L&#39;étude a été financée par des subventions de recherche de la Roche Organ Transplant Research Foundation (ROTRF) et Astellas. Markus Selzner a été soutenue par une bourse de développement de carrière ASTS. Matthias Knaak a été soutenue par la Bourse Astellas recherche. Nous remercions Uwe Mummenhoff et la famille Birmingham pour leur généreux soutien.

Un aperçu schématique du protocole est présenté dans la figure 1. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig1highres.jpg" /> Figure 1: protocole de l&#39;étude. L&#39;étude de conception porcine de l&#39;atteinte hépatique est basé sur un don après le décès cardiocirculatoire (DDC) modèle. Après dissection de tous les vaisseaux du foie, la mort cardiaque est induite suivie par 45 minutes d&#39;échauffement greffon ischémie. Pour simuler un transport de greffe entre les hôpitaux de donateurs et bénéficiaires dans un contexte clinique, la greffe est stocké sur de la glace pendant 4 heures après le froid, à double chasse. Après un stockage à froid, l&#39;organe est perfusé subnormothermic pendant 6 heures afin d&#39;évaluer la stabilité de la perfusion. Dans un modèle de greffe, le temps de perfusion pourrait être plus court afin de recharger le stockage d&#39;énergie et d&#39;évaluer la viabilité de l&#39;organe. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51419/51419fig1large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer il</a>re pour voir une version plus grande de cette figure. 1. Animaux REMARQUE: porcs mâles Yorkshire, 30-35 kg, ont été utilisés pour cette étude. Tous les animaux reçoivent des soins humains en conformité avec les «« Principes de protection des animaux de laboratoire »» formulées par la Société nationale pour la recherche médicale et le «Guide pour le soin des animaux de laboratoire» »publié par les National Institutes of Health. Le Comité de la Toronto General Research Institute de protection des animaux a approuvé toutes les études. 2. prélèvement d&#39;organes <ol><li> Maison mâles Yorkshire porcs dans des installations de recherche pour 1 semaine avant la perfusion / transplantation afin de réduire le niveau de stress et pour habituer les animaux à des conditions de logement. Moins de 2 jours de logement à l&#39;intérieur de l&#39;installation conduiront à une réaction physique induite par le stress, ce qui peut modifier l&#39;issue de la perfusion 22,23. </li><li> Anesthésier porcspar une voie intramusculaire (im) d&#39;injection d&#39;un mélange de kétamine (25 mg / kg), de l&#39;atropine (0,04 mg / kg), et de midazolam (0,15 mg / kg). </li><li> Avant l&#39;intubation, assurer le cochon respire spontanément 2 L d&#39;O 2 dosé à 5% d&#39;isoflurane. Vaporiser les cordes vocales avec 2% de lidocaïne 2 min avant l&#39;intubation pour éviter les spasmes des cordes vocales. Par exemple, pour un 35 kg cochon utiliser un 6.5 fr. tube trachéal. Bloquer le tube trachéal avec 3-5 ml d&#39;air de la pièce. </li><li> Après l&#39;intubation, utilisez capnométrie pour confirmer correct intubation. Abaissez le gaz isoflurane à 2%. Réglez le ventilateur à 14-16 respirations / min et un volume courant de 10 ml / kg de poids corporel. </li><li> Placez un 20 G par voie intraveineuse (iv) cathéter dans une veine de l&#39;oreille afin de permettre la perfusion de solution de lactate de Ringer (200 ml par heure). Puis frottez le porc et le couvrir avec des draps stériles. </li><li> Faire une incision médiane suivie d&#39;une extension latérale gauche. Utilisez une serviette pour couvrir de grandes et petites entrailles et les déplacer vers le côté gauche. </li><li> Infe séparéerieur de la veine cave (IVC) et de l&#39;aorte distale par rapport à l&#39;autre; branches de l&#39;aorte ligaturer à l&#39;arrière; isoler et artères rénales gratuits de tissu adhérent. </li><li> Diviser le ligament falciforme et du ligament triangulaire aide de la coagulation. </li><li> Relâchez la veine porte par une incision du péritoine entre le pancréas et la veine porte. Nouez les veines de drainage du pancréas à la veine porte. </li><li> Disséquer le tronc cœliaque dessous de la veine porte et de le suivre vers l&#39;arrière à l&#39;aorte. Entourez l&#39;artère mésentérique avec une cravate 2-0; entourer les artères splénique et gastrique gauche, qui branche postérieure au tronc cœliaque. Disséquer le tronc cœliaque au large de la veine porte. </li><li> Ligaturer les vaisseaux lymphatiques au sein de l&#39;épiploon pour empêcher une fuite lymphatique. Diviser l&#39;artère gastrique droite entre les liens. Ligaturer les petites veines. Séparer la voie biliaire du ligament et le diviser distale après la ligature. </li><li> Disséquer l&#39;aorte derrière la membrane entre le cœur et coeliaque trunk; placer une cravate 2-0 autour de l&#39;aorte. </li><li> Relâchez le foie de la veine inférieure sur le côté droit en utilisant la cautérisation électro; utiliser des ciseaux pour la partie supérieure entre cave et le foie. </li><li> Retirer la vésicule biliaire et cautériser les purgeurs de lit de la vésicule biliaire. </li><li> Administrer iv 1000 UI / kg de poids du donneur de l&#39;héparine. Pour un modèle DCD, provoquer un arrêt cardiaque par injection intracardiaque de 40 mEq de KCl 3 minutes après l&#39;administration d&#39;héparine. Arrêt cardiaque définir comme point d&#39;ischémie chaude de départ. </li><li> Pour la perfusion, de recueillir 1,6 L de sang de porc dans des sacs CPDA (citrate, phosphate, dextrose, l&#39;adénosine) immédiatement après la mort cardiaque. Effectuer un lancement douce (2000 xg sans frein). Retirez le plasma et la couche leuco-plaquettaire dans des conditions stériles (biosécurité de classe II armoire) et stocker les érythrocytes en CPDA sacs pour transfusion. </li><li> Cathétériser veine porte et de l&#39;aorte avec des lignes de chasse d&#39;organes. Nouez les liens déjà établis autour du fémur, rénale, splénique, mésentérique, et l&#39;art gastrique gaucheé rie ainsi que l&#39;aorte supérieure. Pour un modèle cœur battant donneur (DBC), effectuer la ponction de l&#39;aorte et la veine porte dans des conditions de battement de coeur. </li><li> Après 45 minutes d&#39;ischémie chaude, rincez le foie avec l&#39;Université du Wisconsin (UW) solution utilisant double perfusion par l&#39;aorte (sac de pression) et la veine porte (par gravité). </li><li> Couper le foie du porc, laissant tous les navires restants de long. </li><li> Lors de la préparation de back-table, serrer la VCI supérieur à l&#39;aide d&#39;une pince Satinsky et rincer le foie une deuxième fois avec environ 0,5 L de solution UW rétrograde par IVC inférieure jusqu&#39;à ce que la sortie de la veine porte est clair. </li><li> Nouez les branches artérielles de l&#39;aorte et du tronc coeliaque. Effectuez une pression artérielle perfusion retour table avec environ 0,5 L de solution UW. </li><li> Rincer la voie biliaire en utilisant la solution UW. </li><li> Cathétériser les parties supérieure et inférieure de la veine cave inférieure en utilisant 1/2 &quot;x 3/8&quot; Luer Lock avec réducteurs; cathétériser la veine porte et l&#39;artère hépatique par 3/8 &quot;; x 1/4 &quot;et 1/4&quot; x 3/8 &quot;avec réducteurs Luer Lock. Utilisez la veine cave supérieure et inférieure comme le drainage veineux. </li><li> Placer le foie dans un sac d&#39;organes, fermer le sac d&#39;organes, et stocker le foie sur la glace jusqu&#39;à ce que la perfusion a commencé. </li></ol> 3 Liver perfusion ex vivo <ol><li> Préparer la solution de perfusion contenant une solution de 2,000 ml Steen, 400 ml lavé les erythrocytes, 550 pyruvate de sodium mg, 100 ml aminés solution acide (10% Travasol), 10 mg de gluconate de calcium, 1,000 IE action rapide de l&#39;insuline, de 1 g de céfazoline, 500 mg de métronidazole, et 10 000 UI d&#39;héparine. Ajouter d&#39;autres molécules pour la vasodilatation, l&#39;immunosuppression, la récupération des espèces réactives de l&#39;oxygène, ou le traitement de cellules de foie sur la base du protocole de l&#39;étude particulière. </li><li> Pour la composante de dialyse, utilisez dialysat standard contenant 3,5 potassium mM, bicarbonate 25, 27 mM de glucose, ainsi que 275 mg / L de pyruvate. </li><li> Mettre en place le circuit de perfusion (schéma voir Figure 2). <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig2highres.jpg" /> Figure 2 Circuit mis en place. Venant du réservoir principal comme le point de départ et à la fin, la solution de perfusion est entraînée par une pompe centrifuge à travers un oxygénateur. Immédiatement après l&#39;oxygénation de la solution, le circuit se sépare en une ligne plus petit fonctionnant à une unité de dialyse pour l&#39;homéostasie électrolyte et une plus grande ligne allant à un filtre de leucocytes pour la réduction du nombre de globules blancs (WBC) restantes. La solution qui traverse le dialyseur retourne vers le réservoir principal. Après la filtration des leucocytes, le circuit se sépare à nouveau en deux lignes égales. Une ligne fonctionne à haute pression (environ 60 mmHg) directement dans l&#39;aorte à l&#39;artère hépatique perfuser. L&#39;autre ligne se déverse dans un second réservoir. De ce réservoir de la veine porte est perfusé. La pression de la perfusion portale dépend de l&#39;énergie de l&#39;élévation du niveau de la solution de réservoir (environ 2-6 mm de Hg). Tous les liquides sont drained via l&#39;infrastructure et supra-hépatique veine dans le réservoir principal. Pour la réduction de la gravité et de la perfusion homogène, le foie est placé dans une piscine remplie d&#39;eau à température régulée. Il est séparé de l&#39;eau par une membrane imperméable et il nage dans une suspension de perfusion. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51419/51419fig2large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <ol><li> Recueillir tous les fluides du circuit dans un 3 L réservoir (réservoir principal) et serrer la sortie. </li><li> Connectez la sortie à une pompe centrifuge suivie par un oxygénateur commerciale. </li><li> Derrière l&#39;oxygénateur, diviser le tube en 2 lignes. Connectez une ligne à un dialyseur et égoutter dans le réservoir principal. Connectez le deuxième ligne à un filtre de réduction des leucocytes. </li><li> Scinder la ligne en aval du filtre de réduction des leucocytes dans une ligne artérielle, qui fournit une solution de perfusion de l&#39;artère hépatique, et un portail vligne voir local distribuer la solution de perfusion à un second réservoir, qui se jette dans la veine porte par gravité sortie. Fixer l&#39;entrée du portail. </li><li> Connectez la ligne artérielle à une ligne de la veine cave se déverse dans le réservoir principal de recueillement fluide. </li><li> Pour la collecte de l&#39;ascite ou de fuite de solution de perfusion à partir du foie, préparer une conduite d&#39;aspiration reliée au réservoir principal. </li></ol></li><li> Relâcher la pince de sortie du réservoir principal et remplir le circuit avec la solution de perfusion. Démarrer la pompe centrifuge à 1500 tours / min. La solution de perfusion sera de traverser la ligne artérielle dans la ligne de la veine cave dans le réservoir principal. Assurez-vous que tout l&#39;air est chassé du circuit. </li><li> Ouvrir l&#39;alimentation de gaz à l&#39;oxygénateur. </li><li> Sortez le foie hors de la glace. Rincer la solution UW utilisant une solution saline. </li><li> Placer le foie, avec son côté convexe vers le bas pour faciliter l&#39;accès aux navires, de préférence dans un environnement sans pesanteur, afin d&#39;évitercompression d&#39;organes à la surface de contact. Utilisez un bain d&#39;eau à la chaleur et pouvant être refroidi. Régler la température à partir du bain de circuit et de l&#39;eau à 20 ° C. Couvrir le bain d&#39;eau avec une membrane imperméable et placer le foie sur cette membrane. Réduire la gravité compression conduit en immergeant le foie avec une solution de perfusion. </li><li> Réduire la vitesse de la pompe centrifuge à 1000 tours / min et placer deux pinces à la connexion de artériels et veine lignes de cava. Ensuite, coupez le tuyau entre les pinces. Utilisation d&#39;un connecteur à 3 voies, joindre les deux sorties cava et de les relier à la ligne de la veine cave. </li><li> Dégagez le collier de la ligne artérielle, verser la solution de perfusion dans la canule artérielle de se débarrasser de bulles, et relier la ligne à la canule. Augmenter la pompe centrifuge à 1500 tours / min. Relâchez la deuxième pince de la ligne de la veine cave. </li><li> Relâchez le collier du réservoir veineux portal pour le remplir. Laissez la solution de perfusion verser dans le Cannu portailla et branchez-le. Faites attention de niveaux de liquides stables dans le réservoir du portail. </li><li> Connectez lignes de pression pour les serrures Luer des canules artérielle, portail, et la veine cave. </li><li> Pour reproduire les conditions physiologiques, appliquer des traitements dans le droit navire. Injecter glucose dans la veine porte et non dans la ligne artérielle afin d&#39;établir un gradient imitant un portail gradient de glucose veineux et induisant une augmentation de la synthèse du glycogène 24,25. </li><li> Après avoir relié le circuit à la foie, élever la température à 33 ° C dans les 60 min. </li><li> But pour un départ flux artériel à environ 250 ml / min à 40 mmHg. Cela peut atteindre 700 ml / min au cours de la perfusion une fois que la pression est augmentée jusqu&#39;à 70 mmHg. </li><li> À la température de départ, viser un flux de veine porte de 500-600 ml / min à 3-5 mmHg. Après élévation de la température, surveiller le flux veineux portal, qui augmentera jusqu&#39;à 1100 ml / min à 4-6 mmHg. Evitez de dépasser la pression portale ci-dessus Physiological valeurs (environ 8 mmHg) pour protéger fenestrations sinusoïdales 26. Evitez de dépasser le débit total supérieur à 2000 ml / min afin d&#39;éviter d&#39;endommager l&#39;organe. Régler la sortie de -2 mmHg en abaissant le réservoir principal pour éviter la congestion du foie par l&#39;obstruction de sortie fonctionnelle. </li><li> Ajouter le composant de dialyse dans le circuit afin d&#39;équilibrer la solution de perfusion 27 à des valeurs prédéterminées. Régler le débit de dialysat de 500 ml / h. Prendre une attention particulière à ajuster le débit de dialyse de sorte que la solution de perfusion est ni dilué ni concentrée. Dans la première heure de perfusion au réservoir principal doit être visionnée attentivement! </li><li> D&#39;assurer une oxygénation du tissu homogène pour récupérer et maintenir la fonction des organes à l&#39;aide d&#39;un composant principal d&#39;un mélange gazeux de O 2 (95-98%) et de CO 2 (2-5%). Utilisez gaz variable au cours de la perfusion depuis le foie modifie son métabolisme et sa demande de pH pendant la perfusion. </li><li> Maintenir un pH bas pendant le démarrage deperfusion pour protéger l&#39;organe en utilisant le concept paradoxe de pH 28 et d&#39;éviter de graves lésions tissulaires qui peuvent résulter d&#39;une connexion rapide à pH physiologique sous la réoxygénation, puisque, après stockage dans la solution UW, l&#39;organe a un pH acidose inférieur à 7 Régler la pression partielle de CO 2 en continu vers le bas à 25-30 mmHg sorte que le pH atteigne un niveau physiologique à 1 h. </li><li> Ajouter le bicarbonate de sodium ou de potassium dans le circuit pour obtenir une concentration physiologique de bicarbonate standard dans la solution de perfusion. Injecter le délicatement sous un gaz du sang répétitif et le contrôle de l&#39;électrolyte. </li><li> Surveiller la perfusion par périodique des gaz du sang veineux et artériel et AST analyses. La PO 2 veineuse reste au-dessus de 175 mmHg au cours de la perfusion. Contrôler le débit et la pression vasculaire et noter une perfusion stable par une résistance vasculaire constante. </li><li> Gardez le système de perfusion stable jusqu&#39;à 8 h. A la fin de la période d&#39;ex vivo la perfusion, coolle système de perfusion à 20 ° C et, après avoir débranché le tuyau de circuit à partir du foie, rincer la solution de perfusion sur le foie doublement avec une solution glacée de UW froid. Conservez le foie une fois de plus mis sur la glace dans un sac d&#39;organes stérile. </li></ol>

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R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+transplantation+after+organ+preservation+with+normothermic+extracorporeal+perfusion.">Liver transplantation after organ preservation with normothermic extracorporeal perfusion.</a> Ann Surg. 233 (1), 114-123 (2001).</li><li>Currin, R. T., Gores, G. J., Thurman, R. G., Lemasters, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protection+by+acidotic+pH+against+anoxic+cell+killing+in+perfused+rat+liver:+evidence+for+a+pH+paradox.">Protection by acidotic pH against anoxic cell killing in perfused rat liver: evidence for a pH paradox.</a> FASEB J. 5 (2), 207-210 (1991).</li><li>Derveaux, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Does+ex+vivo+vascular+resistance+reflect+viability+of+non-heart-beating+donor+livers?.">Does ex vivo vascular resistance reflect viability of non-heart-beating donor livers?.</a> Transplant Proc. 37 (1), 338-339 (2005).</li><li>Guarrera, J. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothermic+Machine+Preservation+of+Human+Liver+Allografts:+Markers+of+Reperfusion+Injury+[abstract#+1282].">Hypothermic Machine Preservation of Human Liver Allografts: Markers of Reperfusion Injury [abstract# 1282].</a> Am J Transpl. 7, 476 (2007).</li><li>Tolboom, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subnormothermic+machine+perfusion+at+both+20&#176;C+and+30&#176;C+recovers+ischemic+rat+livers+for+successful+transplantation.">Subnormothermic machine perfusion at both 20&#176;C and 30&#176;C recovers ischemic rat livers for successful transplantation.</a> J Surg Res. 175 (1), 149-156 (2012).</li><li>Vollmar, B., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hepatic+microcirculation:+mechanistic+contributions+and+therapeutic+targets+in+liver+injury+and+repair.">The hepatic microcirculation: mechanistic contributions and therapeutic targets in liver injury and repair.</a> Physiol Rev. 89 (4), 1269-1339 (2009).</li><li>Jamieson, R. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hepatic+steatosis+and+normothermic+perfusion-preliminary+experiments+in+a+porcine+model.">Hepatic steatosis and normothermic perfusion-preliminary experiments in a porcine model.</a> Transplantation. 92 (3), 289-295 (2011).</li></ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à divulguer.

Dans un modèle de cochon qui imite DCD transplantation du foie, nous avons démontré que la perfusion du foie subnormothermic avec un résultat cellulaires de la solution de perfusion dans les paramètres de perfusion stable, une lésion minimale des hépatocytes et le métabolisme hépatique active. Notre perfusion subnormothermic mis en place s&#39;est avéré récupérer une homéostasie hépatocellulaire et le métabolisme. stockage de glycogène est restauré et les métabolites sont rejetés. Ex vivo la perfusion du foie en tant que technique de conservation propose pour la première fois la possibilité d&#39;évaluer les marqueurs de la fonction du greffon et des blessures au cours de la conservation des organes avant la transplantation et. A côté de l&#39;évaluation macroscopique de l&#39;homogénéité greffe de perfusion, les valeurs de débit constituent un bon indicateur de la viabilité de la greffe et l&#39;étendue de la lésion ischémique, il avait souffert plus tôt 29. La consommation d&#39;oxygène et la production de bile sont des marqueurs de la fonction métabolique. Les niveaux d&#39;enzymes hépatiques comme AST peuvent être utilisées pour queSess le degré et la dynamique des lésions hépatocellulaires 30. Cette évaluation de greffe approfondie peut permettre une discrimination fiable entre les organes transplantables marginaux et non transplantables. Nous avons choisi une température subnormothermic de 33 ° C dans le système de perfusion en raison de la température est suffisante pour permettre ainsi que le métabolisme de l&#39;ATP et la synthèse de glycogène. Dans le même temps, il fournit une demande en oxygène diminué par rapport aux paramètres de perfusion normothermique qui offre une sécurité supplémentaire contre une lésion ischémique. En général, les températures de perfusion est supérieure à 30 ° C ont montré pour réduire au minimum les lésions ischémiques froid et fournir suffisamment de 31 l&#39;activité métabolique. Contrairement à d&#39;autres groupes, nous n&#39;avons pas utilisé le sang entier comme solution de perfusion, mais une solution d&#39;albumine normo-osmotique (Steen) avec des globules rouges lavés et filtrés. En excluant les composants du plasma ainsi que les thrombocytes et les leucocytes, la solution de perfusion est designé pour minimiser les signaux pro-inflammatoires au cours de la perfusion ex vivo. En plus de l&#39;évaluation de la greffe, les conditions de perfusion stable pendant plusieurs heures permettent le traitement de greffage. De nombreuses molécules sont révélés atténuer la lésion de reperfusion dans des conditions expérimentales 32. Cependant, presque aucun régime de traitement a fait son chemin dans la pratique clinique, encore. Une raison semble être le manque de possibilités d&#39;appliquer ces traitements pendant l&#39;entreposage à froid. Un foie métaboliquement active sur un ex vivo système de perfusion est optimal pour l&#39;application de tout type de traitement. A cet égard, non seulement pour améliorer les conditions des traitements de reperfusion comme l&#39;atténuation de l&#39;activité des cellules de Kupffer ou de balayage d&#39;espèces réactives de l&#39;oxygène sont envisageables mais également des traitements comme la thérapie génique pour conditionner le greffon, par exemple, contre l&#39;hépatite C récurrence. D&#39;autres stratégies pourraient comprendre la réduction de la stéatose au cours de la perfusion ex vivopériode 33. En résumé, ex vivo la perfusion du foie est une nouvelle stratégie pour réduire au minimum les lésions ischémiques froid et à évaluer les greffes de foie marginaux avant la transplantation du foie. Le réglage de perfusion ex vivo donne l&#39;occasion unique de réparer et de l&#39;état des greffes avant la transplantation.

La transplantation hépatique est la seule option de traitement pour les patients atteints d&#39;une maladie du foie en phase terminale ou d&#39;un carcinome hépatocellulaire avancé. Pour les 25 dernières années, le nombre de candidats sur liste d&#39;attente a progressivement augmenté et dépassé le nombre de greffons disponibles. Le nombre de donateurs battant cardiaques a diminué au cours de la dernière décennie. Dans le même temps, le nombre de greffes marginales, telles que le don après décès cardiocirculatoire (DDC), ainsi que les anciens et les foies gras ont augmenté de 1,2. Greffons marginaux sont souvent diminué de transplantation hépatique en raison du risque plus élevé de greffe fonction principale défaut ou de retard. Dans greffes DCD, le développement des sténoses biliaires de type ischémique (ITB) est particulièrement préoccupant. Avec la technique classique de conservation par le froid statique, ITBS se produisent dans environ 10-40% des greffes DCD. Dans la majorité des patients, ITBS conduit de re-transplantation ou la mort du patient. Surtout durée de l&#39;ischémie chaude et froide sont prolongées risquefacteurs de ITBS 7.3. L&#39;âge du donneur, les prédispositions génétiques (comme delta CCR5 32), et le choix de la solution de conservation ont également été discutés comme facteurs de risque supplémentaire 7-10. Microthrombose partielle des vaisseaux péribiliaires a été suggérée comme mécanisme potentiel pour ITBS après transplantation hépatique avec DCD greffe 11. Avant l&#39;introduction clinique de la transplantation hépatique, ex vivo perfusions de foie ont été utilisées pour étudier le métabolisme hépatique et la physiologie 12,13. Après la transplantation du foie a trouvé son chemin dans le milieu clinique dans les années 1960, d&#39;innombrables tentatives ont été faites pour utiliser ex vivo perfusion du foie comme une méthode de conservation en imitant les conditions de nutrition et d&#39;oxygénation physiologiques. Son utilité pour la conservation des greffons marginaux a été étudiée dans la dernière décennie, mais il n&#39;a pas atteint les soins cliniques standard. Nous avons récemment décrit une réduction des lésions des voies biliaires dans DCD transplantation hépatique par ex vivo perfusé préservation 14. Différentes approches relatives à la solution de perfusion ont été faites. La sélection varie de solutions cellulaires comme le sang total de l&#39;animal donneur ou de globules rouges en combinaison avec du plasma humain, à des approches acellulaire comme la machine de l&#39;Université de Wisconsin solution, solution IGL, ou solution Steen 14-19. La température varie de 4 à 37 ° C 20. La nomenclature en hypothermie, subnormothermic, et normothermie est très variable et incohérente. Tous les différentes techniques, les solutions et les réglages de température visent à 1) conditions de perfusion stables, 2) oxygénation suffisante, et 3) le rétablissement de la fonction des organes. Une capacité de conservation améliorée ainsi que la capacité d&#39;évaluation et de traitement organe pendant la perfusion normothermique et subnormothermic visages complexité et les coûts par rapport à la perfusion hypothermique 20,21 technique supérieur. Nous avons développé un système ex vivo de la perfusion du foie subnormothermic au cours des 4 dernières années. Le système peut être utilisé pour 1) «recharger» le contenu énergétique hépatique, 2) d&#39;évaluer la qualité de la greffe, et 3) la réparation des foies marginaux avant la transplantation. Le protocole suivant contient toutes les informations pour une perfusion hépatique stable.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>circuit</td>
			<td>Maquet (Hirrlingen, GER)</td>
			<td>custom made</td>
			<td>main reservoir (3L, 3/8&#34; outflow)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>-</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>portal reservoir (1.5L, 1/4&#34;, outflow)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>-</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>centrifugal pump</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>-</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>oxygenator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>-</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>leukocyte filter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tubing (1/4&#34; x 1/16&#34;)</td>
			<td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td>
			<td>MED7506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tubing (3/8&#34; x 3/32&#34;)</td>
			<td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td>
			<td>MED7536</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tubing connectors</td>
			<td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td>
			<td></td>
			<td>various sizes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dialysis filter, Optiflux F160NR</td>
			<td>Fresenius Medical Care (Waltham, MA)</td>
			<td>F160NR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>STEEN solution</td>
			<td>XVIVO (G&#246;teborg, SWE)</td>
			<td>19004</td>
			<td>2L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dialysis acid concentrate A</td>
			<td>Baxter (Mississauga, ON)</td>
			<td>D12188M</td>
			<td>45ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>amino acid, Travasol 10%</td>
			<td>Baxter (Mississauga, ON)</td>
			<td>JB6760</td>
			<td>100ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Pyruvate</td>
			<td>Sigma-Aldrich (St. Louis, MO)</td>
			<td>P2256</td>
			<td>1.1g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Sandoz Canada Inc (Toronto, ON)</td>
			<td>10750</td>
			<td>40000 iU</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium Gluconate</td>
			<td>Pharmaceutical Partners of Canada (Richmond Hill, ON)</td>
			<td>C31110</td>
			<td>10mg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fast acting Insulin</td>
			<td>various vendors</td>
			<td></td>
			<td>1000 iU</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cefazoline</td>
			<td>various vendors</td>
			<td></td>
			<td>1g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metronidazole</td>
			<td>Baxter (Mississauga, ON)</td>
			<td>JB3401</td>
			<td>500mg</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

technique of subnormothermic ex vivo liver perfusion for the storage, assessment, and repair of marginal liver grafts

Le succès de la transplantation hépatique a entraîné une pénurie d&#39;organes dramatique. Dans la plupart des régions de transplantation 20-30% des patients sur la liste d&#39;attente pour une transplantation du foie meurent sans avoir reçu une greffe d&#39;organe ou sont retirées de la cote de progression de la maladie. Une stratégie visant à accroître le nombre de donneurs est l&#39;utilisation de greffons marginaux, tels que les foies gras, les greffes de donneurs plus âgés, ou don après la mort cardiocirculatoire (DDC). La technique de conservation actuel de stockage statique à froid est seulement mal toléré par les foies marginaux résultant en des dommages aux organes importants. En outre, le stockage à froid statique d&#39;organes ne permet pas une évaluation de greffe ou de réparation avant la transplantation. Ces lacunes de la préservation froid statique ont déclenché un intérêt pour la conservation d&#39;organes perfusés chaud pour réduire les blessures d&#39;ischémie froide, évaluer les greffes de foie en cours de conservation, et d&#39;explorer la possibilité de réparer les foies marginaux avant la transplantation. Les pres optimaleset que les conditions d&#39;écoulement, la température de la perfusion, de la composition de la solution de perfusion et de la nécessité d&#39;un transporteur d&#39;oxygène a été controversé dans le passé. En dépit des résultats prometteurs dans plusieurs études animales, la complexité et les coûts ont empêché une application clinique plus large à ce jour. Récemment, avec la technologie améliorée et une meilleure compréhension de la physiologie du foie pendant la perfusion ex vivo le résultat de chaud perfusion du foie s&#39;est amélioré et toujours de bons résultats peuvent être atteints. Ce document fournira des informations sur la récupération du foie, des techniques de stockage, et isolé la perfusion du foie chez les porcs. Nous allons illustrer a) les exigences pour assurer l&#39;approvisionnement en oxygène suffisante pour l&#39;orgue, b) les considérations techniques sur la machine de perfusion et la solution de perfusion, et c) les aspects biochimiques des organes isolés.

Ci-dessous, nous présentons les résultats de 5 expériences de perfusion avec DCD-greffes après 45 réchauffement min et 4 h ischémie froide avant le début de la perfusion ex vivo subnormothermic. L&#39;objectif principal pour un ex vivo perfusion du foie est d&#39;assurer un apport suffisant en oxygène à l&#39;orgue. L&#39;ischémie provoque une vasoconstriction, ce qui augmente la résistance à la perfusion. La réalisation de flux vasculaires constants avec des pressions stables est un bon indicateur de l&#39;oxygénation adéquate. Pendant une période d&#39;induction de 1 à 2 heures, la solution de perfusion et de l&#39;organe sont chauffés jusqu&#39;à 33 ° C, ce qui décède la résistance vasculaire du foie. Une fois la température cible de 33 ° C est atteinte, les valeurs de flux de niveau à un intervalle constant, presque physiologique pour le reste de la durée de perfusion de 6 heures (figures 3A-3D). Dans le même temps, l&#39;organe est métaboliquement active. Figure 4A montre la pO veineux &lt;sub&gt; 2, un marqueur de la consommation d&#39;oxygène. Dans le 2 initiale h les veineux pO 2 baisse à un plateau constant. A cet état, métaboliquement active, le foie commence à produire de la bile (figure 4B). Le dialyseur fournit une homéostasie électrolytique équilibrée (figures 4C-4D). Une hyperkaliémie initiale est rapidement nivelé. Mesure de l&#39;AST ligne sert de contrôle des dommages hépatocellulaires. Figure 5 est affiché à une augmentation linéaire peu profonde AST au-dessus de la totalité de la période de perfusion. Coloration H &amp; E après 6 heures de perfusion révèle une nécrose des hépatocytes &lt;5% avec un lobulaire intact et la structure sinusoïdale (figure 6). Coloration PAS au même point dans le temps montre réapprovisionné stockage du glycogène cellulaire par rapport au stockage épuisés DCD-greffes conservés froid (figure 7). <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig3highres.jpg" /> Figure 3: des flux de perfusion et de la pression (n = 5, les barres d&#39;erreur représentent l&#39;écart type). (A, B) artère hépatique (HA) de débit et de pression: Pendant la phase de réchauffement dans le 1-2 premières heures, le débit augmente à des pressions stables et est constante par la suite. Au vu de la pression de la veine porte décroissant (C), l&#39;augmentation de l&#39;écoulement HA vers la fin de la perfusion peut être une réaction d&#39;autorégulation du foie. (C, D) La veineuse portale (PV) des augmentations de débit correspondant au débit HA pendant les 2 premières heures de réchauffement. Les pressions restent relativement stables. <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig4highres.jpg" /> Figure 4: Surveillance des paramètres (n = 5, les barres d&#39;erreur représentent l&#39;écart-type). (A) Le pO veineuse 2 en tant que marqueur de la demande en oxygène diminue et l&#39;activité métabolique au sein de la phase initiale de chauffage en raison de cellula activér métabolisme; il reste stable après (B) la production de la bile en tant que marqueur de l&#39;activité métabolique commence à des températures autour de 30 ° C et, donc, entre la première et la deuxième heure de perfusion (C, D) Le dialyseur électrolyte assure l&#39;homéostasie..; une hyperkaliémie initiale est rapidement équilibrée. <img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig5highres.jpg" /> Figure 5 AST (n = 5, les barres d&#39;erreur représentent l&#39;écart-type) AST est un marqueur sensible de lésion hépatocellulaire. l&#39;augmentation peu profonde suggère aucune blessure importante au cours de la perfusion ex vivo. <img alt="Figure 6" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig6highres.jpg" /> Figure 6 coloration H &amp; E (20X). (A) échantillon Sham du foie avant ischémie chaude, un lobule du foie représentant de architectur intacte (B). échantillon de foie après 45 min d&#39;ischémie chaude, 4 heures d&#39;ischémie froide, et 6 h de perfusion subnormothermic, l&#39;architecture lobulaire est intact sans nécrose et qu&#39;un gonflement cellulaire minimal, les espaces sinusoïdaux sont légèrement dilatés par rapport à la échantillon imposture.

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Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Greffons marginaux, tels que les foies gras, les greffes de donneurs plus âgés, ou des foies prélevés après la mort cardiocirculatoire (DDC) tolèrent, stockage statique classique froide mal. Nous avons développé un nouveau modèle de subnormothermic ex vivo perfusion du foie pour la conservation, l&#39;évaluation et la réparation des greffes de foie marginaux avant la transplantation.

Technique de Subnormothermic<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Foie de perfusion pour l&#39;entreposage, de l&#39;évaluation et de réparation des marginaux greffes du foie

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for ...

technique-subnormothermic-ex-vivo-liver-perfusion-for-storage

Research

JoVE Journal

Medicine

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

14.6K vues.  Toronto General Hospital.  Greffons marginaux, tels que les foies gras, les greffes de donneurs plus âgés, ou des foies prélevés après la mort cardiocirculatoire (DDC) tolèrent, stockage statique classique froide mal. Nous avons développé un nouveau modèle de subnormothermic ex vivo perfusion du foie pour la conservation, l'évaluation et la réparation des greffes de foie marginaux avant la transplantation. 

Vidéo: Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

The use of ex vivo perfused models can mimic the physiological conditions of the liver for short periods, but to maintain normal homeostasis for an extended perfusion period is challenging. We have added the kidney to our previous ex vivo perfused liver experiment model to reproduce a more accurate physiological state for prolonged experiments without using live animals. Five intact livers and kidneys were retrieved post-mortem from sacrificed pigs on different days and perfused for a minimum of 6 hr. Hourly arterial blood gases were obtained to analyze pH, lactate, glucose and renal parameters. The primary endpoint was to investigate the effect of adding one kidney to the model on the acid base balance, glucose, and electrolyte levels. The result of this liver-kidney experiment was compared to the results of five previous liver only perfusion models. In summary, with the addition of one kidney to the ex vivo liver circuit, hyperglycemia and metabolic acidosis were improved. In addition this model reproduces the physiological and metabolic responses of the liver sufficiently accurately to obviate the need for the use of live animals. The ex vivo liver-kidney perfusion model can be used as an alternative method in organ specific studies. It provides a disconnection from numerous systemic influences and allows specific and accurate adjustments of arterial and venous pressures and flow.

Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

Study of the animal organ physiology can be achieved by performing an experimental ex vivo perfusion system. The addition of a porcine kidney, as a homeostatic organ to our previously developed ex vivo liver perfusion model can be a principal step to achieve a better physiological environment.

The use of ex vivo perfused models can mimic the physiological conditions of the liver for short periods, but to maintain normal homeostasis for an ...

Recherche

Médecine

Isolated Hepatic Perfusion as a Treatment for Liver Metastases of Uveal Melanoma

Isolated hepatic perfusion (IHP) is a procedure where the liver is surgically isolated and perfused with a high concentration of the chemotherapeutic agent melphalan. Briefly, the procedure starts with the setup of a percutaneous veno-venous bypass from the femoral vein to the external jugular vein. Via a laparotomy, catheters are then inserted into the proper hepatic artery and the caval vein. The portal vein and the caval vein, both supra- and infrahepatically, are then clamped. The arterial and venous catheters are connected to a heart lung machine and the liver is perfused with melphalan (1 mg/kg body weight) for 60 min. This way it is possible to locally perfuse the liver with a high dose of a chemotherapeutic agent, without leakage to the systemic circulation.
In previous studies including patients with isolated liver metastases of uveal melanoma, an overall response rate of 33-100% and a median survival between 9 and 13 months, have been reported. The aim of this protocol is to give a clear description of how to perform the procedure and to discuss IHP as a treatment option for liver metastases of uveal melanoma.

Here, we present a protocol how to perform an isolated liver perfusion (IHP) with melphalan and we also discuss IHP as a treatment option for liver metastases of uveal melanoma.

Perfusion hépatique isolée comme un traitement pour les métastases hépatiques de mélanome uvéal

Isolated hepatic perfusion (IHP) is a procedure where the liver is surgically isolated and perfused with a high concentration of the chemotherapeutic ...

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous perfusion of organs provides the opportunity to improve organ quality and allows ex situ viability assessment of donor livers prior to transplantation. This video article provides a step by step protocol for ex situ normothermic machine perfusion (37 &#176;C) of human donor livers using a device that provides a pressure and temperature controlled pulsatile perfusion of the hepatic artery and continuous perfusion of the portal vein. The perfusion fluid is oxygenated by two hollow fiber membrane oxygenators and the temperature can be regulated between 10 &#176;C and 37 &#176;C. During perfusion, the metabolic activity of the liver as well as the degree of injury can be assessed by biochemical analysis of samples taken from the perfusion fluid. Machine perfusion is a very promising tool to increase the number of livers that are suitable for transplantation.

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Here we present a protocol describing oxygenated ex situ machine perfusion of donor liver grafts. This article contains a step by step protocol to procure and prepare the liver graft for machine perfusion, prepare the perfusion fluid, prime the perfusion machine and perform oxygenated normothermic machine perfusion of the liver graft.

Ex Situ Normothermique machine perfusion de foies de donneurs

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

Functional Human Liver Preservation and Recovery by Means of Subnormothermic Machine Perfusion

There is currently a severe shortage of liver grafts available for transplantation. Novel organ preservation techniques are needed to expand the pool of donor livers. Machine perfusion of donor liver grafts is an alternative to traditional cold storage of livers and holds much promise as a modality to expand the donor organ pool. We have recently described the potential benefit of subnormothermic machine perfusion of human livers. Machine perfused livers showed improving function and restoration of tissue ATP levels. Additionally, machine perfusion of liver grafts at subnormothermic temperatures allows for objective assessment of the functionality and suitability of a liver for transplantation. In these ways a great many livers that were previously discarded due to their suboptimal quality can be rescued via the restorative effects of machine perfusion and utilized for transplantation. Here we describe this technique of subnormothermic machine perfusion in detail. Human liver grafts allocated for research are perfused via the hepatic artery and portal vein with an acellular oxygenated perfusate at 21 &#176;C.

We describe a method of ex vivo machine perfusion of human liver grafts at subnormothermic temperature (21 &#176;C).

Foie conservation et de récupération fonctionnelle humaine par des moyens de Subnormothermic machine à perfusion

There is currently a severe shortage of liver grafts available for transplantation.  Novel organ preservation techniques are needed to expand the pool of ...

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

The severe organ shortage has resulted in increased use of marginal kidney grafts for transplantation. This has triggered interest in alternative storage methods, since marginal grafts especially tolerate cold storage poorly. The technique of normothermic ex vivo kidney perfusion (NEVKP) represents a novel preservation method for kidney grafts prior to &#160;transplantation.

Normothermique<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Kidney Perfusion pour la préservation du rein Greffes avant la transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

Method of Direct Segmental Intra-hepatic Delivery Using a Rat Liver Hilar Clamp Model

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ischemia/reperfusion (I/R) injury with myriad negative consequences. Potential I/R injury in marginal organs destined for liver transplantation contributes to the current donor shortage secondary to a decreased organ utilization rate. A significant need exists to explore hepatic I/R injury in order to mediate its impact on graft function in transplantation. Rat liver hilar clamp models are used to investigate the impact of different molecules on hepatic I/R injury. Depending on the model, these molecules have been delivered using inhalation, epidural infusion, intraperitoneal injection, intravenous administration or injection into the peripheral superior mesenteric vein. A rat liver hilar clamp model has been developed for use in studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating I/R injury. The described model for rat liver hilar clamp includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic hepatic segment via a side branch of the portal vein, allowing for direct segmental hepatic delivery. Our approach is to induce ischemia in the left lateral and median lobes for 60 min, during which time the substance under study is infused. In this case, pegylated-superoxide dismutase (PEG-SOD), a free radical scavenger, is infused directly into the ischemic segment. This series of experiments demonstrates that infusion of PEG-SOD is protective against hepatic I/R injury. Advantages of this approach include direct injection of the molecule into the ischemic segment with consequent decrease in volume of distribution and reduction in systemic side effects.

A unique rat liver hilar clamp model was developed for studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating ischemia-reperfusion injury. This model includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic liver segment via a branch of the portal vein, allowing for direct hepatic delivery.

Méthode de Direct segmentaire livraison intra-hépatique L&#39;utilisation d&#39;un modèle hilaire de foie de rat Clamp

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ...

Assessment of Plasma Coagulation on Liver Tissue in a Large Animal Model In Vivo

Plasma coagulation as a form of electrocautery is used in liver surgery for decades to seal the large liver cut surface after major hepatectomy to prevent hemorrhages at a later stage. The exact effects of plasma coagulation on liver tissue are only poorly examined. In our porcine model, the coagulation effects can be examined close to the clinical application. A combined laser Doppler flowmeter and spectrophotometer documents microcirculation changes during coagulation at 8 mm tissue depth noninvasively, providing quantifiable information about hemostasis beyond the subjective clinical impression. The temperature at coagulation site is assessed with an infrared thermometer prior and post coagulation and with a thermographic camera during coagulation, a measurement of the gas beam temperature is not possible due to the upper threshold of the devices. The depth of coagulation is measured microscopically on hematoxylin/eosin stained sections after calibration with an object micrometer and gives an exact information about the power setting-coagulation depth-relation. The sealing effect is examined on the bile ducts as it is not possible for a plasma coagulator to seal larger blood vessels. Burst pressure experiments are carried out on explanted organs to rule out blood pressure related effects.

Assessment of Plasma Coagulation on Liver Tissue in a Large Animal Model In Vivo

Here we present a protocol to experimentally assess plasma coagulation in liver tissue in vivo. In a porcine model, microcirculation is examined by laser Doppler, coagulation depth is measured histologically, temperature at coagulation site by infrared thermometer and thermographic camera, and duct sealing effect is documented by burst pressure experiments.

Évaluation de la Coagulation du Plasma sur le tissu hépatique dans un grand modèle Animal In Vivo

Plasma coagulation as a form of electrocautery is used in liver surgery for decades to seal the large liver cut surface after major hepatectomy to prevent ...

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been introduced as a method to evaluate and modify organ function. NEVLP has many advantages in comparison to hypothermic and subnormothermic perfusion including reduced preservation injury, restoration of normal organ function under physiologic conditions, assessment of organ performance, and as a platform for organ repair, remodeling, and modification. Both murine and porcine NEVLP models have been described. We demonstrate a rat model of NEVLP and use this model to show one of its important applications &#8212; the use of a therapeutic molecule added to liver perfusate. Catalase is an endogenous reactive oxygen species (ROS) scavenger and has been demonstrated to decrease ischemia-reperfusion in the eye, brain, and lung. Pegylation has been shown to target catalase to the endothelium. Here, we added pegylated-catalase (PEG-CAT) to the base perfusate and demonstrated its ability to mitigate liver preservation injury. An advantage of our rodent NEVLP model is that it is inexpensive in comparison to larger animal models. A limitation of this study is that it does not currently include post-perfusion liver transplantation. Therefore, prediction of the function of the organ post-transplantation cannot be made with certainty. However, the rat liver transplant model is well established and certainly could be used in conjunction with this model. In conclusion, we have demonstrated an inexpensive, simple, easily replicable NEVLP model using rats. Applications of this model can include testing novel perfusates and perfusate additives, testing software designed for organ evaluation, and experiments designed to repair organs.

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant liver donor shortage, and criteria for liver donors have been expanded. Normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been developed to evaluate and modify organ function. This study demonstrates a rat model of NEVLP and tests the ability of pegylated-catalase, to mitigate liver preservation injury.

Un petit modèle Animal de Perfusion hépatique normothermique Ex Vivo

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, ...

Murine Precision-Cut Liver Slices as an Ex Vivo Model of Liver Biology

Understanding the mechanisms of liver injury, hepatic fibrosis, and cirrhosis that underlie chronic liver diseases (i.e., viral hepatitis, non-alcoholic fatty liver disease, metabolic liver disease, and liver cancer) requires experimental manipulation of animal models and in vitro cell cultures. Both techniques have limitations, such as the requirement of large numbers of animals for in vivo manipulation. However, in vitro cell cultures do not reproduce the structure and function of the multicellular hepatic environment. The use of precision-cut liver slices is a technique in which uniform slices of viable mouse liver are maintained in laboratory tissue culture for experimental manipulation. This technique occupies an experimental niche that exists between animal studies and in vitro cell culture methods. The presented protocol describes a straightforward and reliable method to isolate and culture precision-cut liver slices from mice. As an application of this technique, ex vivo liver slices are treated with bile acids to simulate cholestatic liver injury and ultimately assess the mechanisms of hepatic fibrogenesis.

This protocol provides a simple and reliable method for the production of viable precision-cut liver slices from mice. The ex vivo tissue samples can be maintained under laboratory tissue culture conditions for multiple days, providing a flexible model to examine liver pathobiology.

Murine Precision-Cut Liver Slices comme un modèle Ex Vivo de biologie du foie

Understanding the mechanisms of liver injury, hepatic fibrosis, and cirrhosis that underlie chronic liver diseases (i.e., viral hepatitis, non-alcoholic ...

Normothermic Ex Vivo Pancreas Perfusion for the Preservation of Pancreas Allografts before Transplantation

Pancreas transplantation (PTx) is a curative treatment for people who live with the burden of a diagnosis of diabetes mellitus (DM). However, due to organ shortages and increasing numbers of patients being listed for PTx, new strategies are needed to increase the number of available grafts for transplantation. 
Static cold storage (SCS) is considered the gold standard for standard criteria organs. However, standard criteria donors (SCD) are becoming scarce and new strategies that can increase the rate of organ acceptance from extended criteria donors (ECD) are urgently needed. 
Normothermic ex vivo perfusion (NEVP) is one of the strategies that has become increasingly popular over the past couple of decades. This preservation method has already been used successfully in other organs (liver, kidneys, and lungs) but has been minimally explored in pancreas transplantation. The few papers that describe the method for pancreas show little success, edema being one of the major issues. The following manuscript describes the successful NEVP method and setup developed by our group to perfuse swine pancreas.

Normothermic Ex Vivo Pancreas Perfusion for the Preservation of Pancreas Allografts before Transplantation

Normothermic ex vivo machine perfusion (NEVP) has scarcely been explored for the preservation of pancreas allografts. We present an innovative preservation technique for pancreas allografts before transplantation.

Perfusion pancréatique ex vivo normamère pour la conservation des allogreffes de pancréas avant transplantation

Pancreas transplantation (PTx) is a curative treatment for people who live with the burden of a diagnosis of diabetes mellitus (DM). However, due to organ ...