We are grateful for the support of the NREF foundation.

NOTE: Éthique Déclaration: Tous les procédures décrites dans ce manuscrit sont conformes aux directives du NIH pour la recherche animale (Guide pour le soin et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire) et sont approuvés par l&#39;École de médecine de Harvard Comité IACUC. Préparation 1. Pré-chirurgicale <ol><li> Assurez-vous que tous les instruments chirurgicaux sont stérilisés par autoclavage soit ou en nettoyant avec une solution et / ou de l&#39;éthanol antiseptique si nécessaire. Lorsque cela est possible, utiliser de l&#39;équipement jetable stérile comme des scalpels, aiguilles et seringues. </li><li> Couvrir la table de travail avec draps chirurgicaux et se assurer qu&#39;il ya une élimination des déchets à risque biologique disponible. </li><li> Peser le rat et calculer la dose d&#39;anesthésie. Utiliser un kétamine / xylazine mélange (kétamine à 75 mg / kg de xylazine et 10 mg / kg) à des rats anesthésier. REMARQUE: Entre 200-250 g est le poids optimal pour la fixation correcte de l&#39;animal dans le cadre stéréotaxique ainsi que pour un ciblage précis de l&#39;ATN. Isoflurane peut également être utilisé comme agent anesthésiant. </li><li> Monter et fixer deux électrodes stériles (stérilisés par autoclave ou à l&#39;oxyde d&#39;éthylène) sur le porte-électrode (Figure 2) d&#39;un cadre stéréotaxique chirurgicale et avec l&#39;aide d&#39;un microscope (10-40X agrandissement), inspecter les extrémités de l&#39;électrode pour le bon alignement. Fixer les deux électrodes 3,0 mm. REMARQUE: Prenez soin de ne pas endommager la pointe de l&#39;électrode en touchant sur des surfaces dures. </li></ol> 2. chirurgie DBS <ol><li> Injecter la kétamine / xylazine mélanger par voie intrapéritonéale à l&#39;animal et de confirmer que l&#39;animal a atteint un plan chirurgical d&#39;anesthésie (en vérifiant le réflexe toe-pincement, la fréquence respiratoire et de la profondeur et de la régularité de la respiration). Enlever les poils de la région du cuir chevelu qui sera incisé et désinfecter le cuir chevelu avec trois gommages chaque alternance de la bétadine et de l&#39;alcool ou une solution saline stérile. Fixer et positionner l&#39;animal sur le Fram stéréotaxiquee. </li><li> Utilisation plaquettes circulantes d&#39;eau chaude pour maintenir la température du corps de l&#39;animal à un niveau optimal. Appliquer du lubrifiant des yeux aux yeux de l&#39;animal à l&#39;abri de surséchage. </li><li> Utilisez les coordonnées stéréotaxiques suivantes pour cibler l&#39;ATN (antérieure du noyau thalamique): anterioposterior -1,6 mm, 1,5 mm et médio-latérale dorsoventral 5,2 mm 1. REMARQUE: Les coordonnées stéréotaxiques sont basés sur le Paxinos et Watson (6 ème édition) atlas de cerveau de rat 36. </li><li> Faire une incision dans le cuir chevelu sagittalement de révéler le crâne. En utilisant une paire d&#39;écarteurs sécuriser le cuir chevelu incisée pour exposer le crâne. Utilisez une solution saline stérile pour rincer l&#39;incision. Si l&#39;incision est trop humide, utiliser des cotons-tiges stériles à sécher. Localisez le bregma et marquer avec un marqueur noir. Pour guider la position des trous de bavures, faire deux points de plus d&#39;environ 1,5 mm sur les deux côtés mediolaterally de la suture sagittale et 1,6 mm en arrière du Coronsuture al. </li><li> Utilisez une perceuse à main pour faire les trous de bavures. Assurez-vous que la pointe de l&#39;trou de trépan est stérile en stérilisant avec de l&#39;éthanol. Tenir la perceuse à environ un angle de 45 ° à la surface du crâne lors du forage. Foire basculer entre les deux trous de bavures pour éviter la chaleur excessive à l&#39;endroit de tout trou de trépan. </li><li> Continuer à forer jusqu&#39;à la dure est exposé. En utilisant une aiguille avec sa pointe courbée ressemblant à la forme d&#39;un «L», retirez les morceaux d&#39;os qui pourraient obstruer l&#39;insertion de l&#39;électrode. Prenez soin de ne pas endommager le tissu de la dure-mère et / ou du cerveau qui sous-tend tout en enlevant les fragments d&#39;os en utilisant l&#39;aiguille tordue. NOTE: En utilisant une aiguille émoussée ou pince fine Blunt est également une option. </li><li> Fixer l&#39;ensemble d&#39;électrode double de la poignée tournante du cadre stéréotaxique et fixer la poignée à un angle de 90 °. Utilisation des ajustements dans le cadre stéréotaxique, positionner l&#39;électrode gauche exactement au dessus du bregma. </li><li> Utilisation de la stéréoajustements tactiques pour le positionnement médio-latérale, se déplacer précisément l&#39;électrode de 1,5 mm à gauche sur le côté gauche du bregma de telle sorte que maintenant il ya deux électrodes parfaitement alignées le long de la suture coronale mais espacés à 1,5 mm à partir de la mediolaterally bregma. </li><li> En utilisant les ajustements stéréotaxiques anterioposterior, déplacer les électrodes 1,6 mm en arrière de la suture coronale. </li><li> Utilisez les ajustements dorsoventraux d&#39;abaisser les électrodes d&#39;abord vérifier si les trous de bavures ont été faites au bon endroit de sorte que les électrodes peuvent être insérés avec facilité, sans toucher les bords rugueux des trous de bavures. Dans l&#39;affirmative, insérer les électrodes à une profondeur de 5,2 mm de la surface du crâne. </li><li> Connectez les électrodes par l&#39;intermédiaire conduit à un stimulateur fixé à 130 Hz, 2,5 V et 90 microsecondes de largeur d&#39;impulsion 1. </li><li> Délivrer une stimulation à haute fréquence pendant une heure (ou pendant une période de temps souhaitée comme pour montage expérimental). Au cours de la stimulation, ne oubliez pas d&#39;assurer pRoper profondeur de l&#39;anesthésie régulièrement par vérification de l&#39;absence de retrait de la patte en réponse à un pincement de l&#39;orteil. Compléter l&#39;anesthésie avec environ la moitié de la dose initiale utilisée pour induire une anesthésie. Éviter la contamination de vos gants stériles lors de la vérification profondeur de l&#39;anesthésie et les modifier si nécessaire. Effectuer une stimulation unilatérale ou bilatérale fondée sur les besoins expérimentaux de une. Contrôles tels que la stimulation de basse fréquence (par ex., 10 Hz) et les animaux non stimulés (insertion électrodes sans stimulation ultérieure) Inclure. </li><li> Après stimulation est terminée, retirez les électrodes avec soin et suturer l&#39;incision avec des sutures 3-0 ou avec des agrafes chirurgicales stériles. </li><li> Administrer la buprénorphine (0,05 mg / kg) par voie sous- cutanée comme analgésique. Surveiller l&#39;animal jusqu&#39;à ce qu&#39;il revienne à une activité normale, puis le retourner à l&#39;établissement d&#39;hébergement. </li><li> Après une période de temps basée sur la conception expérimentale (par exemple, 0, 3, après la chirurgie DBS 6 ou 12 h), Euthanasier l&#39;animal à un surdosage d&#39;anesthésie. Après confirmation de l&#39;absence de signes vitaux, de décapiter l&#39;animal. </li><li> Disséquer le cerveau en enlevant d&#39;abord la peau avec des ciseaux. Coupez à travers l&#39;os le long de la suture sagittale aide de ciseaux de dissection. Faire deux incisions plus (environ un pouce chacun) à travers l&#39;os sur les deux côtés latéraux. En utilisant des pinces, soulever la pièce partiellement coupé de l&#39;os du haut du crâne afin d&#39;exposer le cerveau. </li><li> Avec des ciseaux fins ou forceps, déloger le cerveau du crâne et de transférer à une boîte de Pétri avec du PBS froid sur la glace. REMARQUE: Prenez soin de ne pas endommager le cerveau en faisant les incisions à travers l&#39;os. </li></ol> 3. Isolation Hippocampus REMARQUE: Effectuez toutes les étapes ultérieures de cette section sur la glace. <ol><li> Placer le cerveau sur une matrice de cerveau acrylique pré-refroidi sur de la glace. En utilisant une lame de rasoir, couper le cerveau coronaire à environ 7-8 mm à partir de la partie antérieure la plus edge du cerveau. Faire une deuxième coupe coronaire et postérieure à la première coupe de telle sorte qu&#39;une tranche de cerveau d&#39;environ 5 mm d&#39;épaisseur pourrait être retiré. </li><li> Transférer la tranche de cerveau à une boîte de Pétri avec PBS glacé. Aide de la lame de rasoir, couper les deux sections hémisphériques et de prendre soin de noter quel hémisphère correspond aux côtés gauche et droit respectivement. Ceci est particulièrement important lors de l&#39;exécution unilatérales stimulations. </li><li> En utilisant des pinces fines et ciseaux supprimer l&#39;hippocampe attentivement. </li><li> Flash geler le tissu hippocampique sur glace sèche et le ranger dans -20 ° C au congélateur jusqu&#39;au moment pour les étapes ultérieures d&#39;extraction d&#39;ARN. NOTE: Pour le stockage à long terme, il est souhaitable de stocker les tissus dans un congélateur à -80 ° C. </li></ol> 4. Extraction de l&#39;ARN et PCR quantitative <ol><li> Assurez-vous que le tissu reste figé sur glace sèche avant d&#39;être prêt pour l&#39;homogénéisation. </li><li> REMARQUE: Effectuez cette étape dans la hotte. <ol><li> Ajouter 1 ml de réactif Tri à hippocampal tissu dans un tube à centrifuger de 1,5 ml et on homogénéise d&#39;abord pipetage plusieurs fois jusqu&#39;à ce que le tissu est divisé en plus petits morceaux. En outre homogénéiser le tissu par passage dans une seringue avec une aiguille de 25 G jusqu&#39;à ce que il n&#39;y a pas de tissu ininterrompue visible. Suivez les étapes d&#39;homogénéisation sur la glace. </li><li> Après homogénéisation du tissu, laisser la suspension de cellules au repos à température ambiante pendant 5 min pour permettre la lyse cellulaire. NOTE: Après ce point la suspension cellulaire peut être rapide congelé et stocké dans -70 ° C jusqu&#39;à leur traitement ultérieur. </li></ol></li><li> Ajouter 0,2 ml de chloroforme et mélanger au vortex pendant 20 secondes et laisser la solution reposer à température ambiante pendant 15 min. </li><li> Centrifuger les échantillons à 12 000 xg pendant 15 min à 4 ° C. Après centrifugation, retirer soigneusement les tubes sans déranger les trois couches distinctes qui seront visibles. REMARQUE: Le fond (rouge) de phase contient des protéines, la phase trouble milieu contient de l&#39;ADN et le haut phase limpide contient RN / A. </li><li> Transférer la phase supérieure claire (ARN) dans un nouveau tube de 1,5 ml de centrifugeuse (typiquement 500 ul de l&#39;ARN contenant phase est obtenue). A cela se ajoute 0,5 ml d&#39;isopropanol et mélanger au vortex. A cela se ajoute 2-3 pi de glycogène (20 mg / ml) en tant que support pour l&#39;ARN. Laisser l&#39;échantillon reposer sur la table à la température ambiante pendant 10 min. </li><li> Centrifuger l&#39;échantillon à 12 000 x g pendant 1 heure à 4 ° C. Assurez-vous que le culot d&#39;ARN est visible au fond du tube. </li><li> Jeter le surnageant et laver le culot d&#39;ARN par addition de 1 ml d&#39;éthanol à 75% (à base d&#39;eau exempte de nuclease). Inverser les échantillons plusieurs fois jusqu&#39;à ce que le culot déloge du fond du tube et flotte dans la solution. Centrifuger à 12 000 xg pendant 10 min à 4 ° C. REMARQUE: le culot dans 75% d&#39;éthanol peut être conservé à -20 ° C jusqu&#39;à ce que de nouvelles mesures. </li><li> Laisser le culot d&#39;ARN sécher à l&#39;air en laissant les tubes ouverte pendant 5 min à température ambiante. Prenez des précautions pour éviter over sécher le culot car cela pourrait affecter sa dissolution dans l&#39;eau dans l&#39;étape suivante. </li></ol> 5. Retrait de l&#39;ADN de la Préparation ARN <ol><li> Ajouter 9 ul d&#39;eau sans nucléase au culot d&#39;ARN et assurez-vous le culot est dissous avant de procéder au vortex doucement le tube. Pour cela, ajoutez 1 pl de 10x Dnase Je tampon et 1 ul DNase recombinante (de la trousse DNase I), mélanger en tapotant doucement les tubes, brièvement tourner les tubes et incuber à 37 ° C dans un bain d&#39;eau pendant 30 min. </li><li> Ajouter 2 ul réactif DNase d&#39;inactivation (de la trousse DNase I) à l&#39;échantillon et incuber à température ambiante pendant 2 min et mélanger souvent en tapotant doucement le tube. Centrifuger à 12 000 g pendant 10 min et le transfert d&#39;environ 10 pi du surnageant clair à un nouveau tube de 1,5 ml de la centrifugeuse. </li><li> Mesurer la concentration de l&#39;ARN en utilisant un spectrophotomètre ou NanoDrop. </li></ol> 6. Faire ADNc à partir d&#39;ARN <ol><li> Ajouter ème volume nécessairecontient à 1 pg de l&#39;ARN et de porter le volume total à 8 ul par addition d&#39;eau exempte de nuclease. Pour cela ajouter mM dNTP 1 pi 10 mélanger et 1 pl de hexamères aléatoires du Kit Exposant First Strand Synthesis. Mélanger doucement et incuber à 65 ° C pendant 5 min dans une baignoire d&#39;eau ou sur un thermocycleur pré-programmé. </li><li> Ajouter un prémélange contenant les réactifs suivants: 2 ul de 10 x tampon RT, 4 pi de 25 M de MgCl2, 2 ul de DTT 0,1 M et 1 ul de RNase OUT (40 U / ul). NOTE: Les volumes sont donnés par réaction, l&#39;utilisateur aurait besoin de faire évoluer en fonction des besoins expérimentaux de une. </li><li> Après avoir retiré l&#39;ARN contenant l&#39;échantillon à partir de 65 ° C, mettre le tube à la température ambiante pendant une minute. Ajouter la solution de prémélange 9 pi et incuber à température ambiante pendant 2 min. Ajouter 1 pi d&#39;enzyme Superscript II de la transcriptase inverse (50 U / ul), puis incuber à température ambiante pendant 10 min. </li><li> Incuber les échantillons à 42 ° C pendant 50min pour la transcription inverse de se produire. </li><li> Incuber les échantillons à 70 ° C pendant 15 min pour achever la réaction. </li><li> Placer les échantillons sur la glace brièvement et ajouter 1 pl RNAseH (2 U / pl) et incuber à 37 ° C pendant 20 min. </li><li> Centrifuger brièvement les tubes à 3000 xg à centrifuger le liquide de condensation. REMARQUE: ce est l&#39;ADNc qui sera utilisé pour la PCR quantitative. ADNc peut être stocké dans le congélateur à -20 ° C jusqu&#39;à ce que la configuration PCR. ADNc peut également être dilué avec de l&#39;eau sans nucléase avant de procéder à la PCR. </li></ol> 7. PCR quantitative <ol><li> Faites un mélange maître contenant les réactifs suivants (les volumes sont donnés par réaction): 6,3 ul de 2x Sybr Green Mix, 0,6 pi de Forward Primer (10 de M), 0,6 pi de amorce inverse (10 M) et 0,5 pi de nucléase eau libre . REMARQUE: conception d&#39;amorce a été effectuée en utilisant le choix dans la page de la séquence nucléotidique du NCBI &#39;amorces de prise en charge pour le gène d&#39;intérêt. </li><li> Ajouter 10 ul mastermix à chaque puits d&#39;une plaque PCR 96 bien. Ajouter 2,5 ul d&#39;ADNc faites plus tôt pour le puits contenant l&#39;mastermix. Assurez-vous de mettre en place des réactions de PCR en triple pour chaque échantillon. </li><li> Après avoir terminé l&#39;addition du mélange maître et l&#39;ADNc, couvrir la plaque PCR en utilisant une feuille adhésive optique pour sceller les puits. Faites tourner la plaque brièvement pendant 5 min à 500 g dans une centrifugeuse de table pour régler tout le liquide au fond du puits. </li><li> Charger la plaque sur une machine PCR RT-PCR pré-programmé. Utilisez les paramètres de la PCR fournis dans le tableau 1. </li><li> L&#39;analyse des données: Utilisez les valeurs C t de la sortie qPCR pour d&#39;autres calculs. Avec le gène de test, mettre en place des réactions de PCR pour les gènes de contrôle interne, 18S (pour assurer entrée égale) et β-actine (contrôle négatif). Calculer fold changes basés sur la méthode ΔΔCt 37. </li></ol>

The authors have no disclosures.

Suite à l&#39;ouvrage de référence par Benabid et al. Dans l&#39;utilisation de la stimulation cérébrale profonde pour traiter la maladie de Parkinson et le tremblement essentiel, la technique chirurgicale DBS a été étudié avec beaucoup d&#39;intérêt au cours de la dernière décennie pour traiter de nombreux troubles neurologiques 6,10,43. DBS études ciblant différentes régions neuro-anatomique du circuit du cerveau sont actuellement effectuées par de nombreux groupes pour traiter les...

L&#39;histoire derrière le développement de la stimulation cérébrale profonde comme une technique neurochirurgicale remonte aux années 1870 lorsque la possibilité de stimuler électriquement les circuits du cerveau a été explorée 2. L&#39;utilisation de la stimulation chronique à haute fréquence pour le traitement de troubles neuronaux a commencé dans les années 1960 3. Plus tard dans les années 1990 avec l&#39;avènement de l&#39;implantation chronique DBS électrodes 4-6, le nombre de troubles neuronaux qui ont été traités par DBS a continué d&#39;augmenter. La stimulation cérébrale profonde a été utilisé pour la première aux États-Unis comme traitement pour le tremblement essentiel 6. Aujourd&#39;hui, la chirurgie est largement utilisé pour traiter les troubles neuronaux qui sont actuellement incurable par une intervention pharmacologique. DBS est actuellement utilisé pour traiter les troubles du mouvement de la maladie de Parkinson et la dystonie 7-9. La démence de type Alzheimer, la maladie, l&#39;épilepsie, la douleur et les maladies neuropsychiatriques tels dépression de Huntington, OCD, Tourette7; le syndrome et la dépendance de quelques-unes des conditions qui se prêtent à un traitement par DBS 10-12. Alors que la chirurgie DBS est approuvé par la FDA pour le traitement de la maladie de Parkinson, la dystonie et le tremblement essentiel, l&#39;utilisation de la SCP pour traiter d&#39;autres conditions mentionnées ci-dessus sont à divers stades de laboratoire et des études cliniques qui offrent beaucoup de promesses aux patients 13,14. Cliniquement, la chirurgie DBS est effectuée en deux étapes. La première étape consiste à positionner les électrodes chirurgicalement DBS à la localisation anatomique ciblée utilisant une combinaison de positionnement radiologique, CT, IRM ainsi que des lectures de microélectrodes pour une précision accrue. La deuxième étape consiste à implanter un générateur d&#39;impulsions en haut de la poitrine du patient et l&#39;extension de l&#39;installation conduit à partir du cuir chevelu du générateur d&#39;impulsions. Sur la base de l&#39;état neurologique, plusieurs régimes de programmation pour le générateur d&#39;impulsions ont été normalisés et seront utilisés pour fournir la tension souhaitée. Le vol finaletage est atteint de manière progressive afin de recevoir la meilleure réponse clinique avec une tension minimale 15. Cependant, dans nos études, contrairement aux implants DBS chroniques utilisé cliniquement, pour des raisons de simplicité, nous avons recours à l&#39;étude d&#39;une stimulation à haute fréquence unique (pendant 1 heure) dans nos modèles animaux. Une partie de la recherche de notre groupe se concentre sur l&#39;étude de l&#39;utilisation de la chirurgie DBS pour le traitement de l&#39;épilepsie réfractaire. Approches chirurgicales stéréotaxiques utilisant stimulation à haute fréquence a été exploré par beaucoup d&#39;autres comme une option efficace pour traiter l&#39;épilepsie médicalement réfractaire qui constitue environ 30% de tous les cas d&#39;épilepsie 10,16,17. Stimulation cérébelleuse ciblant la surface corticale ainsi que les noyaux cérébelleux profonds ont été utilisés dans le passé en tant que cibles pour traiter l&#39;épilepsie 10,18,19. En outre, la stimulation de l&#39;hippocampe a également été essayé, mais avec des résultats mitigés 20,21. Une partie de l&#39;autre objet d&#39;une enquêteDBS objectifs pour l&#39;épilepsie comprennent le cortex cérébral, le thalamus, noyau sous-thalamique et nerf vague 8. Cependant, les résultats suivants de plusieurs études au cours des dernières années, le noyau antérieur du thalamus (ATN) a émergé comme la cible la plus commune DBS pour le traitement de l&#39;épilepsie 10,22. Sur la base de connaissances sur les circuits et les résultats de modèles animaux neuroanatomiques, plusieurs études ont porté sur l&#39;effet thérapeutique de la stimulation cérébrale profonde de l&#39;ATN dans le traitement de l&#39;épilepsie 23-26. L&#39;ATN est une partie du circuit limbique et est situé dans la région du cerveau qui affecte la fréquence des crises. Des études menées par Hamani et al., Ont testé l&#39;efficacité de l&#39;ATN-DBS dans un modèle de l&#39;épilepsie de pilocarpine induit et constaté que la stimulation bilatérale ATN latences pour les convulsions induites par la pilocarpine et état ​​de mal épileptique 24 prolongée. En outre, la stimulation à haute fréquence de l&#39;ATN a été trouvé pour réduire la fréquence des crises dans un modèle pentylenetetrazol (PTZ) de epilepsy 25,27-29. Lee et al., Ont rapporté une réduction moyenne de la fréquence des crises d&#39;environ 75% lors de la stimulation cérébrale profonde chronique de l&#39;ATN dans le traitement de l&#39;épilepsie partielle réfractaire 30. Une étude clinique récente sur le traitement de l&#39;épilepsie réfractaire a montré des résultats prometteurs après la chirurgie DBS ciblant le noyau antérieur du thalamus (ATN) 22. Un essai clinique randomisé multicentrique de 110 patients subissant DBS bilatérale de l&#39;ATN pour le traitement de l&#39;épilepsie réfractaire (essai SANTE) a indiqué une baisse de la fréquence des crises d&#39;environ 40% 31. Les résultats de cette étude a également laissé entendre sur un effet anti-épileptique optimale retard observé à la chirurgie de poste 2-3 mois. D&#39;autres études par Toda et al., Corroborés avec ces conclusions où ils ont démontré la neurogenèse se passe à un poste plus tard DBS (jours 3-5) dans des modèles animaux une. En outre, Encinas et al., Ont rapporté neurogène hippocampiquesis dans la souris adulte dentate gyrus après stimulation à haute fréquence de l&#39;ATN 32. Des études antérieures ont signalé la baisse de 33 à 35 neurogenèse hippocampique dans certains cas d&#39;épilepsie comme l&#39;épilepsie du lobe temporal chronique et une association avec des déficits d&#39;apprentissage, troubles de la mémoire et des crises spontanées automobiles récurrentes. En outre, il y avait une réduction des facteurs de neurales progénitrices de cellules souches tels que le FGF2 et d&#39;IGF-1 dans l&#39;hippocampe épilepsie chronique chez des modèles animaux 33. Considérant cela, stratégies d&#39;intervention tels que DBS qui montrent une augmentation de la neurogenèse dans le gyrus denté sont des avenues intéressantes pour la recherche. Ces résultats nous ont encouragés à explorer plus profondément dans le mécanisme sous-jacent de traitement neurogenèse post-DBS pour l&#39;épilepsie. Nous avons ciblé l&#39;ATN tant de manière unilatérale (données non communiquées) ainsi que bilatéralement (des résultats représentatifs) et vu neurotrophine élevé (BDNF) expression dans le gyrus denté de rat. Notre cdusyst hypothèse est que l&#39;expression de BDNF initie une cascade expression génique qui culmine dans la neurogenèse qui se traduit par l&#39;effet anti-épileptique de chirurgie DBS. Dans cet article, nous présentons nos méthodes pour la chirurgie DBS ciblant l&#39;ATN chez les rats suivie d&#39;une analyse de l&#39;expression des gènes comme une approche intéressante pour étudier le mécanisme qui sous-tend les avantages de la DBS.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1211">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:236px;">Deep Brain Stimulation Surgery</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:604px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Reagent/Equipment</td>
			<td>Vendor Name</td>
			<td>Catalog No.&#160;</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Stereotactic frame</td>
			<td>Kopf Instruments</td>
			<td>Model 900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Drill&#160;</td>
			<td>Dremmel</td>
			<td>7700, 7.2 V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Scalpel</td>
			<td>BD</td>
			<td>372610</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Ketamine</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>07-803-6637</td>
			<td>Schedule III Controlled Substance, procurement, use and storage according to institutional rules</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Xylazine</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>07-808-1947</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Buprenorphine</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>07-850-2280</td>
			<td>Schedule III Controlled Substance, procurement, use and storage according to institutional rules</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical staples</td>
			<td>ConMed Corporation</td>
			<td>8035</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Sutures (3-0)&#160;</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-3333</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Syringe (1 ml, 29 1/2 G)</td>
			<td>BD</td>
			<td>329464</td>
			<td>Sterile, use for Anesthesia administration intraperitoneally</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Syringe (3 ml, 25 G)</td>
			<td>BD</td>
			<td>309570</td>
			<td>Sterile, use for Analgesia administration subcutaneously</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Needles</td>
			<td>BD</td>
			<td>305761</td>
			<td>Sterile, use for clearing broken bone pieces from the burr holes</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Ethanol</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S25309B</td>
			<td>Use for general sterilization&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Eye Lubricant</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>19-898-350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Stimulator</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>Model 3628</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">DBS electrodes</td>
			<td>Rhodes Medical Instruments, CA</td>
			<td>SNEX100x-100mm</td>
			<td>Electrodes are platinum, concentric and bipolar</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Betadine (Povidone-Iodine)&#160;</td>
			<td>PDI</td>
			<td>S23125</td>
			<td>Single use swabsticks, use for sterilizing the scalp before making incision&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td colspan="2" height="25" style="height:25px;">&#160;Brain Dissection and Hippocampal tissue isolation</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Reagent/Equipment</td>
			<td>Vendor Name</td>
			<td>Catalog No.&#160;</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Acrylic Rodent Brain Matrix</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>175-300</td>
			<td>www.emsdiasum.com</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Razor Blade</td>
			<td>V W R</td>
			<td>55411-050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Guillotine Scissors</td>
			<td>Clauss</td>
			<td>18039</td>
			<td>For decapitation, make sure these scissors are maintained in clean and working condition</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Scissors</td>
			<td>Codman Classic</td>
			<td>34-4098</td>
			<td>Use for removing the brain from the skull</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Forceps</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>72957-06</td>
			<td>Use for removing the brain from the skull and for handling during dissection</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Phosphate Buffered Saline&#160;</td>
			<td>Boston Bioproducts</td>
			<td>BM-220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td colspan="2" height="25" style="height:25px;">&#160;RNA Extraction and cDNA Preparation</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Reagent/Equipment</td>
			<td>Vendor Name</td>
			<td>Catalog No.&#160;</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Tri Reagent</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T9424</td>
			<td>Always use in a fume hood and wear protective goggles while handling; avoid contact with skin</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Syringe (3 ml, 25 G)</td>
			<td>BD</td>
			<td>309570</td>
			<td>Use for tissue homogenization</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Chloroform</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP1145-1</td>
			<td>Always use in a fume hood and wear protective goggles while handling; avoid contact with skin</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Isopropanol</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>A416-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Glycogen</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>R0561</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Dnase I Kit</td>
			<td>Ambion</td>
			<td>AM1906</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Superscript First Strand Synthesis Kit</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>11904-018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Tabletop Microcentrifuge</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>5415D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">&#160;Quantitative PCR</td>
			<td>&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Reagent/Equipment</td>
			<td>Vendor Name</td>
			<td>Catalog No.&#160;</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">SYBR Green PCR Kit</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>204143</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Custom Oligos</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>10668051</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">PCR Plates (96 wells)</td>
			<td>Denville Scientific</td>
			<td>C18080-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Optical Adhesive Sheets</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>AB1170</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Nuclease free Water</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>SH30538-02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Real Time PCR Machine</td>
			<td>Applied Biosystems</td>
			<td>7500</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

analysis of gene expression changes in the rat hippocampus after deep brain stimulation of the anterior thalamic nucleus

La stimulation cérébrale profonde (DBS) chirurgie, en ciblant différentes régions du cerveau telles que les noyaux gris centraux, le thalamus, et les régions sous-thalamique, est un traitement efficace pour plusieurs troubles du mouvement qui ne ont pas répondu au médicament. Les progrès récents dans le domaine de la chirurgie DBS a commencé à étendre l&#39;application de cette technique chirurgicale à d&#39;autres conditions aussi diverses que l&#39;obésité morbide, la dépression et le trouble obsessionnel compulsif. Malgré ces indications en expansion, on en sait peu sur les mécanismes physiologiques sous-jacents qui facilitent les effets bénéfiques de la chirurgie DBS. Une approche pour cette question consiste à effectuer une analyse de l&#39;expression des gènes dans les neurones qui reçoivent la stimulation électrique. Des études antérieures ont montré que la neurogénèse dans le gyrus denté de rat est obtenue chez DBS ciblage du noyau antérieur du thalamus 1. La chirurgie DBS ciblant l&#39;ATN est largement utilisé pour le traitement de l&#39;épilepsie réfractaire. Il est donc beaucoup interest pour nous d&#39;explorer les changements de transcription induits par stimulation électrique du ATN. Dans ce manuscrit, nous décrivons nos méthodologies pour la chirurgie stéréotaxique DBS-guidée ciblant l&#39;ATN chez des rats Wistar mâles adultes. On discute également les étapes suivantes pour la dissection de tissu, isolement de l&#39;ARN, la préparation d&#39;ADNc et RT-PCR quantitative pour mesurer les changements d&#39;expression génique. Cette méthode peut être appliquée à jour et pour stimuler les noyaux gris centraux et d&#39;autres régions du cerveau communément cliniquement ciblée. L&#39;étude de l&#39;expression du gène décrit ici suppose une approche de gène cible candidat pour découvrir acteurs moléculaires qui pourraient être diriger le mécanisme de DBS.

Les figures 1A et 1B montrent l&#39;expression relative de BDNF et GABRD par rapport au gène de la β-actine de contrôle. BDNF, une neurotrophine est souvent associée à des effets neuroprotecteurs dans de nombreuses maladies neuronales 38-41. Il est donc intéressant d&#39;analyser le profil d&#39;expression du BDNF en réponse à la stimulation de l&#39;ATN qui donne un bénéfice thérapeutique aux patients épileptiques. Sur la figure 1A qui montre le ...

Watch this Scientific Journal Video about Analysis of Gene Expression Changes in the Rat Hippocampus After Deep Brain Stimulation of the Anterior Thalamic Nucleus at JoVE.com

Analysis of Gene Expression Changes in the Rat Hippocampus After Deep Brain Stimulation of the Anterior Thalamic Nucleus

The mechanism underlying the therapeutic effects of Deep Brain Stimulation (DBS) surgery needs investigation. The methods presented in this manuscript describe an experimental approach to examine the cellular events triggered by DBS by analyzing the gene expression profile of candidate genes that can facilitate neurogenesis post DBS surgery.

Analyse des modifications d&#39;expression génique dans l&#39;hippocampe de rat après stimulation cérébrale profonde de l&#39;antérieur thalamique Nucleus

Deep brain stimulation (DBS) surgery, targeting various regions of the brain such as the basal ganglia, thalamus, and subthalamic regions, is an effective ...

analysis-gene-expression-changes-rat-hippocampus-after-deep-brain

Research

JoVE Journal

Neuroscience

10.8K vues.  Brigham & Women's Hospital, Harvard Medical School. The mechanism underlying the therapeutic effects of Deep Brain Stimulation (DBS) surgery needs investigation. The methods presented in this manuscript describe an experimental approach to examine the cellular events triggered by DBS by analyzing the gene expression profile of candidate genes that can facilitate neurogenesis post DBS surgery.

Vidéo: Analysis of Gene Expression Changes in the Rat Hippocampus After Deep Brain Stimulation of the Anterior Thalamic Nucleus

TMS: Using the Theta-Burst Protocol to Explore Mechanism of Plasticity in Individuals with Fragile X Syndrome and Autism

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS display abnormalities in the expression of FMR1 - a protein required for typical, healthy neural development.3 Recent data has suggested that the loss of this protein can cause the cortex to be hyperexcitable thereby affecting overall patterns of neural plasticity.4,5
In addition, Fragile X shows a strong comorbidity with autism: in fact, 30% of children with FXS are diagnosed with autism, and 2 - 5% of autistic children suffer from FXS.6
Transcranial Magnetic Stimulation (a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability via the application of localized magnetic field pulses 7,8) represents a unique method of exploring plasticity and the manifestations of FXS within affected individuals. More specifically, Theta-Burst Stimulation (TBS), a specific stimulatory protocol shown to modulate cortical plasticity for a duration up to 30 minutes after stimulation cessation in healthy populations, has already proven an efficacious tool in the exploration of abnormal plasticity.9,10 
Recent studies have shown the effects of TBS last considerably longer in individuals on the autistic spectrum - up to 90 minutes.11 This extended effect-duration suggests an underlying abnormality in the brain's natural plasticity state in autistic individuals - similar to the hyperexcitability induced by Fragile X Syndrome.
In this experiment, utilizing single-pulse motor-evoked potentials (MEPs) as our benchmark, we will explore the effects of both intermittent and continuous TBS on cortical plasticity in individuals suffering from FXS and individuals on the Autistic Spectrum.

In this article, we examine the effects of Theta-Burst TMS stimulation on cortical plasticity in individuals suffering from Fragile X syndrome and individuals on the autistic spectrum.

TMS: Utilisation du protocole Theta-Burst à explorer Mechasnism de la plasticité chez les individus atteints du syndrome du X fragile et autisme

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS ...

Recherche

Neurosciences

The NeuroStar TMS Device: Conducting the FDA Approved Protocol for Treatment of Depression

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic fields. These rapidly alternating fields induce electrical currents within localized, targeted regions of the cortex which are associated with various physiological and functional brain changes.1,2,3
In 2007, O'Reardon et al., utilizing the NeuroStar device, published the results of an industry-sponsored, multisite, randomized, sham-stimulation controlled clinical trial in which 301 patients with major depression, who had previously failed to respond to at least one adequate antidepressant treatment trial, underwent either active or sham TMS over the left dorsolateral prefrontal cortex (DLPFC). The patients, who were medication-free at the time of the study, received TMS five times per week over 4-6 weeks.4
The results demonstrated that a sub-population of patients (those who were relatively less resistant to medication, having failed not more than two good pharmacologic trials) showed a statistically significant improvement on the Montgomery-Asberg Depression Scale (MADRS), the Hamilton Depression Rating Scale (HAMD), and various other outcome measures. In October 2008, supported by these and other similar results5,6,7, Neuronetics obtained the first and only Food and Drug Administration (FDA) approval for the clinical treatment of a specific form of medication-refractory depression using a TMS Therapy device (FDA approval K061053).
In this paper, we will explore the specified FDA approved NeuroStar depression treatment protocol (to be administered only under prescription and by a licensed medical profession in either an in- or outpatient setting).

In this article, we examine the methodology and considerations relevant to the FDA approved depression treatment protocol using the Neuronetics NeuroStar TMS device.

Le dispositif NeuroStar TMS: Mener la FDA a approuvé protocole pour le traitement de la dépression

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic ...

Spinal Cord Electrophysiology II: Extracellular Suction Electrode Fabrication

Development of neural circuitries and locomotion can be studied using neonatal rodent spinal cord central pattern generator (CPG) behavior. We demonstrate a method to fabricate suction electrodes that are used to examine CPG activity, or fictive locomotion, in dissected rodent spinal cords. The rodent spinal cords are placed in artificial cerebrospinal fluid and the ventral roots are drawn into the suction electrode. The electrode is constructed by modifying a commercially available suction electrode. A heavier silver wire is used instead of the standard wire given by the commercially available electrode. The glass tip on the commercial electrode is replaced with a plastic tip for increased durability. We prepare hand drawn electrodes and electrodes made from specific sizes of tubing, allowing consistency and reproducibility. Data is collected using an amplifier and neurogram acquisition software. Recordings are performed on an air table within a Faraday cage to prevent mechanical and electrical interference, respectively.

A demonstration of the fabrication and use of an extracellular suction electrode used to measure electrophysiological recordings of neonatal rodent spinal cords in vitro

La moelle épinière électrophysiologie II: fabrication des électrodes extracellulaires d&#39;aspiration

Development of neural circuitries and locomotion can be studied using neonatal rodent spinal cord central pattern generator (CPG) behavior. We demonstrate ...

Optimized Analysis of DNA Methylation and Gene Expression from Small, Anatomically-defined Areas of the Brain

Exposure to diet, drugs and early life adversity during sensitive windows of life 1,2 can lead to lasting changes in gene expression that contribute to the display of physiological and behavioural phenotypes. Such environmental programming is likely to increase the susceptibility to metabolic, cardiovascular and mental diseases 3,4.
DNA methylation and histone modifications are considered key processes in the mediation of the gene-environment dialogue and appear also to underlay environmental programming 5. In mammals, DNA methylation typically comprises the covalent addition of a methyl group at the 5-position of cytosine within the context of CpG dinucleotides.
CpG methylation occurs in a highly tissue- and cell-specific manner making it a challenge to study discrete, small regions of the brain where cellular heterogeneity is high and tissue quantity limited. Moreover, because gene expression and methylation are closely linked events, increased value can be gained by comparing both parameters in the same sample.
Here, a step-by-step protocol (Figure 1) for the investigation of epigenetic programming in the brain is presented using the 'maternal separation' paradigm of early life adversity for illustrative purposes. The protocol describes the preparation of micropunches from differentially-aged mouse brains from which DNA and RNA can be simultaneously isolated, thus allowing DNA methylation and gene expression analyses in the same sample.

A streamlined workflow to study DNA methylation and gene expression changes upon early-life stress is shown. Starting from maternal separation of newborn mice and isolation of discrete brain tissues, we represent a protocol to simultaneously isolate DNA and RNA from brain tissue punches for subsequent bisulfite sequencing and RT-PCR analysis.

Analyse de la méthylation de l&#39;ADN Optimisé et d&#39;expression de gènes à partir de petites zones définies anatomique du cerveau

Exposure to diet, drugs and early life adversity during sensitive windows of life 1,2 can lead to lasting changes in gene expression that contribute to ...

Laser Capture Microdissection of Enriched Populations of Neurons or Single Neurons for Gene Expression Analysis After Traumatic Brain Injury

Long-term cognitive disability after TBI is associated with injury-induced neurodegeneration in the hippocampus-a region in the medial temporal lobe that is critical for learning, memory and executive function.1,2 Hence our studies focus on gene expression analysis of specific neuronal populations in distinct subregions of the hippocampus. The technique of laser capture microdissection (LCM), introduced in 1996 by Emmert-Buck, et al.,3 has allowed for significant advances in gene expression analysis of single cells and enriched populations of cells from heterogeneous tissues such as the mammalian brain that contains thousands of functional cell types.4 We use LCM and a well established rat model of traumatic brain injury (TBI) to investigate the molecular mechanisms that underlie the pathogenesis of TBI. Following fluid-percussion TBI, brains are removed at pre-determined times post-injury, immediately frozen on dry ice, and prepared for sectioning in a cryostat. The rat brains can be embedded in OCT and sectioned immediately, or stored several months at -80 &deg;C before sectioning for laser capture microdissection. Additionally, we use LCM to study the effects of TBI on circadian rhythms. For this, we capture neurons from the suprachiasmatic nuclei that contain the master clock of the mammalian brain. Here, we demonstrate the use of LCM to obtain single identified neurons (injured and degenerating, Fluoro-Jade-positive, or uninjured, Fluoro-Jade-negative) and enriched populations of hippocampal neurons for subsequent gene expression analysis by real time PCR and/or whole-genome microarrays. These LCM-enabled studies have revealed that the selective vulnerability of anatomically distinct regions of the rat hippocampus are reflected in the different gene expression profiles of different populations of neurons obtained by LCM from these distinct regions. The results from our single-cell studies, where we compare the transcriptional profiles of dying and adjacent surviving hippocampal neurons, suggest the existence of a cell survival rheostat that regulates cell death and survival after TBI.

We describe how to use laser capture microdissection (LCM) to obtain enriched populations of hippocampal neurons or single neurons from frozen sections of the injured rat brain for subsequent gene expression analysis using quantitative real time PCR and/or whole-genome microarrays.

Microdissection par capture laser de populations enrichies de neurones neurones isolés ou pour l&#39;analyse d&#39;expression génique après un traumatisme crânien

Long-term cognitive disability after TBI is associated with injury-induced neurodegeneration in the hippocampus-a region in the medial temporal lobe that ...

Micromanipulation of Gene Expression in the Adult Zebrafish Brain Using Cerebroventricular Microinjection of Morpholino Oligonucleotides

Manipulation of gene expression in tissues is required to perform functional studies. In this paper, we demonstrate the cerebroventricular microinjection (CVMI) technique as a means to modulate gene expression in the adult zebrafish brain. By using CVMI, substances can be administered into the cerebroventricular fluid and be thoroughly distributed along the rostrocaudal axis of the brain. We particularly focus on the use of antisense morpholino oligonucleotides, which are potent tools for knocking down gene expression in vivo. In our method, when applied, morpholino molecules are taken up by the cells lining the ventricular surface. These cells include the radial glial cells, which act as neurogenic progenitors. Therefore, knocking down gene expression in the radial glial cells is of utmost importance to analyze the widespread neurogenesis response in zebrafish, and also would provide insight into how vertebrates could sustain adult neurogenesis response. Such an understanding would also help the efforts for clinical applications in human neurodegenerative disorders and central nervous system regeneration. Thus, we present the cerebroventricular microinjection method as a quick and efficient way to alter gene expression and neurogenesis response in the adult zebrafish forebrain. We also provide troubleshooting tips and other useful information on how to carry out the CVMI procedure.

In this article, we demonstrate a method for manipulation of gene expression in the ventricular cells of the adult zebrafish telencephalon using antisense morpholino oligonucleotides. We present this method as an efficient and quick protocol that can be used for functional studies in the adult vertebrate brain.

Micromanipulation de l&#39;expression génique dans le cerveau de poisson zèbre adulte en utilisant microinjection Cerebroventricular d&#39;oligonucléotides Morpholino

Manipulation of gene expression in tissues is  required to perform functional studies. In this paper, we demonstrate the  cerebroventricular ...

Deep Brain Stimulation with Simultaneous fMRI in Rodents

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for using blood oxygen level dependent (BOLD) functional magnetic resonance imaging (fMRI) to image rodents with simultaneous DBS. DBS fMRI presents a number of technical challenges, including accuracy of electrode implantation, MR artifacts created by the electrode, choice of anesthesia and paralytic to minimize any neuronal effects while simultaneously eliminating animal motion, and maintenance of physiological parameters, deviation from which can confound the BOLD signal.&#160;Our laboratory has developed a set of procedures that are capable of overcoming most of these possible issues. For electrical stimulation, a homemade tungsten bipolar microelectrode is used, inserted stereotactically at the stimulation site in the anesthetized subject. In preparation for imaging, rodents are fixed on a plastic headpiece and transferred to the magnet bore. For sedation and paralysis during scanning, a cocktail of dexmedetomidine and pancuronium is continuously infused, along with a minimal dose of isoflurane; this preparation minimizes the BOLD ceiling effect of volatile anesthetics. In this example experiment, stimulation of the subthalamic nucleus (STN) produces BOLD responses which are observed primarily in ipsilateral cortical regions, centered in motor cortex. Simultaneous DBS and fMRI allows the unambiguous modulation of neural circuits dependent on stimulation location and stimulation parameters, and permits observation of neuronal modulations free of regional bias. This technique may be used to explore the downstream effects of modulating neural circuitry at nearly any brain region, with implications for both experimental and clinical DBS.

This protocol describes a standard method for simultaneous functional magnetic resonance imaging and deep brain stimulation in the rodent. The combined use of these experimental tools allows for the exploration of global downstream activity in response to electrical stimulation at virtually any brain target.

La stimulation cérébrale profonde avec simultanée IRMf chez les rongeurs

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for ...

Using Fluorescence Activated Cell Sorting to Examine Cell-Type-Specific Gene Expression in Rat Brain Tissue

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant cell type in the brain, neurons are the most widely studied of these cell types given their direct role in impacting behaviors. Other cell types in the brain also impact neuronal function and behavior via the signaling molecules they produce. Neuroscientists must understand the interactions between the cell types in the brain to better understand how these interactions impact neural function and disease. To date, the most common method of analyzing protein or gene expression utilizes the homogenization of whole tissue samples, usually with blood, and without regard for cell type. This approach is an informative approach for examining general changes in gene or protein expression that may influence neural function and behavior; however, this method of analysis does not lend itself to a greater understanding of cell-type-specific gene expression and the effect of cell-to-cell communication on neural function. Analysis of behavioral epigenetics has been an area of growing focus which examines how modifications of the deoxyribonucleic acid (DNA) structure impact long-term gene expression and behavior; however, this information may only be relevant if analyzed in a cell-type-specific manner given the differential lineage and thus epigenetic markers that may be present on certain genes of individual neural cell types. The Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) technique described below provides a simple and effective way to isolate individual neural cells for the subsequent analysis of gene expression, protein expression, or epigenetic modifications of DNA. This technique can also be modified to isolate more specific neural cell types in the brain for subsequent cell-type-specific analysis.

The goal of this protocol is to use the fluorescence activated cell sorting (FACS) technique to sort specific types of neural cells for subsequent analysis of cell-type-specific gene expression, epigenetic markers, and or protein expression.

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant ...

Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the over-production of amyloid-beta and the deposition of amyloid-beta plaques in brain regions of the afflicted individuals. Throughout the years scientists have generated numerous Alzheimer&#8217;s disease mouse models that attempt to replicate the amyloid-beta pathology. Unfortunately, the mouse models only selectively mimic the disease features. Neuronal death, a prominent effect in the brains of Alzheimer&#8217;s disease patients, is noticeably lacking in these mice. Hence, we and others have employed a method of directly infusing soluble oligomeric species of amyloid-beta - forms of amyloid-beta that have been proven to be most toxic to neurons - stereotaxically into the brain. In this report we utilize male C57BL/6J mice to document this surgical technique of increasing amyloid-beta levels in a select brain region. The infusion target is the dentate gyrus of the hippocampus because this brain structure, along with the basal forebrain that is connected by the cholinergic circuit, represents one of the areas of degeneration in the disease. The results of elevating amyloid-beta in the dentate gyrus via stereotaxic infusion reveal increases in neuron loss in the dentate gyrus within 1 week, while there is a concomitant increase in cell death and cholinergic neuron loss in the vertical limb of the diagonal band of Broca of the basal forebrain. These effects are observed up to 2 weeks. Our data suggests that the current amyloid-beta infusion model provides an alternative mouse model to address region specific neuron death in a short-term basis. The advantage of this model is that amyloid-beta can be elevated in a spatial and temporal manner.

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

Infusion stéréotaxique des oligomères bêta-amyloïde dans les Hippocampus souris

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the ...

Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, dystonia or tremor. DBS is based on the delivery of electrical stimuli to specific deep anatomic structures of the central nervous system. However, the mechanisms underlying the effect of DBS remain enigmatic. This has led to an interest in investigating the impact of DBS in animal models, especially in rats. As DBS is a long-term therapy, research should be focused on molecular-genetic changes of neural circuits that occur several weeks after DBS. Long-term DBS in rats is challenging because the rats move around in their cage, which causes problems in keeping in place the wire leading from the head of the animal to the stimulator. Furthermore, target structures for stimulation in the rat brain are small and therefore electrodes cannot easily be placed at the required position. Thus, a set-up for long-lasting stimulation of rats using platinum/iridium electrodes with an impedance of about 1 M&#937; was developed for this study. An electrode with these specifications allows for not only adequate stimulation but also recording of deep brain structures to identify the target area for DBS. In our set-up, an electrode with a plug for the wire was embedded in dental cement with four anchoring screws secured onto the skull. The wire from the plug to the stimulator was protected by a stainless-steel spring. A swivel was connected to the circuit to prevent the wire from becoming tangled. Overall, this stimulation set-up offers a high degree of free mobility for the rat and enables the head plug, as well as the wire connection between the plug and the stimulator, to retain long-lasting strength.

A method for implanting electrodes into the subthalamic nucleus (STN) of rats is described. Better localization of the STN was achieved by using a microrecording system. Furthermore, a stimulation set-up is presented that is characterized by long-lasting connections between the head of the animal and the stimulator.

Microélectrodes guidée implantation d&#39;électrodes dans le noyau sous-thalamique des rats à long terme de stimulation cérébrale profonde

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, ...