Ce travail a été soutenu par le Conseil national de la santé et de la recherche médicale (NHMRC) de l&#39;Australie subvention de projet de 1.029.205, par la Fondation Microsearch de l&#39;Australie, et par la Fondation Myee Codrington recherche médicale.

Avant le début des expériences, obtenir l&#39;approbation du comité d&#39;éthique de protection des animaux de l&#39;institution compétente pour les expériences prévues. Maintenir la souris dans la conformité avec les exigences de votre institution. Le protocole suivant a été approuvé par les comités de l&#39;Université de Sydney et Hôpital Royal Prince Alfred. Avant de commencer la chirurgie, tous les instruments doivent être soigneusement nettoyés et stérilisés par trempage dans 80% d&#39;éthanol. Certains établissements prévoient autoclave mais cela peut endommager les instruments de microchirurgie fines sur le long terme. Lorsque l&#39;utilisation possible du matériel stérile à usage unique. 1. Anesthésie <ol><li> Anesthésier la souris avec de l&#39;isoflurane dans un récipient fermé, puis placez-le sur le dos sur un conseil d&#39;exploitation, reliant rapidement nez anesthésie cône. adéquation de test de l&#39;anesthésie en pinçant l&#39;arrière-pied pour s&#39;assurer qu&#39;il n&#39;y a pas de réflexe. </li><li> Raser la peau avec une lame chirurgicale etstériliser à 80% d&#39;éthanol. En outre, 2% de chlorhexidine à 70% d&#39;alcool isopropylique peut être utilisé pour la stérilisation de la peau. Au cours de l&#39;induction de l&#39;anesthésie la concentration d&#39;isoflurane est de 3%, mais réduire ce à 1-1,5% pour l&#39;entretien. Faire des ajustements mineurs à cette concentration pour maintenir une respiration régulière et la fréquence cardiaque. Maintenir la température de l&#39;animal sur un coussin chauffant. </li></ol> 2. Opération des bailleurs de fonds <ol><li> Faire une thoracotomie pour exposer le coeur et les vaisseaux en coupant la poitrine à travers les deux côtés de la cage thoracique, à partir du bord de la nervure jusqu&#39;à l&#39;aisselle suivie par une coupe transversale au niveau de l&#39;appendice xiphoïde pour former un rabat de paroi de la poitrine. Soulevez ce volet à côté de la tête et la broche à la carte d&#39;exploitation. Détachez péricarde pour exposer le cœur et les vaisseaux. </li><li> Soulevez la veine cave inférieure avec une pince dans une main et avec l&#39;autre injection de 1 ml froid hépariné saline proximale à cœur par la veine cave inférieure, puis mettre une petite pince de l&#39;artère sur la VCI à préventiont débit de solution de perfusion à travers le trou de l&#39;aiguille. </li><li> Utilisation de la gaze et un coton-tige, rentrer le coeur vers le bas pour exposer l&#39;aorte ascendante et l&#39;artère pulmonaire. Passer une lame d&#39;une paire de microciseaux à travers le canal (sinus transverse) postérieur à l&#39;ensemble de l&#39;aorte et l&#39;artère pulmonaire et l&#39;aorte coupée et l&#39;artère pulmonaire ainsi que dans toute la mesure du possible de manière distale afin d&#39;assurer une longueur suffisante pour l&#39;anastomose. </li><li> Cravate et diviser la VCI, à droite la veine cave supérieure (VCS), laissés SVC et veines pulmonaires en utilisant 6-0 fil de soie. Attachez l&#39;IVC et à droite SVC séparément, puis placer un seul postérieure de fil au cœur d&#39;encercler le SVC gauche avec les veines pulmonaires et de l&#39;attacher. Récolter au cœur du site donneur en coupant les vaisseaux distaux des liens, de le stocker dans une solution saline stérile froide à 4 ° C jusqu&#39;à la transplantation. Il en résulte la mort du donneur par la saignée. </li></ol> 3. Fonctionnement du bénéficiaire <ol><li> Anesthésier ladestinataire comme ci-dessus (section 1). Raser soigneusement abdomen pour éviter l&#39;irritation, puis faire une laparotomie par incision médiane de pubis à xiphisternum et se rétracter à l&#39;aide de trombones pliés pour former des écarteurs. Enveloppez l&#39;intestin dans une solution saline stérile gaze imbibée chaud et se rétracter à la partie supérieure droite de l&#39;abdomen. </li><li> Pour exposer l&#39;aorte sous-rénale et IVC, libérer les segments groupés de l&#39;aorte et IVC de l&#39;artère rénale gauche et la veine de la bifurcation iliaque en les divisant par les vaisseaux lombaires en utilisant un dispositif de cautérisation. Veillez à ce que le cautère est à la bonne température et utilisé pendant un temps suffisant pour diviser et sceller les extrémités du navire. </li><li> Appliquer petites pinces atraumatiques navire à l&#39;aorte et segments IVC distale et proximale. Faire une incision dans la paroi avant de l&#39;aorte par perforation d&#39;abord un trou avec une aiguille de 30 G; puis couper une incision verticale avec microciseaux pour correspondre à la taille de l&#39;aorte du donneur. Rincer la lumière de l&#39;aorte avec du sérum physiologique hépariné pour enlever toute blcaillots ood. </li><li> Apportez le cœur du donneur sur le site receveur recouvert de gaze trempé dans une solution saline froide et placez-le sur le côté droit de l&#39;abdomen. Assurez-vous que l&#39;aorte du donneur est placé à côté de l&#39;incision sur l&#39;aorte destinataire et l&#39;artère pulmonaire du donneur positionné à côté du destinataire IVC. </li><li> Anastomoser le côté fin à donneur aorte de l&#39;aorte destinataire en utilisant l&#39;exécution 10-0 fils de nylon à partir du coin proximale et suture sur le côté gauche d&#39;abord jusqu&#39;à atteindre le coin distal, étape à laquelle l&#39;animal est tourné de 180 °. Déplacez doucement le cœur du donneur sur le côté gauche de l&#39;abdomen pour exposer le côté droit de l&#39;aorte et continuer suture par le côté droit de la paroi aortique de l&#39;extrémité distale à l&#39;extrémité proximale. Avant de clore l&#39;anastomose aortique, rincer doucement la lumière avec du sérum physiologique hépariné pour enlever tout caillot et de l&#39;air. </li><li> Anastomoser le donneur artère pulmonaire (AP) fin à côte avec le bénéficiaire IVC. Faire une incision verquement avec microciseaux dans la paroi avant de l&#39;IVC à un site en conformité avec l&#39;anastomose de l&#39;artère. Anastomoser le donneur PA au destinataire IVC, avec l&#39;exécution 10-0 fils de nylon à partir de l&#39;extrémité distale de la paroi de gauche dans la lumière de la VCI. Après avoir atteint l&#39;extrémité proximale, continuer le long de sutures de la paroi latérale avant droite jusqu&#39;à l&#39;extrémité distale pour compléter l&#39;anastomose. Avant de clore l&#39;anastomose, rincer doucement la lumière pour éliminer les caillots et de l&#39;air. </li><li> Avant de relâcher le serrage des navires, placer des morceaux de Gelfoam autour des sites d&#39;anastomose, et appliquer une légère pression avec un applicateur de coton jusqu&#39;à l&#39;hémostase. Au moment de la revascularisation, relâcher la pince distale en premier, suivi par la pince proximale. </li><li> Après revascularisation, appliquer une solution saline chaude à 37 ° C sur le greffon à l&#39;extérieur pour aider sa reprise. Le greffon commence habituellement fibrillation immédiatement et retourne spontanément à un rythme sinusal en quelques minutes. Injecter 0,6 ml chaudesdu sérum physiologique par voie sous cutanée à maintenir l&#39;hydratation du destinataire. Injecter en sous-cutané de la buprénorphine pour une analgésie avant l&#39;achèvement de la chirurgie </li><li> Fermer la plaie abdominale avec un 5-0 surjet résorbable pour les deux couches. Commencez par remplir la couche intérieure et continuer le long de la peau. </li></ol> 4. Récupération et de greffe de surveillance <ol><li> Injecter ampicilline pour la prophylaxie de l&#39;infection et de placer le destinataire sur un coussin chauffant à 37 ° C pour la récupération. La plupart des animaux guérissent rapidement et sont généralement de boire et de manger souvent à moins de 3 heures. Si la souris montre des signes de détresse, examiner de près pour déterminer la cause. Si aucune cause évidente, le traitement à la buprénorphine et suivre de près. Consulter un vétérinaire si les symptômes sont sévères ou persistent plus de 8 heures et envisager l&#39;euthanasie. Si nécessaire, donner la poursuite 12 injections de buprénorphine horaire jusqu&#39;à ce que les symptômes disparaissent. Si la souris montre des signes de détresse après 8 h, donner continuant 12injections de buprénorphine horaire jusqu&#39;à ce qu&#39;ils résolvent. Consulter le vétérinaire si les symptômes persistent pendant plus de 48 heures et euthanasier si nécessaire. </li><li> Surveillance du rythme cardiaque du greffon par palpation abdominale direct et enregistrer la force de battement comme + + + + pour une greffe sain pour + de temps faible à cause du rejet de pointe et - comme non battre en raison de compléter le rejet de la greffe. Surveiller les souris tous les jours pendant les 10 premiers jours, puis 3x par semaine pour la durée de l&#39;expérience. </li></ol>

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	<li>Aramaki, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interleukin-10+but+not+transforming+growth+factor-beta+is+essential+for+generation+and+suppressor+function+of+regulatory+cells+induced+by+intratracheal+delivery+of+alloantigen.">Interleukin-10 but not transforming growth factor-beta is essential for generation and suppressor function of regulatory cells induced by intratracheal delivery of alloantigen.</a> Transplantation. 79, 568-576 (2005).</li><li>Chen, R. H., Bushell, A., Fuggle, S. V., Wood, K. J., Morris, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+granzyme+A+and+perforin+in+mouse+heart+transplants+immunosuppressed+with+donor-specific+transfusion+and+anti-CD4+monoclonal+antibody.">Expression of granzyme A and perforin in mouse heart transplants immunosuppressed with donor-specific transfusion and anti-CD4 monoclonal antibody.</a> Transplantation. 61, 625-629 (1996).</li><li>Poulin, L. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interleukin-9+promotes+eosinophilic+rejection+of+mouse+heart+allografts.">Interleukin-9 promotes eosinophilic rejection of mouse heart allografts.</a> Transplantation. 76, 572-577 (2003).</li><li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats.">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 57, 225-229 (1969).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+heart+in+mice.">Primarily vascularized allografts of heart in mice.</a> Transplantation. 16, 343-350 (1973).</li><li>Larsen, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CD40-gp39+interactions+play+a+critical+role+during+allograft+rejection.+Suppression+of+allograft+rejection+by+blockade+of+the+CD40-gp39+pathway.">CD40-gp39 interactions play a critical role during allograft rejection. Suppression of allograft rejection by blockade of the CD40-gp39 pathway.</a> Transplantation. 61, 4-9 (1996).</li><li>Saitovitch, D., Bushell, A., Mabbs, D. W., Morris, P. J., Wood, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinetics+of+induction+of+transplantation+tolerance+with+a+nondepleting+anti-Cd4+monoclonal+antibody+and+donor-specific+transfusion+before+transplantation.+A+critical+period+of+time+is+required+for+development+of+immunological+unresponsiveness.">Kinetics of induction of transplantation tolerance with a nondepleting anti-Cd4 monoclonal antibody and donor-specific transfusion before transplantation. A critical period of time is required for development of immunological unresponsiveness.</a> Transplantation. 61, 1642-1647 (1996).</li><li>Callaghan, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+allograft+survival+by+inhibitory+FcgammaRIIb+signaling.">Regulation of allograft survival by inhibitory FcgammaRIIb signaling.</a> J. Immunol. 189, 5694-5702 (2012).</li><li>Qian, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+donor+MHC+Class+I+or+Class+II+antigen+deficiency+on+first-+and+second-set+rejection+of+mouse+heart+or+liver+allografts.">Impact of donor MHC Class I or Class II antigen deficiency on first- and second-set rejection of mouse heart or liver allografts.</a> Immunology. 88, 124-129 (1996).</li><li>Wang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spontaneous+acceptance+of+mouse+kidney+allografts+is+associated+with+increased+Foxp3+expression+and+differences+in+the+B+and+T+cell+compartments.">Spontaneous acceptance of mouse kidney allografts is associated with increased Foxp3 expression and differences in the B and T cell compartments.</a> Transpl. Immunol. 24, 149-156 (2011).</li><li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+Heart+Transplantation+in+Mice.">Heterotopic Heart Transplantation in Mice.</a> J. Vis. Exp. , (2007).</li><li>Mottram, P. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrocardiographic+monitoring+of+cardiac+transplants+in+mice.">Electrocardiographic monitoring of cardiac transplants in mice.</a> Cardiovasc. Res. 22, 315-321 (1988).</li></ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

Transplantation cardiaque Mouse est une méthode microchirurgicale difficile qui exige des compétences chirurgicales considérable à maîtriser. L&#39;aspect le plus difficile est le petit diamètre des vaisseaux. En outre, il est nécessaire de limiter la durée d&#39;utilisation de destinataire et les saignements. La technique de transplantation cardiaque de la souris a été décrite par Corry et al. en 1973 et par la suite par Mottram et al 12. Nos modifications comprennent les points ...

Les modèles animaux de transplantation d&#39;organes peuvent fournir des informations précieuses pour améliorer le traitement des patients transplantés cliniques. Modèles de souris sont particulièrement utiles pour l&#39;étude du système immunitaire de rejet de greffe d&#39;organe ou de l&#39;acceptation en raison de la large gamme de souris et des réactifs spécifiques pour les souris qui ne sont pas disponibles pour d&#39;autres modèles animaux génétiquement modifiés 1-3. Un défi avec des modèles murins de transplantation est la petite taille des donneurs et des receveurs qui nécessite une grande maîtrise technique pour obtenir des résultats satisfaisants. Une technique a été décrite pour la première à la transplantation hétérotopique de coeurs de rats 4 qui a ensuite été adaptés pour une transplantation cardiaque de la souris par Corry et al 5. Cette technique consiste à préparer le bénéficiaire avant l&#39;opération des bailleurs de fonds et aucune perfusion du cœur du donneur, qui sont tous deux de nature à compromettre la survie du cœur ou t transplantéil destinataire. La procédure a été largement utilisé comme décrit à l&#39;origine pour étudier les mécanismes de rejet de greffe et de la tolérance 6-8. D&#39;autres ont adapté la procédure de transplantation cardiaque d&#39;origine de rat de Ono et Lindsey pour les transplantations cardiaques chez les souris 9,10. Plus récemment, une technique a été publié pour la transplantation cardiaque de la souris qui a éliminé certains des problèmes associés à la méthode de Corry et al 11. Le protocole décrit ici incorpore les modifications, en fonction de la méthode de Mottram et al 12, qui comprennent: la perfusion in situ avec une solution saline héparinée froide immédiatement après thoracotomie et effectuer l&#39;opération de donneur préalablement à l&#39;opération de destinataire pour minimiser destinataire temps d&#39;opération. En outre, nous utilisons des petites pinces atraumatiques navires au lieu de 6-0 cravates en soie. Bien pinces de navires ont l&#39;inconvénient de prendre plus d&#39;espace ils sont plus faciles à contrôler que les liens qui ne doit pas être trop serré ou lâcheet sont moins faciles à enlever que des pinces. Notre procédé utilise un surjet seul récipient pour anastomose, bien que dans l&#39;apprentissage initial d&#39;une scène alternative est d&#39;utiliser des sutures de fixation à l&#39;extrémité proximale et distale des coins pour assurer la régularité de sutures et donc la perméabilité de l&#39;anastomose.

<table><tbody><tr><td>Operating microscope&amp;nbsp;</td><td>Leica, Heerbrugg, Switzerland</td><td>M651</td><td>10-25X magnification</td></tr><tr><td>Anesthetic machine&amp;nbsp;</td><td>Vet Quip Pty Ltd, Sydney, Australia</td><td>Vett3</td><td>Capable of delivering a mixture of isoflurane and oxygen in air&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Operating board&amp;nbsp;</td><td>Hardware store or office supplier</td><td></td><td>Dense cork or synthetic capable of taking pins</td></tr><tr><td>Heparinized saline (5 U/ml, 4 &amp;deg;C)</td><td>Pfizer, USA</td><td>FW25</td><td>In 1 ml syringe with 23 G needle on ice</td></tr><tr><td>Normal saline (37 &amp;deg;C)</td><td>AstraZeneca Pty Ltd, Australia</td><td>4538</td><td>In 1 ml syringe with 23 G needle on warm pad</td></tr><tr><td>Sutures 10- nylon, 5-0 Vicryl</td><td>Ethicon, Inc. NJ, USA</td><td>2870G/J421H</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine (0.05 mg/kg in 0.1 ml saline)</td><td>Reckitt Benckiser, Sydney, Australia</td><td></td><td>In 1 ml syringe with 23 G needle on ice</td></tr><tr><td>Ampcillin (5 mg/kg in 0.1 ml saline)</td><td>Aspen, Sydney, Australia</td><td></td><td>In 1 ml syringe with 23 G needle on ice</td></tr><tr><td>Gel Foam</td><td>Pharmacia &amp;amp; Upjohn Co. USA</td><td>801289304</td><td>Cut into small pieces</td></tr><tr><td>High temperature cautery device</td><td>Medtronic, USA</td><td>8444000</td><td></td></tr><tr><td>Heating Pad/Right Temp</td><td>Kent Scientific Corporation, Turrington, CT 06790</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Microsurgery instruments:&lt;/strong&gt;</td><td>Shanghai Medical Instruments Co. Ltd.,&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microneedleholders</td><td>Shanghai, China</td><td>WT2020</td><td></td></tr><tr><td>Microscissors</td><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;</td><td>WT1020</td><td></td></tr><tr><td>Microforceps (straight tip)</td><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;</td><td>WA3010</td><td></td></tr><tr><td>Microforceps (curved tip)</td><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;</td><td>WA3020</td><td></td></tr><tr><td>Micromosquito clamps (1 pair)</td><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;</td><td>W40350</td><td></td></tr><tr><td>Microvessel atraumatic clamps (1 pair)</td><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;</td><td>W40130/W40150</td><td></td></tr></tbody></table>

a modified method for heterotopic mouse heart transplantion

Les souris sont souvent utilisés comme donneurs de transplantation cardiaque et les bénéficiaires dans les études de l&#39;immunologie de transplantation en raison de la large gamme de souris transgéniques et des réactifs disponibles. Une difficulté se présente en raison de la petite taille de l&#39;animal et les défis techniques considérables de la microchirurgie impliqués dans la transplantation cardiaque. En particulier, un taux élevé de défaillance technique tôt après la transplantation peut entraîner la mort de destinataire et les complications post-opératoires telles que la paralysie des membres postérieurs ou un cœur non-battant. Ici, la technique complète pour une transplantation cardiaque hétérotopique de la souris est démontrée, impliquant la récolte du cœur du donneur et de son implantation ultérieure dans une souris receveuse. Le cœur du donneur est prélevé immédiatement après la perfusion in situ avec une solution saline héparinée froid et transection de l&#39;aorte ascendante et de l&#39;artère pulmonaire. L&#39;opération de destinataire comprend la préparation de l&#39;aorte abdominale et la veine cave inférieure (IVC), suivie paranastomose bout à l&#39;autre de l&#39;aorte du donneur avec l&#39;aorte destinataire à l&#39;aide d&#39;une seule course 10-0 microsuture et une anastomose similaire de l&#39;artère pulmonaire du donneur avec le bénéficiaire IVC. Suite à l&#39;opération de l&#39;animal reçoit une injection de 0,6 ml par voie sous cutanée de solution saline normale et on la laisse se remettre sur un coussin chauffant de 37 ° C. Les résultats de 227 transplantations cardiaques de souris sont résumées avec un taux de réussite à 48 h de 86,8%. Des échecs 13,2% dans les 48 heures, 5 (2,2%) ont connu une biche paralysie des membres, 10 (4,4%) avait un cœur non-battant en raison de greffer des blessures et / ou thrombose ischémique, tandis que 15 (6,6%) sont décédés dans les 48 heures .

Après une période de formation initiale, 227 cas de la souris hétérotopique transplantation cardiaque dans notre groupe ont été analysés. Le taux de réussite dans les 24 premières heures était de 90,3% et à 48 h, il est de 86,8%. Sur les 30 (13,2%) des défaillances dans les 48 heures, 5 (2,2%) ont connu une paralysie des membres postérieurs et a dû être euthanasié, 10 (4,4%) avait un cœur non-battant pour cause de blessure et / ou de thrombose du greffon ischémie, tandis que 15 (6,6%) sont décédés d...

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A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Une méthode modifiée de Heterotopic souris coeur la transplantation

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

a-modified-method-for-heterotopic-mouse-heart-transplantion

Research

JoVE Journal

Medicine

12.0K vues.  University of Sydney. A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

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Heterotopic Heart Transplantation in Mice

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable for studying rejection and immune response now that newer transgenic and gene knockout mice are available, and a large number of immunologic reagents have been developed. The heart transplant model is less stringent than the skin transplant models, although technically more challenging. We have developed a modified technique and have completed over 1000 successful cases of heterotopic heart transplantation in mice. When making anastomosis of the ascending aorta and abdominal aorta, two stay sutures are placed at the proximal and distal apexes of recipient abdominal aorta with the donor s ascending aorta, then using 11-0 suture for anastomosis on both side of aorta with continuing sutures. The stay sutures make the anastomosis easier and 11-0 is an ideal suture size to avoid bleeding and thrombosis.
When making anastomosis of pulmonary artery and inferior vena cava, two stay sutures are made at the proximal apex and distal apex of the recipient s inferior vena cava with the donor s pulmonary artery. The left wall of the inferior vena cava and donor s pulmonary artery is closed with continuing sutures in the inside of the inferior vena cava after, one knot with the proximal apex stay suture the right wall of the inferior vena cava and the donor s pulmonary artery are closed with continuing sutures outside the inferior vena cave with 10-0 sutures. This method is easier to perform because anastomosis is made just on the one side of the inferior vena cava and 10-0 sutures is the right size to avoid bleeding and thrombosis. In this article, we provide details of the technique to supplement the video.

The mouse heterotopic heart transplantation model has been proven by many investigators to be an important method for studying mechanisms of rejection and immune response. However, the techniques involved are still challenging. By modifying standard techniques we have had success with more than 1000 transplants.

Transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable ...

Recherche

Biologie

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

Murin de transplantation cardiaque hétérotopique Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Médecine

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotopic col de l&#39;utérus chez la souris Transplantation cardiaque

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

A Novel Microsurgical Modèle pour Heterotopic, en bloc de la paroi thoracique, Thymus, et Transplantation cardiaque chez la souris

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

An Immunological Model for Heterotopic Heart and Cardiac Muscle Cell Transplantation in Rats

Heterotopic heart transplantation in rats has been a commonly used model for diverse immunological studies for more than 50 years. Several modifications have been reported since the first description in 1964. After 30 years of performing heterotopic heart transplantation in rats, we have developed a simplified surgical approach, which can be easily taught and performed without further surgical training or background.
After dissection of the ascending aorta and the pulmonary artery and ligation of superior and inferior caval and pulmonary veins, the donor heart is harvested and subsequently perfused with ice-cold saline solution supplemented with heparin. After clamping and incising the recipient abdominal vessels, the donor ascending aorta and pulmonary artery are anastomosed to the recipient abdominal aorta and inferior vena cava, respectively, using continuous running sutures.
Depending on different donor-recipient combinations, this model allows analyses of either acute or chronic rejection of allografts. The immunological significance of this model is further enhanced by a novel approach of in-ear injection of vital cardiac muscle cells and subsequent analysis of draining cervical lymphatic tissue.

We describe a model of heterotopic abdominal heart transplantation in rats, implying modifications of current strategies, which lead to a simplified surgical approach. Additionally, we describe a novel rejection model by in-ear injection of vital cardiac muscle cells, allowing further transplant immunological analyses in rats.

Un modèle immunologique pour la transplantation héterotopique de cellules cardiaques et cardiaques chez les rats

Heterotopic heart transplantation in rats has been a commonly used model for diverse immunological studies for more than 50 years. Several modifications ...

Immunologie et infection

Optimization of the Cuff Technique for Murine Heart Transplantation

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to improve surgical efficiency. In our lab, we have optimized the cuff technique with two major steps. First, we used the inner tube technique to insert a temporary inner tube into the external jugular vein and carotid artery blood vessel to facilitate eversion of the vessel over the cuff. Second, we performed complete heterotopic cardiac transplantation through the collaboration of two experienced surgeons. These modifications effectively reduced the operation time to 25 minutes, with a success rate of 95%. In this report, we describe these procedures in detail and provide a supplemental video. We believe that this report on the improved cuff technique will offer practical guidance for murine heterotopic heart transplantation and will enhance the utility of this mouse model for basic research.

We introduce an inner tube approach to the cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation to help evert the vessel over the cuff. We found that cooperation between two experienced surgeons markedly shortens the operation time.

Optimisation de la technique de manchette pour la transplantation cardiaque murine

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to ...

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

Transplantation cardiaque cervicale hétérotopique de souris utilisant des brassards vasculaires

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

A Modified Murine Heterotopic Heart Transplant Protocol Matching Contemporary Standards of Aseptic Technique, Anesthesia, and Analgesia

The development of experimental models of cardiac transplantation in animals has contributed to many advances in the fields of immunology and solid organ transplantation. While the heterotopic vascularized murine cardiac transplantation model was initially utilized in studies of graft rejection using combinations of mismatched inbred mouse strains, access to genetically modified strains and therapeutic modalities can provide powerful new preclinical insights. Fundamentally, the surgical methodology for this technique has not changed since its development, especially with respect to important factors such as aseptic technique, anesthesia, and analgesia, which make material impacts on postsurgical morbidity and mortality. Additionally, improvements in perioperative management are expected to provide improvements in both animal welfare and experimental outcomes. This paper reports upon a protocol developed in collaboration with a subject matter expert in veterinary anesthesia and describes the surgical technique with an emphasis on perioperative management. Additionally, we discuss the implications of these refinements and provide details on troubleshooting critical surgical steps for this procedure.

The present paper describes a modified technique for heterotopic vascularized cardiac transplantation with updated aseptic technique, analgesia, and anesthesia.

Un protocole de transplantation cardiaque hétérotopique murin modifié correspondant aux normes contemporaines de la technique aseptique, de l’anesthésie et de l’analgésie

The development of experimental models of cardiac transplantation in animals has contributed to many advances in the fields of immunology and solid organ ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

Reconstruction de circuit sanguin dans un modèle de transplantation de cœur de souris abdominale

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

Une technique de brassard modifiée pour un modèle de transplantation cardiaque hétérotopique cervicale de souris

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...