Les vaisseaux avec des fuites ne seront pas en mesure de tenir la pression. </li><li> Évaluer le segment artériel pour les coudes tout en maintenant la pression à 100 mmHg.Utilisation de la vis-levier, déplacer la canule pour redresser le segment artériel. Ne pas trop étirer les segments artériels; l&#39;objectif est de mimer in vivo longueur du segment artériel. </li><li> Réduire la pression à 70 mm Hg (afin d&#39;imiter la pression vivo dans l&#39;arcade mésentérique 18) et permettre le segment artériel à stabiliser et à développer tonalité myogénique. Artères peuvent être pressurisés variable (40-70 mmHg) conformément à la stratégie expérimentale et lit vasculaire. Une revue publiée précédemment fournit une excellente analyse de la variabilité de MT dans les segments artériels de différents lits vasculaires 8. </li></ol> 6. La mesure du diamètre artériel <ol><li> Voir les artères à objectif 10X sur un microscope équipé d&#39;une caméra vidéo monochrome dispositif à couplage de charge. Mesurer le diamètre luminal utilisant trame vidéo grabber et en temps réel du système de détection de bord. Une liste du matériel utilisé est fourni dans le tableau 3. </li><li> Surveiller et navire record diameter continu. </li><li> Observez pour le développement de MT. Note: Nous avons observé que chez le rat mésentériques artères de résistance, à 70 mmHg, le développement de MT est caractérisé par ~ diminution de 20% de diamètre. MT varie selon les espèces de lit et animales vasculaires. </li><li> Confirmez viabilité vasculaire en évaluer les réponses vasoconstricteurs et vasodilatateurs à 1 uM phényléphrine (Phe) et 1 uM acétylcholine (Ach). </li><li> A la fin de chaque expérience, déterminer diamètre passive (PD) par incubation dans les artères exempt de Ca2 + PSS pendant 20 min. </li></ol> 7. Réponse Myogenic <ol><li> Réduire la pression à 20 mm Hg et le diamètre permet de se stabiliser. Augmenter la pression intraluminale dans des étapes incrémentielles (20, 40, 60, 80 et 100) et à chaque pas de pression permettent de réaliser les artères un diamètre stable (en général moins de 5 min). </li><li> Réduire la pression intraluminale à 20 mmHg et incuber le segment artériel Ca 2+ exempt PSS contenant 0,39 mMEGTA et 0,1 mM de SNP. Laisser le diamètre artériel à stabiliser (habituellement 15 minutes). </li><li> Répétez la réponse à la pression dans l&#39;étape Ca 2+ de PSS exempt contenant mM EGTA 0,39 et 0,1 mM SNP. </li></ol> 8. Interprétation des résultats et le calcul des données <ol><li> Calculer le MT en tant que la différence de diamètre pour cent observé pour Ca 2+ contenant du Ca2 + par rapport à chaque PSS exempt de pression selon le calcul suivant: <img alt="Equation 1" fo:src="/files/ftp_upload/50997/50997eq1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50997/50997eq1.jpg" /></li><li> Pour les artères subissant la vasomotricité le diamètre peut être calculé en faisant la moyenne de la phase de plateau pendant 1 min. Exprimez les données recueillies que pour cent de la relaxation maximale (% PD) selon la relation: PD% = 100 x [AD / PD]; AD est la différence entre le diamètre avant et après l&#39;addition de tout composé à l&#39;étude (par exemple, Phe); PD est le diamètre passive (également lediamètre maximal). </li></ol>

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Les auteurs ont pas de conflits financiers.

Étapes critiques, le dépannage et modifications Dans une préparation de navire isobarique typique, l&#39;artère est sous pression à 70 mmHg entre deux canules de verre perfusés avec chaud (37 ° C) PSS. Après 30-45 minutes, les artères se développent MT, caractérisé par une diminution spontanée de diamètre qui se stabilise en 20-30 min. Les artères de résistance de différents lits vasculaires se développent MT variable. Pour une résistance de rat par exemple les artères mése...

Petites artères de résistance sont des déterminants majeurs de SVR et jouent un rôle important dans la physiopathologie de nombreuses maladies 1,2. Des conditions telles que le diabète 3, 4 grossesse, d&#39;ischémie-reperfusion 5, l&#39;obésité et l&#39;hypertension 6,7 sont fréquemment associées à la fonction microvasculaire altérée. Myographie vasculaire peut non seulement fournir des informations importantes sur les changements dans la fonction microvasculaire dans diverses maladies mais aussi aider à identifier des cibles thérapeutiques et d&#39;évaluer l&#39;efficacité des composés vasoactifs. La fonction vasculaire a été étudiée en utilisant isolés petites artères dans des conditions de navire isométriques ou isobariques 8. Description détaillée de myographie isométrique est prévue ailleurs 9. Cependant, il ya des différences dans les données obtenues à partir isométrique comparativement à la préparation isobares 10-12. Depuis préparations artérielles sous pression permettent l&#39;étude de la fonction microvasculaire dans des conditions quasi-physiologiques, larésultats obtenus peuvent meilleure corrélation avec le comportement in vivo du lit vasculaire 8,13. En 1902 Bayliss décrit d&#39;abord l&#39;effet de la pression transmurale sur le diamètre vasculaire 14. Il a observé dans les petites artères de résistance de différents lits vasculaires des lapins, des chats et des chiens qu&#39;une diminution de la pression a été suivie par une vasodilatation et un accroissement de la pression a été suivie par vasoconstriction. Ce phénomène est connu comme réponse myogénique. Bayliss et chercheurs suivants ont observé que dans des conditions isobares artères petite résistance se développent constriction soutenue connu sous le nom MT 15,16. Tant réponse myogénique et MT peuvent être évaluées en utilisant myographie de pression (PM) technique. PM est principalement utilisé pour déterminer vasoactivité des petites artères, les veines et autres vaisseaux. En plus d&#39;évaluer l&#39;effet des composés vasoactifs sur le diamètre vasculaire, PM - comme son nom l&#39;indique - est utilisée pour évaluer intravasculaire ch de pression médiationAnges sur le diamètre vasculaire. Au cours des dernières décennies les progrès dans le logiciel de l&#39;ordinateur, ce qui a renforcé la microscopie vidéo et pipette en verre de traction, ont fait PM plus facile à réaliser. Cependant, la dissection de segments intacts viables de petits vaisseaux sanguins reste fastidieuse et parfois difficile. Nous présentons ici un protocole détaillé pour étudier la réponse myogénique dans les petites artères mésentériques résistance isolés de rats.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Chemical</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Acetylcholine</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>A6625</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Calcium chloride (CaCl2)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>223506</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>D-(+)-Glucose</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>G5767</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Ethylene glycol-bis(2-aminoethylether)-N,N,N',N'-tetra acetic acid (EGTA)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>E3889</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Ethylene diamine tetra acetic acid (EDTA)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>E9884</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>H3784</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Magnesium sulfate (MgSO4)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M7506</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>MOPS</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M5162</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Phenylephrine</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P6126</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Potassium chloride (KCl)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P3911</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Potassium phosphate (KH2PO4)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P5655</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium bicarbonate (NaHCO3 )</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>S6014</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium chloride (NaCl)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>S7653</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium hydroxide (NaOH)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>S5881</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium nitroprusside</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>13451</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium phosphate monobasic monohydrate (NaH2PO4)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>S9638</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium pyruvate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P8574</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 1.</td>
		 </tr>
		 <tr>
		 <td></td>
		 <td></td>
		 <td></td>
		 <td>
 <table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Physiological salt solution (1000 ml)</td>
			<td> mM</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>KCl</td>
			<td>4.9</td>
			<td>0.365 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>112</td>
			<td>6.545 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>MgSO4.7H2O</td>
			<td>1.2</td>
			<td>0.296 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>1.2</td>
			<td>0.163 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>11.5</td>
			<td>2.072 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>26</td>
			<td>2.184 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>10</td>
			<td>2.383 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>2</td>
			<td>2 ml (1M stock)</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>De-ionized water</td>
			<td></td>
			<td>998 ml</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Ca2+ free physiological salt solution (100 ml)</td>
			<td> mM</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>KCl</td>
			<td>4.9</td>
			<td>0.036 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>112</td>
			<td>0.645 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>MgSO4.7H2O</td>
			<td>1.2</td>
			<td>0.029 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>1.2</td>
			<td>0.016 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>11.5</td>
			<td>0.207 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>26</td>
			<td>0.218 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>10</td>
			<td>0.238 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>EGTA </td>
			<td>0.39</td>
			<td>0.015 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium nitroprusside </td>
			<td>0.1</td>
			<td>0.0026 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>De-ionized water</td>
			<td></td>
			<td>100 ml</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Dissection solution, stock (500 ml)</td>
			<td> mM</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>145</td>
			<td>21.18 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>KCl</td>
			<td>4.7</td>
			<td>0.875 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>MgSO4</td>
			<td>1.2</td>
			<td>0.739 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>MOPS</td>
			<td>2</td>
			<td>1.049 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>EDTA</td>
			<td>0.02</td>
			<td>0.019 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>De-ionized water</td>
			<td></td>
			<td>500 ml</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Working dissection solution (100 ml)</td>
			<td> mM</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Dissection solution stock</td>
			<td>20 ml</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>1.2</td>
			<td>0.091 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>NaH2PO4</td>
			<td>5</td>
			<td>0.016 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium pyruvate</td>
			<td>2</td>
			<td>0.022 g</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>2</td>
			<td>0.2 ml (1M stock)</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>De-ionized water</td>
			<td></td>
			<td>79.8 ml</td>
		 </tr>
	 </tbody>
</table>
 </td>
	 </tr>
		 <tr>
		 <td></td>
		 <td></td>
		 <td></td>
		 <td>Table 2. Composition of Experimetnal solutions</td>
	 </tr>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Equipment</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>CCD Monochrome Camera</td>
			<td>The imaging Source</td>
			<td>DMK 21AU04</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Single inline solution heater</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>64-0102</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Thermistor</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>64-0108</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Dual automatic temperature controller</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>TC-344B</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Flaming/Brown micropipette puller</td>
			<td>Sutter Instruments </td>
			<td>P-97</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Fluorescence System Interface</td>
			<td>IonOptix</td>
			<td>model FSI-700</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Forceps and scissors </td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Ion Wizard-Core and Analysis</td>
			<td>IonOptix</td>
			<td>Ion Wizard 6.0</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Laboratory tubing</td>
			<td>Silastic </td>
			<td>508-005</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Male Sprague Dawley rat</td>
			<td>Harlan Laboratories</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Master flex console drive</td>
			<td>Cole-parmer</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Milli-Q Plus Ultrapure Water System</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>ZD5211584</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Ophthalmic monofilament nylon suture </td>
			<td>Ethicon </td>
			<td>9007G</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Photometry and Dimensioning Microscope</td>
			<td>Motic</td>
			<td>AE31</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Pressure Servo Controller with peristaltic pump and pressure transducer</td>
			<td>Living Systems Instrumentation</td>
			<td>PS-200</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td>Nikon Instruments Inc</td>
			<td>SMZ660</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Vessel Chamber</td>
			<td>Living Systems Instrumentation</td>
			<td>CH-1</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Dissection dish</td>
			<td>Living Systems Instrumentation</td>
			<td>DD-90-S</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Thin Wall Glass Capillaries</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>TW120-6</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Microforge</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51550</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 3.</td>
		 </tr>
	 </tbody>
</table>

assessing myogenic response and vasoactivity in resistance mesenteric arteries using pressure myography

Petites artères de résistance se contracter et se dilater respectivement en réponse à une augmentation ou diminution de la pression intraluminale; Ce phénomène connu sous le nom de réponse myogénique est un régulateur clé de la circulation sanguine locale. Dans des conditions isobariques petites artères de résistance développent constriction connu comme tonus myogène (MT), qui est un déterminant majeur de la résistance vasculaire systémique (RVS) ont subi. Par conséquent, ex vivo des préparations pressurisées des petites artères de résistance sont les principaux outils pour étudier la fonction microvasculaire dans les Etats-près physiologique. Pour atteindre cet objectif, un segment intact fraîchement isolées d&#39;une petite artère de résistance (diamètre ~ 260 um) est montée sur deux canules petit de verre et sous pression. Ces préparations artérielles conservent la plupart des caractéristiques de l&#39;évaluation in vivo et de permis du tonus vasculaire en temps réel. Ici, nous fournissons un protocole détaillé pour évaluer vasoactivité dans pressurisés petites artères de résistance mésentériques de rats; ces artères développentvasoconstriction soutenue - environ 25% du diamètre maximal - lorsque pressurisé à 70 mmHg. Ces préparations artérielles peuvent être utilisés pour étudier l&#39;effet des composés expérimentaux sur la relation entre la pression et la vasoactivité intra-artérielle et déterminer les changements dans la fonction microvasculaire dans des modèles animaux de maladies diverses.

Représentation schématique d&#39;un myographe de pression typique mis en place est représenté sur la Figure 1. Les deux extrémités de l&#39;enceinte sont canulées avec une micropipette de verre et fixées avec des sutures, des deux côtés. Via tube et un robinet d&#39;arrêt ouvert, une canule est reliée à un régulateur de pression servo-commandé; l&#39;autre canule est reliée à un robinet d&#39;arrêt fermé. La chambre est perfusée avec PSS diamètre vasculaire et des changements observ...

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Assessing Myogenic Response and Vasoactivity In Resistance Mesenteric Arteries Using Pressure Myography

myographie de pression est utilisée pour évaluer vasoactivité des petites artères qui se développent constriction soutenue lorsqu&#39;il est sous pression. Ce manuscrit fournit un protocole détaillé pour évaluer dans des segments isolés de petites artères mésentériques des rats, vasoactivité et l&#39;effet de la pression intraluminale sur le diamètre vasculaire.

Évaluer la réponse Myogenic et vasoactivité dans les artères mésentériques Résistance Utilisation myographie de pression

Small resistance arteries constrict and dilate respectively in response to increased or decreased intraluminal pressure; this phenomenon known as myogenic ...

assessing-myogenic-response-vasoactivity-resistance-mesenteric

Research

JoVE Journal

Medicine

16.6K vues.  Georgia Regents University.  myographie de pression est utilisée pour évaluer vasoactivité des petites artères qui se développent constriction soutenue lorsqu'il est sous pression. Ce manuscrit fournit un protocole détaillé pour évaluer dans des segments isolés de petites artères mésentériques des rats, vasoactivité et l'effet de la pression intraluminale sur le diamètre vasculaire. 

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Mesenteric Artery Contraction and Relaxation Studies Using Automated Wire Myography

Proximal resistance vessels, such as the mesenteric arteries, contribute substantially to the peripheral resistance. These small vessels of between 100-400 &mu;m in diameter function primarily in directing blood flow to various organs according to the overall requirements of the body. The rat mesenteric artery has a diameter greater than 100 &mu;m. The myography technique, first described by Mulvay and Halpern1, was based on the method proposed by Bevan and Osher2. The technique provides information about small vessels under isometric conditions, where substantial shortening of the muscle preparation is prevented. Since force production and sensitivity of vessels to different agonists is dependent on the extent of stretch, according to active tension-length relation, it is essential to conduct contraction studies under isometric conditions to prevent compliance of the mounting wires. Stainless steel wires are preferred to tungsten wires because of oxidation of the latter, which affects recorded responses3.The technique allows for the comparison of agonist-induced contractions of mounted vessels to obtain evidence for normal function of vascular smooth muscle cell receptors.
We have shown in several studies that isolated mesenteric arteries that are contracted with phenylyephrine relax upon addition of cumulative concentrations of extracellular calcium (Ca2+e). The findings led us to conclude that perivascular sensory nerves, which express the G protein-coupled Ca2+-sensing receptor (CaR), mediate this vasorelaxation response. Using an automated wire myography method, we show here that mesenteric arteries from Wistar, Dahl salt-sensitive(DS) and Dahl salt-resistant (DR) rats respond differently to Ca2+e. Tissues from Wistar rats showed higher Ca2+-sensitivity compared to those from DR and DS. Reduced CaR expression in mesenteric arteries from DS rats correlates with reduced Ca2+e-induced relaxation of isolated, pre-contracted arteries. The data suggest that the CaR is required for relaxation of mesenteric arteries under increased adrenergic tone, as occurs in hypertension, and indicate an inherent defect in the CaR signaling pathway in Dahl animals, which is much more severe in DS.
The method is useful in determining vascular reactivity ex vivo in mesenteric resistance arteries and similar small blood vessels and comparisons between different agonists and/or antagonists can be easily and consistently assessed side-by-side6,7,8.

An automated myography method for force measurements in isolated mesenteric arteries is described. It employs a Mulvany-Halpern Auto Dual Wire Myograph 510A to determine responses to phenylephrine and extracellular calcium. The method allows consistent determination of isometric responses to agonists in small vessels of diameters of 60 - 300 &mu;m, independently.

Contraction artère mésentérique et des études de relaxation utilisant myographie fil automatisé

Proximal resistance vessels, such as the mesenteric arteries, contribute substantially to the peripheral resistance. These small vessels of between ...

Recherche

Médecine

Epidural Intracranial Pressure Measurement in Rats Using a Fiber-optic Pressure Transducer

Elevated intracranial pressure (ICP) is a significant problem in several forms of ischemic brain injury including stroke, traumatic brain injury and cardiac arrest. This elevation may result in further neurological injury, in the form of transtentorial herniation1,2,3,4, midbrain compression, neurological deficit or increased cerebral infarct2,4. Current therapies are often inadequate to control elevated ICP in the clinical setting5,6,7 . Thus there is a need for accurate methods of ICP measurement in animal models to further our understanding of the basic mechanisms and to develop new treatments for elevated ICP.
In both the clinical and experimental setting ICP cannot be estimated without direct measurement. Several methods of ICP catheter insertion currently exist. Of these the intraventricular catheter has become the clinical 'gold standard' of ICP measurement in humans8. This method involves the partial removal of skull and the instrumentation of the catheter through brain tissue. Consequently, intraventricular catheters have an infection rate of 6-11%9. For this reason, subdural and epidural cannulations have become the preferred methods in animal models of ischemic injury. 
Various ICP measurement techniques have been adapted for animal models, and of these, fluid-filled telemetry catheters10 and solid state catheters are the most frequently used11,12,13,14,15. The fluid-filled systems are prone to developing air bubbles in the line, resulting in false ICP readings. Solid state probes avoid this problem (Figure 1). An additional problem is fitting catheters under the skull or into the ventricles without causing any brain injury that might alter the experimental outcomes. Therefore, we have developed a method that places an ICP catheter contiguous with the epidural space, but avoids the need to insert it between skull and brain. 
An optic fibre pressure catheter (420LP, SAMBA Sensors, Sweden) was used to measure ICP at the epidural location because the location of the pressure sensor (at the very tip of the catheter) was found to produce a high fidelity ICP signal in this model. There are other manufacturers of similar optic fibre technologies13 that may be used with our methodology. Alternative solid state catheters, which have the pressure sensor located at the side of the catheter tip, would not be appropriate for this model as the signal would be dampened by the presence of the monitoring screw. 
Here, we present a relatively simple and accurate method to measure ICP. This method can be used across a wide range of ICP related animal models.

A novel technique to record the pressures within the skull is described. The minimally invasive method uses a fibre-optic pressure sensing system to accurately measure intracranial pressure (ICP) in anaesthetized rats without causing significant brain trauma. The technique may be used in a wide range of experimental models.

Péridurale Mesure de la pression intracrânienne chez le rat en utilisant un transducteur de pression à fibre optique

Elevated intracranial pressure (ICP) is a significant problem in several forms of ischemic brain injury including stroke, traumatic brain injury and ...

Isolating and Using Sections of Bovine Mesenteric Artery and Vein as a Bioassay to Test for Vasoactivity in the Small Intestine

Mammalian gastrointestinal systems are constantly exposed to compounds (desirable and undesirable) that can have an effect on blood flow to and from that system. Changes in blood flow to the small intestine can result in effects on the absorptive functions of the organ. Particular interest in toxins liberated from feedstuffs through fermentative and digestive processes has developed in ruminants as an area where productive efficiencies could be improved. The video associated with this article describes an in vitro bioassay developed to screen compounds for vasoactivity in isolated cross-sections of bovine mesenteric artery and vein using a multimyograph. Once the blood vessels are mounted and equilibrated in the myograph, the bioassay itself can be used: as a screening tool to evaluate the contractile response or vasoactivity of compounds of interest; determine the presence of receptor types by pharmacologically targeting receptors with specific agonists; determine the role of a receptor with the presence of one or more antagonists; or determine potential interactions of compounds of interest with antagonists. Through all of this, data are collected real-time, tissue collected from a single animal can be exposed to a large number of different experimental treatments (an in vitro advantage), and represents vasculature on either side of the capillary bed to provide an accurate picture of what could be happening in the afferent and efferent blood supply supporting the small intestine.

The small intestine is frequently exposed to toxins that can influence blood flow and negatively impact nutrient absorption. Using a multimyograph and mesenteric artery and vein isolates, compounds or toxins of interest can be screened for vasoactivity.

L&#39;isolement et l&#39;aide de sections d&#39;encéphalopathie mésentérique artère et la veine comme les essais biologiques pour tester vasoactivité dans l&#39;intestin grêle

Mammalian gastrointestinal systems are constantly exposed to compounds (desirable and undesirable) that can have an effect on blood flow to and from that ...

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. Despite the discovery of key regulators of uterine contractility, this process is still not fully understood. Transgenic mice provide an ideal model in which to study parturition. Previously, the only method to study uterine contractility in the mouse was ex vivo isometric tension recordings, which are suboptimal for several reasons. The uterus must be removed from its physiological environment, a limited time course of investigation is possible, and the mice must be sacrificed. The recent development of radiometric telemetry has allowed for longitudinal, real-time measurements of in vivo intrauterine pressure in mice. Here, the implantation of an intrauterine telemeter to measure pressure changes in the mouse uterus from mid-pregnancy until delivery is described. By comparing differences in pressures between wild type and transgenic mice, the physiological impact of a gene of interest can be elucidated. This technique should expedite the development of therapeutics used to treat myometrial disorders during pregnancy, including preterm labor.

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

This manuscript provides a protocol for implanting telemeters in the mouse for the purpose of measuring intrauterine pressures during pregnancy.

Télémétrie intra-utérine mesurer souris contractile pression<em&gt; In Vivo</em

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. ...

Trabecular Meshwork Response to Pressure Elevation in the Living Human Eye

The mechanical characteristics of the trabecular meshwork (TM) are linked to outflow resistance and intraocular pressure (IOP) regulation. The rationale behind this technique is the direct observation of the mechanical response of the TM to acute IOP elevation. Prior to scanning, IOP is measured at baseline and during IOP elevation. The limbus is scanned by spectral-domain optical coherence tomography at baseline and during IOP elevation (ophthalmodynamometer (ODM) applied at 30 g force). Scans are processed to enhance visualization of the aqueous humor outflow pathway using ImageJ. Vascular landmarks are used to identify corresponding locations in baseline and IOP elevation scan volumes. Schlemm canal (SC) cross-sectional area (SC-CSA) and SC length from anterior to posterior along its long axis are measured manually at 10 locations within a 1 mm segment of SC. Mean inner to outer wall distance (short axis length) is calculated as the area of SC divided by its long axis length. To examine the contribution of adjacent tissues to the effect IOP elevations, measurements are repeated without and with smooth muscle relaxation with instillation of tropicamide. TM migration into SC is resisted by TM stiffness, but is enhanced by the support of its attachment to adjacent smooth muscle within the ciliary body. This technique is the first to measure the living human TM response to pressure elevation in situ under physiological conditions within the human eye.

Trabecular meshwork (TM) migration into Schlemm&#8217;s canal space can be induced by acute pressure elevation by ophthalmodynamometer, and observed by spectral domain optical coherence tomography. The goal of this method is to quantify the morphometric response of the living outflow tract to acute pressure elevation in living tissues in situ.

Trabéculum Réponse à élévation de la pression dans la vie Oeil humain

The mechanical characteristics of the trabecular meshwork (TM) are linked to outflow resistance and intraocular pressure (IOP) regulation. The rationale ...

Forskolin-induced Swelling in Intestinal Organoids: An In Vitro Assay for Assessing Drug Response in Cystic Fibrosis Patients

Recently-developed cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR)-modulating drugs correct surface expression and/or function of the mutant CFTR channel in subjects with cystic fibrosis (CF). Identification of subjects that may benefit from these drugs is challenging because of the extensive heterogeneity of CFTR mutations, as well as other unknown factors that contribute to individual drug efficacy. Here, we describe a simple and relatively rapid assay for measuring individual CFTR function and response to CFTR modulators in vitro. Three dimensional (3D) epithelial organoids are grown from rectal biopsies in standard organoid medium. Once established, the organoids can be bio-banked for future analysis. For the assay, 30-80 organoids are seeded in 96-well plates in basement membrane matrix and are then exposed to drugs. One day later, the organoids are stained with calcein green, and forskolin-induced swelling is monitored by confocal live cell microscopy at 37 &#176;C. Forskolin-induced swelling is fully CFTR-dependent and is sufficiently sensitive and precise to allow for discrimination between the drug responses of individuals with different and even identical CFTR mutations. In vitro swell responses correlate with the clinical response to therapy. This assay provides a cost-effective approach for the identification of drug-responsive individuals, independent of their CFTR mutations. It may also be instrumental in the development of future CFTR modulators.

Forskolin-induced Swelling in Intestinal Organoids: An In Vitro Assay for Assessing Drug Response in Cystic Fibrosis Patients

This protocol describes an assay for measuring CFTR function and CFTR modulator responses in cultured tissue from subjects with cystic fibrosis (CF). Biopsy-derived intestinal organoids swell in a cAMP-driven fashion, a response that is defective (or strongly reduced) in CF organoids and can be restored by exposure to CFTR modulators.

Forskoline induite par Gonflement dans Intestinal organites: Un<em&gt; In vitro</em&gt; Essai pour évaluer la réponse des médicaments dans les patients atteints de fibrose kystique

Recently-developed cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR)-modulating drugs correct surface expression and/or function of the mutant ...

A Cell Culture Model of Resistance Arteries

The myoendothelial junction (MEJ), a unique signaling microdomain in small diameter resistance arteries, exhibits localization of specific proteins and signaling processes that can control vascular tone and blood pressure. As it is a projection from either the endothelial or smooth muscle cell, and due to its small size (on average, an area of ~1 &#181;m2), the MEJ is difficult to study in isolation. However, we have developed a cell culture model called the vascular cell co-culture (VCCC) that allows for in vitro MEJ formation, endothelial cell polarization, and dissection of signaling proteins and processes in the vascular wall of resistance arteries. The VCCC has a multitude of applications and can be adapted to suit different cell types. The model consists of two cell types grown on opposite sides of a filter with 0.4 &#181;m pores in which the in vitro MEJs can form. Here we describe how to create the VCCC via plating of cells and isolation of endothelial, MEJ, and smooth muscle fractions, which can then be used for protein isolation or activity assays. The filter with intact cell layers can be fixed, embedded, and sectioned for immunofluorescent analysis. Importantly, many of the discoveries from this model have been confirmed using intact resistance arteries, underscoring its physiological relevance.

A cell culture model of resistance arteries is described, allowing for the dissection of signaling pathways in endothelium, smooth muscle, or between endothelium and smooth muscle (the myoendothelial junction). The selective application of agonists or protein isolation, electron microscopy, or immunofluorescence can be utilized using this cell culture model.

Un modèle de Culture cellulaire des artères de résistance

The myoendothelial junction (MEJ), a unique signaling microdomain in small diameter resistance arteries, exhibits localization of specific proteins and ...

Evaluation of Vascular Control Mechanisms Utilizing Video Microscopy of Isolated Resistance Arteries of Rats

This protocol describes the use of in vitro television microscopy to evaluate vascular function in isolated cerebral resistance arteries (and other vessels), and describes techniques for evaluating tissue perfusion using Laser Doppler Flowmetry (LDF) and microvessel density utilizing fluorescently labeled Griffonia simplicifolia (GS1) lectin. Current methods for studying isolated resistance arteries at transmural pressures encountered in vivo and in the absence of parenchymal cell influences provide a critical link between in vivo studies and information gained from molecular reductionist approaches that provide limited insight into integrative responses at the whole animal level. LDF and techniques to selectively identify arterioles and capillaries with fluorescently-labeled GS1 lectin provide practical solutions to enable investigators to extend the knowledge gained from studies of isolated resistance arteries. This paper describes the application of these techniques to gain fundamental knowledge of vascular physiology and pathology in the rat as a general experimental model, and in a variety of specialized genetically engineered &#34;designer&#34; rat strains that can provide important insight into the influence of specific genes on important vascular phenotypes. Utilizing these valuable experimental approaches in rat strains developed by selective breeding strategies and new technologies for producing gene knockout models in the rat, will expand the rigor of scientific premises developed in knockout mouse models and extend that knowledge to a more relevant animal model, with a well understood physiological background and suitability for physiological studies because of its larger size.

This manuscript describes in vitro video microscopy protocols for evaluating vascular function in rat cerebral resistance arteries. The manuscript also describes techniques for evaluating microvessel density with fluorescently labeled lectin and tissue perfusion using Laser Doppler Flowmetry.

Évaluation des mécanismes de contrôle vasculaire utilisant la microscopie vidéo des artères de résistance isolée de Rats

This protocol describes the use of in vitro television microscopy to evaluate vascular function in isolated cerebral resistance arteries (and other ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Mesure de la contractilité isométrique de l’artère mésentérique de souris à l’aide de fil myographie

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Cardiac Response to &#946;-Adrenergic Stimulation Determined by Pressure-Volume Loop Analysis

Determination of the cardiac function is a robust endpoint analysis in animal models of cardiovascular diseases in order to characterize effects of specific treatments on the heart. Due to the feasibility of genetic manipulations the mouse has become the most common mammalian animal model to study cardiac function and to search for new potential therapeutic targets. Here we describe a protocol to determine cardiac function&#160;in vivo using pressure-volume loop measurements and analysis during basal conditions and under &#946;-adrenergic stimulation by intravenous infusion of increasing concentrations of isoproterenol. We provide a refined protocol including ventilation support taking into account the positive end-expiratory pressure to ameliorate negative effects during open-chest measurements, and potent analgesia (Buprenorphine) to avoid uncontrollable myocardial stress evoked by pain during the procedure. All together the detailed description of the procedure and discussion about possible pitfalls enables highly standardized and reproducible pressure-volume loop analysis, reducing the exclusion of animals from the experimental cohort by preventing possible methodological bias.

Cardiac Response to &amp;#946;-Adrenergic Stimulation Determined by Pressure-Volume Loop Analysis

Here we describe a cardiac pressure-volume loop analysis under increasing doses of intravenously infused isoproterenol to determine the intrinsic cardiac function and the &#946;-adrenergic reserve in mice. We use a modified open-chest approach for the pressure-volume loop measurements, in which we include ventilation with positive end-expiratory pressure.

Réponse cardiaque à la stimulation β-adrénergique déterminée par l’analyse de la boucle pression-volume

Determination of the cardiac function is a robust endpoint analysis in animal models of cardiovascular diseases in order to characterize effects of ...