Cette étude a été financée par le National Institute on Drug Abuse accorde 006 886 DA (MOW) et DA 032270 (DJB).

Le plus grand soin doit être pris pour maintenir des conditions aseptiques (comme décrit dans le Guide pour le soin et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire 9) lors de la préparation et la conduite de la procédure suivante. Le protocole suivant est en conformité avec le Guide pour le soin et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire et a été approuvé par le soin et l&#39;utilisation des animaux Commission institutionnelle de l&#39;Université Rutgers. On estime que les procédures ultérieures, il faudra 3-6 heures pour compléter. L&#39;implantation de la baie Microwire: <ol><li> La place des animaux sous anesthésie à l&#39;aide de 50 mg / kg de pentobarbital de sodium (IP) et l&#39;administration de 10 mg / kg de nitrate d&#39;atropine de méthyle (IP; Glycopyrrolate peut être substitué) et 0,25 mg de pénicilline (300 000 U / ml im) pour maintenir la fonction respiratoire et prévenir l&#39;infection , respectivement. Remarque: Avec la longueur de 3-6 h de cette chirurgie d&#39;implantation, le pentobarbital de sodium est utilisé parce qu&#39;il est rentable et limite l&#39;exposition humaine àanesthésiques (cela peut se produire avec l&#39;utilisation prolongée d&#39;anesthésiques de gaz) tout en offrant une anesthésie de longue durée. La substitution d&#39;autres anesthésiques est acceptable. </li><li> Vérifiez que l&#39;anesthésie a pris effet en utilisant le test de pincement queue avant de poursuivre. </li><li> Le cas échéant, donner alternatif injections de chlorhydrate de kétamine (60 mg / kg IP) et de pentobarbital de sodium (5-10 mg / kg IP) pour maintenir l&#39;anesthésie pendant toute la chirurgie. </li><li> Raser le cuir chevelu à l&#39;aide d&#39;une lame de scalpel n ° 22. </li><li> Désinfecter le cuir chevelu rasé avec de la povidone iode. </li><li> Donnez injections sous-cutanées de bupivacaïne (~ 1 mg / kg SC, réparties sur 4 sites d&#39;injection) pour anesthésier localement le cuir chevelu. Laisser 5-10 min pour l&#39;anesthésique local pour prendre effet. </li><li> Placez un lubrifiant ophtalmique sur les yeux pour maintenir l&#39;humidité pendant l&#39;anesthésie. </li><li> Fixez l&#39;animal dans les barres d&#39;oreilles et le nez pince d&#39;un appareil stéréotaxique. </li><li> Utilisez repères visuels (par exemple une barre horizontale sur le stercadre eotaxic) à peu près au niveau de la tête de l&#39;animal. Cette étape est uniquement destinée à peu près au niveau du crâne. </li><li> Faire une incision le long de la ligne médiane du cuir chevelu à l&#39;aide d&#39;une lame de scalpel # 11 monté sur un support de scalpel. L&#39;incision doit s&#39;étendre à partir de juste en arrière des oreilles à la partie postérieure de l&#39;os nasal. </li><li> Avec une spatule de dissection, effacer le crâne de tous les tissus restants jusqu&#39;à ce que les crêtes du crâne latérales et le crâne crête postérieure ont été atteints. </li><li> Tirez la peau autour de l&#39;incision à l&#39;aide d&#39;un certain nombre de pinces hémostatiques (6x). </li><li> Nettoyez le crâne de tout le sang et laisser sécher. Si un saignement se produit restant, mettre fin à l&#39;hémorragie résiduelle avec un petit outil de cautérisation. Faire en sorte que le crâne reste propre et sec permet la acrylique dentaire utilisé dans des étapes ultérieures de se lier de manière permanente sur le crâne. </li><li> Mark bregma et lambda (figure 2D) par interpolation l&#39;intersection des sutures du crâne. Un micro dissectionroscope est nécessaire de marquer précisément ces positions. </li><li> Attacher un objet pointu petit (par exemple, une broche ou foret dentaire) à un bras stéréotaxique et l&#39;abaisser pour déterminer la dorsale / ventrale (DV) de coordonnées de bregma et lambda. </li><li> Ajuster le collier de nez jusqu&#39;à ce que les coordonnées DV pour bregma et lambda sont à moins de 100 pm (0,1 mm) les unes des autres. </li><li> Une fois stabilisée, enregistrer la partie antérieure / postérieure (AP), médial / latéral (ML) et coordonne DV de bregma avec la position de la pince de nez. Vérifiez les coordonnées pour la précision, comme le reste de l&#39;opération dépend de la précision de ces coordonnées. </li><li> Utilisez les coordonnées mesurées pour calculer la ML et coordonne AP pour les quatre coins de la &quot;fenêtre de crâne&quot; par rapport à bregma (c.-à-craniotomie; Figure 1). La fenêtre de crâne est un rectangle positionné précisément par lequel le réseau de micro-fil va passer. </li><li> Utilisez les coordonnées calculées à l&#39;occasion ducoordonne fenêtre crâne sur le crâne à l&#39;aide d&#39;une fixation de stéréotaxique pointu et encre de stylo-plume. Pour obtenir des notes précises, appliquer une petite quantité d&#39;encre à la pointe de l&#39;outil de marquage à l&#39;aide d&#39;un coton. </li><li> Percer la fenêtre de crâne en enlevant l&#39;os dans une série de petites couches. <ol><li> Commencez par percer les coins marqués de la fenêtre où les marques ont été placés. </li><li> Ensuite, connectez les coins et définir la fenêtre. </li><li> Enfin, effacer la zone à l&#39;intérieur du contour à la profondeur de la dure-mère. Le trou doit être plus large (c.-à-biseauté) au-dessous des couches superficielles de la boîte crânienne à faire en sorte que la fenêtre maintient une largeur appropriée de haut en bas. </li></ol></li><li> Utilisez microforceps à retirer soigneusement les copeaux d&#39;os tout en restant, des débris ou la dure-mère dans la fenêtre de crâne. Cette étape est très importante, car ces morceaux de matériau peuvent compromettre l&#39;intégrité de la matrice lors de la descente. Une fois autorisé, il faut garder èmee fenêtre humide avec une solution saline bactériostatique pour le reste de la chirurgie. </li><li> Placez des marques sur le crâne pour 5 vis du crâne et 1 fil de terre (figure 1). Ces positions peuvent varier en fonction de la région ciblée du cerveau. Le headstage sera plus sûre si une vis est placée sur chacun des 5 os du crâne. Placez les deux vis du crâne et fil de terre dans des endroits qui ne sera pas interférer avec la mise en place de réseau de micro-fil. </li><li> Percer les trous pour les vis de crâne et serrez les vis en place. Les vis doivent être abaissés jusqu&#39;à ce que seulement 3-4 les discussions montrent (ou, si l&#39;aide de vis autres que celles recommandées, assez profond pour traverser l&#39;épaisseur du crâne de promouvoir la stabilité de la matrice mais pas trop profonde afin d&#39;endommager le cortex). Nettoyer les filets des vis après le placement. </li><li> Percez un trou pour le fil de terre. Abaissez le fil lentement (1-2 min) à la prise DV cible coordonner et fixer le fil en place utilisant l&#39;acrylique dentaire. </li><li> Ajouter acrylique autour des filetsdes vis de crâne. Avant le séchage acryliques, enlever tout excès de ciment qui s&#39;écoule à partir du fil de terre ou vis de crâne. Laisser 15 min pour le acrylique dentaire à sécher / durcir. </li><li> Fixez l&#39;ensemble à bras stéréotaxique. Niveler le tableau et l&#39;orienter de sorte qu&#39;il sera carrément passer à travers les limites de la fenêtre de crâne. </li><li> Placer la solution saline dans la fenêtre de crâne de sorte qu&#39;il est au niveau du crâne. Abaissez le tableau jusqu&#39;à ce qu&#39;elle crée une fossette dans la solution saline. Cette coordination est utilisé comme niveau de crâne pour le tableau. Utilisez cette valeur pour calculer la DV finale coordonnées de la matrice. </li><li> Abaissez lentement le tableau jusqu&#39;à ce qu&#39;il atteigne sa DV finale coordonnées. Arrêter chaque 1mm d&#39;abaissement et d&#39;attendre pendant plusieurs minutes afin de permettre aux tissus du cerveau à se remettre de capitonnage et pour dissoudre la partie de fond du polyéthylène glycol (PEG) sur la matrice (PEG est utilisé pour conserver temporairement les fils dans leur conformation, tout en réduisant , et se dissout lentement dans une solution saline). </li><li> Lorsque le tableau est de 1mmà une distance de la cible, plus l&#39;abaisser lentement jusqu&#39;à ce que l&#39;objectif final est atteint. L&#39;abaissement de 0,1 à 0,2 mm, à un moment avant de permettre au tissu de se reposer pendant une période de 5 min est destinée à préserver le tissu au niveau du site cible, ainsi que des connexions synaptiques proximales. Si le matériel est disponible, la précision abaissement de la matrice peut être assistée en utilisant un manipulateur motorisé. </li><li> Dissoudre le PEG restant et utiliser acrylique dentaire à cimenter les microfils en place. Ajouter plusieurs couches de ciment afin de s&#39;assurer que les fils sont en sécurité, puis laisser 15-20 min pour le ciment durcir avant de poursuivre. Cela garantit que les fils ne seront pas bousculés de leur classement final. </li><li> Construire le reste de la headstage de l&#39;animal à l&#39;acrylique dentaire. Utilisez l&#39;acrylique pour envelopper les vis de crâne, fil de terre, et le connecteur pour les microfils. Laissez le chapeau acrylique durcir suffisamment avant de procéder. </li><li> Suturer l&#39;incision du cuir chevelu à l&#39;aide sutures absorbables et administrer 2 ml of saline bactériostatique (sc) pour restaurer l&#39;hydratation de la chirurgie. </li><li> Retirer l&#39;animal à partir des barres d&#39;oreilles et placer le sujet dans un endroit propre. Observer l&#39;animal fréquemment pendant la récupération post-opératoire jusqu&#39;à la thermorégulation et de la locomotion ont récupéré. Après récupération de l&#39;anesthésie, déplacer l&#39;animal dans un seul boîtier pour le reste de la récupération post-opératoire. </li><li> Donnez animaux surveillance postopératoire quotidienne et des soins dans les jours suivant la procédure. Récupération de cette procédure est optimale lorsque sept jours ou plus sont autorisés. </li><li> Donnez animaux des injections de Carprofen (5mg/kg) et Enrofloxacine (5-10 mg / kg) ou leurs équivalents lors de la récupération par le calendrier recommandé par le vétérinaire traitant. </li></ol>

<ol>
	<li>Carter, M., Shieh, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology In: Guide to research techniques in neuroscience. , (2009).</li><li>Aston-Jones, G., Siggins, G. R., Kupfer, D., Bloom, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology. In: Psychopharmacology: The Fourth Generation of Progress. , (1995).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+roles+of+ventral+pallidum+subregions+during+cocaine+self-administration+behaviors.">Differential roles of ventral pallidum subregions during cocaine self-administration behaviors.</a> J. Comp. Neurol. 521 (3), 558-588 (2013).</li><li>Cardin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissecting+local+circuits+in+vivo:+integrated+optogenetic+and+electrophysiology+approaches+for+exploring+inhibitory+regulation+of+cortical+activity.">Dissecting local circuits in vivo: integrated optogenetic and electrophysiology approaches for exploring inhibitory regulation of cortical activity.</a> (3-4), 106-103 (2012).</li><li>Ma, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amphetamine's+dose-dependent+effects+on+dorsolateral+striatum+sensorimotor+neuron+firing.">Amphetamine's dose-dependent effects on dorsolateral striatum sensorimotor neuron firing.</a> Behav. Brain Res. , (2013).</li><li>Ghitza, U. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+cue-evoked+activity+of+accumbens+neurons+after+prolonged+abstinence+from+self-administered+cocaine.">Persistent cue-evoked activity of accumbens neurons after prolonged abstinence from self-administered cocaine.</a> J. Neurosci. 23 (19), 7239-7245 (2003).</li><li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+activity+of+the+striatum+during+formation+of+a+motor+habit.">Changes in activity of the striatum during formation of a motor habit.</a> Eur. J. Neurosci. 25 (4), 1212-1227 (2007).</li><li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose+and+rate-dependent+effects+of+cocaine+on+striatal+firing+related+to+licking.">Dose and rate-dependent effects of cocaine on striatal firing related to licking.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 324 (2), 701-713 (2008).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=National+Research+Council.">National Research Council.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , (2011).</li><li>Fabbricatore, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+evidence+of+mediolateral+functional+dichotomy+in+the+rat+accumbens+during+cocaine+self-administration:+tonic+firing+patterns.">Electrophysiological evidence of mediolateral functional dichotomy in the rat accumbens during cocaine self-administration: tonic firing patterns.</a> Eur. J. Neurosci. 30 (12), 2387-2400 (2009).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Slow+phasic+and+tonic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration.">Slow phasic and tonic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 66 (2), 106-127 (2012).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid-phasic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration.">Rapid-phasic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 64 (9), 704-713 (2010).</li><li>Tang, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decreased+firing+of+striatal+neurons+related+to+licking+during+acquisition+and+overtraining+of+a+licking+task.">Decreased firing of striatal neurons related to licking during acquisition and overtraining of a licking task.</a> J. Neurosci. 29 (44), 12952-12961 .</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1997).</li></ol>

Les auteurs n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents à divulguer.

Enregistrements extracellulaires représentent une technique expérimentale puissante qui peut être incorporé dans presque toute la préparation expérimentale en neurosciences. Fils qui ont été implantés dans des réseaux organisés peuvent être suivis comme leurs arbres traversent le cerveau et dans leur région cible (figure 5A). Quand une petite lésion, post-expérimental est créé à la pointe de micro-fil non isolé pour créer un petit dépôt de fer du fil d&#39;acier inoxydable, on peut...

Des enregistrements électrophysiologiques permettent aux scientifiques d&#39;examiner les propriétés électriques des cellules biologiques. Dans le système nerveux central, où les impulsions électriques servent de mécanisme de signalisation, ces enregistrements sont d&#39;une importance particulière pour la compréhension de la fonction neurale 2.1. Au cours des enregistrements unitaires dans comporter animaux, une micro-électrode qui a été inséré dans le cerveau est capable d&#39;enregistrer des changements dans la génération d&#39;un neurone de potentiels d&#39;action au fil du temps. Alors que de nombreuses techniques permettent d&#39;enregistrer l&#39;activité du cerveau, unitaire électrophysiologie est une des méthodes les plus précises en permettant la résolution au niveau du neurone unique. Lorsqu&#39;un degré élevé de spécificité spatiale est recherchée, microfils peuvent être utilisés pour cibler des sous-ensembles ou des noyaux de cellules au sein de la brain3 discrètes. Enregistrements unitaires bénéficient également d&#39;une haute résolution temporelle que les enregistrements sont précis au niveau de la microseconde. Et, in vivo, uneenregistrements d&#39;éveil permettent une interaction de circuits intacts, avec le milieu naturel de afférentes et efférentes projections, les influences hormonales chimique systémique et et les paramètres physiologiques. Signaux neuronaux sont dérivées de données sensorielles, des comportements moteurs, traitement cognitif, la neurochimie / pharmacologie, ou une combinaison. En conséquence, la ségrégation des, moteur, cognitif et chimiques influences sensorielles nécessite des expériences bien conçues avec risques et des contrôles efficaces qui peuvent permettre à l&#39;évaluation de chacun des influences précitées. Dans l&#39;ensemble, les enregistrements de comportement des animaux permettent expérimentateurs d&#39;observer l&#39;intégration de multiples sources d&#39;information au sein d&#39;un circuit de fonctionnement et d&#39;obtenir un modèle plus complet de la fonction de circuit. Enregistrements unitaires souffrent aussi d&#39;un certain nombre d&#39;inconvénients dont un expérimentateur doit être conscient. Tout d&#39;abord, les enregistrements peuvent être difficiles à mener. En effet, les propriétés de ee amplificateurs de headstage et les microfils implantées qui permettent spécificité spatiale et temporelle de ces enregistrements fait aussi des enregistrements sensibles à l&#39;influence de signaux électriques parasites (c.-à-électrique &quot;bruit&quot;). En conséquence, la capacité de résoudre les problèmes dans un système électrophysiologique nécessite une compréhension technique bien développé des principes et appareils électrophysiologiques. Il est également important de noter que, dans certaines circonstances, les signaux électriques enregistrés dans des enregistrements extracellulaires peuvent représenter la somme de plusieurs signaux neuronaux. En outre, la généralisation de l&#39;activité unitaire à l&#39;activité de la population dans une région cible peut souvent être limitée par le degré d&#39;hétérogénéité cellulaire dans la région cible (mais voir Cardin 4). Par exemple, les électrodes peuvent être sollicités vers l&#39;enregistrement de neurones de sortie de forte amplitude à la place d&#39;autres cellules. L&#39;intelligibilité des enregistrements unitaires est augmentéeen combinant les enregistrements avec d&#39;autres techniques, y compris, mais sans s&#39;y limiter, électrique (orthodromique ou antidromique), de stimulation (par exemple, par iontophorèse ou récepteur de créateur) optogenetic ou 4, inactivations neuronaux temporaires, sensorimoteurs examens 5, les procédures de déconnexion, ou l&#39;immunohistochimie chimique 3. Dans le protocole qui suit, nous allons énumérer les matériaux et les mesures nécessaires pour implanter un réseau de micro-fil organisée chez le rat (bien que le protocole peut être adapté pour une utilisation dans d&#39;autres espèces). La procédure et le style de tableaux fixes utilisés dans notre laboratoire ont prouvé leur fiabilité pour les enregistrements longitudinaux et peuvent supporter des enregistrements de la même neurone de plus de temps d&#39;un mois 6-8. Cela rend cette procédure idéale pour examiner les réponses phasiques à des stimuli expérimentaux, les changements plastiques dans les réponses de neurones, ou de mécanismes d&#39;apprentissage et de motivation.

<table>
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 1. List of Surgical Materials</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze</td>
			<td>Fisher (MooreBrand)</td>
			<td>19-898-144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Swabs</td>
			<td>Fisher (Puritan)</td>
			<td>S304659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nembutal (Pentobarbital)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P3761</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine Methyl Nitrate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>A0382</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Baytril (Enrofloxacin)</td>
			<td>Butler Shein (Bayer)</td>
			<td>1040007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine Hydrochloride</td>
			<td>Butler Shein</td>
			<td>SKU# 023061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine (Povidone-Iodine)</td>
			<td>Fisher (Perdue)</td>
			<td>19-066452&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotax</td>
			<td>Kopf</td>
			<td>Model 900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cauterizing Tool</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>59017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ445</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Drill</td>
			<td>Buffalo</td>
			<td>37800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacteriostatic Saline</td>
			<td>Bulter Schein</td>
			<td>8973</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jewlers Skrews</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51457</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array</td>
			<td>Microprobes</td>
			<td>Custom (Flexible)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground Wire</td>
			<td>Omnetics</td>
			<td>Custom Plug</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Acrylic</td>
			<td>Fisher (BAS)</td>
			<td>50-854-402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbable Sutures</td>
			<td>Fisher (Ethicon)</td>
			<td>NC0258473</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube (Opthalamic Ointment/Lubricant)</td>
			<td>Fisher (Henry Schein)</td>
			<td>008897</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 2. List of Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Microforceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-57</td>
			<td>Multi-use (e.g. clearing debris in skull window)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-93</td>
			<td>Multi-use (e.g. tying sutures)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6x Hemostats</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1125</td>
			<td>Clamp and open incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Small scissors</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-411</td>
			<td>Cut sutures after tying</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Tissue forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-222</td>
			<td>Holding tissue while suturing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Needle holder</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1259</td>
			<td>Holding suture needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Scalpel holder (with #11 blade)</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-80 (w/ #105-71 blade)</td>
			<td>Making skull incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x # 22 Scalpel blade</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td># 160-381</td>
			<td>Shaving scalp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Surgical Spatula</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-718</td>
			<td>Scraping skull to clear tissue on skull</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Machine/Jewelers Screws</td>
			<td>Various</td>
			<td>N/A</td>
			<td>0/80 x 1/8&#8221;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 3. List of Equipment for Recording Electrophysiological Signals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array &#38; Connector</td>
			<td>Micro Probe, Inc. (Gaithersburg, MD)</td>
			<td>&#160;N/A</td>
			<td>Cranially implanted in target recording region. Arrays are customized based on desired wire spacing, length, etc.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Part No. Based on array characteristics)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Unity-Gain Harness/Headstage</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1200</td>
			<td>Initial amplification of neural signal; allows for propagation of small neural signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Commutator (&#38; Optional Fluid Swivel)</td>
			<td>Plastics One, Inc. (Roanoke, VA)</td>
			<td>SL18C</td>
			<td>Allows animals to freely rotate while propagating electrical signal to preamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pre-Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1198</td>
			<td>Differentially amplifies neural signals against a reference electrode.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter &#38; Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1199</td>
			<td>Band-pass filters and further amplifies the differentially amplified signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acquisition Computer</td>
			<td>EnGen (Phoenix, AZ)</td>
			<td>N/A (Custom Build)</td>
			<td>Runs software and hardware for behavioral and neural data acquisition.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A/D Card&#160;</td>
			<td>Data Translation (Marlboro, MA)</td>
			<td>DT-3010</td>
			<td>Digitizes neural signals for computer sampling.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital I/O Card</td>
			<td>Measurement Computing (Norton, MA)</td>
			<td>PCI CTR-05</td>
			<td>Acquires behavioral inputs and outputs</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a procedure for implanting organized arrays of microwires for single-unit recordings in awake, behaving animals

Dans les enregistrements électrophysiologiques in vivo chez l&#39;éveillé, animal comporter fournir une méthode puissante pour comprendre la signalisation neuronale au niveau d&#39;une seule cellule. La technique permet expérimentateurs pour examiner le temps et régional modes de cuisson spécifiques afin de corréler les potentiels d&#39;action enregistrés avec un comportement continu. En outre, les enregistrements unitaires peuvent être combinés avec une pléthore d&#39;autres techniques afin de produire des explications détaillées de la fonction neuronale. Dans cet article, nous décrivons l&#39;anesthésie et la préparation de micro-fil implantation. Par la suite, nous énumérons les équipements nécessaires et les étapes chirurgicales à insérer avec précision une gamme de micro-fil dans une structure cible. Enfin, nous décrivons brièvement l&#39;équipement utilisé pour enregistrer de chaque électrode dans le tableau. Les tableaux de microfilaires fixes décrits sont bien adaptés pour l&#39;implantation chronique et permettent des enregistrements longitudinaux des données de neurones dans presque toutes les preparati comportementsur. Nous discutons de traçage des pistes d&#39;électrodes pour trianguler positions microfilaires ainsi que des façons de combiner microfils implantation avec des techniques d&#39;immunohistochimie afin d&#39;augmenter la spécificité anatomique des résultats enregistrés.

Une liste de l&#39;équipement utilisé par ce laboratoire pour l&#39;enregistrement de signaux électrophysiologiques peuvent être trouvées dans le tableau 3. Après récupération de la chirurgie, simples unités sont enregistrées en branchant un headstage gain unité dans le connecteur implanté. Cette headstage est relié par un câble à un commutateur, qui est capable d&#39;une rotation libre sans interruption dans l&#39;enregistrement électrophysiologique grâce à l&#39;utilisation de bagues...

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A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

L&#39;implantation des réseaux organisés de microfils pour une utilisation dans une seule unité enregistrements électrophysiologiques présente un certain nombre de défis techniques. Méthodes pour effectuer cette technique et l&#39;équipement nécessaire sont décrits. En outre, l&#39;usage bénéfique des baies de microfilaires organisés pour enregistrer des sous-régions distinctes de neurones avec une grande sélectivité spatiale est discutée.

Une procédure d&#39;implantation de tableaux organisés de microfils pour enregistrements unitaires dans Awake, se comportant Animaux

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.1K vues.  Rutgers, the State University of New Jersey.  L'implantation des réseaux organisés de microfils pour une utilisation dans une seule unité enregistrements électrophysiologiques présente un certain nombre de défis techniques. Méthodes pour effectuer cette technique et l'équipement nécessaire sont décrits. En outre, l'usage bénéfique des baies de microfilaires organisés pour enregistrer des sous-régions distinctes de neurones avec une grande sélectivité spatiale est discutée. 

Vidéo: A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal. Simultaneously recording from multiple nerves and muscles gives us precise information about the timing of neural activity. Previous recording methods have worked for two electrodes, but the study of additional nerves or muscles required combining and averaging the recordings of multiple animals, which made it difficult to determine fine details of timing and phasing, because of variability from response to response, and from animal to animal. Implanting four individual electrodes has a very low success rate due to the formation of adhesions that prevent animals from performing normal feeding movements. We developed a new method of electrode fabrication that reduces the bulk of the electrodes inside the animal allowing for normal feeding movements. Using a combination of glues to attach the electrodes results in a more reliable insulation of the electrode which lasts longer, making it possible to record for periods as long as a week. The fabrication technique that we describe could be extended to incorporate several additional electrodes, and would be applicable to vertebrate animals.

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

A technique is described for implanting four in vivo electrodes to monitor the neuromuscular control of feeding behavior in Aplysia californica.

Fabrication des électrodes et l&#39;implantation de Aplysia californica Des enregistrements multi-canaux neuronaux et musculaires au Intact, Animaux Librement Behaving

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

Recherche

Neurosciences

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Une seule unité In vivo Enregistrements à partir du chiasma optique du Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Marquage fluorescent rétrograde Permet ciblée extracellulaire seule unité d&#39;enregistrement de neurones identifiés<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

Conception et montage d&#39;un Microdrive ultra-léger motorisé pour des enregistrements de neurones chroniques chez les petits animaux

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Deux enregistrements électrophysiologiques des synapses-réponses évoquées astrogliales et neuronales aiguës dans des coupes d&#39;hippocampe

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Simultaneous Long-term Recordings at Two Neuronal Processing Stages in Behaving Honeybees

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent and divergent anatomical connections including feed forward and feedback wiring. Furthermore, information of the same origin is partially sent via parallel pathways to different and sometimes into the same brain areas. To understand the evolutionary benefits as well as the computational advantages of these wiring strategies and especially their temporal dependencies on each other, it is necessary to have simultaneous access to single neurons of different tracts or neuropiles in the same preparation at high temporal resolution. Here we concentrate on honeybees by demonstrating a unique extracellular long term access to record multi unit activity at two subsequent neuropiles1, the antennal lobe (AL), the first olfactory processing stage and the mushroom body (MB), a higher order integration center involved in learning and memory formation, or two parallel neuronal tracts2 connecting the AL with the MB.&#160;The latter was chosen as an example and will be described in full. In the supporting video the construction and permanent insertion of flexible multi&#160;channel wire electrodes is demonstrated. Pairwise differential amplification of the micro&#160;wire electrode channels drastically reduces the noise and verifies that the source of the signal is closely related to the position of the electrode tip. The mechanical flexibility of the used wire electrodes allows stable invasive long&#160;term recordings over many hours up to days, which is a clear advantage compared to conventional extra&#160;and intracellular in vivo recording techniques.

Simultaneous extracellular long term recordings from two different brain neuropiles or two different anatomical tracts were established in honeybees. These recordings allow the investigation of temporal aspects of neuronal processing across different brain areas at the single neuron as well as at the ensemble level in a behaving animal.

Les enregistrements simultanés à long terme à deux étapes de traitement neuronal à se conduire abeilles

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

Une procédure pour l&#39;implantation d&#39;une chambre pour la colonne vertébrale longitudinale<em&gt; In Vivo</em&gt; Imagerie du cordon spinal de souris

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

Enquête sur les représentations d’objet dans le flux de Visual dorsale Macaque en utilisant des enregistrements unitaires

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

Real-Time fMRI Brain Mapping in Animals

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a real-time fMRI platform to guide experimenters to monitor fMRI responses instantaneously during acquisition, which can be used to modify the physiology of animals to achieve desired hemodynamic responses in animal brains. The real-time fMRI set-up is based on a 14.1T preclinical MRI system, enabling the real-time mapping of dynamic fMRI responses in the primary forepaw somatosensory cortex (FP-S1) of anesthetized rats. Instead of a retrospective analysis to investigate confounding sources leading to the variability of fMRI signals, the real-time fMRI platform provides a more effective scheme to identify dynamic fMRI responses using customized macro-functions and a common neuroimage analysis software in the MRI system. Also, it provides immediate troubleshooting feasibility and a real-time biofeedback stimulation paradigm for brain functional studies in animals.

Animal brain functional mapping can benefit from the real-time functional magnetic resonance imaging (fMRI) experimental set-up. Using the latest software implemented in the animal MRI system, we established a real-time monitoring platform for small animal fMRI.

Cartographie cérébrale IRMf en temps réel chez les animaux

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

Procédure de craniotomie pour visualiser les activités neuronales dans l’hippocampe de souris se comportant

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...