Nous voulons remercier le Groupe Sorin (Milan, Italie) pour nous fournir avec des circuits de perfusion rénale sur mesure. En outre, nous remercions XVIVO Perfusion Inc. (Goteborg, Suède) pour nous fournir avec une solution Steen, BBraun AG (Melsungen, Allemagne) pour la fourniture de pompes à seringues, et Rieber GmbH &amp; Co KG (Reutlingen, Allemagne).

Remarque: Un aperçu schématique du protocole d&#39;étude est présentée dans la figure 1. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig1.jpg" /> Figure 1. Le protocole d&#39;étude. Ce protocole de l&#39;étude de normothermique perfusion ex vivo rein est basé sur un modèle porcin. Après dissection des vaisseaux de la greffe de rein et de rinçage avec 500 ml d&#39;histidine-tryptophane-cétoglutarate (HTK), la greffe peut être récupéré. Après stockage au froid (SCS) pendant 3 heures, la greffe de rein est perfusé normothermique ex vivo (NEVKP) pour plusieurs heures jusqu&#39;à ce que la greffe désigné. Tous les animaux ont reçu des soins humains dans le respect des &#39;&#39; Principes de protection des animaux de laboratoire &#39;&#39; formulées par la Société nationale pour la «recherche médicale et« Guide pour le soin des animaux de laboratoire &#39;&#39; publié par les National Institutes of Health,Ontario, Canada. Le Comité de l&#39;Institut de recherche Toronto General Animal Care approuvé toutes les études. 1. Les animaux <ol><li> Utilisez porcs mâles Yorkshire (27 - 33 kg) dans ce protocole. </li></ol> 2. prélèvement d&#39;organes <ol><li> Procédure préopératoire <ol><li> Maison des porcs Yorkshire masculins dans un centre de recherche pendant au moins une semaine pour réduire leur niveau de stress. Jeûner les porcs pour un minimum de 6 heures avant l&#39;induction de l&#39;anesthésie. </li><li> Initier du porc anesthésie par une injection intramusculaire de kétamine (25 mg / kg), l&#39;atropine (0,04 mg / kg), et le midazolam (0,15 mg / kg). Par la suite, le transport de l&#39;animal à partir de l&#39;outil de logement de la salle d&#39;opération (OR). </li><li> Placer le porc dans une position couchée sur la table ou. Laissez-le respirer 2 L d&#39;oxygène avec 5% d&#39;isoflurane spontanément. Après la détente, exposer les cordes vocales avec un laryngoscope et les pulvériser avec la lidocaïne 2% pour éviter un spasme provoqué par intubation. After intubation avec un tube de 6,5 mm, bloquer le brassard avec 3 - 5 ml d&#39;air. Remarque: Capnométrie révèle la position correcte du tube trachéal. </li><li> Abaisser le gaz isoflurane à 2,5%. Régler le ventilateur à 14-16 respirations / min et le volume courant de 10 à 15 ml / kg de poids corporel. Surveiller de près le cochon. La fréquence cardiaque et la saturation en oxygène sont enregistrées par oxymétrie de pouls. </li><li> Dans des conditions stériles, introduire un 8,5 Fr. x 10 cm cathéter dans la veine jugulaire dans la technique Seldinger 13. Par conséquent, utiliser une aiguille pour percer la cuve veineuse. Après l&#39;introduction d&#39;un fil, remplacer l&#39;aiguille avec un cathéter. Éliminer le fil et fixer le cathéter à la peau. Administrer 200 ml d&#39;une solution de lactate de Ringer par heure tout au long de l&#39;opération. </li></ol></li><li> Opération Chirurgicale <ol><li> Après la désinfection et la couverture du champ opératoire, effectuer une incision médiane de xyphoïde à symphyse pubienne. Afin d&#39;améliorer l&#39;exposition, étendre l&#39;approche chirurgicale avecune incision latérale gauche. Couvrir les grandes et petites entrailles avec une serviette et placez-les sur le côté gauche pour un accès optimal à le rein droit. </li><li> Séparer la veine cave inférieure (VCI) à partir de l&#39;aorte abdominale. Branches aortiques ligaturer à l&#39;arrière de l&#39;aorte. </li><li> Après dissection aortique complète à l&#39;arrière, passer une ligature autour de l&#39;aorte crânienne aux branches rénales. De plus, placer deux ligatures crâniens de la bifurcation iliaque. Placez une cravate autour de l&#39;artère rénale gauche. </li><li> Libérez le rein droit de son tissu adhérent. Disséquer la veine rénale, artère, et de l&#39;uretère. </li><li> Ouvrir le diaphragme et administrer 1000 UI d&#39;héparine par le poids du donneur kg dans le cœur. Pour un modèle DCD, injecter 40 mval de KCl intracardiaque 3 min après héparinisation systémique pour induire un arrêt cardiaque. L&#39;arrêt cardiaque est évalué comme le point de départ d&#39;ischémie chaude. </li><li> Pendant ce temps, pour la collecte de sang, connecter les lignes de sacs CPDA (citrate, phosphate, dextrose, undenosine) au cathéter introduit dans la veine jugulaire gauche supérieure. Effectuer un lancement douce (1500 xg sans frein). Retirez le plasma et la couche leucocytaire dans des conditions stériles (biosécurité de classe II de l&#39;armoire) et stocker les érythrocytes pour la transfusion. </li><li> Cathétériser l&#39;aorte avec une ligne de rinçage à l&#39;organe-dessus de la bifurcation iliaque. Attachez les ligatures à l&#39;aorte et l&#39;artère rénale gauche. </li><li> Rincer le rein avec histidine-tryptophane-cétoglutarate (HTK) solution avec une pression de 100 cm H 2 O. Fixer la veine thoracique et recueillir le sang par le cathéter jugulaire. Couper la veine abdominale en dessous de la veine rénale pour assurer un rinçage optimal du rein. </li><li> Après un rinçage complet du rein droit, récupérer le greffage avec un segment de l&#39;aorte. Couper la veine rénale et de laisser l&#39;uretère longtemps. </li></ol></li><li> Retour Table de préparation de la greffe de rein pour la perfusion <ol><li> Libérez le rein à partir de tissu adhérent. Fermez la partie crânienne de l&#39;aorte avec une cravate d&#39;une canuler la partie inférieure d&#39;un réducteur 1/4 &quot;x 3/8&quot;. Nouez les petites branches artérielles provenant de l&#39;aorte. </li><li> Cathétériser la veine rénale avec un réducteur de 1/4 &quot;x 3/8&quot; directement. Intuber l&#39;uretère avec un 8 P. le tube d&#39;alimentation. </li><li> Placez le rein sur la glace jusqu&#39;à ce que le début de la NEVKP. </li></ol></li></ol> 3. normothermique perfusion ex vivo rein (NEVKP) <ol><li> Préparation du circuit de perfusion Le circuit de perfusion est constituée de matériel de dérivation cardio-pulmonaire néonatale (figure 2). <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig2.jpg" /> Figure 2. Schéma plan du circuit de perfusion. Le circuit se compose de la technologie de circulation extracorporelle néonatale. La solution de perfusion est recueilli dans le réservoir veineux. Une pompe centrifuge propulse la solution dans l&#39;oxygénateur, où il est enrichi avec de l&#39;oxygène et chauffé à 37 ° C. Après passing le filtre à bulle artérielle, le liquide de perfusion est entraîné par une pression de 60-80 mm de Hg à travers l&#39;artère rénale dans le rein. Le drainage veineux (0 - 3 mmHg) mène perfusat dans le réservoir veineux. Seringue et les pompes à perfusion sécuriser l&#39;approvisionnement avec des composés supplémentaires. L&#39;urine est recueillie tout au long de la perfusion. caractéristiques du circuit de perfusion sont enregistrées en continu. Des échantillons de gaz veineuse et artérielle horaires, et les marqueurs de lésions rénales sont analysés. <ol> <li> Connectez le circuit de perfusion sur mesure au dispositif de perfusion rénale. </li><li> Branchez le tuyau au réservoir veineux et oxygénateur. Branchez le tuyau de ligne artérielle à l&#39;écoulement artériel de l&#39;oxygénateur et positionner le filtre de la bulle dans son support. Connectez la ligne de purge. Connectez le tube de cathéter veineux à l&#39;entrée du réservoir veineux. </li><li> Pour l&#39;évaluation au cours de la perfusion, branchez la sonde de température dans la prise artérielle, connecter le débitmètre et le bucapteur bble à la tubulure de ligne artérielle, et de connecter les lignes de pression. Connectez le capteur de niveau. </li><li> Connecter les lignes veineuses et artérielles échantillons vers les ports de l&#39;échantillon veineux et artériels. </li><li> Positionner la chambre d&#39;organe sur un support et introduire le tube veineux et artériel à travers les trous préparés. Fixer le tuyau à la table et chambre fermement. </li><li> Insérer le tube d&#39;aspiration dans la pompe à galet et positionner une extrémité dans la chambre pour collecter les liquides. </li><li> Raccorder la tubulure d&#39;oxygène dans le réservoir de gaz contenant de 95% O 2/5% CO 2 et de l&#39;oxygénateur. Raccorder le tuyau de l&#39;unité de chauffage de l&#39;oxygénateur et le compartiment pour organe. </li><li> Utiliser un tube de serrage pour fermer les lignes de drainage veineux et artériels. Appliquer une autre tubulure de serrage à la sortie du réservoir veineux. </li></ol></li><li> Préparation de la Solution de Perfusion, Suppléments et amorcé le circuit <ol><li> Utilisez une pompe à perfusion pour remplacer l&#39;urine produite avecLactate de Ringer. </li><li> Utilisez une pompe seringue pour administrer la nutrition (glucose 0,5 ml / h, acides aminés 0,5 ml / h) et d&#39;insuline (5 UI / h) dans le réservoir veineux. Utiliser une deuxième pompe à seringue pour injecter un vasodilatateur (verapamil, 0,25 mg / h) directement dans la ligne artérielle. </li><li> Remplir le réservoir veineux avec la solution de perfusion. En conséquence, verser le lactate de Ringer (175 ml), une solution STEEN (200 ml), DRO (27 ml), de l&#39;héparine (1000 IU), du bicarbonate de sodium pour ajuster le pH, et le gluconate de calcium dans le réservoir veineux. Enfin, ajouter des érythrocytes lavés (125 ml). </li><li> Mettez la machine coeur-poumon (HLM). Activer les panneaux pression, température, niveau, et capteur de bulle. Activer le système de gestion des données (DMS) pour enregistrer les données tout au long de la perfusion. Activer l&#39;unité de chauffage pour chauffer la solution de perfusion et le type compartiment pour organe à 37 ° C. Ouvrez l&#39;apport d&#39;O 2. </li><li> Ouvrez la pince de tube derrière le réservoir veineux et libérer le centrifugal tête de pompe de l&#39;air complètement. Démarrer la pompe centrifuge à 1000 tours par minute et laissez la solution être propulsé tout le circuit. Fixer le tube contournant le filtre artériel et libérer l&#39;air du filtre artériel. </li><li> Zéro les lignes de pression. Activez la seringue et les pompes à perfusion. </li></ol></li><li> Rein greffé Perfusion <ol><li> Retirer le rein de la glace, et positionner le rein sur la literie dans la chambre d&#39;organes. Placer le cathéter urinaire dans le collecteur d&#39;urine. Après s&#39;être assuré que le veineux et le tube artériel sont libres d&#39;air, brancher les connecteurs à la tubulure. </li><li> Fermez le raccourci entre la artériel et veineux tubulures. Régler la pression artérielle de 75 mmHg par régulation de la vitesse de la pompe centrifuge. </li><li> pressions de disques, flux artérielle, la température et la présence de bulles continu avec le DMS. Respecter les valeurs attentivement tout au long de la perfusion. Au cours de la perfusion, les fuites de sang dans la chambre est colleDECT via le tube d&#39;aspiration dans le réservoir veineux. </li><li> Noter la quantité d&#39;urine produite. Recueillir des échantillons de sang et d&#39;urine veineux horaire. Surveiller la perfusion veineuse et en prenant des échantillons de gaz du sang artériel et de l&#39;aspartate aminotransférase (AST), et l&#39;analyse de lactate. </li><li> À la fin de la perfusion, débrancher le tube de l&#39;artère et la veine rénales, rincer la greffe avec HTK froid, et le stocker sur la glace dans un sac d&#39;organes stérile jusqu&#39;à la transplantation. </li></ol></li></ol>

<ol>
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The authors have nothing to disclose.

Cette étude démontre que NEVKP avec une solution à base d&#39;érythrocytes peut être effectuée avec d&#39;excellents résultats pour une période de temps prolongée dans un modèle porcin. Pendant les 10 heures de perfusion ex vivo ont démontré les reins des paramètres stables de perfusion, métabolisme rénale active, l&#39;homéostasie, et une lésion rénale minime. production d&#39;urine et les lésions rénales dépendent de la composition de la solution de perfusion. Il est important de maintenir la pression et l&#39;osmolarité de la solution de perfusion oncotique dans une fourchette physiologique. En particulier, une pression oncotique faible se traduira par une production d&#39;urine non physiologique élevée avec un œdème important du rein et des marqueurs de plus en plus de lésions rénales. STEEN solution contenant de l&#39;albumine est choisi dans ce modèle de réguler la pression oncotique et pour simuler les conditions physiologiques pour le rein. Le bicarbonate de sodium et du gluconate de calcium sont ajoutés au système d&#39;atteindre des valeurs physiologiques du pH, HCO 3 </sub&gt;, le sodium, le potassium, le calcium et le chlorure. Le choix et le dosage du vasodilatateur est important pour garantir le flux sanguin suffisant et l&#39;apport d&#39;oxygène. La technique de la normothermique perfusion ex vivo rein a plusieurs limitations. Perfusion ex vivo n&#39;a pas été associée à un soutien hormonal du rein, ce qui pourrait avoir un impact négatif périodes de perfusion plus longues. En outre, la nouvelle technologie, à ce point dans le temps, est associée à une augmentation des coûts. Les améliorations futures pourraient simplifier la technologie et de réduire les coûts. La mise au point d&#39;un dispositif de perfusion de rein portable pourrait permettre d&#39;éviter complètement stockage rénale froid à l&#39;avenir. La pénurie d&#39;organes sévère et persistant conduit à une utilisation accrue des organes marginaux (DPE ou DCD rénaux greffes) 7. Actuellement, la préservation d&#39;organes est basée sur un stockage à froid statique ou hypothermique machine à perfusion. Comme un rhume temps d&#39;ischémie prolongée a un imp significativeLoi sur le résultat de la fonction rénale des critères standard 15 et greffons marginaux 8,9, de nouvelles techniques de conservation minimisant stockage de froid sont un intérêt particulier 16-19. Un obstacle majeur à utiliser des greffons marginaux plus largement est l&#39;incapacité à évaluer la qualité et la viabilité des organes avant la transplantation. Actuellement, les paramètres ne cliniques tels que l&#39;âge du donneur, les maladies liées à des bailleurs de fonds, et le temps d&#39;ischémie chaude des greffons sont utilisés pour la décision de savoir si un organe est acceptée ou refusée pour la transplantation. En préservant la greffe dans des conditions normothermiques, l&#39;évaluation de greffe basée sur les caractéristiques de perfusion et des données est possible. Paramètres en temps réel tels que le flux vasculaire rénale, la pression, la résistance intrarénale, la production d&#39;urine, la consommation d&#39;oxygène, et les paramètres de lésions rénales (comme l&#39;AST et de lactate) sont censés être des paramètres utiles pour évaluer la viabilité de la greffe. Dans addition, le métabolisme actif pendant NEVKP permet à l&#39;application de stratégies de réparation pour améliorer les greffes de reins marginaux avant la transplantation. Par exemple, l&#39;inhibition des voies pro-inflammatoires, l&#39;immunomodulation, transfert de gènes, ainsi que l&#39;administration de cellules souches peut être techniques futures pour modifier les greffes de rein au cours de la durée de conservation et d&#39;améliorer les résultats du destinataire.

Reins sont des organes solides les plus fréquemment transplantés. Pour les patients souffrant d&#39;une maladie rénale au stade terminal, la transplantation rénale offre une meilleure espérance de vie, et l&#39;amélioration de la qualité de vie par rapport à la dialyse 1-4. La pénurie d&#39;organes persistante représente un grave problème dans le domaine de la médecine de transplantation (tableau 1) 5. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td></td><td> États Unis * </td><td> Région Eurotransplant ** </td></tr><tr><td> Les patients sur la liste d&#39;attente de greffe de rein </td><td> 101563 (Février 2015) </td><td> 10689 (Décembre 2014) </td></tr><tr><td> Reins transplantés provenant de donneurs décédés en 2014 </td><td> 10650 </td><td> 3119 </td></tr><tr><td> Temps d&#39;attente médian pour une greffe de rein donneur décédé (en années) </td><td> Jusqu&#39;à 5 ans * </td><td> Jusqu&#39;à 4 ans ** </td></tr></tbody></table> Tableau 1. ReinGraft pénurie aux Etats-Unis et Eurotransplant Région. Le résultat de la transplantation rénale est négativement affectée par le temps d&#39;attente, avec de moins bons résultats pour les patients soumis à une dialyse prolongée 6. Cela a suscité un intérêt dans les greffes de rein marginaux comme une source supplémentaire des donateurs, tels que les reins de donneurs plus âgés, donneurs ayant des comorbidités multiples (critères étendus donateurs (DPE), et les reins donnés après la mort cardiocirculatoire (DDC). Reins de donneurs marginaux qui auraient été diminué dans le passé sont maintenant considérés pour la transplantation 7. Un obstacle majeur pour l&#39;utilisation de greffes de rein marginales est la technique de préservation de stockage froid anoxique. Actuellement, les greffes de rein sont stockées de manière statique sur la glace ou perfusées à 4 ° C en absence d&#39;oxygène. La technique de conservation anoxique froid est associé à un dommage en cours de greffage au cours de la conservation du rein et ne permet pas l&#39;évaluation de la greffe en raison de l&#39;absence de Metabolism et la production d&#39;urine. En particulier, les greffes de rein marginaux tolèrent mal stockage à froid, ce qui entraîne des lésions rénales significative, et des taux élevés de la fonction du greffon retardée (DGF) 8,9. DGF est un facteur pronostique pour le pauvre fonction du greffon à long terme. Extracorporelle perfusion rénale représente une méthode alternative pour la conservation, l&#39;évaluation et la réparation des organes. Dans un modèle porcin, des résultats bénéfiques ont été présentés pour les reins perfusés ex vivo dans des conditions normothermiques 10,11. Le premier essai clinique réalisé en 2013 a montré un taux plus faible de la fonction du greffon retardée lorsque les reins extraites de critères étendus donateurs ont été perfusés pendant 1 heure immédiatement avant la transplantation 12. Cet article présente un modèle de normothermique ex vivo perfusion rénale (NEVKP). Le but de cette étude est de réduire le temps d&#39;ischémie froide appliquée au minimum et prolonger la période de NEVKP. NEVKPest une méthode de conservation alternative qui vise à réduire les dommages qui peuvent être causés par des techniques de stockage à froid.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Neonatal cardiopulmonary bypass technology</td>
			<td>SORIN GROUP Canada Inc (Markhan, Canada)</td>
			<td>Custom made</td>
			<td>Neonatal venous reservoir D100 (500 mL, 1/16&#34; in- and outflow), neonatal oxygenator D100, centrifugal pump head (Revolution), arterial bubble filter (D130)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heart lung machine, St&#246;ckert S3</td>
			<td>SORIN GROUP Canada Inc (Markhan, Canada)</td>
			<td>Custom made</td>
			<td>Centrifugal pump, roller pump, control panel (sensors for pressure, flow, temperature, bubbles, and level), oxygen blender, heater unit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="3">Tubing</td>
			<td>SORIN GROUP Canada Inc (Markhan, Canada)</td>
			<td>01906BPC SG XS</td>
			<td>3/16&#34;x 1/16&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>019071PC SG XS</td>
			<td>1/4&#34;x 1/16&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>019060PC SG XH</td>
			<td>3/8&#34;x 1/16&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing connectors</td>
			<td>SORIN GROUP Canada Inc (Markhan, Canada)</td>
			<td></td>
			<td>Various sizes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>STEEN solution</td>
			<td>XVIVO (G&#246;teborg, SWE)</td>
			<td>19004</td>
			<td>200 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ringer&#39;s lactate</td>
			<td>Baxter (Mississauga, ON, CAN)</td>
			<td>JB2324</td>
			<td>175 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium bicarbonate</td>
			<td>Hospira (Montr&#233;al, QC, CAN)</td>
			<td>6625050</td>
			<td>pH dependent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium gluconate</td>
			<td>Pharmaceutical Partners of Canada (Richmond Hill, ON)</td>
			<td>C31110</td>
			<td>Calcium dependent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Sandoz Canada Inc (Toronto, ON, CAN)</td>
			<td>10750</td>
			<td>1000 IU</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amino acid and glucose, Travasol 10%</td>
			<td>Baxter (Mississauga, ON, CAN)</td>
			<td>JB6760</td>
			<td>1 mL/h</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast acting insulin, Novorapid</td>
			<td>Novo Nordisk Canada Inc (Mississauga, ON, CAN)</td>
			<td>DS6H748</td>
			<td>5 IE/h</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Verapamil</td>
			<td>Sandoz Canada Inc (Quebec, QC, CAN)</td>
			<td>52216</td>
			<td>0,25 mg/h</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

normothermic ex vivo kidney perfusion for the preservation of kidney grafts prior to transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Dans la suite, les résultats de six expériences en utilisant un modèle de récupération du rein cœur arrêté sont présentés. Après ras in situ et l&#39;extraction du rein dans les greffes ont été stockés sur de la glace pendant 3 heures (SCS), tandis que les érythrocytes ont été préparés. Pour le contexte clinique, ce simule le temps nécessaire à la récupération et à la préparation de la table arrière. NEVKP a été réalisée pendant 10 heures. Afin de maintenir des conditions physiologiques et simuler in vivo environnant pour le rein, le compartiment pour organe doit être chauffé et étanche. Perfusion et une solution de remplacement de l&#39;urine devraient représenter des valeurs physiologiques pour l&#39;analyse des gaz du sang, la pression oncotique, et l&#39;osmolarité. Les valeurs normales (valeurs de référence) obtenus à partir de porcs Yorkshire in situ, sont situés dans la description de chaque figure, respectivement (figures 3-13). Le but de NEVKP est d&#39;assurer que le greffon est alimenté en oxygène et de la nutrition suffisante. Comme ischémie cautilise vasoconstriction, augmentant ainsi la résistance intrarénale, atteindre un débit constant avec une pression stable est un bon indicateur pour une oxygénation adéquate. Après que la température de greffage cible de 37 ° C est atteinte par l&#39;organe de réchauffement après SCS, les valeurs de débit et de la résistance intrarenal restent stables à une pression physiologique constant autour de 60 à 80 mm Hg tout au long de l&#39;ensemble de perfusion (figures 3 et 4). La quantité de la production d&#39;urine dépend principalement de la composition de la solution de perfusion (Figure 5). Des mesures horaires d&#39;veineux et artériel pO 2 révèle l&#39;activité métabolique du rein. La consommation d&#39;oxygène a été calculée en utilisant l&#39;équation ((PO 2 art - PO 2 ven) x débit / poids) (figure 6) 14. Au cours de la perfusion pH, HCO 3, et d&#39;électrolytes sont stables sans nécessiter des interventions (figures 7-10). En temps réel AST et les mesures lactate servent à surveiller les dommages cellulaires. Aucune augmentation des paramètres de lésion cellulaire est détectée pendant la période NEVKP (figures 11 et 12). L&#39;osmolarité de la solution de perfusion est stable (figure 13). L&#39;évaluation histologique révèle des changements mineurs (Figure 14 - 16). <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig3.jpg" /> Figure flux artériel 3. moyenne avec une déviation standard (ml / min). Tout au long de la perfusion du flux reste dans une gamme physiologique. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: signifient art. débit: 170 ± 57 ml / min (intervalle de 83 à 325 ml / min). <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig4.jpg" /> Figure 4. Résistance intrarénale (TRI), la moyenne et la déviation standard (mmHg / </strong&gt; Ml / min). La pression artérielle moyenne (MAP) reste constante entre 60 et 80 mmHg. La résistance intrarenal est inférieure à 0,5 mm Hg / ml / min constamment. <img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig5.jpg" /> Figure 5. volume d&#39;urine total, la moyenne et l&#39;écart type (ml). Le volume d&#39;urine totale dépend principalement de la composition de la solution de perfusion. Plus la pression oncotique et l&#39;osmolarité, plus la production d&#39;urine. <img alt="Figure 6" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig6.jpg" /> Figure 6. la consommation d&#39;oxygène, moyenne et l&#39;écart standard (ml / min / g). <img alt="Figure 7" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig7.jpg" /> Figure 7. pH veineux, écart moyen et standard. Le REMA de pHins constante dans une gamme physiologique sans administration de bicarbonates. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: pH 7,46 ± 0,06 (intervalle de 7,34 à 7,63). <img alt="Figure 8" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig8.jpg" /> Figure 8. HCO 3 veineuse, moyenne et écart type (mmol / l). Le HCO 3 reste dans une gamme physiologique sans administration de bicarbonates. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: HCO 3 30,3 ± 2,4 mmol / L (plage de 21,6 à 35,8 mmol / L). <img alt="Figure 9" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig9.jpg" /> Figure 9. concentration de sodium veineuse, moyenne et l&#39;écart standard (mmol / L). Le sodium reste dans une gamme physiologique. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: 137.1 &amp;# 177; 3,8 mmol / L (plage de 118,7 à 140,9 mmol / L). <img alt="Figure 10" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig10.jpg" /> Figure 10. concentration de potassium veineuse, moyenne et l&#39;écart standard (mmol / L). Le potassium reste constante dans une gamme physiologique. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: 3,85 ± 0,46 mmol / L (plage de 3,5 à 5,36 mmol / L). <img alt="Figure 11" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig11.jpg" /> Figure 11. veineuse aspartate aminotransférase, moyenne et écart type. (AST; U / L) Dans l&#39;ex vivo normothermique perfusion rénale, AST démontre un marqueur de lésion des cellules. valeurs d&#39;AST sont faibles tout au long de la perfusion. <img alt="Figure 12" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig12.jpg" /> Figure 12: Lactate<html> , Écart moyen et standard (mmol / L). Dans l&#39;ex vivo normothermique perfusion rénale, lactate représente un marqueur de lésion des cellules. Les valeurs sont stables tout au long de la perfusion. <img alt="Figure 13" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig13.jpg" /> Figure 13:. Osmolarité du sérum, moyenne et écart type (mosm / L) Une osmolarité constante dans la solution de perfusion sécurise faible mais constante, la production d&#39;urine. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: 282 ± 1,7 mosm / L (plage de 279 à 283 mosm / L). <img alt="Figure 14" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig14.jpg" /> Figure 14:. Histologie (H &amp; E) 50X / 200X grossissement de la jonction cortico montrant vacuolisation tubulaire doux. Aucun signe de nécrose.Arget = &quot;_ blank&quot;&gt; S&#39;il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure. <img alt="Figure 15" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig15.jpg" /> Figure 15: histologie (PAS) 50X / 200X de grossissement de la jonction cortico montrant vacuolisation tubulaire doux.. Aucun signe de nécrose. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52909/52909fig15large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît, cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 16" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig16.jpg" /> Figure 16:. Histologie (TUNEL de coloration) 25X / 200X. Très occasionnellement noyaux sont colorés démontrant taux d&#39;apoptose très faibles. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52909/52909fig16large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>

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Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

La pénurie grave d&#39;un organe a entraîné une utilisation accrue des greffes de reins marginaux pour la transplantation. Cela a suscité un intérêt dans les méthodes de stockage alternatives, depuis greffons marginaux tolèrent en particulier le stockage à froid mal. La technique de normothermique ex vivo perfusion rénale (NEVKP) représente une méthode de conservation roman pour rénaux greffes avant la transplantation.

Normothermique<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Kidney Perfusion pour la préservation du rein Greffes avant la transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

normothermic-ex-vivo-kidney-perfusion-for-preservation-kidney-grafts

Research

JoVE Journal

Medicine

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

18.9K vues.  Toronto General Hospital.  La pénurie grave d'un organe a entraîné une utilisation accrue des greffes de reins marginaux pour la transplantation. Cela a suscité un intérêt dans les méthodes de stockage alternatives, depuis greffons marginaux tolèrent en particulier le stockage à froid mal. La technique de normothermique ex vivo perfusion rénale (NEVKP) représente une méthode de conservation roman pour rénaux greffes avant la transplantation. 

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A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

Une méthode pour isoler l&#39;îlot murin et transplantation rénale sous-capsulaires

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

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Médecine

Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

The use of ex vivo perfused models can mimic the physiological conditions of the liver for short periods, but to maintain normal homeostasis for an extended perfusion period is challenging. We have added the kidney to our previous ex vivo perfused liver experiment model to reproduce a more accurate physiological state for prolonged experiments without using live animals. Five intact livers and kidneys were retrieved post-mortem from sacrificed pigs on different days and perfused for a minimum of 6 hr. Hourly arterial blood gases were obtained to analyze pH, lactate, glucose and renal parameters. The primary endpoint was to investigate the effect of adding one kidney to the model on the acid base balance, glucose, and electrolyte levels. The result of this liver-kidney experiment was compared to the results of five previous liver only perfusion models. In summary, with the addition of one kidney to the ex vivo liver circuit, hyperglycemia and metabolic acidosis were improved. In addition this model reproduces the physiological and metabolic responses of the liver sufficiently accurately to obviate the need for the use of live animals. The ex vivo liver-kidney perfusion model can be used as an alternative method in organ specific studies. It provides a disconnection from numerous systemic influences and allows specific and accurate adjustments of arterial and venous pressures and flow.

Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

Study of the animal organ physiology can be achieved by performing an experimental ex vivo perfusion system. The addition of a porcine kidney, as a homeostatic organ to our previously developed ex vivo liver perfusion model can be a principal step to achieve a better physiological environment.

The use of ex vivo perfused models can mimic the physiological conditions of the liver for short periods, but to maintain normal homeostasis for an ...

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for liver transplantation die without receiving an organ transplant or are delisted for disease progression. One strategy to increase the donor pool is the utilization of marginal grafts, such as fatty livers, grafts from older donors, or donation after cardiac death (DCD). The current preservation technique of cold static storage is only poorly tolerated by marginal livers resulting in significant organ damage. In addition, cold static organ storage does not allow graft assessment or repair prior to transplantation.
These shortcomings of cold static preservation have triggered an interest in warm perfused organ preservation to reduce cold ischemic injury, assess liver grafts during preservation, and explore the opportunity to repair marginal livers prior to transplantation. The optimal pressure and flow conditions, perfusion temperature, composition of the perfusion solution and the need for an oxygen carrier has been controversial in the past.
In spite of promising results in several animal studies, the complexity and the costs have prevented a broader clinical application so far. Recently, with enhanced technology and a better understanding of liver physiology during ex vivo perfusion the outcome of warm liver perfusion has improved and consistently good results can be achieved.
This paper will provide information about liver retrieval, storage techniques, and isolated liver perfusion in pigs. We will illustrate a) the requirements to ensure sufficient oxygen supply to the organ, b) technical considerations about the perfusion machine and the perfusion solution, and c) biochemical aspects of isolated organs.

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Marginal grafts, such as fatty livers, grafts from older donors, or livers retrieved after cardiac death (DCD) tolerate conventional, cold static storage only poorly. We developed a novel model of subnormothermic ex vivo liver perfusion for preservation, assessment, and repair of marginal liver grafts prior to transplantation.

Technique de Subnormothermic<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Foie de perfusion pour l&#39;entreposage, de l&#39;évaluation et de réparation des marginaux greffes du foie

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for ...

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Souris Transplantation rénale: Les modèles de rejet des allogreffes

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous perfusion of organs provides the opportunity to improve organ quality and allows ex situ viability assessment of donor livers prior to transplantation. This video article provides a step by step protocol for ex situ normothermic machine perfusion (37 &#176;C) of human donor livers using a device that provides a pressure and temperature controlled pulsatile perfusion of the hepatic artery and continuous perfusion of the portal vein. The perfusion fluid is oxygenated by two hollow fiber membrane oxygenators and the temperature can be regulated between 10 &#176;C and 37 &#176;C. During perfusion, the metabolic activity of the liver as well as the degree of injury can be assessed by biochemical analysis of samples taken from the perfusion fluid. Machine perfusion is a very promising tool to increase the number of livers that are suitable for transplantation.

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Here we present a protocol describing oxygenated ex situ machine perfusion of donor liver grafts. This article contains a step by step protocol to procure and prepare the liver graft for machine perfusion, prepare the perfusion fluid, prime the perfusion machine and perform oxygenated normothermic machine perfusion of the liver graft.

Ex Situ Normothermique machine perfusion de foies de donneurs

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Rein murin Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been introduced as a method to evaluate and modify organ function. NEVLP has many advantages in comparison to hypothermic and subnormothermic perfusion including reduced preservation injury, restoration of normal organ function under physiologic conditions, assessment of organ performance, and as a platform for organ repair, remodeling, and modification. Both murine and porcine NEVLP models have been described. We demonstrate a rat model of NEVLP and use this model to show one of its important applications &#8212; the use of a therapeutic molecule added to liver perfusate. Catalase is an endogenous reactive oxygen species (ROS) scavenger and has been demonstrated to decrease ischemia-reperfusion in the eye, brain, and lung. Pegylation has been shown to target catalase to the endothelium. Here, we added pegylated-catalase (PEG-CAT) to the base perfusate and demonstrated its ability to mitigate liver preservation injury. An advantage of our rodent NEVLP model is that it is inexpensive in comparison to larger animal models. A limitation of this study is that it does not currently include post-perfusion liver transplantation. Therefore, prediction of the function of the organ post-transplantation cannot be made with certainty. However, the rat liver transplant model is well established and certainly could be used in conjunction with this model. In conclusion, we have demonstrated an inexpensive, simple, easily replicable NEVLP model using rats. Applications of this model can include testing novel perfusates and perfusate additives, testing software designed for organ evaluation, and experiments designed to repair organs.

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant liver donor shortage, and criteria for liver donors have been expanded. Normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been developed to evaluate and modify organ function. This study demonstrates a rat model of NEVLP and tests the ability of pegylated-catalase, to mitigate liver preservation injury.

Un petit modèle Animal de Perfusion hépatique normothermique Ex Vivo

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, ...

Orthotopic Kidney Auto-Transplantation in a Porcine Model Using 24 Hours Organ Preservation And Continuous Telemetry

In the present era of organ transplantation with critical organ shortage, various strategies are employed to expand the pool of available allografts for kidney transplantation (KT). Even though, the use of allografts from extended criteria donors (ECD) could partially ease the shortage of organ donors, ECD organs carry a potentially higher risk for inferior outcomes and postoperative complications. Dynamic organ preservation techniques, modulation of ischemia-reperfusion and preservation injury, and allograft therapies are in the spotlight of scientific interest in an effort to improve allograft utilization and patient outcomes in KT.
Preclinical animal experiments are playing an essential role in translational research, especially in the medical device and drug development. The major advantage of the porcine orthotopic auto-transplantation model over ex vivo or small animal studies lies within the surgical-anatomical and physiological similarities to the clinical setting. This allows the investigation of new therapeutic methods and techniques and ensures a facilitated clinical translation of the findings. This protocol provides a comprehensive and problem-oriented description of the porcine orthotopic kidney auto-transplantation model, using a preservation time of 24 hours and telemetry monitoring. The combination of sophisticated surgical techniques with highly standardized and state-of-the-art methods of anesthesia, animal housing, perioperative follow up, and monitoring ensure the reproducibility and success of this model.

Large animal models play an essential role in preclinical transplantation research. Due to its similarities to the clinical setup, the porcine model of orthotopic kidney auto-transplantation described in this article provides an excellent in vivo setting for the testing of organ preservation techniques and therapeutic interventions.

Auto-transplantation orthotopique de rein dans un modèle porcin utilisant la conservation d’organe de 24 heures et la télémétrie continue

In the present era of organ transplantation with critical organ shortage, various strategies are employed to expand the pool of available allografts for ...

Digital Home-Monitoring of Patients after Kidney Transplantation: The MACCS Platform

The MACCS (Medical Assistant for Chronic Care Service) platform enables secure sharing of key medical information between patients after kidney transplantation and physicians. Patients provide information such as vital signs, well-being, and medication intake via smartphone apps. The information is transferred directly into a database and electronic health record at the kidney transplant center, which is used for routine patient care and research. Physicians can send an updated medication plan and laboratory data directly to the patient app via this secure platform. Other features of the app are medical messages and video consultations. Consequently, the patient is better-informed, and self-management is facilitated. In addition, the transplant center and the patient's local nephrologist automatically exchange notes, medical reports, laboratory values, and medication data via the platform. A telemedicine team reviews all incoming data on a dashboard and takes action, if necessary. Tools to identify patients at risk for complications are under development. The platform exchanges data via a standardized secure interface (Health Level 7 (HL7), Fast Healthcare Interoperability Resources (FHIR)). The standardized data exchange based on HL7 FHIR guarantees interoperability with other eHealth solutions and allows rapid scalability to other chronic diseases. The underlying data protection concept is in concordance with the latest European General Data Protection Regulation. Enrollment started in February 2020, and 131 kidney transplant recipients are actively participating as of July 2020. Two large German health insurance companies are currently funding the telemedicine services of the project. The deployment for other chronic kidney diseases and solid organ transplant recipients is planned. In conclusion, the platform is designed to enable home monitoring and automatic data exchange, empower patients, reduce hospitalizations, and improve adherence, and outcomes after kidney transplantation.

The MACCS platform&#160;is a comprehensive telemedicine concept aiming at better outcomes after kidney transplantation by sharing key medical information between patients and physicians. A telemedicine team reviews incoming data to detect potential complications and to improve adherence in kidney transplant recipients to achieve better long-term outcomes.

Surveillance numérique à domicile des patients après une transplantation rénale : la plateforme MACCS

The MACCS (Medical Assistant for Chronic Care Service) platform enables secure sharing of key medical information between patients after kidney ...

Robot-Assisted Kidney Transplantation

This paper describes robot-assisted kidney transplantation (RAKT) from a living donor. The robot is docked between the parted legs of the patient, placed in the supine Trendelenburg position. Kidney allografts are provided by a living donor. Before vascular anastomosis, the kidney allograft is prepared by inserting a double-J stent in the ureter, and the temperature for the anastomosis is lowered by wrapping it in an ice-packed gauze. A 12 mm or 8 mm port for the robotic camera and three 8 mm ports for robotic arms are placed. A peritoneal pouch is created for the kidney allograft by raising the peritoneal flaps on both sides over the psoas muscle before dissecting the iliac vessels and bladder. A 6 cm Pfannenstiel incision is made to insert the kidney into the peritoneal pouch, lateral to the right iliac vessels. 
After clamping the external iliac vein with Bulldogs clamps, a venotomy is performed, and the graft renal vein is anastomosed to the external iliac vein in an end-to-side continuous manner with a 6/0 polytetrafluoroethylene suture. After clamping the graft renal vein, the iliac vein is declamped. This is followed by clamping of the external iliac artery, arteriotomy, arterial anastomosis with a 6/0 polytetrafluoroethylene suture, clamping of the graft renal artery, and declamping of the external iliac artery. Reperfusion is then carried out, and ureteroneocystostomy is performed using the Lich-Gregoir technique. The peritoneum is closed at a few locations with polymer locking clips, and a closed-suction drain is placed through one of the working ports. After deflating the pneumoperitoneum, all incisions are closed.

This paper provides technical details for robot-assisted kidney transplantation from a living donor.

Transplantation rénale assistée par robot

This paper describes robot-assisted kidney transplantation (RAKT) from a living donor. The robot is docked between the parted legs of the patient, placed ...