The research work presented in this manuscript was supported by a grant (HL107319 to Alan Daugherty and HL107326 to Lisa A. Cassis) from the National Institutes of Health of the United States of America. The content in this manuscript is solely the responsibility of the authors and does not necessarily represent the official views of the National Institutes of Health. The publication of this manuscript was sponsored by DURECT Corporation.

Etica Dichiarazione: studi del mouse vengono eseguiti con l&#39;approvazione della University of Kentucky Istituzionale Animal Care and Use Committee (IACUC numero di protocollo: 2006-0009). I topi vengono sacrificati a terminazione utilizzando un sovradosaggio cocktail di ketamina (~ 210 mg / kg) e xilazina (~ 30 mg / kg). 1. Calcolo del AngII Importo NOTA: Questo protocollo usa l&#39;esempio di infusione di AngII (1.000 ng / kg / min) per 4 settimane a 4 recettore LDL maschio - / - topi alimentati con una dieta ricca di grassi saturi. <ol><li> Pesare studiare topi prima di calcolare la quantità di AngII necessaria per infusione. </li><li> Utilizzare il modello (Tabella 1) per calcolare la massa AngII necessaria per l&#39;esperimento. Utilizzare il &quot;Mean pompaggio Rate&quot; indicato nella Istruzione di pompe come il &quot;tasso di pompaggio&quot; al punto 4 del modello. Nel modello, registrare i passaggi 1-5 manualmente, e Piazza di 6-10 vengono calcolati automaticamente. <ol><li> Nel modello, supporre chetopi guadagnerà 1 g di peso corporeo durante l&#39;infusione di AngII 1.000 ng / kg / min per 4 settimane. NOTA: Ogni topo può avere molto diverso peso corporeo che dipenderà da molte variabili, come il ceppo di topi e la dieta. Usiamo abitualmente &quot;0&quot; o &quot;1 g&quot; sulla base della nostra esperienza da studi precedenti. </li><li> Calcolare un volume totale di 300 ml di soluzione di AngII per ogni mouse dal momento che ogni pompa richiede circa 250 ml. </li></ol></li></ol> 2. Scioglimento AngII <ol><li> Conservare liofilizzato fiale Angii a -20 ° C. Equilibrare le fiale Angii a RT prima dell&#39;apertura. </li><li> Pesare la massa calcolata AngII (7,3 mg come mostrato in tabella 1) in un tubo di plastica sterile. NOTA: Per Merck Index, non usare tubi di vetro per la dissoluzione da una soluzione acquosa di AngII ha una forte affinità per il legame al vetro. </li><li> Aggiungere il volume calcolato di soluzione fisiologica sterile (1.200 μl) nel tubo di plastica contenente il liofilizzato AngII, berretto, e mescolare bene per inversione fino a quando la soluzione è limpida. </li><li> Numeri del mouse etichetta # 1, # 2, # 3, # 4 e sui singoli tubi di plastica sterili con tappo (0,5 - 1,5 ml). Preparare la soluzione AngII sotto cappa laminare per ogni mouse sulla base del peso corporeo come calcolato nel passo 1.2 e Tabella 1. <ol><li> Per esempio, pipettare 3,6 ml di soluzione salina sterile nella provetta # 1, poi 296,4 ml soluzione AngII, e mescolare bene pipettando su e giù delicatamente. </li></ol></li><li> Numeri del mouse Etichetta su tubi di plastica con tappi (4 ml, sterili). Questi saranno utilizzati per l&#39;incubazione di pompe come descritto nel punto 3.13. </li></ol> 3. La pompa osmotica Riempimento <ol><li> Ottenere pompe in due parti distinte: il corpo principale della pompa e il moderatore flusso (Figura 1). Ogni scatola ha 10 corpi pompa e moderatori di flusso che vengono avvolti singolarmente. Registrare il numero di lotto. NOTA: Indossare sempreguanti perché gli oli trasferiti dalle mani alla carcassa esterna di pompe possano influire negativamente la funzione di pompaggio. Utilizzare guanti sterili, garze, tubi, aghi di riempimento, e pesare le barche per preparare le pompe, per evitare il rischio di infezione dall&#39;impianto. </li><li> Aprire solo il numero di corpi pompa e moderatori flusso necessari per lo studio, in quanto questi non possono essere memorizzati una volta aperti. Se sono necessari più di 10 pompe, in modo che i numeri di lotto delle pompe sono gli stessi per uno studio, dal momento che le pompe di lotti differenti hanno differenti volume di riempimento medio e pompa Rate. </li><li> Pesare ogni pompa (che comprende sia il corpo principale e il flusso moderatore), e prendere nota del peso di 4 cifre decimali (ad esempio, 1,1443 g di mouse # 1). Questo peso, denominato &quot;Pump Peso vuoto&quot; nel modello (Tabella 1), viene utilizzato per calcolare il rapporto pieno. </li><li> Applicare l&#39;ago di riempimento pompa per un 1 cc siringa sterile e compilare accuratamente la siringa con la soluzione AngII dal modo appropriatonumerato tubo di plastica. È importante evitare aspirando aria nella siringa. </li><li> Rimuovere tutte le bolle d&#39;aria con attenzione dalla siringa mentre l&#39;ago è posizionato verso il basso. Tenere l&#39;ago / siringa in questa posizione per impedire l&#39;introduzione di bolle nella pompa. </li><li> Inserire delicatamente l&#39;ago riempimento nel corpo della pompa. Fare avanzare la punta dell&#39;ago nella pompa. Non appoggiare la punta dell&#39;ago saldamente sul fondo della pompa. </li><li> Spingere lo stantuffo della siringa lentamente per riempire la pompa con la soluzione AngII. Un&#39;ombra scura all&#39;interno della pompa indica il livello di riempimento. Il volume di riempimento è di circa 246 ml, secondo le istruzioni. </li><li> Arrestare riempimento della pompa ed eliminare accuratamente l&#39;ago non appena una goccia di liquido aumenta dalla pompa. </li><li> Inserire flusso moderatore nella pompa attraverso il foro sulla parte superiore del corpo della pompa fino a quando non si vede gap tra la testa del moderatore flusso e la parte superiore del corpo pompa (Figura 1). </li><li> Inserimento di moderato nel corpo pompa porta a qualche liquido fuoriuscito dall&#39;apertura del moderatore flusso. Cancella accuratamente tutto il liquido in più che avrebbe potuto trapelato durante il posizionamento di moderatori. </li><li> Pesare pompa riempita. Registrare il peso sotto &quot;Pump Peso riempito&quot; nel modello. </li><li> Calcolare il grado di riempimento (%) = (Pump peso &quot;pieno&quot; - &quot;vuoto&quot;) x 1.000 / dire volume di riempimento x 100. <ol><li> Calcolare riempimento Rapporto come indicato nella tabella 1. Idealmente, il grado di riempimento deve essere uguale o superiore a 100%. Pompa refill se il rapporto di riempimento è &lt;95% (comportando un bolle d&#39;aria che può essere presente in pompa). </li></ol></li><li> Mettere pompa riempita nel etichettato 4 ml di tubo (passo 2.5) con la testa rivolta verso l&#39;alto moderatore. Aggiungere un volume sufficiente di soluzione salina sterile per coprire la pompa. Tenere la pompa in tubo di soluzione fisiologica fino impianto. </li><li> Porre le provette in un incubatore 37 ° C. Pompe Incubare O / N (almeno 12 ore) per consentire priming parziali, e poi impiantare in topi. Pompazione di AngII inizia circa 24 ore dopo l&#39;impianto, che consente ai topi per recuperare da un intervento chirurgico prima di qualsiasi stress potenziale derivante durante AngII infusione. </li></ol> 4. Preparazione per Pompa impianto <ol><li> Autoclave (modalità gravità, ciclo di asciugatura, 15 min) garze, tamponi di cotone e strumenti chirurgici, tra cui forbici, emostatico, forcipe, punti metallici e spillatrice almeno 1 giorno prima dell&#39;intervento. </li><li> In una stanza procedura, preparare vaporizzatore per l&#39;anestesia con isoflurano. Aprire teli sterili in una cappa a flusso laminare, e posizionare ogiva per l&#39;anestesia isoflurano. Mettere betadine, il 70% di etanolo, acqua sterile, perlina sterilizzatore, frizione delle mani antisettico, tamponi, garze, e le pompe riempiti in una cappa laminare. </li><li> Don una maschera e abito, quindi aprire un drappo esterna in una cappa laminare con le mani pulite. Indossare guanti sterili e aprire la confezione interna sterile. </li></ol> 5. Procedura chirurgica di pompa impianto <ol><li> Posto del mouse in un cham ad induzioneber con afflusso di isoflurano ad un flusso di 1.5 - 2%. Monitorare il mouse per altri 2-3 minuti dopo decubito. Shave un&#39;area delle dimensioni di un quarto, sulla spalla sinistra oa destra. </li><li> Posizionare il mouse in una cappa laminare, con il naso a filo con un cono collegato a deflusso isoflurano (Figura 2A). Posizionare la testa del topo verso mano dominante del chirurgo. Usare pomata veterinario sugli occhi del mouse per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia. Assicurarsi che il mouse ha alcuna risposta alla stimolazione del dolore prima dell&#39;intervento. Ad esempio, la risposta del pedale è un buon indicatore per il dolore. </li><li> Tampone e pulire zona rasata con betadine seguita da tre salviette con il 70% di etanolo. Don o cambiare i guanti sterili. </li><li> Utilizzare un bisturi chirurgico per effettuare una ~ 1 cm un&#39;incisione dietro l&#39;orecchio sopra la scapola della gamba anteriore. Questa incisione dovrebbe essere perpendicolare alla coda. Prestare attenzione per tagliare i tessuti solo la pelle e non sottostante. </li><li> Tenere forceps in una mano per aprire incisione, e utilizzare l&#39;altra mano per fare un tunnel sottocutaneo sotto la pelle utilizzando un emostatico (Figura 2B). </li><li> Anticipo punta emostatico verso la coda, e creare una tasca per la pompa. Questo si ottiene aprendo attentamente le ganasce della pinza emostatica sotto la pelle per aprire un sacchetto. Ritirare il hemostat da incisione. </li><li> Inserire la pompa nella incisione con la testa moderatore posizionata verso la parte posteriore del mouse (Figura 2C). Spingere delicatamente la pompa completamente in tasca. Ci dovrebbe essere spazio sufficiente per chiudere la ferita senza tensione o stiramento della pelle. </li><li> Una volta che una pompa è stata inserita, pizzicare saldamente entrambi i lati dell&#39;incisione, raddrizzando modo che i bordi si incontrano, e inserire 1 o 2 clip ferita per chiudere (Figura 2D). Controllare il sito di incisione per garantire che non vi è completa chiusura della ferita, e che la pompa non è premendo direttamente sul sito. </li><li> Applicare la crema lidocaina topica(4% in peso / peso) con un mouse di cotone swab.Remove pulita dal cono di naso, e posizionarlo su una piastra elettrica fino a quando non riprende conoscenza. Dopo il recupero, il mouse viene riportata alla sua gabbia. </li><li> Mettere strumenti chirurgici in uno sterilizzatore tallone per 10 secondi tra i topi. Lasciare strumenti raffreddare prima dell&#39;uso. Guanti puliti con frizione con prodotto antisettico tra i topi. Monitorare tutti i mouse fino a raggiungere il pieno recupero. </li><li> Monitorare topi da vicino dopo l&#39;intervento chirurgico. Iniettare un bolo di soluzione fisiologica sterile (0,2 - 0,3 ml) per via sottocutanea se un topo mostra segni di sofferenza, disidratazione o perdita di peso apparente. Osservare topi almeno due volte al giorno per i primi 10 giorni, e almeno una volta al giorno successivamente. Eseguire immediatamente una necroscopia se eventuali topi muoiono durante AngII infusione. Rimuovere clip ferita tra 7 - 14 giorni dopo l&#39;intervento chirurgico. </li></ol> 6. Fare la raccolta, Riparazione, secco, e imaging di aorte <ol><li> Tagliare aprire il torace del mouse e cavità addominale ventrale, taglio open atrio destro, defluire in con soluzione fisiologica attraverso ventricolo sinistro del cuore per rimuovere il sangue nell&#39;aorta, e quindi raccogliere l&#39;aorta 27. </li><li> Mettere aorte raccolte in provette di plastica contenenti almeno 3 ml di paraformaldeide al 4% o al 10% di formalina neutra tamponata per 24-48 ore 27. </li><li> Rimuovere accuratamente i tessuti avventiziali. Aorta perno su cera nera con degli spilli. Acquisire immagini aortica con lo stesso ingrandimento. Include un righello in ciascuna immagine per la calibrazione, come mostrato nella figura 3. </li></ol> 7. En face Imaging di aortas <ol><li> Tagliare dell&#39;aorta aperta longitudinalmente attraverso la curvatura esterna ed interna di arco aortico, e tagliare rami principali aperte, tra cui anonima, sinistra carotide e succlavia sinistra. Pin dell&#39;aorta appartamento con avventiziale esterno posa accanto alla cera nera. </li><li> Acquisire it quadro volto della superficie intimale dell&#39;aorta allo stesso ingrandimento. Includere un righello in ogni immagine per la calibrazione, come spettacolon in figura 4. </li></ol>

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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antagonism+of+AT2+receptors+augments+angiotensin+II-induced+abdominal+aortic+aneurysms+and+atherosclerosis.">Antagonism of AT2 receptors augments angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysms and atherosclerosis.</a> Br J Pharmacol. 134 (4), 865-870 (2001).</li><li>Wang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deficiency+of+receptor-associated+protein+attenuates+angiotensin+II-induced+atherosclerosis+in+hypercholesterolemic+mice+without+influencing+abdominal+aortic+aneurysms.">Deficiency of receptor-associated protein attenuates angiotensin II-induced atherosclerosis in hypercholesterolemic mice without influencing abdominal aortic aneurysms.</a> Atherosclerosis. 220 (2), 375-380 (2011).</li><li>Daugherty, A., Rateri, D., Lu, H., Balakrishnan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+blood+pressure+in+mice+using+volume+pressure+recording,+a+tail-cuff+method.">Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method.</a> J Vis Exp. (27), e1291 (2009).</li></ol>

La pubblicazione di questo articolo è sponsorizzato da Alzet.

Pompe osmotiche offrendo AngII sottocutanea è un approccio di routine per indurre aneurismi aortici nei topi. Sulla base dei dati provenienti da molti laboratori, ci sono state scoperte coerenti che questo è un metodo affidabile e riproducibile per studiare sia AAAs 3,4 e TAA 22-26 nei topi. Pertanto, questo modello di topo è considerato un modello che riassume molte caratteristiche di aneurismi aortici umani e fornisce approfondimenti meccanicistici in queste malattie devastanti. Mentre l&#39;invecchiamento è un fattore di rischio per AAA negli esseri umani, non è stato sistematicamente studiata per AAA AngII-indotta nei topi. Tuttavia, sembra incidenza e la gravità di AAA AngII-indotti sono simili nei topi all&#39;età di 8 - 48 settimane 4,5,7. Attualmente, ci sono solo pochi studi che riportano TAA AngII-indotta nei topi all&#39;età di 8 - 24 settimane 22-26, che non presentavano differenze correlati all&#39;età sulla formazione TAA. Topi di sesso femminile hanno una molto più bassa incidenza di AAA di topi maschi infuso con AngII 4,28. Vale anche la pena notare che l&#39;incidenza di AngII indotta AAA è molto più alto rispetto ai topi in iper normo-cholesterolemic, che è oltre il 50% rispetto a meno del 30%, rispettivamente. Inoltre, la rottura aortica è frequente (circa 10 - 30%) sia in topi normo- e ipercolesterolemici durante AngII infusione. L&#39;infusione di AngII ad una velocità di 1.000 ng / kg / min in topi ipercolesterolemici, come recettore LDL - / - mice nutriti con una dieta occidentale o apolipoproteina (apoE) - / - mice nutriti con una dieta normale o occidentale, ha effetti massimi su AAA sviluppo 3,4,29. Questa velocità di infusione è ottimale per uno studio in cui la manipolazione di un gene di interesse nei topi ipercolesterolemici si prevede di ridurre AAA. Se una manipolazione nei topi ipercolesterolemici dovrebbe aumentare AAA, si raccomanda di infusione AngII ad una velocità di 500 ng / kg / min o inferiore 30. In contrasto AAAs, non c&#39;è demonstrated associazione tra genere maschile o ipercolesterolemia e AngII indotta TAA 25. Tuttavia, analogamente a AAA, se la manipolazione di un gene di interesse è previsto per aumentare TAA, si consiglia una velocità di infusione inferiore a 1.000 ng / kg / min per AngII infusione. E &#39;anche importante sapere che incidenza e la gravità degli aneurismi dell&#39;aorta AngII-indotti variano tra i singoli topi e tra gli studi. Se i topi non sviluppano aneurismi aortici, una potenziale possibilità è che AngII potrebbe non essere stato consegnato con successo in topi. Per la convalida di infusione ad una velocità elevata di AngII, ad esempio 1.000 ng / kg / min, la misurazione della pressione sanguigna è raccomandato prima e durante l&#39;infusione AngII utilizzando un metodo tail-polsino non invasivo 31. AngII infusione ad una velocità di 1,000 ng / kg / min aumenta la pressione sanguigna sistolica nei topi. Inoltre, le concentrazioni plasmatiche possono essere renina misurati durante AngII infusione o in cessazione dal AngII ha un feedback negativo su rsecrezione enin. Pertanto, AngII infusione porta ad una diminuzione della concentrazione di renina nel plasma. Se un mouse infuso con AngII non ha patologie apparenti aortici, nessun aumento della pressione sanguigna, e nessuna diminuzione della concentrazione della renina plasmatica, indicherebbe che AngII non è stato consegnato in modo efficiente attraverso il mini-pompa osmotica impiantato. Consigliamo di rimuovere questo mouse dallo studio. E &#39;anche importante notare che alcuni topi non sviluppano aneurismi aortici, nonostante un aumento della pressione sanguigna sistolica e una diminuzione della concentrazione plasmatici di renina. Questi topi devono rimanere nello studio. In sintesi, AngII infusione si ottiene impianto sottocutaneo utilizzando pompe osmotiche per indurre aneurismi aortici nei topi. Questo metodo offre AngII costantemente ad un tasso definito per durate designati che vengono utilizzati per studiare sia AAA e TAA.

Aneurismi aortici mostrano espansione luminale permanente dell&#39;aorta che fa presagire la rottura e di solito porta alla morte. Questa malattia si verifica in entrambe le regioni dell&#39;aorta addominale e toracica, che sono definiti come aneurismi dell&#39;aorta addominale (AAA) e aneurismi dell&#39;aorta toracica (TAA), rispettivamente. A causa di una comprensione incompleta dei meccanismi molecolari e processi patofisiologici, non esiste una terapia medica provata che può impedire l&#39;espansione o la rottura di entrambi i tipi di aneurismi aortici. Poiché è difficile acquisire campioni ed effettuare esperimenti in esseri umani direttamente, ricerca incentrata sulla definizione di meccanismi AAAs è stato frequentemente estrapolata da modelli animali. Un modello animale comunemente usato è l&#39;infusione sottocutanea di angiotensina II (AngII) in topi. Rispetto ad altri approcci chirurgici per indurre AAA nei topi, come intra-aortica perfusione elastase o applicazione peri-aortici di cloruro di calcio che richiedono laparotomia 1,2, questo metod non richiede l&#39;immissione nella cavità del corpo e richiede competenze chirurgica minima 3,4. Infusione sottocutanea di AngII attraverso pompe osmotiche per indurre AAA è stato inizialmente segnalato in bassa densità-lipoproteine ​​(LDL) del recettore - / - topi nutriti un grasso arricchito dieta satura 3, e successivamente in apoE - / - mice nutriti con una dieta normale di laboratorio 4. Molti studi recenti hanno inoltre dimostrato che AngII induce AAA nei topi normolipidemici 5-7. L&#39;approccio di infondere AngII è stato applicato per indurre AAA ed esplorare meccanismi molecolari, nonché lo sviluppo di potenziali strategie terapeutiche (ad esempio, 5-15), in quanto questo modello riassume molte caratteristiche osservate in AAA umani. Ad esempio, i fattori di rischio di AAA umane quali il fumo, l&#39;invecchiamento, e il sesso maschile anche aumentano AAA AngII-indotta nei topi 16,17. L&#39;associazione di ipercolesterolemia con AAA negli esseri umani richiede un chiarimento. Tuttavia, ha essereit coerente che ipercolesterolemia aumenta AngII-indotta nei topi AAA 18. Patologie di AAA AngII indotte nei topi sono molto eterogenea e sono caratterizzati da una profonda infiltrazione di macrofagi, degradazione del collagene, la formazione trombotica e la risoluzione, e neovascolarizzazione 19-21. In contrasto con la posizione aortica infrarenale più comune di AAAs nell&#39;uomo, AngII indotta nei topi AAAs verificano nella regione aortica surrenale. Un&#39;altra caratteristica onnipresente di AngII indotta AAA è la rottura mediale transmurale, che porta alla trombosi transmurale. Non è chiaro se la rottura transmurale elastina si verifica negli esseri umani in quanto lo sviluppo patologico di AAA negli esseri umani non è stato studiato esclusivamente per mancanza di tessuti aneurismatiche da fasi precedenti. AngII infusione in topi porta anche ad una profonda espansione della regione aortica toracica, che è prevalentemente limitato alla aorta ascendente, che è la regione più comune per TAA nell&#39;uomo <sup&gt; 19,22-26. Simile a AAA AngII-indotta, TAA indotto durante AngII infusione anche ricapitolare molte caratteristiche di umana TAA 25. Tuttavia, a differenza di AAA AngII-indotta, TAA AngII-indotta non sono associati con ipercolesterolemia e non hanno differenze di genere. L&#39;obiettivo generale di infusione sottocutanea AngII in topi è quello di studiare le caratteristiche patologiche e meccanismi molecolari di AAA e TAA.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="711">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Angiotensin II</td>
			<td>Bachem</td>
			<td>H-1705</td>
			<td>compound used to induce aortic aneurysms</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alzet Osmotic Pumps</td>
			<td>DURECT Corporation</td>
			<td>Alzet Model 2004</td>
			<td>feasible for 28-day infusion in mice weighed &#62; 20 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saturated fat-enriched diet</td>
			<td>Harlan Teklad</td>
			<td>TD.88137</td>
			<td>42% calories/calories to stimulate hypercholesterolemia in LDL receptor -/- mice</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

subcutaneous angiotensin ii infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals. This article introduces a standard protocol used to induce aortic aneurysms via subcutaneous infusion of angiotensin II (AngII) from implanted osmotic pumps. This protocol includes calculation of AngII amount and dissolution, osmotic pump filling, implantation of osmotic pumps subcutaneously, observation after pump implantation, and harvest of aortas to visualize aortic aneurysms in mice. Subcutaneous infusion of AngII through osmotic pumps following this protocol is a reliable and reproducible technique to induce both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice. Infusion durations range from a few days to several months based on the purpose of the study. AngII 1,000 ng/kg/min is sufficient to provide maximal effects on abdominal aortic aneurysmal formation in male hypercholesterolemic mouse models such as apolipoprotein E deficient or low-density lipoprotein receptor deficient mice. Incidence of abdominal aortic aneurysms induced by AngII infusion via osmotic pumps is 5 - 10 times lower in female hypercholesterolemic mice and also lower in both genders of normocholesterolemic mice. In contrast, AngII-induced thoracic aortic aneurysms in mice are not hypercholesterolemia or gender-dependent. Importantly, multiple features of this mouse model recapitulate those of human aortic aneurysms.

Le 4 del recettore LDL maschio - / - mice descritti nella sezione protocollo sono stati sacrificati dopo 4 settimane di AngII infusione. Aorte sono state raccolte, pulite, e ripreso visualizzare dilatazioni aortiche. Come mostrato in figura 3, aorte hanno diverse caratteristiche diverse tra cui l&#39;espansione della regione surrenale (AAA, Figura 3A), l&#39;espansione della regione ascendente (TAA; Figura 3B), o l&#39;espansione di entrambe le regioni (presenza di entrambi AAA e TAA; Figura 3C), mentre la morfologia di un mouse sono abbondantemente normale (Figura 3D). Dilatazione dell&#39;aorta addominale viene quantificato misurando la larghezza massima ex vivo della regione surrenale, come illustrato dalla linea rossa nella Figura 3A. Per misurare la dilatazione dell&#39;aorta ascendente, aorte veniva aperto e riposte, come mostrato nella Figura 4. Superficie intimale è stata misurata nella regione aortica ascendente (zona circondata da thlinee rosse e nella Figura 4A) per quantificare TAA. Un righello è stato incluso in ogni immagine di standardizzare le misurazioni, come mostrato in entrambe le figure 3 e 4. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig1.jpg" /> . Figura 1. Immagine rappresentativa della pompa osmotica pieno Ogni pompa contiene due parti separate: un corpo principale e un moderatore di flusso. Dopo aver riempito il corpo pompa con AngII, il moderatore portata è inserito per sigillare la pompa. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig2.jpg" /> Figura 2. Processo di chirurgia pompa impianto (A) del mouse viene posizionato in una cappa laminare con un cono che è continuamente rilasciando isoflurano e ossigeno.; (B) un emostatico diritta viene inserito nella incisione cutanea per fare un tunnel sottocutaneo; (C) La pompa è inserito attraverso la<html> incisione cutanea delicatamente; (D) L&#39;incisione cutanea viene pinzato dopo l&#39;inserimento della pompa. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig3.jpg" /> Figura 3. immagini aortica (ex vivo) da topi infusi con AngII AngII 1.000 ng / kg / min è stato infuso in recettore LDL maschio -. / - Mice per 28 giorni. (A) AAA accompagnata da trombosi; Linea rossa (2.05 mm) mostra la misura della larghezza massima aortica nella regione surrenale. (B) Ascendente dilatazione aortica (TAA) con grossolanamente normale dell&#39;aorta addominale; (C) dilatazioni profonde sia ascendente e surrenali regioni aortici (TAA e AAAS); (D) dell&#39;aorta grossolanamente normale senza dilatazione apparente di crescente o soprarenale regione aortica. 4.jpg &quot;/&gt; Figura 4. En immagini di volti di regioni dell&#39;aorta toracica da topi infusi con AngII Angii 1.000 ng / kg / min è stato infuso in recettore LDL maschio -. / - Topi per 28 giorni. Superficie delineata da una linea rossa rappresenta la regione aortica ascendente compreso parte dell&#39;arco aortico. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> 1 </td><td colspan="2"> Dose richiesta </td><td></td><td> 1.000 </td><td colspan="2"> ng / kg / min </td><td></td></tr><tr><td> 2 </td><td colspan="3"> Inizia il peso corporeo (il più grande del mouse) </td><td> 24.8 </td><td> g </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 3 </td><td colspan="3"> Totale stimato del peso corporeo </td><td> 1 </td><td> g </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 4 </td><td> Tasso di pompaggio </td><td></td><td></td><td> 0.25 </td><td> pl / h </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5 </td><td colspan="2"> Number di topi </td><td></td><td> 4 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 6 </td><td colspan="2"> Dose per ora per animali </td><td></td><td> 1518 </td><td> ng </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 7 </td><td> Conc necessario </td><td></td><td></td><td> 6072 </td><td> ng / ml </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 8 </td><td colspan="2"> Per 300 la soluzione ul </td><td></td><td> 1.82 </td><td colspan="2"> mg / 300 ml </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td colspan="2"> SOLUZIONE NECESSARIO </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 9 </td><td colspan="2"> Totale AngII (mg) </td><td></td><td> 7.3 </td><td> mg </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 10 </td><td colspan="2"> Disciolto in soluzione salina &amp;# 160; </td><td></td><td> 1.200 </td><td> pl </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Topo </td><td> Peso corporeo </td><td> Fattore di diluizione </td><td colspan="2"> Volume (ml) </td><td colspan="2"> Pompa Peso (g) </td><td> Rapporto Riempito </td></tr><tr><td> # </td><td> (g) </td><td></td><td> AngII </td><td> Salino </td><td> Vuoto </td><td> Pieno </td><td> (%) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 24.5 </td><td> 1.0 </td><td> 296,4 </td><td> 3.6 </td><td> 1,1443 </td><td> 1,3877 </td><td> 99 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 23.0 </td><td> 0.9 </td><td> 278.2 </td><td> 21.8 </td><td> 1,1677 </td><td> 1,4145 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 24.8 </td><td> 1.0 </td><td> 300.0 </td><td> 0.0 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 21.8 </td><td> 0.9 </td><td> 263,7 </td><td> 36.3 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="7"> Fattore di diluizione = peso corporeo del peso del mouse / corpo del grande topo </td><td></td></tr></tbody></table><table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Topo </td><td> Peso corporeo </td><td> Fattore di diluizione </td><td colspan="2"> Volume (ml) </td><td colspan="2"> Pompa Peso (g) </td><td> Rapporto Riempito </td></tr><tr><td> # </td><td> (g) </td><td></td><td> AngII </td><td> Salino </td><td> Vuoto </td><td> Pieno </td><td> (%) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 24.5 </td><td> 1.0 </td><td> 296,4 </td><td> 3.6 </td><td> 1,1443 </td><td> 1,3877 </td><td> 99 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 23.0 </td><td> 0.9 </td><td> 278.2 </td><td> 21.8 </td><td> 1,1677 </td><td> 1,4145 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 24.8 </td><td> 1.0 </td><td> 300.0 </td><td> 0.0 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 21.8 </td><td> 0.9 </td><td> 263,7 </td><td> 36.3 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr></tbody></table> Tabella 1: Calcolo per 28 giorni infusione tramite pompe osmotiche.

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Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice

Impianto sottocutaneo di pompe osmotiche fornisce un modo conveniente per la consegna prolungata e costante di composti. Questo approccio è stato ampiamente utilizzato per lo studio sia aneurismi dell&#39;aorta addominale e toracica nei topi.

Sottocutanea angiotensina II per infusione con osmotica pompe Induce aortica aneurismi nei topi

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals.  This article introduces a standard protocol used to induce aortic ...

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Medicine

37.0K Views.  University of Kentucky.  Impianto sottocutaneo di pompe osmotiche fornisce un modo conveniente per la consegna prolungata e costante di composti. Questo approccio è stato ampiamente utilizzato per lo studio sia aneurismi dell'aorta addominale e toracica nei topi. 

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Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. This is largely true, but there are a number of important principles that can reduce the difficulty of these procedures and enhance reproducibility. Orthotopic aortic transplantation is an excellent procedure in which to learn these principles because it involves only two end-to-end anastomoses, but requires good suturing technique and handling of the vessels for consistent success. This procedure begins with the procurement of a length of abdominal aorta from a donor animal, followed by division of the native aorta in the recipient. The procured aorta is then placed between the divided ends of the recipient aorta and sutured into place using end-to-end anastomoses. To accomplish this objective successfully requires a high degree of concentration, good tools, a steady hand, and an appreciation of how easily the vasculature of a mouse can be damaged, resulting in thrombosis. Learning these important principles is what occupies most of the beginner's time when learning microsurgery in small rodents. Throughout this protocol, we refer to these important points. This model can be used to study vascular disease in a variety of different experimental systems1-8. In the context shown here, it is most often used for the study of post-transplant vascular disease, a common long-term complication of solid organ transplantation in which intimal hyperplasia occurs within the allograft. The primary advantage of the model is that it facilitates quantitative morphometric analyses and the transplanted vessel lies contiguous to the endogenous vessel, which can serve as an additional control9. The technique shown here is most often used for mice weighing 18-25 grams. We have accumulated most of our experience using the C57BL/6J, BALB/cJ, and C3H/HeJ strains.

We describe a technique in which a section of the abdominal aorta from a mouse is transplanted orthotopically to just below the renal arteries in an allogeneic or syngeneic recipient. This technique can be useful in studies in which transplantation of large arteries of uniform size is deemed advantageous.

Aortica trapianto ortotopico in Mouse per lo studio della malattia vascolare

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. ...

Ricerca

Medicina

Generation of Subcutaneous and Intrahepatic Human Hepatocellular Carcinoma Xenografts in Immunodeficient Mice

In vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate the human disease provide a valuable platform for research into disease pathophysiology and for the preclinical evaluation of novel therapies. We present a variety of methods to generate subcutaneous or orthotopic human HCC xenografts in immunodeficient mice that could be utilized in a variety of research applications. With a focus on the use of primary tumor tissue from patients undergoing surgical resection as a starting point, we describe the preparation of cell suspensions or tumor fragments for xenografting. We describe specific techniques to xenograft these tissues i) subcutaneously; or ii) intrahepatically, either by direct implantation of tumor cells or fragments into the liver, or indirectly by injection of cells into the mouse spleen. We also describe the use of partial resection of the native mouse liver at the time of xenografting as a strategy to induce a state of active liver regeneration in the recipient mouse that may facilitate the intrahepatic engraftment of primary human tumor cells. The expected results of these techniques are illustrated. The protocols described have been validated using primary human HCC samples and xenografts, which typically perform less robustly than the well-established human HCC cell lines that are widely used and frequently cited in the literature. In comparison with cell lines, we discuss factors which may contribute to the relatively low chance of primary HCC engraftment in xenotransplantation models and comment on technical issues that may influence the kinetics of xenograft growth. We also suggest methods that should be applied to ensure that xenografts obtained accurately resemble parent HCC tissues.

Human tumor xenografts in immunodeficient mice are valuable tools to study cancer biology. Specific protocols to generate subcutaneous and intrahepatic xenografts from human hepatocellular carcinoma cells or tumor fragments are described. Liver regeneration induced by partial hepatectomy in recipient mice is presented as a strategy to facilitate intrahepatic engraftment.

Generazione di sottocutaneo e intraepatica umane carcinoma epatocellulare xenotrapianti in topi immunodeficienti

In  vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate  the human disease provide a valuable platform for research into disease  ...

Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

We present a protocol for measuring in vivo aortic stiffness in mice using high-resolution ultrasound imaging. Aortic diameter is measured by ultrasound and aortic blood pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is raised then lowered incrementally by intravenous infusion of vasoactive drugs phenylephrine and sodium nitroprusside. Aortic diameter is measured for each pressure step to characterize the pressure-diameter relationship of the ascending aorta. Stiffness indices derived from the pressure-diameter relationship can be calculated from the data collected. Calculation of arterial compliance is described in this protocol.
This technique can be used to investigate mechanisms underlying increased aortic stiffness associated with cardiovascular disease and aging. The technique produces a physiologically relevant measure of stiffness compared to ex vivo approaches because physiological influences on aortic stiffness are incorporated in the measurement. The primary limitation of this technique is the measurement error introduced from the movement of the aorta during the cardiac cycle. This motion can be compensated by adjusting the location of the probe with the aortic movement as well as making multiple measurements of the aortic pressure-diameter relationship and expanding the experimental group size.

Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

We describe a technique for measuring aortic stiffness from its pressure-diameter relationship in vivo in mice. Aortic diameter is recorded by ultrasound and aortic pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is changed incrementally and the resulting diameter is measured.

Misurare Crescente aortica Rigidità<em&gt; In Vivo</em&gt; In topi con ultrasuoni

We present a protocol for measuring in vivo aortic stiffness in mice using high-resolution ultrasound imaging. Aortic diameter is measured by ultrasound ...

Evaluation of Stem Cell Properties in Human Ovarian Carcinoma Cells Using Multi and Single Cell-based Spheres Assays

Years of research indicates that ovarian cancers harbor a heterogeneous mixture of cells including a subpopulation of so-called &#8220;cancer stem cells&#8221; (CSCs) responsible for tumor initiation, maintenance and relapse following conventional chemotherapies. Identification of ovarian CSCs is therefore an important goal. A commonly used method to assess CSC potential in vitro is the spheres assay in which cells are plated under non-adherent culture conditions in serum-free medium supplemented with growth factors and sphere formation is scored after a few days. Here, we review currently available protocols for human ovarian cancer spheres assays and perform a side-by-side analysis between commonly used multi cell-based assays and a more accurate system based on single cell plating. Our results indicate that both multi cell-based as well as single cell-based spheres assays can be used to investigate sphere formation in vitro. The more laborious and expensive single cell-based assays are more suitable for functional assessment of individual cells and lead to overall more accurate results while multi cell-based assays can be strongly influenced by the density of plated cells and require titration experiments upfront. Methylcellulose supplementation to multi cell-based assays can be effectively used to reduce mechanical artifacts.

In vitro spheres assays are commonly used to identify cancer stem cells. Here we compare single with multi cell-based spheres assays. The more laborious single cell-based assays or methylcellulose supplementation give more accurate results while multi cell-based assays performed in liquid medium can be highly influenced by cell density.

La valutazione delle proprietà sulle cellule staminali in cellule di carcinoma ovarico umano Utilizzo multi e single cell-based Spheres Assays

Years of research indicates that ovarian cancers harbor a heterogeneous mixture of cells including a subpopulation of so-called &#8220;cancer stem ...

Neurodegeneration in an Animal Model of Chronic Amyloid-beta Oligomer Infusion Is Counteracted by Antibody Treatment Infused with Osmotic Pumps

Decline in hippocampal-dependent explicit memory (memory for facts and events) is one of the earliest clinical symptom of Alzheimer&#39;s disease (AD). It is well established that synapse loss and ensuing neurodegeneration are the best predictors for memory impairments in AD. Latest studies have emphasized the neurotoxic role of soluble amyloid-beta oligomers (A&#946;o) that begin to accumulate in the human brain approximately 10 to 15 yr before the clinical symptoms become apparent. Many reports indicate that soluble A&#946;o correlate with memory deficits in AD models and humans. The A&#946;o-induced neurodegeneration observed in neuronal and brain slice cultures has been more challenging to reproduce in many animal models. The model of repeated A&#946;o infusions shown here overcome this issue and allow addressing two key domains for developing new disease modifying therapies: identify biological markers to diagnose early AD, and determine the molecular mechanisms underpinning A&#946;o-induced memory deficits at the onset of AD. Since soluble A&#946;o aggregate relatively fast into insoluble A&#946; fibrils that correlate poorly with the clinical state of patients, soluble A&#946;o are prepared freshly and injected once per day during six days to produce marked cell death in the hippocampus. We used cannula specially design for simultaneous infusions of A&#946;o and continuous infusion of A&#946;o antibody (6E10) in the hippocampus using osmotic pumps. This innovative in vivo method can now be used in preclinical studies to validate the efficiency of new AD therapies that might prevent the deposition and neurotoxicity of A&#946;o in pre-dementia patients.

To study the effects of A&#946;o in vivo, we developed a model based on repeated hippocampal infusions of soluble A&#946;o coupled with continuous infusion of A&#946;o antibody (6E10) in the hippocampus using osmotic pumps to counteract the neurotoxic effect of A&#946;o.

Neurodegenerazione in un modello animale di cronica amiloide-beta Oligomer infusione viene neutralizzata da anticorpi trattamento infuso con pompe osmotiche

Decline in hippocampal-dependent explicit memory (memory for facts and events) is one of the earliest clinical symptom of Alzheimer&#39;s disease (AD). It ...

Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard open-chest transverse aortic constriction (TAC). Although transverse aortic constriction is a highly functional method for the induction of high pressure in the left ventricle, it is a more difficult and lengthy procedure due to its use of artificial ventilation with tracheal intubation. TAC is oftentimes also less survivable, as the newer method, MTAC, neither requires the cutting of the ribs and intercostal muscles nor tracheal intubation with a ventilation setup. In MTAC, as opposed to a thoracotomy to access to the chest cavity, the aortic arch is reached through a midline incision in the anterior neck. The thyroid is pulled back to reveal the sternal notch. The sternum is subsequently cut down to the second rib level, and the aortic arch is reached simply by separating the connective tissues and thymus. From there, a suture can be wrapped around the arch and tied with a spacer, and then the sternal cut and skin can be closed. MTAC is a much faster and less invasive way to induce left ventricular hypertension and enables the possibility for high-throughput studies. The success of the constriction can be verified using high-frequency trans-thoracic echocardiography, particularly color Doppler and pulsed-wave Doppler, to determine the flow velocities of the aortic arch and left and right carotid arteries, the dimension of the blood vessels, and the left ventricular function and morphology. A successful constriction will also trigger significant histopathological changes, such as cardiac muscle cell hypertrophy with interstitial and perivascular fibrosis. Here, the procedure of MTAC is described, demonstrating how the resulting flow changes in the carotid arteries can be examined with echocardiography, gross morphology, and histopathological changes in the heart.

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) conserves the essentials of regular transverse aortic constriction (TAC) while eliminating the use of a ventilator with tracheal intubation. It proves to be a highly desirable method for high-throughput studies on left ventricular overload, particularly in translational studies.

Minimamente invasiva trasversale aortica costrizione nei topi

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard ...

Full-root Aortic Valve Replacement by Stentless Aortic Xenografts in Patients with Small Aortic Roots

In patients with small aortic roots who need an aortic valve replacement with biological valve substitutes, the implantation of the stented pericardial valve might not meet the functional needs. The implantation of a too-small stented pericardial valve, leading to an effective orifice area indexed to a body surface area less than 0.85 cm2/m2, is regarded as prosthesis-patient mismatch (PPM). A PPM negatively affects the regression of left ventricular hypertrophy and thus the normalization of left ventricular function and the alleviation of symptoms. Persistent left ventricular hypertrophy is associated with an increased risk of arrhythmias and sudden cardiac death. In the case of predictable PPM, there are three options: 1) accept the PPM resulting from the implantation of a stented pericardial valve when comorbidities of the patient forbid the more technically demanding operative technique of implanting a larger prosthesis, 2) enlarge the aortic root to accommodate a larger stented valve substitute, or 3) implant a stentless biological valve or a homograft. Compared to classical aortic valve replacement with stented pericardial valves, the full-root implantation of stentless aortic xenografts offers the possibility of implanting a 3-4 mm larger valve in a given patient, thus allowing significant reduction in transvalvular gradients. However, a number of cardiac surgeons are reluctant to transform a classical aortic valve replacement with stented pericardial valves into the more technically challenging full-root implantation of stentless aortic xenografts. Given the potential hemodynamic advantages of stentless aortic xenografts, we have adopted full-root implantation to avoid PPM in patients with small aortic roots necessitating an aortic valve replacement. Here, we describe in detail a technique for the full-root implantation of stentless aortic xenografts, with emphasis on the management of the proximal suture line and coronary anastomoses. Limitations of this technique and alternative options are discussed.

Full-root aortic valve replacement by stentless aortic xenograft is a viable option in patients with small aortic roots. We describe, a technique for the full-root implantation of stentless aortic xenografts, with emphasis on the management of the proximal suture line and coronary anastomoses, and discuss its limitations and alternative options.

Sostituzione della valvola aortica a radice completa da Xenografts aortica senza stentless nei pazienti con radici piccole aortiche

In patients with small aortic roots who need an aortic valve replacement with biological valve substitutes, the implantation of the stented pericardial ...

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

Un modello chiuso-cassa per indurre costrizione trasversale aortica in topi

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

Improved Registration of 3D CT Angiography with X-ray Fluoroscopy for Image Fusion During Transcatheter Aortic Valve Implantation

The fusion of 3D anatomical models derived from high-fidelity pre-interventional computed tomography angiography (CTA), and x-ray (XR) fluoroscopy to facilitate anatomical guidance is of huge interest for complex cardiac interventions like TAVI procedures with cerebral protection. Co-registration of CTA and XR has been introduced either based on additional intraoperative non-/contrast-enhanced cone-beam computed tomography (CBCT) or two separate aortograms. With the related increase of radiation exposure and/or contrast agent (CA) dose, a potential additional risk for the patient is introduced. Here, we propose a modified co-registration approach making use of arteriograms of the iliofemoral arteries, routinely performed during the femoral puncture and sheath introduction. On-the-fly refinement of the co-registration during the on-going procedure enables accurate co-registration without any additional angiograms, thus reducing CA, XR dose and procedure time, while simultaneously improving operator confidence and procedure safety.

The aim of this study was to improve the co-registration for image fusion (IF) of pre-interventional CT data with real-time x-ray (XR) fluoroscopy during transfemoral transcatheter aortic valve implantation (TAVI).

Registrazione di angiografia di 3D CT con radioscopia dei raggi x è migliorato per la fusione di immagine durante l'impianto transcatetere della valvola aortica

The fusion of 3D anatomical models derived from high-fidelity pre-interventional computed tomography angiography (CTA), and x-ray (XR) fluoroscopy to ...

Electrocardiogram Recordings in Anesthetized Mice using Lead II

The electrocardiogram is a valuable tool for evaluating the cardiac conduction system. Animal research has helped generate novel genetic and pharmacological information regarding the electrocardiogram. However, making electrocardiogram measurements in small animals in vivo, such as mice, has been challenging. To this end, we used an electrocardiogram recording method in anesthetized mice with many advantages: it is a technically simple procedure, is inexpensive, has short measuring time, and is affordable, even in young mice. Despite the limitations with using anesthesia, comparisons between control and experimental groups can be performed with enhanced sensitivity. We treated mice with agonists and antagonists of the autonomic nervous system to determine the validity of this protocol and compared our results with previous reports. Our ECG protocol detected increased heart rates and QTc intervals on treatment with atropine, decreased heart rates and QTc intervals after carbachol treatment, and higher heart rates and QTc intervals with isoprenaline but did not note any change in ECG parameters on administration of propranolol. These results are supported by previous reports, confirming the reliability of this ECG protocol. Thus, this method can be used as a screening approach to making ECG measurements that otherwise would not be attempted due to high cost and technical difficulties.

We present an ECG protocol that is technically easy, inexpensive, fast, and affordable in small mice, and can be performed with enhanced sensitivity. We suggest this method as a screening approach for studying pharmacological agents, genetic modifications, and disease models in mice.

Sottocutanea angiotensina II per infusione con osmotica pompe Induce aortica aneurismi nei topi

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