Nous remercions Daniel Duerr pour ses conseils en ce qui concerne la perfusion de fixation technique.

1. L&#39;induction de l&#39;anesthésie <ol><li> Pour l&#39;induction de l&#39;isoflurane, placer la souris dans une boîte d&#39;induction qui est relié à l&#39;ensemble de vapeur à 3,0% vol et le débit d&#39;oxygène de 0,5 L / min. </li><li> Après une perte de conscience est réalisé avec stimulus tactile ne pas induire une réponse et le réflexe des membres antérieurs ou postérieurs retrait pédale étant absent, placez la souris sur une table d&#39;opération à température contrôlée dans une position couchée. Maintenir une anesthésie sur un cône nasal qui est reliée à la vapeur par l&#39;intermédiaire du boîtier d&#39;induction. Inclinez la tête en fixant les incisives supérieures avec une suture 5-0 en nylon pour faciliter l&#39;intubation. </li><li> Insérez la sonde de température par voie rectale pour maintenir la température centrale du corps à 37 ° C. Fixer les extrémités avec du ruban adhésif. Traverser le bas de la jambe gauche au-dessus la jambe droite pour ouvrir la poitrine gauche et exposer le cœur de mieux. </li><li> Appliquer la crème dépilatoire sur le cou et la poitrine gauche. Essuyez la crème après 1 minute. Appliquer povidone-iode pour la peau localedésinfection. Injecter la buprénorphine 0,05 poids corporel mg / kg pour soulager la douleur sous-cutanée. </li><li> Faire une incision ligne médiane du cou la peau avec des ciseaux petite. Blunt disséquer les glandes et les muscles qui couvrent la trachée. Allumez le ventilateur. Réglages du ventilateur doit être ajusté à des paramètres physiologiques. Nous utilisons un Minivent, Hugo Sachs Elektronik, Harvard Apparatus avec une fréquence respiratoire de 105/min et un volume courant de 200 pi. Tirez la langue avec une pince et insérer délicatement un tube métallique 22 G. Confirmer l&#39;intubation par la visualisation directe du tube intérieur de la trachée et le mouvement thoracique. </li><li> Contourner la boîte de l&#39;induction par commutation à perdre tuyau de gaz pour éviter la contamination de l&#39;espace de laboratoire. Réglez la vapeur à 2,0% vol. </li></ol> 2. Thoracotomie <ol><li> Faire une incision de la peau dans la ligne médio-claviculaire gauche. Blunt disséquer le tissu sous-cutané vers l&#39;aisselle. Identifier la frontière du muscle grand pectoral et émousser le disséquer de la p mineureau-dessous du muscle ectoralis. Tirez le muscle petit pectoral vers la droite. Vous allez acquérir une vue directe sur la cage thoracique. </li><li> Identifier et carrément pentetrate du 4eme espace intercostal avec une pince. Que les conseils de la pince couvrent l&#39;espace intercostal de vous permettre d&#39;insérer les écarteurs qui sont ajustés avec des bandes en caoutchouc attachés à la table d&#39;opération. Vous devriez avoir une vision claire du cœur, y compris l&#39;oreillette gauche. Cet accès est réalisé généralement sans perte de sang et donc sans la nécessité de la coagulation électrique. </li></ol> 3. Préparation du Cœur <ol><li> Retirez délicatement le péricarde sans blesser le cœur. </li><li> Identifier la gauche artère interventriculaire antérieure (AIA) en soulevant l&#39;oreillette gauche auriculaire de la paroi antérieure du ventricule gauche. DAL ne sera vu que sur un parcours court et droit avec des frontières floues et lumineux de couleur rouge par rapport aux veines. </li></ol> 4. L&#39;artère coronaireInstrumentation <ol><li> Préparer une suture 8-0 prolène avec une pointe d&#39;aiguille effilée en le formant en forme de U. Passez l&#39;aiguille à travers la profondeur suffisante sous le DAL myocarde. </li><li> Couper la pointe d&#39;aiguille de la suture d&#39;avoir de 1 cm de fil de suture de chaque côté. </li><li> Coupez une section de 1 mm PE-10 tubulure comme un obturateur empêchant toute angles vifs. Permettre à l&#39;occlusion à tremper dans la désinfection alcoolique et taper avant de l&#39;utiliser. Remarque: Le tube doit être trempé dans de l&#39;éthanol à 100% pendant 24 heures pour le stériliser correctement 4. </li><li> Discussion à la fois de suture se termine par l&#39;intermédiaire du dispositif d&#39;occlusion. </li><li> Utilisez une taille de 3 aiguilles de suture Kalt pour guider à la fois de suture se termine hors de l&#39;espace intercostal supérieure. </li></ol> 5. La fermeture du thorax <ol><li> Attacher la nervure supérieure et inférieure de l&#39;espace ouvert intercostale avec un fil de suture 6-0 prolène. Avant de fermer le coffre, vous devez procéder à 5.2. </li><li> Hyperinflate les poumons pendant quelques cycles respiratoires pour ouvrirjusqu&#39;à atélectasie par serrage du tube d&#39;expiration. Cette manœuvre peut aussi dépendre du type de ventilateur que vous utilisez. Réglez le volume courant à 300 pi jusqu&#39;à ce que la caisse est fermée. </li><li> Réglez le volume à l&#39;arrière ventilateur de marée à 200 pi. </li><li> Attacher les deux extrémités de la suture 8-0 DAL ligature de les faire former une boucle. </li><li> Fixer un ECG. </li><li> Accrochez les poids à la boucle 8-0 et laisser les poids attentivement pendre. Vous devriez voir une importante élévation du segment ST dans les quelques battements de cœur peu. Relâchez le poids. Note: Ces expériences utilisent un total de 5,5 g de poids, mais le poids peut varier en fonction de la souche et le poids corporel des souris. </li><li> Placez la boucle dans une poche sous-cutanée et fermer la peau avec des sutures 6-0 nœuds simples. </li><li> Laissez la souris de récupérer après l&#39;extubation sous une lampe chauffante. </li></ol> 6. Ischémie myocardique et reperfusion <ol><li> Après une période de recouvrement d&#39;au moins 5 jours induire une anesthésie d&#39;un mélange de kétamine, la xylazineet de l&#39;atropine (4 ml / kg de poids corporel, la kétamine 10 mg / ml, la xylazine 2 mg / ml, l&#39;atropine 0,06 mg / ml, 1. </li><li> Intuber et ventiler avec l&#39;air ambiant pour les expériences d&#39;ischémie et la reperfusion. </li><li> Ouvrez la peau suturée de la poitrine. Préparer la boucle 8-0 suture. Fixer un ECG. </li><li> Accrochez les poids et les laisser pendre. Suivez votre protocole d&#39;ischémie. Regarder ECG pour la dissolution potentiel de élévation du segment ST 2. </li><li> Libérer les poids à l&#39;extrémité de l&#39;ischémie. Fermez la peau, l&#39;extubation de la souris et le laisser récupérer. </li></ol> 7. Évaluation taille de l&#39;infarctus avec délai de reperfusion jusqu&#39;à 3 jours <ol><li> Anesthésier et intuber la souris à la fin de temps de reperfusion désiré. </li><li> Couper la peau du thorax sur la ligne médiane de la xiphoïde. Ouvrez l&#39;abdomen et couper la membrane sous la cage thoracique. Couper la poitrine ouverte sur les deux côtés de la ligne médio-claviculaire. </li><li> Fixer la paroi thoracique antérieure battait avec un fil de suture pour gagner un accès libre au cœur. </li><li> Préparez soigneusement la boucle 8-0 suture. Coupez la boucle et faire un nœud pour occlure l&#39;artère interventriculaire antérieure. </li><li> Injecter 10% phtalo bleu dans l&#39;oreillette gauche. Pour éviter la surcharge de volume cardiaque, injecter un colorant lentement et aspirer de temps à autre. </li><li> Injecter le chlorure de potassium dans l&#39;oreillette gauche. Ce sera d&#39;arrêter le cœur en diastole pour l&#39;évaluation des infarctus taille égale. </li><li> Découpez le coeur, laissant autant de tissu extracardial que possible pour faciliter la coupe du coeur. </li><li> Lavez le cœur dans une solution tampon phosphate. </li><li> Geler le coeur dans l&#39;azote liquide et l&#39;isopentane. Alternativement, les cœurs peuvent être placés dans un congélateur jusqu&#39;à ce que légèrement gelé. </li><li> Couper le cœur en tranches de 1 mm. Nous avons un dispositif de coupe en lames de rasoir pour couper le coeur en tranches égales (figure 4). Assurez-vous que le cœur est correctement aligné pour couper perpendiculairement à l&#39;axe longitudinal du cœur. </li><li> Incuber les tranches dans 1,5% TTC à 37 ° C pendant 20 min. Nous utilisons une plaque à 96 puits oùchaque tranche est mis dans un puits. Cela permettra d&#39;économiser TTC et vous épargner l&#39;utilisation d&#39;un filtre Whatman pour éviter les artefacts. </li><li> Fixer les tranches avec du formaldéhyde 4% pendant la nuit. Ce sera rétrécir les tranches, mais améliore le contraste de la teinture. </li><li> Mettez la tranche sur une lame de microscope. Couvrir avec une autre diapositive. Utilisez 1 entretoises métalliques mm à chaque extrémité de la lame et maintenez les diapositives avec des trombones. </li><li> Prendre une image numérique à partir des deux côtés de chaque tranche. Toujours utiliser les mêmes paramètres et ne pas faire un zoom avant pour les petites tranches. </li><li> Utilisez un logiciel pour la planimétrie. Nous utilisons ImageJ par le NIH. Toujours utiliser les mêmes critères pour les zones infarcis, par exemple les zones blanches ne sont infarci. Zones blanches rosées ne sont pas infarci. Nous avons aveuglé enquêteurs pour les interventions et la planimétrie ainsi. </li></ol> 8. Préparation coeur Alternative pour l&#39;histologie <ol><li> Suivez les étapes 7.1 à 7.2. et procéder à 8,2. Évaluation fiable du myocarde avec une coloration TTC peut être fait dans les 72 heures de reperfusion en raison de la cicatrice. Retrait </li><li> Préparer hors tout tissu extracardial et émousser disséquer les thymus couvrant la racine de l&#39;aorte. </li><li> Prenez l&#39;aorte ascendante avec les pinces et couper le coeur avec le tissu comme moins extracardiaque que possible. </li><li> Laver et presser le coeur en douceur dans une solution de cardioplégie. </li><li> Placez le coeur dans un plat rempli de p35 solution de cardioplégie. </li><li> Préparer l&#39;aorte ascendante. </li><li> Cathétériser l&#39;aorte ascendante avec une canule qui est pré-rempli avec du formaldéhyde. Nous utilisons du zinc-formol fixateur et un 24 G iv ligne 3. </li><li> Coupez un trou entre l&#39;oreillette gauche et l&#39;oreillette gauche. </li><li> Insérer un cathéter 26 G dans l&#39;oreillette gauche avec un tube de 16 cm de longueur qui s&#39;y rattachent. Vous pouvez également utiliser un tube PE50. </li><li> Perfuser le coeur pendant dix minutes avec le fixateur de formol. </li><li> Placez le cœur dans un tube rempli d&#39;un fixateur pour un maximum de 24 heures à 7 ° C. </li><li> Continuer avec prépparation pour l&#39;histologie / immunohistochimie. </li></ol> 9. Les résultats représentatifs Chronique ligature de l&#39;artère coronaire est une technique complexe d&#39;embûches multiples. Cependant, une fois qu&#39;il est maîtrisé, il peut être effectué avec les taux de mortalité très faible et les résultats très fiables. Le positionnement optimal de la souris et l&#39;accès au cœur sont cruciales pour l&#39;identification réussie et l&#39;instrumentation de la DAL. La position de la ligature sera bien évidemment influencer taille de l&#39;infarctus, ce qui nécessite d&#39;avoir un site de ligature normalisée. En outre, si des branches septales sont touchés ce qui pourrait conduire à un bloc de branche au lieu de élévation du segment ST. Saignement de veines epimyocardial ou du ventricule, si la ligature est trop profonde, peut se produire et la souris doivent être exclues si le saignement est excessif. Péricard doivent être retirés aussi complètement que possible. En quittant le péricarde va aggraver pousser l&#39;aiguille dans le myocarde pour la ligature. En outre, il fera une péricardite, éventuellementinduire des adhérences et procéder à l&#39;examen histologique difficile. Le PE-occlusion doit être aussi courte que possible, sans aucun angle vif pour minimiser les traumatismes de myocarde. L&#39;hyperinflation des poumons est absolument crucial pour prévenir un pneumothorax sous tension après la fermeture du thorax. Il n&#39;est pas nécessaire pour un drainage thoracique. Test d&#39;une position correcte de la ligature dans la poitrine ouverte en tirant sur les extrémités de suture devraient être supprimées car tirant la tension est difficile à contrôler. Si l&#39;instrumentation de la DAL échoue, d&#39;autres tentatives doit être évitée car cela va ajouter un traumatisme et un oedème du myocarde. Afin d&#39;obtenir des résultats fiables, les paramètres du protocole devrait être normalisé. Par conséquent, les souris sont intubés et ventilés avec l&#39;air ambiant et la température du corps est étroitement contrôlé par un système de rétroaction. L&#39;utilisation des poids suspendus a été déjà souligné. Autres dispositifs de traction ont l&#39;inconvénient de la perte de tension et non-standardisée tension de traction. Ischémiqueprotocoles pré-et postconditionnement avec de multiples cycles de reperfusion et l&#39;occlusion sont plus facile à réaliser avec accrochant des poids parce qu&#39;ils ne doivent être levées et laisser accroché (Figure 1). Zones du myocarde (blanc) doit être distinguée de zones à risque (rouge) et la zone non à risques (bleu) (Figure 2A-B). Infarctus tailles sont fonction de la durée de l&#39;ischémie. Temps de reperfusion doit être d&#39;au moins 2 heures pour permettre à succès coloration TTC (Figure 1 et 2). Plus important encore, cytokine expression de l&#39;ARN est faible chez les animaux une opération fictive qui avaient toutes les interventions chirurgicales à l&#39;exception ischémie et la reperfusion par rapport aux animaux qui ont subi un infarctus du myocarde (figure 3A-C). <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig1.jpg" /> Figure 1. Taille de l&#39;infarctus en pourcentage de la zone à risque (EST /% AAR). Souris ont subi une ischémie de 30 minutes, suivie d&#39;une20 minutes de reperfusion (I / R, n = 10). CIB: postconditionnement ischémique, les souris ont subi 30 minutes d&#39;ischémie suivie par 3 cycles de reperfusion / l&#39;occlusion 20 sec chacune (n = 6, * indique p &lt;0,05). <img alt="Figure 2A" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig2A.jpg" /> La figure 2A. Tranche représentant coeur TTC teinté. Blanc: zone de l&#39;infarctus, rouge: zone à risque, Bleu: non-occlus région. <img alt="Figure 2B" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig2B.jpg" /> La figure 2B. Tranche représentant d&#39;un infarctus (blanc) zone. Notez qu&#39;en raison de la forme conique de la clôture du ventricule gauche à l&#39;apex, le epimyocard apparaîtra comme surface plane et ne devrait pas être considérée pour la mesure planimétrique (rose / bleu zone extérieure). Rouge = TTC colorées myocarde viable. <img alt="Figure 3A" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3A.jpg" /> La figure 3A. Aucune différence significative dans maexpression de l&#39;ARNm du TNF-α ocardial après une ischémie de 30 minutes et 120 reperfusion minutes. n = 4-6 par groupe. <img alt="Figure 3B" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3B.jpg" /> La figure 3B. Du myocarde expression de l&#39;ARNm de l&#39;IL-1β, après une ischémie de 30 minutes et 120 minutes de reperfusion (I / R). Il n&#39;y a pas de différence significative entre le contrôle (sans chirurgie) et opérés de manière fictive (absence d&#39;ischémie / reperfusion) du groupe. n = 4-6 par groupe, * indique p &lt;0,05. <img alt="Figure 3C" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3C.jpg" /> Figure 3C. Du myocarde IL-6 expression de l&#39;ARNm après une ischémie de 30 minutes et 120 minutes de reperfusion (I / R). Il n&#39;y a pas de différence significative entre le contrôle (sans chirurgie) et opérés de manière fictive (absence d&#39;ischémie / reperfusion) du groupe. n = 4-6 par groupe, * indique p &lt;0,05. <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig4.jpg" /> Figure 4A-C. Écoutezt le dispositif de coupe. Un: fermée avec les lames de rasoir dans la position de coupe. B: ouvert, vue de côté. C: ouvert, vue de face. Coeur sera aligné dans la rainure du lit plastique blanc avec son axe perpendiculaire à long des lames de rasoir (flèche).

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Pas de conflits d&#39;intérêt déclarés.

Nous avons modifié un murin à thorax fermé modèle en accédant au cœur par une thoracotomie gauche intercostal latéral et conduisant les sutures DAL à la poitrine dans la ligne médio-claviculaire gauche. En sortant de la cage thoracique osseuse intacte sera de minimiser les traumatismes, le besoin de médicaments contre la douleur, infection du site opératoire et donc, de faciliter la récupération. En préservant la gauche carotide interne des mammifères il n&#39;est pas nécessaire pour l&#39;électrocauté...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td></tr><tr><td> Vapeur </td><td> Drägerwerk AG </td><td> Isoflo </td></tr><tr><td> Microscope </td><td> Leica </td><td> M80 </td></tr><tr><td> Source de lumière </td><td> Schott </td><td> KL 1500 LCD </td></tr><tr><td> Homéotherme Control Unit Blanket </td><td> Harvard Apparatus </td><td></td></tr><tr><td> Type de Minivent 845 </td><td> Hugo Sachs Elektronik </td><td></td></tr><tr><td> 8-0 Prolène </td><td> Ethicon </td><td> BV130-5 6.5mm 3/8c </td></tr><tr><td> 6-0 Prolène </td><td> Ethicon </td><td> BV-1 de 9,3 mm 3/8c </td></tr><tr><td> Taille Kalt aiguille de suture 3 </td><td> FST </td><td> 12050-03 </td></tr><tr><td> Triphényltétrazolium </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 93145 </td&gt; </tr><tr><td> Bleu phtalo </td><td> Heucotech LTD </td><td></td></tr><tr><td> PowerLab </td><td> ADInstruments </td><td></td></tr></tbody></table>

a murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion

Un traumatisme chirurgical par thoracotomie à thorax ouvert dans les modèles de la ligature coronaire induit une réponse immunitaire, ce qui modifie différents mécanismes impliqués dans l&#39;ischémie et la reperfusion. La réponse immunitaire comprend l&#39;expression des cytokines et la libération ou la sécrétion de ligands endogènes de récepteurs immunitaires innées. L&#39;activation de l&#39;immunité innée peut potentiellement moduler taille de l&#39;infarctus. Nous avons modifié un existant murin à thorax fermé modèle en utilisant les pondérations suspendus qui pourraient être utiles pour l&#39;étude du myocarde avant et postconditionnement et le rôle de l&#39;immunité innée dans l&#39;ischémie myocardique et la reperfusion. Ce modèle permet aux animaux de récupérer d&#39;un traumatisme chirurgical avant l&#39;apparition de l&#39;ischémie myocardique. Les anesthésiques volatils ont été intensément étudiés et leur effet de préconditionnement pour la cardiopathie ischémique est bien connu. Cependant, cet effet protecteur empêche son utilisation dans les modèles à thorax ouvert de ligature de l&#39;artère coronaire. Ainsi, un autre avantage pourrait être l&#39;utilisation d&#39;ee bien contrôlables anesthésiques volatils pour l&#39;instrumentation dans une chronique à thorax fermé modèle, puisque leur effet de préconditionnement dure jusqu&#39;à 72 heures. Les maladies cardiaques chroniques présentant une ischémie intermittente et les modèles touchés sont multiples autres applications possibles de ce modèle. Pour la chronique à thorax fermé modèle, les souris intubés et ventilés subir une thoracotomie latérale émoussée par l&#39;intermédiaire du 4eme espace intercostal. Identification à la suite de l&#39;descendante antérieure gauche d&#39;une ligature est passé en dessous de la cuve et les deux extrémités de suture sont enfilés à travers un obturateur. Puis, les deux extrémités de suture sont passés à travers la paroi thoracique, noué à former une boucle et à gauche dans le tissu sous-cutané. Après la fermeture du thorax et de récupération pour 5 jours, les souris sont anesthésiées à nouveau, la peau du thorax est rouvert et le poids suspendus sont accrochés à la boucle sous contrôle ECG. A la fin du protocole d&#39;ischémie / reperfusion, le cœur peut être teinté avec TTC pour l&#39;infarctusl&#39;évaluation de taille ou de subir fixation par perfusion afin de permettre des études morphométriques en plus de l&#39;histologie et l&#39;immunohistochimie.

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A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Un traumatisme chirurgical induit une réponse inflammatoire. Les cytokines et les ligands endogènes sont connus pour moduler la taille infarctus du myocarde après une ischémie et la reperfusion. Nous présentons une version modifiée à thorax fermé modèle murin d&#39;ischémie et la reperfusion en utilisant les pondérations suspendus pour minimiser les effets de la thoracotomie.

Un murin à thorax fermé Modèle d&#39;ischémie myocardique et la reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

a-murine-closed-chest-model-of-myocardial-ischemia-and-reperfusion

Research

JoVE Journal

Medicine

28.6K vues.  University of Bonn, Germany. Un traumatisme chirurgical induit une réponse inflammatoire. Les cytokines et les ligands endogènes sont connus pour moduler la taille infarctus du myocarde après une ischémie et la reperfusion. Nous présentons une version modifiée à thorax fermé modèle murin d'ischémie et la reperfusion en utilisant les pondérations suspendus pour minimiser les effets de la thoracotomie.

Vidéo: A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normothermique arrêt cardiaque et la réanimation cardiorespiratoire: un modèle murin de l&#39;ischémie-reperfusion

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Recherche

Médecine

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

Reproductible paraplégie par l&#39;aorte thoracique occlusion dans un modèle murin de la moelle épinière ischémie-reperfusion

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Un modèle murin d&#39;ischémie myocardique-reperfusion par ligature de l&#39;artère interventriculaire antérieure

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO2. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes &#8211; but is not limited to &#8211; hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

Un modèle de rat de la fibrillation ventriculaire et de réanimation par conventionnelle à thorax fermé Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Modèle murin de Intestinal Ischémie-reperfusion

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

Confirmation de Ischémie myocardique et reperfusion chez des souris à l&#39;aide Pad Surface électrocardiographie

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved drug to prevent or reduce myocardial I/R injury. The study and understanding of the pathophysiological mechanisms of myocardial I/R injury is essential to develop successful treatments. Large animal experiments are an important step in translational methods. The porcine model of acute myocardial infarction has been established and described by ourselves and others. We aimed to further improve the value of the model by focusing in detail on the sampling techniques for use in future experiments. Furthermore, we emphasize small but important steps that can affect the quality of the final results. To mimic the clinical situation of myocardial I/R injury, a percutaneous coronary intervention (PCI) catheter was inserted into the left anterior descending coronary artery (LAD) of an anesthetized pig. &#176;&#176;&#176;This model mimics acute myocardial infarction and PCI treatment in humans with the possibility of accurately determining the area at risk as well as the necrotic- and viable ischemic tissue. Here the model was used to investigate the effect of a bicyclic peptide inhibitor of FXIIa. The model can also be modified to allow longer reperfusion times to study later effects of myocardial infarction.

Here we demonstrate a protocol to standardize sampling procedures of an established porcine model of acute myocardial infarction in order to increase its translational value in the understanding of the pathophysiology of myocardial ischemia/reperfusion injury and to test novel drug candidates.

Amélioration d’un modèle de porcins infarctus du myocarde de thorax fermé par normalisation des tissus et des procédures d’échantillonnage de sang

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved ...

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

Un modèle à thorax fermé pour induire la Constriction de l’aorte transversale chez les souris

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Évaluation de la réserve de flux coronaire après la réperfusion d'ischémie myocardique chez les rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Retard de l’accouchement intramyocardique des cellules souches après une blessure à l’Ischémie Reperfusion dans un modèle murine

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...