This work was supported by National Institutes of Health (National Institute of Neurological Disorders and Stroke) Grant 1R01NS060757-01 and by the E.L. Lindseth endowed chair to Dominique M. Durand. We thank Dr. Andrew M. Rollins&#8217; laboratory for the help on the OCT imaging.

NOTE: Animal protocoles expérimentaux ont été examinés et approuvés par le Comité de protection des animaux et l&#39;utilisation institutionnelle à l&#39;université. Souris CD1 des deux sexes à l&#39;âge de P10 à P20 sont utilisés dans cette étude. 1. Les solutions pour la chirurgie expérimentale et enregistrement <ol><li> Préparer normale tampon liquide céphalo-rachidien artificiel (aCSF) contenant (mM): NaCl 124, KCl 3,75, KH 2 PO 4 1,25, MgSO 4 2, NaHCO 3 26, dextrose 10, et CaCl 2 2. Utiliser cette aCSF normale pour la récupération des tissus après dissection, ainsi que pour le système de lavage au début de l&#39;expérience. </li><li> Préparer aCSF saccharose qui est utilisé lors de la dissection de l&#39;hippocampe et contient (mM): Saccharose 220, KCl 2,95, NaH 2 PO 4 1.3, MgSO 4 2, NaHCO 3 26, dextrose 10, et CaCl 2 2. Afin d&#39;induire une activité épileptiforme dans la préparation de tissu hippocampique intact, ajouter 4-aminopyridine (4-AP) à la normale à aCSFla concentration de 100 uM. </li></ol> 2. Procédure chirurgicale pour la Hippocampus Préparation Intact <ol><li> Déposez isoflurane (1 ml) dans la chambre au fond d&#39;un bocal en verre de dessiccateur (n ° 1 des matières et équipements spécifiques) et utilisez une serviette en papier ordinaire pour couvrir la surface de l&#39;étage inférieur si l&#39;animal ne reçoit pas en contact avec le liquide. Ensuite, placez la souris CD1 dans le bocal et fermer le couvercle. Gardez l&#39;animal dans le bocal fermé pendant environ 1 min à 2 min. Lorsque la fréquence de la respiration est d&#39;environ un par seconde, enlevez la souris de la jarre. </li><li> Placez la souris sur la scène de la chirurgie et de décapiter avec des ciseaux appropriés. Immédiatement après la décapitation, placer la tête dans la glace-froid (3-4 ° C), le saccharose oxygénée aCSF pendant environ 30 secondes. </li><li> Utilisez des ciseaux fins (No.5 des matières et équipements spécifiques) pour enlever la peau sur le dessus du crâne et de couper le crâne long de la ligne médiane de la tête ainsi qu&#39;à deux extrémités près le tempolobe ral. Utilisez une pince (n ° 6 des matières et équipements spécifiques) pour peler le crâne coupée vers chaque côté de la tête afin d&#39;exposer le cerveau. </li><li> Insérez un laboratoire micro spatule (n ° 8 des matières et équipements spécifiques) dans l&#39;espace entre les lobes pariétaux du cerveau et du crâne, retirez avec précaution le cerveau à partir du bas du crâne, puis déposez-le sur un glacée préparée (3 -4 ° C) étape chirurgicale recouverte de papier filtre humide (n ° 2 dans les Matériaux et équipements spécifiques). Retirer le cervelet avec une lame refroidissement à la glace et on sépare les deux hémisphères en coupant la ligne médiane du cerveau. Ensuite, placer les deux hémisphères séparés dans un bécher rempli du saccharose aCSF glacée barboter avec 95% O 2/5% CO 2. </li><li> Prenez la moitié de l&#39;hémisphère et de place sur la scène de papier filtre glacée. Placez des serviettes en papier réguliers ou papier filtre autour du cerveau à sucer la solution supplémentaire. Utilisez deux outils de pipette en verre polies au feu (n ° 10 dans les matériaux etÉquipement) pour séparer le cortex du reste de la partie centrale du cerveau. </li><li> Après l&#39;hippocampe est exposée à l&#39;intérieur du cortex et de mettre sur la scène glacée, placez deux ou trois gouttes de glacée de saccharose aCSF sur le tissu, puis enlever la solution supplémentaire autour de l&#39;hippocampe. Couper les connexions avec le cortex à deux extrémités de l&#39;hippocampe. Puis, disséquer l&#39;hippocampe sur le cerveau avec le feu poli outils de verre et retirer la partie restante du cerveau. </li><li> Séparer l&#39;ensemble hippocampe avec son côté tourné vers le haut et alveus hippocampique sillon vers le bas. Déposer rapidement deux ou trois gouttes de glacée de saccharose aCSF sur le tissu nouveau et retirer la solution supplémentaire autour du tissu en utilisant un morceau de serviette en papier. Utilisez un outil de verre polies au feu de tourner sur l&#39;ensemble hippocampe pour exposer le sillon (figure 1B, C). </li><li> Sous un microscope optique normale, insérer une aiguille de verre sur mesure (n ° 11 dans Materi spécifiqueals et matériel) dans une extrémité du sillon et couper les connexions de fibres, de gyrus denté (DG) à subiculum ou le champ CA1, le long de la direction de sillon (figure 1C). Appliquer une lame glacée pour couper les extrémités du septum et temporelles de l&#39;hippocampe si nécessaire. Insérez une boucle de fil métallique sur mesure (n ° 12 des matières et équipements spécifiques) dans le sillon de coupe et tirez sur la DG loin du tissu tout en maintenant la fin subiculum / CA1 de l&#39;hippocampe par un outil feu de verre poli (figure 1D) . </li><li> Suite à la procédure qui se déroule au-dessus, ajouter deux ou trois gouttes de saccharose aCSF glacée sur le tissu et retirer la solution supplémentaire autour du tissu. Ensuite, couper l&#39;hippocampe dépliée avec la lame glacée sur les bords (figure 1E) et placez la préparation avec une spatule dans la chambre de récupération rempli de aCSF normale et barboter avec 95% de O 2/5% de CO 2 à la température ambiante (environ 25 ° C). Laisserle tissu de l&#39;hippocampe dépliée pour récupérer environ 1 heure avant de le placer dans la chambre d&#39;enregistrement. </li><li> Prenez l&#39;autre hémisphère du cerveau et l&#39;utiliser pour passer par étapes de 2,5 à 2,9. Habituellement, prendra environ 1-2 min pour terminer toute la procédure se dérouler un seul hippocampe et déposez glacée de saccharose aCSF continuellement pour maintenir le tissu oxygénée et hydratée. </li></ol> Configuration 3. Système Expérimental <ol><li> Collez un PMEA fabriqué sur mesure sur un paquet réseau de grille de broches (PGA) et utiliser micro soudure de fils pour connecter chaque pad d&#39;un seul microélectrodes au pad d&#39;une broche sur l&#39;emballage (figure 3B). Ensuite, insérez le paquet dans la prise sur une carte de circuit sur-mesure 13. </li><li> Se connecter individuellement chaque microélectrodes à ses filtres passe-bande avec fréquence de coupure de 1 Hz à 4 KHz et amplificateurs avec un gain de 100 sur la carte de circuit sur ​​mesure 13. Numériser la sortie analogique de la carte de circuit par un A / D convErting système, et acquérir et stocker les données sur un ordinateur. </li><li> Colle une chambre d&#39;enregistrement en matière plastique sur mesure autour de la matrice avec des tubes d&#39;entrée et de sortie pour l&#39;écoulement de solution (Figure 4A). Utilisation d&#39;au moins deux bouteilles de maintenir des solutions différentes dans le système, et joindre et de contrôler la tubulure de sortie des bouteilles par une vanne à trois. Connecter la sortie de la vanne à trois à un système de tuyauterie avec une chambre de perfusion IV qui guide la solution dans la chambre d&#39;enregistrement. </li><li> Entre le tri-vanne et l&#39;entrée de la chambre d&#39;enregistrement, ajouter un élément chauffant électrique pour chauffer la solution à une température contrôlée (35 ° C) avant que la solution est guidée vers la chambre d&#39;enregistrement. Attacher la sortie de la chambre d&#39;enregistrement à un tube à vide pour recueillir la solution dans un tube à vide relié ballon. Ne importe quelle solution recycler dans toute expérience dans cette étude. </li></ol> 4. Placer le déplié Hippocampus sur la PMEA pour enregistrer l&#39;activité neurale </p&gt; <ol><li> Pour préparer le montage expérimental, remplissez une bouteille avec aCSF normale et une autre bouteille avec 4-AP aCSF. Dans les deux bouteilles, bulle 95% O 2/5% de CO 2 dès le début de chaque expérience. Utilisez un connecteur tri-vanne pour contrôler la solution qui sera sélectionné lors d&#39;une expérience. Connecter un tube de vide à la sortie de la chambre pour pomper la solution dans un récipient à poussière. Chauffer le pipeline avant de le distribuer dans la chambre d&#39;enregistrement et de maintenir la solution à un niveau de température contrôlée (35 ° C). </li><li> Lorsque l&#39;entrée et la sortie de la chambre d&#39;enregistrement sont fermés, utiliser un rendu compte-gouttes pipette en verre de transférer et de placer l&#39;hippocampe déplié dans la chambre d&#39;enregistrement. Sous le microscope, positionner l&#39;hippocampe déplié l&#39;aide d&#39;un petit pinceau régulière alors que le tissu est flottant dans la solution. Placez l&#39;hippocampe déplié avec son côté alveus vers le bas, la zone CA3 pointant vers l&#39;extérieur, et le champ de CA1 pointant vers le chercheur. </li&gt; <li> Aspirer la solution avec précaution loin dans la chambre en utilisant une pipette à vide à partir du bord de la chambre d&#39;enregistrement à abaisser le niveau de la solution jusqu&#39;à ce que la chambre est sèche et le tissu est abaissé sur le tableau. Ensuite, placer soigneusement une ancre pour tissu sur mesure (figure 4) (n ° 14 des matières et équipements spécifiques) sur le dessus du tissu pour maintenir l&#39;hippocampe déplié sur le tableau. Mettez quelques gouttes de solution dans la chambre d&#39;enregistrement de la remplir, et peu à peu ouvrir l&#39;entrée et la sortie pour ajuster le taux à environ deux gouttes par seconde dans la chambre IV goutte à goutte de flux. </li><li> Incuber le tissu dans la chambre d&#39;enregistrement avec aCSF normale pendant environ 1 min récupérer, puis basculer la fourniture de solution à la 4-AP aCSF dissous et ajuster le débit correctement. Incuber le tissu dans la 4-AP dissous aCSF pendant environ 5 à 10 minutes, puis le chercheur pourrait lancer le logiciel pour enregistrer le signal lorsque l&#39;activité spontanée apparaît. </li></ol> 5. Retrait de laTissu de la PMEA Après une expérience <ol><li> Contrôler l&#39;ancre pour tissu par un micromanipulateur et soulever progressivement le tissu de la chambre d&#39;enregistrement. Arrêtez les deux entrée et de sortie pour arrêter l&#39;écoulement dans la chambre d&#39;enregistrement. La chambre d&#39;enregistrement devrait être plein avec une solution ou ajouter quelques gouttes de solution pour remplir la chambre si la chambre d&#39;enregistrement ne est pas plein. </li><li> Utilisez un petit pinceau pour soulever chaque coin du tissu. Si le tissu ne est pas flottant dans la solution, puis utiliser le tube à vide pour sécher la chambre attentivement avec le tissu toujours assis sur le tableau. Ensuite, ouvrez soigneusement l&#39;entrée pour remplir progressivement la chambre et fermer l&#39;entrée pour arrêter l&#39;écoulement lorsque la chambre d&#39;enregistrement est plein. Appliquer le petit pinceau pour soulever chaque coin du tissu nouveau. </li><li> Répétez l&#39;étape 5.2 jusqu&#39;à ce que le tissu se détache de la matrice et flottant dans la solution. Si le tissu est flottant dans la solution, puis utilisez le tube de vide pour aspirer le tissu loin. Ouvrir til se écouler dans l&#39;orifice d&#39;entrée et ouvrir le vide dans la sortie. Laver le système avec de l&#39;eau distillée et sécher. </li></ol>

<ol>
	<li>Richardson, K. A., Schiff, S. J., Gluckman, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+traveling+waves+in+the+Mammalian+cortex.">Control of traveling waves in the Mammalian cortex.</a> Phys Rev Lett. 94 (2), 028103-028112 (2005).</li><li>Luhmann, H. J., Dzhala, V. I., Ben-Ari, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+and+propagation+of+4-AP-induced+epileptiform+activity+in+neonatal+intact+limbic+structures+in+vitro.">Generation and propagation of 4-AP-induced epileptiform activity in neonatal intact limbic structures in vitro.</a> Eur J Neurosci. 12 (8), 2757-2768 (2000).</li><li>Grinvald, A., Manker, A., Segal, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+the+spread+of+electrical+activity+in+rat+hippocampal+slices+by+voltage-sensitive+optical+probes.">Visualization of the spread of electrical activity in rat hippocampal slices by voltage-sensitive optical probes.</a> J Physiol. 333, 269-291 (1982).</li><li>Gloveli, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthogonal+arrangement+of+rhythm-generating+microcircuits+in+the+hippocampus.">Orthogonal arrangement of rhythm-generating microcircuits in the hippocampus.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 102 (37), 13295-13300 (2005).</li><li>Amaral, D. G., Witter, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+three-dimensional+organization+of+the+hippocampal+formation:+a+review+of+anatomical+data.">The three-dimensional organization of the hippocampal formation: a review of anatomical data.</a> Neuroscience. 31 (3), 571-591 (1989).</li><li>Albani, S. H., McHail, D. G., Dumas, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+studies+of+the+hippocampus+and+hippocampal-dependent+behaviors:+insights+from+interdisciplinary+studies+and+tips+for+new+investigators.">Developmental studies of the hippocampus and hippocampal-dependent behaviors: insights from interdisciplinary studies and tips for new investigators.</a> Neurosci Biobehav Rev. 43, 183-190 (2014).</li><li>Zhang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Propagation+of+Epileptiform+Activity+Can+Be+Independent+of+Synaptic+Transmission,+Gap+Junctions,+or+Diffusion+and+Is+Consistent+with+Electrical+Field+Transmission.">Propagation of Epileptiform Activity Can Be Independent of Synaptic Transmission, Gap Junctions, or Diffusion and Is Consistent with Electrical Field Transmission.</a> J Neurosci. 34 (4), 1409-1419 (2014).</li><li>Kibler, A. B., Durand, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthogonal+wave+propagation+of+epileptiform+activity+in+the+planar+mouse+hippocampus+in+vitro.">Orthogonal wave propagation of epileptiform activity in the planar mouse hippocampus in vitro.</a> Epilepsia. 52 (9), 1590-1600 (2011).</li><li>Wang, D., McMahon, S., Zhang, Z., Jackson, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hybrid+voltage+sensor+imaging+of+electrical+activity+from+neurons+in+hippocampal+slices+from+transgenic+mice.">Hybrid voltage sensor imaging of electrical activity from neurons in hippocampal slices from transgenic mice.</a> J Neurophysiol. 108 (11), 3147-3160 (2012).</li><li>Wingenfeld, K., Wolf, O. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stress+,+memory,+the+hippocampus.">Stress , memory, the hippocampus.</a> Front Neurol Neurosci. 34, 109-121 (2014).</li><li>Liu, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+dynamics+of+high-K+-induced+epileptiform+discharges+in+hippocampal+slice+and+the+effects+of+valproate.">Spatiotemporal dynamics of high-K+-induced epileptiform discharges in hippocampal slice and the effects of valproate.</a> Neurosci Bull. 29 (1), 28-36 (2013).</li><li>Oka, H., Shimono, K., Ogawa, R., Sugihara, H., Taketani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+planar+multielectrode+array+for+extracellular+recording:+application+to+hippocampal+acute+slice.">A new planar multielectrode array for extracellular recording: application to hippocampal acute slice.</a> J Neurosci Methods. 93, 61-68 (1999).</li><li>Kibler, A. B., Jamieson, B. G., Durand, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high+aspect+ratio+microelectrode+array+for+mapping+neural+activity+in+vitro.">A high aspect ratio microelectrode array for mapping neural activity in vitro.</a> J Neurosci Methods. 204 (2), 296-305 (2012).</li><li>Schechter, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+potassium+channel+blockers+4-aminopyridine+and+tetraethylammonium+increase+the+spontaneous+basal+release+of+[3H]5-hydroxytryptamine+in+rat+hippocampal+slices.">The potassium channel blockers 4-aminopyridine and tetraethylammonium increase the spontaneous basal release of [3H]5-hydroxytryptamine in rat hippocampal slices.</a> J Pharmacol Exp Ther. 282 (1), 262-270 (1997).</li><li>Perreault, P., Avoli, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=4-aminopyridine-induced+epileptiform+activity+and+a+GABA-mediated+long-lasting+depolarization+in+the+rat+hippocampus.">4-aminopyridine-induced epileptiform activity and a GABA-mediated long-lasting depolarization in the rat hippocampus.</a> J Neurosci. 12 (1), 104-115 (1992).</li><li>Chesnut, T. J., Swann, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epileptiform+activity+induced+by+4-aminopyridine+in+immature+hippocampus.">Epileptiform activity induced by 4-aminopyridine in immature hippocampus.</a> Epilepsy Res. 2 (3), 187-195 (1988).</li><li>Nam, Y., Wheeler, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vitro+Microelectrode+Array+Technology+and+Neural+Recordings.">In Vitro Microelectrode Array Technology and Neural Recordings.</a> Crit Rev Biomed Eng. 39 (1), 45-62 (2011).</li><li>Gonzalez-Sulser, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hippocampal+neuron+firing+and+local+field+potentials+in+the+in+vitro+4-aminopyridine+epilepsy+model.">Hippocampal neuron firing and local field potentials in the in vitro 4-aminopyridine epilepsy model.</a> J Neurophysiol. 108 (9), 2568-2580 (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Le développement de la préparation de l&#39;hippocampe déplié, où les axes longitudinaux et transversaux de l&#39;hippocampe sont conservés en combinaison avec une matrice de microélectrodes pénétrant, fournit un outil puissant pour étudier les connexions d&#39;anatomie ou la propagation de neurones dans l&#39;hippocampe 7. Cette procédure se déroule est également applicable pour l&#39;étude de l&#39;hippocampe chez des souris adultes. Des études récentes avec cette préparation ont montré qu...

La compréhension de la conduction nerveuse ou la propagation des signaux neuronaux est essentielle pour la détermination du mécanisme neuronal de la communication à la fois le fonctionnement normal et des états pathologiques dans le cerveau 1-3. L&#39;hippocampe est l&#39;une des structures les plus étudiés dans le cerveau, car il joue un rôle fondamental dans plusieurs fonctions cérébrales comme la mémoire, et le suivi spatial et est impliqué dans plusieurs changements pathologiques qui influent considérablement le comportement ainsi 1,6. Bien que, l&#39;hippocampe présente une organisation complexe, les différents éléments de sa structure peuvent être facilement identifiés et accessibles dans la préparation de tranches 4-6. Dans le sens transversal de l&#39;hippocampe, l&#39;activité neuronale est connu pour se propager à travers la voie de tri-synaptique qui comprend le gyrus denté (DG), CA3, CA1 andsubiculum 4,5. On croit que la transmission synaptique et la conduction axonale jouent un rôle majeur pour communicatidans ce circuit transversal 4,6. Cependant, la propagation d&#39;un signal neuronal a lieu dans les deux directions transversale et longitudinale 4,6. Cela implique que l&#39;hippocampe ne peut pas être entièrement étudiée en utilisant des préparations de tranche qui limitent l&#39;observation à une direction de propagation particulier quatre. La tranche longitudinale a été développé pour étudier les voies axonales long de l&#39;axe longitudinal 5. Les chercheurs ont observé gamma et thêta oscillations spécifiques comportement principalement le long de la transversale et axes longitudinaux respectivement 6. Ces comportements ont été étudiés séparément, mais l&#39;accès simultané à deux sens est crucial de comprendre ces comportements. Même avec le développement de la préparation de l&#39;hippocampe intact, il est difficile de contrôler la propagation à travers le tissu en raison de l&#39;ensemble de la structure repliée de l&#39;hippocampe 4. L&#39;hippocampe dépliée permet d&#39;accéder aux neurones emballéssous une forme d&#39;une couche de cellules à deux dimensions 7,8 plat. Par déplier le gyrus denté (DG) (figure 1), l&#39;hippocampe adopte une forme aplatie avec une configuration rectangulaire dans laquelle les deux transversal et liaisons longitudinales restent intactes avec la couche de cellules pyramidales disposé dans une feuille à deux dimensions contenant à la fois CA3 et CA1, laissant un morceau plat de tissu neural qui peut être utilisée pour étudier la propagation neural (figure 2) 8. L&#39;activité neuronale peut alors être contrôlée avec des pipettes individuelles de verre, des réseaux de microélectrodes, des électrodes de stimulation, ainsi que des colorants sensibles à la tension (VSD) 3,7,8. En outre, l&#39;indicateur de tension génétiquement codé à partir de souris transgéniques peut être utilisé pour suivre le motif de propagation neuf. La configuration à plat du réseau hippocampique déplié est bien adapté pour enregistrement optique de la méthode mais aussi pour une matrice de microélectrodes. Most des tableaux disponibles dans le commerce sont fabriqués avec un profil plat ou à faible électrodes et peut enregistrer l&#39;activité neuronale dans les deux tranches de tissu et des neurones en culture de 10 à 12. Cependant, le rapport signal-sur-bruit (SNR) diminue lorsque les signaux sont obtenus à partir d&#39;un tissu intact depuis le soma des neurones sont situés plus profondément dans le tissu. matrices d&#39;électrodes de microélectrodes avec des rapports d&#39;aspect élevés sont nécessaires pour améliorer le SNR. A cet effet, un réseau de microélectrodes de pénétration (PMEA) a été développé dans notre laboratoire, et fournit la capacité de la sonde directement dans le tissu 64 par l&#39;insertion des pointes d&#39;un diamètre de 20 um et 200 um de hauteur dans l&#39;hippocampe 7,13 dépliées . Ce réseau de microélectrodes a SNR plus élevé par rapport à la formation d&#39;image de colorant sensibles à la tension et le SNR reste stable lors d&#39;une expérience 7,13. La combinaison de la préparation de l&#39;hippocampe déplié et la PMEA fournit une nouvelle façon d&#39;investirIgate la propagation neural sur un plan à deux dimensions. Des expériences utilisant cette technique ont déjà donné des résultats significatifs sur les mécanismes de propagation du signal neuronal dans l&#39;hippocampe lequel l&#39;activité neuronale peut se propager indépendamment des synapses synaptiques ou électriques 7.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>desiccator jar</td>
			<td>LABRECYCLERS Inc.</td>
			<td>5410</td>
			<td>Place regular paper towels at the bottome of the jar for animal anesthesia use.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A blade and Custome made surgical stage for unfolding hippocampus</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>A petri dish is place upside down (in the center) in the ice with a wet filter paper place on top of it.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made tissue recovery chamber</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Plastic tubes were glued with plastic mesh at the bottom and bubbled with 95% O2/ 5% CO2 in the aCSF.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Operating&#160;Scissors</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S17336B&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Medco Instruments No.:81995&#160;</td>
			<td>This scissors is used to&#160;&#160; decapitate the mice.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Integra Miltex Goldman-Fox&#160;Scissors</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-460-517&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; MILTEX INC&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; No.:5-SC-320</td>
			<td>This scissors is used to cut the skull of the mice.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Miltex 
			Hysterectomy Forceps</td>
			<td>Claflin Medical equipment</td>
			<td>CESS-722033-00001</td>
			<td>This Forceps is used to peel the cut skull to expose the brain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Spatula</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td></td>
			<td>This micro spatula is used to tranfer the whole brain of a semisphere into the recorering chamber.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Frey Scientific Stainless Steel Semi-Micro Spatula</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td></td>
			<td>this semi micro spatula is used to tranfer the unfolded hippocampus into the glucose aCSF in the recovering chamber.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small paint brush</td>
			<td>Lowe&#39;s</td>
			<td>tem #:&#160;105657&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Model #:&#160;90219</td>
			<td>The one with the smallest size in a normal paint brush package</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fire polished glass help tool</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made glass needle</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made glass tool with a metal wire loop</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes with a reshaped metal wire loop.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made glass solution dropper</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was&#160; made from the regular Pasteur glass pipettes with its tips cut and a rubber head attached with the cut end.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made tissue anchor</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Nylon fiber mesh was glued on a insulated copper wire ring. The tissue anchor was hold by an micromanipulator.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom fabricated microelectrode array</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>More detail about the array please refer to&#160; Kibler, et al, 2011.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made filter and amplifiers circuits for the array</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>More detail about the array please refer to&#160; Kibler, et al, 2011.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data acquisition processor 3400a</td>
			<td>Microstar Laboratories</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This is a complete data acquisition system with A/D converter.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

neural activity propagation in an unfolded hippocampal preparation with a penetrating micro-electrode array

Ce protocole décrit un procédé pour la préparation d&#39;une nouvelle préparation in vitro de l&#39;hippocampe plat combiné avec une matrice de micro-usiné pour cartographier l&#39;activité neuronale dans l&#39;hippocampe. La préparation de l&#39;hippocampe transversale de tranche est la préparation la plus courante de tissus pour étudier hippocampe électrophysiologie. Une tranche hippocampique longitudinale a également été élaboré afin d&#39;enquêter sur les connexions longitudinales dans l&#39;hippocampe. Les hippocampe de souris intactes peuvent également être maintenues in vitro parce que son épaisseur permet une diffusion adéquate de l&#39;oxygène. Cependant, ces trois préparations ne fournissent pas un accès direct à la propagation de neurones depuis une partie du tissu est manquant ou plié. L&#39;hippocampe intacte déplié fournit à la fois transversale et liaisons longitudinales dans une configuration à plat pour un accès direct au tissu d&#39;analyser toute l&#39;étendue de la propagation du signal dans l&#39;hippocampe in vitro. Afin de surveiller efficacement l&#39;activité neuronale de til couche de cellules, une coutume fait pénétrer réseau de micro-électrodes (PMEA) a été fabriqué et appliqué à l&#39;hippocampe dépliée. Le PMEA avec 64 électrodes de 200 um de hauteur pourrait enregistrer l&#39;activité neuronale au fond de l&#39;hippocampe de souris. La combinaison unique d&#39;une préparation hippocampique déplié et la PMEA fournit un nouvel outil in vitro pour étudier la vitesse et la direction de propagation de l&#39;activité neuronale dans les régions bidimensionnelles CA1-CA3 de l&#39;hippocampe avec un signal haute par rapport au bruit.

Les données présentées sur les figures ici ont été enregistrés dans la préparation de l&#39;hippocampe dépliée avec la 4-AP (100 pM) aCSF ajoutée pendant l&#39;incubation du tissu dans la chambre d&#39;enregistrement à la température ambiante (25 ° C). Normalement l&#39;activité commence dans 5 minutes, mais dans certains tissus de l&#39;hippocampe des animaux plus âgés, il peut prendre plus de temps. Le 4-décharge neuronale induite par des AP observé avec la PMEA est le même que précédemment rappor...

Watch this Scientific Journal Video about Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array at JoVE.com

Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array

Nous avons développé un dépliée hippocampe in vitro qui préserve CA1-CA3 réseau de neurones. En combinaison avec le réseau de pénétration de micro-électrode, l&#39;activité neuronale peut être contrôlée dans les deux orientations longitudinale et transversale. Cette méthode présente des avantages par rapport aux préparations de tranche de l&#39;hippocampe que la propagation dans tout l&#39;hippocampe peuvent être enregistrées simultanément.

Neural activité Propagation dans un hippocampe Préparation déplié avec un pénétrant Micro-réseau d&#39;électrodes

This protocol describes a method for preparing a new in vitro flat hippocampus preparation combined with a micro-machined array to map neural activity in ...

neural-activity-propagation-an-unfolded-hippocampal-preparation-with

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.3K vues.  Case Western Reserve University.  Nous avons développé un dépliée hippocampe in vitro qui préserve CA1-CA3 réseau de neurones. En combinaison avec le réseau de pénétration de micro-électrode, l'activité neuronale peut être contrôlée dans les deux orientations longitudinale et transversale. Cette méthode présente des avantages par rapport aux préparations de tranche de l'hippocampe que la propagation dans tout l'hippocampe peuvent être enregistrées simultanément. 

Vidéo: Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array

Growth and Differentiation of Adult Hippocampal Arctic Ground Squirrel Neural Stem Cells

Arctic ground squirrels (Urocitellus parryii, AGS) are unique in their ability to hibernate with a core body temperature near or below freezing 1. These animals also resist ischemic injury to the brain in vivo 2,3 and oxygen-glucose deprivation in vitro 4,5. These unique qualities provided the impetus to isolate AGS neurons to examine inherent neuronal characteristics that could account for the capacity of AGS neurons to resist injury and cell death caused by ischemia and extremely cold temperatures. Identifying proteins or gene targets that allow for the distinctive properties of these cells could aid in the discovery of effective therapies for a number of ischemic indications and for the study of cold tolerance. Adult AGS hippocampus contains neural stem cells that continue to proliferate, allowing for easy expansion of these stem cells in culture. We describe here methods by which researchers can utilize these stem cells and differentiated neurons for any number of purposes. By closely following these steps the AGS neural stem cells can be expanded through two passages or more and then differentiated to a culture high in TUJ1-positive neurons (~50%) without utilizing toxic chemicals to minimize the number of dividing cells. Ischemia induces neurogenesis 6 and neurogenesis which proceeds via MEK/ERK and PI3K/Akt survival signaling pathways contributes to ischemia resistance in vivo7 and in vitro 8 (Kelleher-Anderson, Drew et al., in preparation). Further characterization of these unique neural cells can advance on many fronts, using some or all of these methods.

Neural stem cells were prepared from the hippocampus of adult non-hibernating yearling Arctic ground squirrels (AGS). These neural stem cells can be expanded through numerous passages, differentiated and maintained as a nearly 50:50 neuron to glial culture.

Croissance et différenciation des cellules adultes hippocampe Arctic écureuil souches neurales au sol

Arctic ground squirrels (Urocitellus parryii, AGS) are unique in their ability to hibernate with a core body temperature near or below freezing 1. These ...

Recherche

Neurosciences

Neural-Colony Forming Cell Assay: An Assay To Discriminate Bona Fide Neural Stem Cells from Neural Progenitor Cells

The neurosphere assay (NSA) is one of the most frequently used methods to isolate, expand and also calculate the frequency of neural stem cells (NSCs). Furthermore, this serum-free culture system has also been employed to expand stem cells and determine their frequency from a variety of tumors and normal tissues. It has been shown recently that a one-to-one relationship does not exist between neurosphere formation and NSCs. This suggests that the NSA as currently applied, overestimates the frequency of NSCs in a mixed population of neural precursor cells isolated from both the embryonic and adult mammalian brain. This video practically demonstrates a novel collagen based semi- solid assay, the neural-colony forming cell assay (N-CFCA), which has the ability to discriminate stem from progenitor cells based on their long-term proliferative potential, and thus provides a method to enumerate NSC frequency. In the N-CFCA, colonies &ge;2 mm in diameter are derived from cells that meet all the functional criteria of a NSC, while colonies &lt; 2mm are derived from progenitors. The N-CFCA procedure can be used for cells prepared from different sources including primary and cultured adult or embryonic mouse CNS cells. Here we use cells prepared from passage one neurospheres generated from embryonic day 14 mice brain to perform N-CFCA. The cultures are replenished with proliferation medium every seven days for three weeks to allow the plated cells to exhibit their full proliferative potential and then the frequency of neural progenitor and bona fide neural stem cells is calculated respectively by counting the number of colonies that are &lt; 2mm and the ones that are &ge;2mm in reference to the number of cells that were initially plated.

This video protocol demonstrates how to discriminate and enumerate bona fide neural stem cells in a mixed population of neural precursor cells using the neural colony-forming cell assay.

Neural-Formant Colonie dosage cellulaire: Un test pour distinguer Bona Fide Cellules souches neuronales à partir de cellules progénitrices neurales

The neurosphere assay (NSA) is one of the most frequently used methods to isolate, expand and also calculate the frequency of neural stem cells (NSCs). ...

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

Préparation d&#39;une souris Awake pour l&#39;enregistrement des réponses de neurones et l&#39;injection de traceurs

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

Optical Recording of Suprathreshold Neural Activity with Single-cell and Single-spike Resolution

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also propagation of suprathreshold spiking activity involves populations of neurons. Empirical studies addressing cortical function directly thus require recordings from populations of neurons with high resolution. Here we describe an optical method and a deconvolution algorithm to record neural activity from up to 100 neurons with single-cell and single-spike resolution. This method relies on detection of the transient increases in intracellular somatic calcium concentration associated with suprathreshold electrical spikes (action potentials) in cortical neurons. High temporal resolution of the optical recordings is achieved by a fast random-access scanning technique using acousto-optical deflectors (AODs)1. Two-photon excitation of the calcium-sensitive dye results in high spatial resolution in opaque brain tissue2. Reconstruction of spikes from the fluorescence calcium recordings is achieved by a maximum-likelihood method. Simultaneous electrophysiological and optical recordings indicate that our method reliably detects spikes (&gt;97% spike detection efficiency), has a low rate of false positive spike detection (&lt; 0.003 spikes/sec), and a high temporal precision (about 3 msec) 3. This optical method of spike detection can be used to record neural activity in vitro and in anesthetized animals in vivo3,4.

Understanding the function of the vertebrate central nervous system requires recordings from many neurons because cortical function arises on the level of populations of neurons. Here we describe an optical method to record suprathreshold neural activity with single-cell and single-spike resolution, dithered random-access scanning. This method records somatic fluorescence calcium signals from up to 100 neurons with high temporal resolution. A maximum-likelihood algorithm deconvolves the underlying suprathreshold neural activity from the somatic fluorescence calcium signals. This method reliably detects spikes with high detection efficiency and a low rate of false positives and can be used to study neural populations in vitro and in vivo.

D&#39;enregistrement optique de l&#39;activité neuronale supraliminaire avec une résolution à cellule unique et un seul pic

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

Méthodes d&#39;enregistrement multi-unités pour caractériser l&#39;activité neuronale dans le Criquet (<em&gt; Schistocerca americana</em&gt; Circuits olfactifs)

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

Optogenetic Perturbation de l&#39;activité neuronale avec illumination laser à semi-intactes<em&gt; Drosophila</em&gt; Les larves in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Immunohistochemical Visualization of Hippocampal Neuron Activity After Spatial Learning in a Mouse Model of Neurodevelopmental Disorders

Induction of phosphorylated extracellular-regulated kinase (pERK) is a reliable molecular readout of learning-dependent neuronal activation. Here, we describe a pERK immunohistochemistry protocol to study the profile of hippocampal neuron activation following exposure to a spatial learning task in a mouse model characterized by cognitive deficits of neurodevelopmental origin. Specifically, we used pERK immunostaining to study neuronal activation following Morris water maze (MWM, a classical hippocampal-dependent learning task) in Engrailed-2 knockout (En2-/-) mice, a model of autism spectrum disorders (ASD). As compared to wild-type (WT) controls, En2-/- mice showed significant spatial learning deficits in the MWM. After MWM, significant differences in the number of pERK-positive neurons were detected in specific hippocampal subfields of En2-/- mice, as compared to WT animals. Thus, our protocol can robustly detect differences in pERK-positive neurons associated to hippocampal-dependent learning impairment in a mouse model of ASD. More generally, our protocol can be applied to investigate the profile of hippocampal neuron activation in both genetic or pharmacological mouse models characterized by cognitive deficits.

We describe an immunohistochemistry protocol to study the profile of hippocampal neuron activation following exposure to a spatial learning task in a mouse model characterized by cognitive deficits of neurodevelopmental origin. This protocol can be applied to both genetic or pharmacological mouse models characterized by cognitive deficits.

Visualisation immunohistochimique de l&#39;hippocampe Neuron Activité Après l&#39;apprentissage spatial dans un modèle de souris de troubles neurodéveloppementaux

Induction of phosphorylated extracellular-regulated kinase (pERK) is a reliable molecular readout of learning-dependent neuronal activation. Here, we ...

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

Currently, large-scale networks derived from dissociated neurons growing and developing in vitro on extracellular micro-transducer devices are the gold-standard experimental model to study basic neurophysiological mechanisms involved in the formation and maintenance of neuronal cell assemblies. However, in vitro studies have been limited to the recording of the electrophysiological activity generated by bi-dimensional (2D) neural networks. Nonetheless, given the intricate relationship between structure and dynamics, a significant improvement is necessary to investigate the formation and the developing dynamics of three-dimensional (3D) networks. In this work, a novel experimental platform in which 3D hippocampal or cortical networks are coupled to planar Micro-Electrode Arrays (MEAs) is presented. 3D networks are realized by seeding neurons in a scaffold constituted of glass microbeads (30-40 &#181;m in diameter) on which neurons are able to grow and form complex interconnected 3D assemblies. In this way, it is possible to design engineered 3D networks made up of 5-8 layers with an expected final cell density. The increasing complexity in the morphological organization of the 3D assembly induces an enhancement of the electrophysiological patterns displayed by this type of networks. Compared with the standard 2D networks, where highly stereotyped bursting activity emerges, the 3D structure alters the bursting activity in terms of duration and frequency, as well as it allows observation of more random spiking activity. In this sense, the developed 3D model more closely resembles in vivo neural networks.

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

In this work, a novel experimental model in which 3D neuronal cultures are coupled to planar Micro-Electrode Arrays (MEAs) is presented. 3D networks are built by seeding neurons in a scaffold made up of glass microbeads on which neurons grow and form interconnected 3D structures.

Cultures interface 3D Engineered neuronales à des micro-électrodes tableaux: Une innovante<em&gt; In Vitro</em&gt; Modèle expérimental

Currently, large-scale networks derived from dissociated neurons growing and developing in vitro on extracellular micro-transducer devices are the ...

Direct-current Stimulation and Multi-electrode Array Recording of Seizure-like Activity in Mice Brain Slice Preparation

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the stimulation parameters (e.g., orientation, field strength, and stimulation duration) need to be examined in mice brain slice preparations. Testing and arranging the orientation of the electrode relative to the position of the mice brain slice are feasible. The present method preserves the thalamocingulate pathway to evaluate the effect of DCS on anterior cingulate cortex seizure-like activities. The results of the multichannel array recordings indicated that cathodal DCS significantly decreased the amplitude of the stimulation-evoked responses and duration of 4-aminopyridine and bicuculline-induced seizure-like activity. This study also found that cathodal DCS applications at 15 min caused long-term depression in the thalamocingulate pathway. The present study investigates the effects of DCS on thalamocingulate synaptic plasticity and acute seizure-like activities. The current procedure can test the optimal stimulation parameters including orientation, field strength, and stimulation duration in an in vitro mouse model. Also, the method can evaluate the effects of DCS on cortical seizure-like activities at both the cellular and network levels.

Studies have shown that cathodal transcranial direct-current stimulation can produce suppressive effects on drug-resistant seizures. In this study, an in vitro experimental setup was devised in which the direct-current stimulation and multielectrode array recording of seizure-like activity were evaluated in mice brain slice preparation. The direct-current stimulation parameters were evaluated.

Stimulation à courant continu et multi-réseau d&#39;électrodes d&#39;enregistrement de la capture comme activité chez la souris Cerveau Slice Préparation

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Extracellulaires enregistrement de l&#39;activité neuronale Combiné avec Microiontophoretic Application des substances neuroactifs chez la souris Awake

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...