Les auteurs tiennent à remercier le personnel de l’animalerie de l’Université Queen’s pour son aide et sa collaboration. Les auteurs tiennent à remercier Austin Read, candidat à la maîtrise en sciences de TMED, pour son aide.
Cette étude a été financée en partie par les subventions des National Institutes of Health (NIH) des États-Unis NIH 1R01HL113003-01A1 (S.L.A.), NIH 2R01HL071115-06A1 (S.L.A.), de la Fondation canadienne pour l’innovation et de l’Unité cardiopulmonaire de l’Université Queen’s (QCPU) 229252 et 33012 (S.L.A.), Chaire de recherche du Canada de niveau 1 en dynamique mitochondriale et médecine translationnelle 950-229252 (S.L.A.), Subvention Fondation des Instituts de recherche en santé du Canada (IRSC) PND des IRSC 143261, la Fondation William J. Henderson (S.L.A.), la bourse d’études du Réseau vasculaire canadien (F.P.) et la bourse d’études de la famille Paroian de l’Association canadienne d’hypertension pulmonaire (F.P.)

Toutes les expériences ont été réalisées conformément aux lignes directrices en matière de biosécurité et d’éthique de l’Université Queen’s (ROMEO/TRAQ#6016826). Les procédures suivies ont été effectuées conformément aux directives de l’établissement. Il s’agit d’une procédure terminale. En raison du caractère invasif des cathétérismes droit et gauche, les animaux doivent être euthanasiés immédiatement après l’acquisition des données. L’euthanasie doit être pratiquée conformément aux lignes directrices de l’établissement en matière d’études animales.
1. Préparation et mise en place de l’expérience
<ol><li>Placez le cathéter dans une seringue de 10 mL avec une solution saline/héparine, à température ambiante 30 minutes avant de commencer l’expérience (Figure 1A).</li>
	<li>Après 30 minutes, calibrer le cathéter (p. ex., ligne de base et système d’acquisition) selon les recommandations du fabricant. Le système d’acquisition affiche les valeurs d’étalonnage hautes et basses qui sont utilisées pour calibrer le système d’acquisition avant de commencer une expérience. Affichez ces valeurs et assurez-vous qu’elles correspondent.<ol><li>Utilisez le bouton « Contrôle de l’équilibre de la pression », « Grossier +/- » ou « Fin +/- » pour régler la valeur de pression de base à zéro.</li>
		<li>Effectuez un étalonnage en deux points pour les signaux haut et bas.<ol><li>Sur la console de commande, appuyez sur « System Setting » dans le « Catheter Menu ».</li>
			<li>Appuyez sur « Envoyer le signal d’étalonnage » dans le « Menu des paramètres du système » pour envoyer le signal faible. Assurez-vous que la pression, le volume, la phase et l’amplitude sont respectivement de 0 mm Hg, 0 μL, 0° et 0 μs.</li>
			<li>Appuyez sur « Entrée » pour envoyer le signal élevé. Assurez-vous que la pression, le volume, la phase et l’amplitude sont respectivement de 100 mm Hg, 150 μL, 20° et 5 000 μs.</li>
			<li>Appuyez sur « Entrée » pour revenir au « Menu des paramètres système ».</li>
			<li>Appuyez sur « 6 » pour revenir au « Menu Cathéter ». Appuyez ensuite sur « Acquérir des données ».</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
	<li>Pliez une aiguille de 30 G à environ 90° (Figure 1B,C). Cette aiguille coudée servira à perforer les vaisseaux jugulaires et carotidiens.</li>
</ol>2. Anesthésie et contrôle de la température corporelle
<ol><li>Placez la souris (28 g, C57BL/6 dans ce protocole) dans une chambre d’anesthésie contenant du gaz anesthésique (c’est-à-dire de l’oxygène à 100 %, de l’isoflurane à 3 à 4 % pour l’induction).</li>
	<li>Lorsque l’animal est anesthésié, ne répondant pas au pincement de la patte ou de la queue, placez la souris en décubitus dorsal sur le coussin chauffant réglé à 37 °C.</li>
	<li>Connectez la souris au respirateur à l’aide d’un cône nasal fournissant un mélange de 100 % d’oxygène et de 2 % d’isoflurane. Pour calculer automatiquement les paramètres de ventilation recommandés, entrez le poids de l’animal dans le logiciel propriétaire du ventilateur à l’aide de l’écran tactile. Les calculs utilisent la formule suivante : Volume courant = 6,2 x masse animale1,01 (kg), Fréquence respiratoire = 53,5 x masse animale - 0,26 (kg).</li>
	<li>Activez la ligne d’anesthésie de la chambre d’anesthésie au cône nasal.</li>
	<li>Insérez la sonde de retour de température dans le rectum et la sonde du tampon entre le tapis et l’arrière de la souris, en réglant la température corporelle souhaitée entre 37 °C et 37,5 °C. Contrôlez la température de l’animal sur l’écran du moniteur (Figure 2A,B).</li>
	<li>Collez les pattes avant et une patte distale de la souris sur la couverture chauffante à l’aide de ruban chirurgical, en laissant une patte arrière libre pour surveiller la profondeur de l’anesthésie.</li>
</ol>3. Accès au site chirurgical
<ol><li>Effectuer une incision cervicale de la ligne médiane ventrale en forme de H de 2 cm du manubrium au niveau de l’os hyoïde.<ol><li>Réfléchissez la peau loin des muscles sous-jacents. Si nécessaire, ces muscles peuvent être excisés pour une meilleure visualisation.</li>
		<li>Déplacez doucement la glande sous-maxillaire sur le côté.</li>
		<li>Disséquer les tissus mous cervicaux et exposer le sterno-cléido-mastoïdien et le muscle sterno-hyoïdien avec des pinces en utilisant la méthode de dissection émoussée.</li>
		<li>Fendez le fascia au milieu, recouvrant le sternohyoïde apparié. Laissez le sternohyoïdien apparié se rétracter latéralement pour exposer la trachée. Veillez à ne pas endommager les artères carotides et les nerfs vagues, qui longent la trachée.</li>
	</ol></li>
	<li>Passez des pinces sous la trachée pour l’élever. Ensuite, passez une suture chirurgicale en soie 4.0 sous la trachée et faites un nœud potentiel au milieu de la suture, qui sera ensuite resserré pour fixer la sonde endotrachéale (Figure 3A).</li>
	<li>À l’aide de ciseaux, faites une petite incision entre les anneaux cartilagineux de la trachée sous le niveau du larynx. Insérez la sonde endotrachéale (Figure 3B).</li>
	<li>Connectez la canule de trachéotomie au respirateur et commencez la ventilation avec 100 % d’oxygène et 2 % d’isoflurane. Serrez le nœud autour de la trachée pour fixer la sonde endotrachéale et collez la tubulure du respirateur à la table opératoire. Assurez-vous que la trachée n’est pas obstruée ou affaissée (Figure 3C).</li>
</ol>4. Isolement de la jugulaire droite et de la carotide droite
<ol><li>Isolement de la carotide droite<ol><li>À l’aide d’une dissection contondante, déplacez le muscle sterno-hyoïdien latéralement pour exposer et isoler l’artère carotide droite.</li>
		<li>Isolez l’artère carotide du nerf vague par dissection contondante à l’aide d’une pince.</li>
		<li>Passer trois sutures chirurgicales (4.0) sous l’artère carotide, à l’exclusion du nerf vague.</li>
	</ol></li>
	<li>Isolement de la veine jugulaire droite<ol><li>Déplacez latéralement la glande sous-maxillaire et la glande parotide pour visualiser la veine jugulaire droite. Disséquez et exposez sans ménagement la veine jugulaire droite à l’aide d’une pince. Disséquez soigneusement la veine et retirez le fascia environnant.</li>
		<li>Passez la pince sous la veine jugulaire.</li>
		<li>Passez une suture chirurgicale sous la veine jugulaire, puis attachez-la sur le côté crânien de la veine. Appliquez une légère traction sur cette suture dans le sens de la tête à l’aide d’une pince hémostatique.</li>
		<li>Passez deux sutures supplémentaires sous la veine jugulaire. Tirez doucement la suture la plus distale dans le sens caudal à l’aide d’une pince hémostatique. Faites un nœud lâche et potentiel dans la suture du milieu.</li>
		<li>Mettez plusieurs gouttes de solution saline physiologique réchauffée sur le vaisseau à l’endroit de la veinotomie prévue.</li>
	</ol></li>
</ol>5. Interventions chirurgicales pour le cathétérisme ventriculaire droit et ventriculaire gauche
<ol><li>cathétérisme ventriculaire droit (figure 4 A-D).<ol><li>À l’aide du stéréomicroscope, identifiez la veine jugulaire.</li>
		<li>Appliquez doucement une traction supérieure sur la veine. Effectuez une veinotomie en insérant une aiguille courbée de 30 G entre la suture crânienne et la suture moyenne. Insérez l’aiguille à un angle de 140° par rapport à la veine pour vous assurer qu’elle entre de manière coaxiale.</li>
		<li>Une fois insérée, dilatez la veinotomie en déplaçant l’aiguille. Insérez l’embout du cathéter dans la veinotomie, sous l’aiguille. Ensuite, attachez délicatement la suture du milieu, en fixant le cathéter. REMARQUE : Faites très attention à ne pas attacher la suture trop serrée, car une force excessive peut endommager le cathéter.</li>
		<li>Relâchez la suture caudale et faites avancer le cathéter dans le ventricule droit, en détectant la forme d’onde de pression ventriculaire droite classique sur un moniteur continu.</li>
		<li>Stabiliser la pression ventriculaire droite. Assurez-vous du bon positionnement du cathéter dans le ventricule droit pour générer une boucle PV optimale.<ol><li>Stabilisez la magnitude, qui reflète le sang et le muscle, pour générer des boucles pression-amplitude (c’est-à-dire la pression de l’axe Y, la magnitude de l’axe X). Si nécessaire, faites pivoter doucement la tige du cathéter pour obtenir un placement optimal du cathéter le long de l’axe du ventricule droit. REMARQUE : La valeur de phase maximale, qui reflète le muscle, doit être inférieure à 7°.</li>
		</ol></li>
		<li>Lorsque le signal de la boucle pression-amplitude est optimal, appuyez sur la touche « Entrée » de la console pendant l’acquisition pour effectuer un balayage de la ligne de base. Assurez-vous que la fréquence cardiaque indiquée sur l’écran du moniteur en battements par minute (bpm) se situe dans une plage physiologique (c’est-à-dire 400 à 600 bpm).</li>
		<li>Générez les boucles PV. Remplacez « Magnitude » par « Volume » comme paramètre pour l’axe X et conservez la pression comme axe Y. Lorsque le signal des boucles PV est optimal, enregistrez pendant 30 s.</li>
		<li>Arrêtez l’enregistrement. Tirez le cathéter vers l’arrière et essuyez-le doucement avec de la gaze. Placez le cathéter dans une solution d’héparine et de chlorure de sodium et attachez la suture caudale pour arrêter le saignement de la veine jugulaire.</li>
	</ol></li>
	<li>cathétérisme ventriculaire gauche (figure 5 A à D).<ol><li>Élevez doucement la carotide droite, qui était auparavant isolée (5A) en glissant des pinces courbées sous l’artère.</li>
		<li>Attachez la suture précédente, obstruant ainsi l’artère. Ensuite, appliquez doucement la traction dirigée crânienne à l’aide d’une pince hémostatique.</li>
		<li>Tirez la suture la plus distale dans le sens caudal à l’aide d’une pince hémostatique. Faites un nœud potentiel lâche sur la suture du milieu.</li>
		<li>Mettez plusieurs gouttes de solution saline physiologique réchauffée sur le vaisseau à l’endroit de l’artériotomie prévue. Concentrez-vous sur la section crânienne, entre la suture caudale et la suture moyenne, à l’aide du microscope stéréotaxique.</li>
		<li>Appliquez doucement une traction supérieure sur l’artère. Réaliser une artériotomie, en insérant une aiguille courbée de 30 G entre la suture crânienne et la suture moyenne. Insérez l’aiguille à 140° par rapport à l’artère pour vous assurer qu’elle entre de manière coaxiale.</li>
		<li>Insérez l’extrémité du cathéter dans l’artériotomie, puis serrez la suture du milieu pour fixer le cathéter. Simultanément, relâchez la suture distale et avancez le cathéter dans l’aorte pour commencer l’enregistrement. Assurez-vous que le canal de pression présente une trace typique de l’aorte.</li>
		<li>Avancez le cathéter rétrograde à travers la valve aortique dans le ventricule gauche. L’entrée dans le ventricule gauche sera évidente par la chute soudaine et marquée de la pression diastolique de l’aorte.</li>
		<li>Stabiliser la pression ventriculaire gauche. Assurez-vous du bon positionnement du cathéter dans le ventricule gauche pour générer une boucle PV optimale.<ol><li>Stabilisez la magnitude, qui reflète le sang et le muscle, pour générer des boucles pression-amplitude (c’est-à-dire la pression de l’axe Y, la magnitude de l’axe X). Si nécessaire, faites pivoter doucement la tige du cathéter pour obtenir un placement optimal du cathéter le long de l’axe du ventricule gauche. REMARQUE : La valeur de phase maximale, qui reflète le muscle, doit être inférieure à 7°.</li>
		</ol></li>
		<li>Arrêtez l’enregistrement. Retirez le cathéter et mettez-le dans une solution d’héparine et de chlorure de sodium. Attachez ensuite la suture caudale.</li>
		<li>Nettoyez le cathéter avec un détergent enzymatique (p. ex., endozime). REMARQUE : Après la chirurgie, euthanasiez l’animal conformément aux lignes directrices de l’établissement en matière d’études animales. </li>
	</ol></li>
</ol>6. Analyse des données
<ol><li>Effectuez l’analyse de la boucle photovoltaïque selon les recommandations établies.<ol><li>Sélectionnez la trace pression-volume optimale (idéalement un enregistrement complet et stable de 30 s). Sur le logiciel, cliquez sur « Avancé », cliquez sur « Boucles », puis cliquez sur « Calcul hors ligne ».</li>
		<li>Sélectionnez le volume comme canal de volume et la pression comme canal de pression.</li>
		<li>Pour des résultats cohérents, un minimum de 20 boucles est nécessaire.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
	<li>Nowbar, A. N., Howard, J. P., Finegold, J. A., Asaria, P., Francis, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=2014+Global+geographic+analysis+of+mortality+from+ischaemic+heart+disease+by+country,+age+and+income:+Statistics+from+World+Health+Organisation+and+United+Nations.">2014 Global geographic analysis of mortality from ischaemic heart disease by country, age and income: Statistics from World Health Organisation and United Nations.</a> International Journal of Cardiology. 174 (2), 293-298 (2014).</li><li>Nowbar, A. N., Gitto, M., Howard, J. P., Francis, D. P., Al-Lamee, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mortality+From+Ischemic+Heart+Disease.">Mortality From Ischemic Heart Disease.</a> Circulation. 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L’évaluation de la fonction cardiaque est une étape cruciale pour la recherche préclinique cardiovasculaire et pulmonaire-vasculaire. Dans ce travail, nous avons proposé un protocole d’évaluation biventriculaire de la fonction cardiaque chez la souris. Grâce à cette approche, il est possible de générer les boucles PV du ventricule droit et du ventricule gauche dans la même souris. Cette approche fournit une évaluation robuste et complète de la fonction cardiaque, permettant de mesurer la fonction systolique et diastolique, ainsi que le volume d’AVC et le débit cardiaque. Contrairement à l’approche thoracique ouverte classiquement utilisée pour le cathétérisme chez les rongeurs, cette technique thoracique fermée permet d’obtenir une physiologie plus stable et des données plus pertinentes sur le plan physiologique. Bien qu’elle soit techniquement plus difficile et dépendante des compétences de l’opérateur pour positionner avec succès le cathéter dans les ventricules droit et gauche, l’approche thoracique fermée limite les traumatismes et les hémorragies associés à la chirurgie thoracique ouverte et réduit les changements de pression drastiques associés à l’exposition des poumons à la pression atmosphérique. L’approche thoracique fermée imite également mieux la procédure de cathétérisme cardiaque pratiquée chez les patients, ce qui renforce la pertinence de l’utilisation de cette technique dans la recherche préclinique.
L’intervention chirurgicale est l’étape critique du protocole. Même lors de l’utilisation d’un microscope chirurgical pour l’insertion d’un cathéter dans la veine jugulaire ou l’artère carotide, ce qui est recommandé, cette procédure nécessite de la pratique et des compétences techniques. Une dissection soigneuse des vaisseaux exempts du fascia environnant au moyen d’une dissection douce et contondante augmentera le succès de la canulation tout en minimisant le risque d’hémorragie. Pour minimiser la perte de sang, il est crucial de canuler la carotide par étapes séquentielles : 1) introduire l’extrémité du cathéter dans l’artère carotide ; 2) attachez doucement la suture autour de la partie de l’artère qui contient le cathéter ; 3) libérer la suture sécurisée, permettant le mouvement du cathéter tout en maintenant une légère traction vers le haut pour minimiser les saignements ; et 4) faire avancer le cathéter jusqu’à l’aorte. Le positionnement du cathéter dans le ventricule, tel que déterminé par la surveillance de la forme d’onde en temps réel, est la partie la plus difficile de ce protocole. Toutes les électrodes du cathéter doivent se trouver à l’intérieur de la cavité ventriculaire et aucune ne doit toucher la paroi. Tout mauvais positionnement du cathéter entraînera des boucles PV irrégulières et affectera négativement ou empêchera l’acquisition de données. Reconnaître la forme d’onde pression-volume caractéristique qui résulte de la présence de toutes les électrodes dans le ventricule permet d’être sûr d’une position appropriée du cathéter. Il est essentiel d’obtenir une forme d’onde de pression ventriculaire stable et des boucles pression-amplitude stables avant de passer au mode PV et à l’acquisition de volume. Une bonne connaissance de la physiologie et de l’anatomie cardiaques est essentielle au succès de cette procédure. La lecture en ligne des traces PV, de l’oreillette, de la zone de la valve tricuspide et du ventricule droit, montrera l’avancement du cathéter et aidera à obtenir un positionnement correct. Il est essentiel de connaître la fréquence cardiaque normale (400 à 600 bpm), ainsi que les formes d’onde et les pressions attendues (par exemple, pression systolique ventriculaire droite, 18 à 25 mm Hg, pression diastolique <5 mm Hg ; pression systolique ventriculaire gauche 60 à 120 mm Hg40, pression diastolique <8 mmHg) chez la souris pour permettre à l’opérateur d’évaluer la véracité des données observées.
La qualité et la reproductibilité des données dépendront de la rapidité de la procédure et de la perte de sang ou de l’hémorragie. La procédure de l’anesthésie à la fin de l’acquisition des données prend en moyenne ~30 à 40 minutes par souris. Le cathétérisme du cœur droit, de l’insertion du cathéter à l’acquisition des données, prend 5 à 10 minutes, le cathétérisme du cœur gauche, de l’insertion du cathéter à l’acquisition des données, prend encore 10 à 15 minutes. Les données de qualité de publication sont obtenues dans ~75% des cas. La séquence des étapes du cathétérisme cardiaque doit être maintenue constante entre les animaux. Dans cette procédure, les souris sont d’abord intubées, suivies du cathétérisme ventriculaire droit et enfin du cathétérisme ventriculaire gauche. La décision de procéder dans cet ordre est fondée sur la plus grande difficulté et le plus grand risque de saignement du cathétérisme cardiaque gauche par rapport au cathétérisme cardiaque. Un artefact d’enregistrement de bruit non spécifique de 50 Hz peut être observé. Ce bruit peut être diminué à l’aide d’un filtre FIR avec une coupure haute à 50 Hz et une coupure basse de 0 sur le logiciel. Pour le canal de volume, créez un nouveau filtre de canal/filtre/FIR. Un filtre coupe-bande de 50 Hz peut également être appliqué lors de l’acquisition des données afin d’éliminer le bruit du réseau et d’éliminer toute interférence radiofréquence.
Plus le cathétérisme est rapide, meilleure est la qualité des données. Sur la base de l’expérience précédente, il est recommandé d’acquérir les données dans les 15 minutes. L’augmentation du temps de cathétérisme augmente le stress physiologique sur l’animal et augmente le risque d’arythmie due à la présence du cathéter dans la cavité. Ces forces peuvent réduire le volume de la course et nuire à la reproductibilité et à l’interprétabilité des formes d’onde. De plus, l’extrémité du cathéter est pointue et peut endommager ou perforer le ventricule. Ceci est particulièrement important pour le ventricule droit, qui est ~ 1/3 de l’épaisseur du ventricule gauche.
La trachéotomie invasive et la ventilation mécanique à pression positive permettent une respiration stable et contrôlée des souris et diminuent la variabilité de l’acquisition des boucles PV. Cependant, la pression expiratoire positive (PEEP) contraste nettement avec la ventilation normale, qui est un phénomène de pression négative. Ensemble, la ventilation à pression positive et la PEEP abaissent le débit cardiaque et réduisent la pression cardiaque droite. Ainsi, bien qu’elle soit nécessaire à l’acquisition de données stables, la ventilation mécanique ainsi que les effets cardiodépressifs de l’anesthésie affecteront les boucles PV et devraient être considérés comme une limitation. L’arrêt transitoire de la ventilation mécanique pendant le bref enregistrement des boucles PV est utilisé pour éliminer cette source potentielle d’artefacts. Notez que l’efficacité de la ventilation peut être confirmée par la surveillance capnographie du dioxyde de carbone.
Les compétences techniques requises pour l’approche thoracique fermée peuvent être une limite de cette technique. De même, il est difficile d’obtenir un positionnement correct et stable du cathéter dans le ventricule. Les chances de succès augmentent avec l’expérience de l’opérateur et avec la taille et le poids des souris. Le cathétérisme des souris de moins de 20 g est extrêmement difficile. La géométrie unique de la chambre du ventricule droit peut affecter la mesure du volume et doit être prise en compte. L’anesthésique utilisé, la fréquence cardiaque, la température et la tension animale peuvent affecter les paramètres hémodynamiques et doivent être soigneusement signalés et surveillés.
En conclusion, dans ce protocole, le cathétérisme ventriculaire droit et le cathétérisme ventriculaire gauche sont effectués chez la même souris. Selon les objectifs spécifiques d’un scientifique, le cathétérisme ventriculaire gauche ou droit peut être effectué indépendamment, en utilisant la partie appropriée de la procédure biventriculaire. Cependant, l’approche présentée est optimale pour une évaluation complète de la fonction cardiaque.

Selon l’Organisation mondiale de la santé (OMS), les maladies cardiaques sont la principale cause de décès chez les hommes et les femmes dans le monde 1,2,3. De nombreuses études se concentrent sur le diagnostic et l’amélioration de l’altération de la fonction cardiaque4. Pour ces applications, une évaluation de haute qualité et reproductible de la fonction cardiaque est essentielle. Des données de cathéter haute fidélité et reproductibles sont nécessaires pour évaluer les réponses étiologiques et thérapeutiques. Par exemple, l’évaluation de la fonction cardiaque est essentielle pour évaluer l’efficacité des médicaments et autres traitements dans les modèles précliniques d’infarctus du myocarde5. Alors que de nombreuses études cardiovasculaires se concentrent sur la fonction ventriculaire gauche, la fonction ventriculaire droite est également un déterminant essentiel de la capacité fonctionnelle et du pronostic chez les patients atteints d’une maladie pulmonaire et vasculaire 6,7. Chez les patients atteints d’insuffisance cardiaque avancée, des pressions de remplissage élevées et persistantes du côté droit et du côté gauche sont prédictives du risque combiné de décès, d’hospitalisation cardiovasculaire et de transplantation cardiaque8. Dans la maladie combinée de l’aorte et de la valve mitrale, la fonction myocardique préopératoire (reflétée par des paramètres tels que l’indice cardiaque et la fraction d’éjection ventriculaire gauche) est le principal prédicteur de la survie à long terme9. La fonction ventriculaire droite est le principal prédicteur de la morbidité et de la mortalité dans l’hypertension artérielle pulmonaire10,11. Ainsi, l’évaluation de la fonction ventriculaire droite est une composante nécessaire d’une étude préclinique complète utilisant des modèles d’hypertension artérielle pulmonaire12,13,14.
Les fonctions ventriculaires gauche et droite sont souvent étudiées indépendamment. Cependant, comme les fonctions des ventricules gauche et droit sont intimement liées, il est idéal d’obtenir une évaluation biventriculaire de la fonction systolique et diastolique à partir d’un seul test15. Par exemple, le ventricule droit partage des fibres obliques dans le septum interventriculaire avec le ventricule gauche, qui constitue l’un des liens mécaniques entre la fonction contractile ventriculaire gauche et droit16,17. Ce phénomène, connu sous le nom d’interaction ventriculaire systolique, permet à la contraction ventriculaire gauche d’augmenter la contraction ventriculaire droite. Les interactions ventriculaires pendant la diastole sont également importantes. Au cours de la diastole, le volume d’un ventricule influence le volume du ventricule opposé et modifie ainsi la compliance diastolique et la précharge18,19. Dans des conditions pathologiques, une diminution de la fonction d’un ventricule ou une altération de la charge volumique peut altérer directement ou indirectement la fonction de l’autre ventricule20. En conséquence de l’interaction ventriculaire systolique, une diminution globale de la fonction ventriculaire gauche peut réduire les performances contractiles du ventricule droit15. Chez les patients présentant une insuffisance cardiaque due à une fonction systolique ventriculaire gauche et à une augmentation de la pression diastolique terminale, la pression artérielle pulmonaire est élevée, ce qui augmente indirectement la postcharge du ventricule droit21,22. À l’inverse, l’augmentation de la pression ventriculaire droite et la surcharge volumique dans l’hypertension pulmonaire sévère exercent une compression mécanique sur le cœur gauche. Cet aplatissement en forme de D du ventricule gauche, causé par un déplacement vers la gauche du septum interventriculaire, réduit les volumes du ventricule gauche et altère la fonction systolique et diastolique 23,24,25,26,27. Ainsi, l’évaluation des ventricules gauche et droit est essentielle pour évaluer la fonction cardiaque globale dans les modèles précliniques de maladies humaines.
La fonction cardiaque peut également être évaluée par échocardiographie non invasive, imagerie par résonance magnétique (IRM) et cathétérisme invasif28,29,30. L’échocardiographie est la modalité d’imagerie la plus couramment utilisée dans la recherche cardiovasculaire car elle est relativement peu coûteuse et accessible31. Cependant, l’échocardiographie présente plusieurs limites techniques, notamment la mesure indirecte de la pression de remplissage et la capacité limitée de quantifier la fonction diastolique. De plus, la qualité des données obtenues par échocardiographie dépend fortement de l’opérateur. L’IRM cardiaque est un ajout relativement nouveau à l’arsenal d’imagerie préclinique qui présente un grand potentiel pour l’évaluation quantitative de la fonction biventriculaire. La quantification par IRM cardiaque est précise, car elle ne fait pas d’hypothèses géométriques sur la forme ventriculaire, contrairement à l’échocardiographie32. Cependant, la plateforme d’imagerie IRM est coûteuse et rarement disponible. De plus, le traitement des données IRM nécessite l’assistance qualifiée d’un physicien ou d’un scientifique équivalent, ce qui fait défaut dans de nombreux laboratoires précliniques33. De même, l’utilisation de la microtomodensitométrie (MicroCT) dans les études précliniques fournit des données anatomiques quantitatives tridimensionnelles (3D) à haute résolution qui peuvent être obtenues de manière non invasive, ce qui permet des études longitudinales34. Cependant, l’imagerie MicroCT nécessite l’injection d’agents de contraste, qui sont souvent coûteux. La plate-forme d’imagerie MicroCT, comme l’IRM, est également coûteuse et nécessite également un technicien qualifié.
En revanche, le cathétérisme est une technique invasive qui consiste en l’introduction d’un cathéter dans le ventricule droit et/ou gauche pour mesurer la pression et/ou le volume. Les outils nécessaires pour effectuer un cathétérisme cardiaque ne sont pas aussi coûteux que l’échocardiographie, la tomodensitométrie ou l’IRM. Des compétences techniques substantielles pour le cathétérisme et l’anesthésie des petits animaux sont toutefois requises. Le cathétérisme permet des évaluations directes et précises de la fonction cardiaque28. Dans ce protocole, un cathéter PV d’admission est utilisé pour évaluer la fonction cardiaque. Cette technologie, basée sur les propriétés distinctes de conductance électrique du sang et du muscle cardiaque, permet l’enregistrement simultané de la pression et du volume dans la cavité cardiaque et la génération de boucles PV en temps réel 5,35. En bref, le cathéter est composé à la fois d’électrodes d’excitation et d’électrodes d’enregistrement. Les électrodes d’excitation génèrent un champ électrique à l’intérieur du ventricule droit ou gauche. L’électrode d’enregistrement interne mesure le changement de tension, qui est proportionnel à un changement de résistance. La dérivation du volume ventriculaire est basée sur la loi d’Ohm (tension = courant x résistance) à partir de laquelle la conductance (c’est-à-dire l’inverse de la résistance) est calculée. Dans ce contexte, la valeur de conductance mesurée est une combinaison de la conductance sanguine et de la conductance musculaire. Dans le champ électrique, le sang est purement résistif tandis que le muscle a des propriétés à la fois capacitives et résistives. La propriété capacitive du muscle provoque un retard dans le temps du signal mesuré. Le suivi de ce délai, connu sous le nom d’angle de « phase », signale l’intrusion des tissus cardiaques dans le champ lorsque le cœur se contracte. Cette mesure est la plus élevée à la systole et la plus basse à la diastole. Cette propriété permet la séparation de la composante musculaire de la conductance de celle du sang et permet une approximation étroite des volumes systolique et diastolique absolus. Les boucles pression-volume fournissent une gamme de paramètres hémodynamiques qui ne sont pas facilement mesurables par d’autres méthodes, telles que le simple cathétérisme rétrograde à l’aide de cathéters remplis de liquide pour mesurer les pressions cardiaques. Les boucles pression-volume mesurent les pressions ventriculaires mais fournissent également des données sur la contractilité, l’élasticité, la puissance, l’énergie et l’efficacité. De plus, les boucles photovoltaïques fournissent des mesures quantitatives robustes36. Ainsi, l’évaluation de la fonction cardiaque par des boucles PV générées par cathétérisme s’est imposée comme l’étalon-or de la recherche préclinique37. De plus, les techniques précliniques sont pertinentes pour les maladies humaines où le cathétérisme cardiaque, bien qu’avec des cathéters remplis de liquide, est courant. Cependant, le cathétérisme cardiaque chez les rongeurs nécessite une anesthésie impeccable et une excellente technique pour prévenir les pertes de sang excessives, l’hypoventilation ou les changements de température corporelle.
Chez les patients humains, le cathétérisme cardiaque est réalisé en configuration thoracique fermée et l’accès vasculaire est réalisé par la veine jugulaire ou sous-clavière pour le ventricule droit et l’artère radiale ou fémorale pour le ventricule gauche. En raison de la petite taille des souris, l’approche thoracique fermée est souvent difficile. Ainsi, les études menées chez la souris adoptent généralement une approche de poitrine ouverte. Cette technique consiste à ouvrir le thorax, exposant ainsi le cœur, et facilitant l’insertion du cathéter par ponction de l’apex ventriculaire gauche et/ou droit38. Bien que cette approche soit techniquement moins difficile et assez reproductible, ses principales limites comprennent l’hémorragie et d’autres complications de l’insertion apicale de cathéters, ainsi qu’une baisse marquée de la pression intracardiaque résultant de l’ouverture de la cavité thoracique à la pression atmosphérique. L’ouverture du thorax chez un rongeur ventilé induit une diminution de 5 à 10 mm Hg de la pression systolique ventriculaire gauche et une diminution de 2 à 5 mm Hg de la pression ventriculaire droite39. Par conséquent, une approche thoracique fermée qui est moins traumatisante pour le cœur et qui donne des mesures plus pertinentes sur le plan physiologique qui sont plus facilement transposables à l’évaluation clinique de la fonction cardiaque a été développée.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:664px;" width="663">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:215px;">ADVantage Pressure-Volume System (ADV500)</td>
			<td style="width:121px;">Transonic</td>
			<td style="width:161px;">FY097B</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Endozime AW triple plus</td>
			<td style="width:121px;">Ruhof</td>
			<td style="width:161px;">34521</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Fiber optic dual Gooseneck</td>
			<td style="width:121px;">Volpi Intralux</td>
			<td style="width:161px;"># 6000-1</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Forceps</td>
			<td style="width:121px;">F.S.T</td>
			<td style="width:161px;">11052-10</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Forceps</td>
			<td style="width:121px;">F.S.T</td>
			<td style="width:161px;">11251-20</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Gauze sponges</td>
			<td style="width:121px;">Dermacea</td>
			<td style="width:161px;">441400</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Hemostatic clamp</td>
			<td style="width:121px;">F.S.T</td>
			<td style="width:161px;">13003-10</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Hemostatic clamp</td>
			<td style="width:121px;">F.S.T</td>
			<td style="width:161px;">13018-14</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Heparin sodium</td>
			<td style="width:121px;">Sandoz</td>
			<td style="width:161px;">023-3086</td>
			<td style="width:167px;">100 U/L</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:215px;">High-fidelity admittance catheter</td>
			<td style="width:121px;">Scisence; Transonic</td>
			<td style="width:161px;">FTH-1212B-3518</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Isofluorane</td>
			<td style="width:121px;">Baxter</td>
			<td style="width:161px;">CA2L9108</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">labScribe v4 software</td>
			<td style="width:121px;">iworx</td>
			<td style="width:161px;">LS-30PVL</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Needle (30 gauge)</td>
			<td style="width:121px;">BD</td>
			<td style="width:161px;">305106</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">sodium chloride injection</td>
			<td style="width:121px;">Baxter</td>
			<td style="width:161px;">JB1309M</td>
			<td style="width:167px;">0.9%(wt/vol)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Stereo microscope</td>
			<td style="width:121px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:161px;">OF-48920-10</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Surgical suture</td>
			<td style="width:121px;">SERAFLEX</td>
			<td style="width:161px;">ID158000</td>
			<td style="width:167px;">black braided silk, 4.0</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Surgical tape</td>
			<td style="width:121px;">3M, Transpore</td>
			<td style="width:161px;">SN770</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:215px;">Tabletop Single Animal Anesthesia Systems</td>
			<td style="width:121px;">Harvard apparatus</td>
			<td style="width:161px;">72-6468</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:215px;">Tracheotomy canula 1.45 mm diameter</td>
			<td style="width:121px;">Harvard apparatus</td>
			<td style="width:161px;">72-1410</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:215px;">Ventilator, far infrared warming pad for mice and rats PhysioSuite</td>
			<td style="width:121px;">Kent scientific corporation</td>
			<td style="width:161px;"># PS-02</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

biventricular assessment of cardiac function and pressure-volume loops by closed-chest catheterization in mice

L’évaluation de la fonction cardiaque est essentielle pour mener des recherches précliniques cardiovasculaires et pulmonaires-vasculaires. Les boucles pression-volume (boucles PV) générées par l’enregistrement de la pression et du volume pendant le cathétérisme cardiaque sont essentielles lors de l’évaluation de la fonction cardiaque systolique et diastolique. Les fonctions cardiaques gauche et droite sont étroitement liées, ce qui se reflète dans l’interdépendance ventriculaire. Ainsi, l’enregistrement de la fonction biventriculaire chez le même animal est important pour obtenir une évaluation complète de la fonction cardiaque. Dans ce protocole, une approche thoracique fermée du cathétérisme cardiaque cohérente avec la façon dont le cathétérisme est effectué chez les patients est adoptée chez la souris. Bien que difficile, la stratégie de la poitrine fermée est une approche plus physiologique, car l’ouverture de la poitrine entraîne des changements majeurs dans la précharge et la postcharge qui créent des artefacts, notamment une chute de la pression artérielle systémique. Bien que l’échocardiographie à haute résolution soit utilisée pour évaluer les rongeurs, le cathétérisme cardiaque est inestimable, en particulier lors de l’évaluation des pressions diastoliques dans les deux ventricules.
Il s’agit d’une procédure permettant d’effectuer des boucles de pression-volume (PV) ventriculaires gauche et droite invasives, fermées et fermées chez le même animal. Les boucles PV sont acquises à l’aide d’une technologie d’admission avec un cathéter pression-volume de souris et une acquisition du système pression-volume. La procédure est décrite, en commençant par la dissection du cou, qui est nécessaire pour accéder à la veine jugulaire droite et à l’artère carotide droite, à l’insertion et au positionnement du cathéter, et enfin à l’acquisition des données. Ensuite, les critères requis pour assurer l’acquisition de boucles photovoltaïques de haute qualité sont discutés. Enfin, l’analyse des boucles PV ventriculaires gauche et droite et les différents paramètres hémodynamiques disponibles pour quantifier la fonction ventriculaire systolique et diastolique sont brièvement décrits.

Le cathéter a été placé dans une seringue de 10 mL contenant une solution de solution saline héparinée à température ambiante 30 minutes avant le cathétérisme (figure 1A). Une aiguille de 30 G a été pliée à ~90° (Figure 1B, C) et une canule de trachéotomie de 1,45 mm de diamètre a été préparée (Figure 1C).
Le maintien de la température corporelle physiologique est essentiel. La souris a été scotchée et reliée au respirateur par un cône nasal. La sonde de rétroaction a été placée entre le pad et l’arrière de la souris. Une sonde rectale a été insérée pour surveiller la température corporelle de l’animal (figure 2A). La température corporelle (37,1 °C) et la température de la coussinette (40,7 °C) ont été surveillées (figure 2B).
Des photographies des étapes critiques de la procédure d’intubation sont présentées à la figure 3A à C. Une intubation réussie et sans obstruction a permis d’obtenir une fréquence respiratoire régulière avec une pression de pointe stable (figure 2B).
Des images des étapes critiques du cathétérisme cardiaque droit, de l’isolement de la veine jugulaire (figure 4A à C) à l’insertion du cathéter dans la veine jugulaire, sont présentées à la figure 4D. La figure 5 montre les étapes critiques du cathétérisme cardiaque gauche, y compris l’isolement de l’artère carotide droite (Figure 5 A, B) et l’insertion du cathéter (Figure 5 C, D)
Le cathéter a été introduit dans la veine jugulaire et a avancé dans le ventricule droit. Ensuite, la pression ventriculaire droite a été stabilisée et le positionnement correct a été vérifié. Toutes les électrodes du cathéter (longueur d’axe de 6 mm de long) devaient se trouver à l’intérieur des cavités du ventricule droit et ne pas être en contact avec les parois du ventricule. Le positionnement optimal du cathéter, tel qu’il est schématiquement représenté à la figure 6A , a généré des boucles PV optimales (c.-à-d. triangulaires, régulières). Un mauvais positionnement tel qu’il est schématiquement représenté à la figure 6B (c.-à-d. le contact avec la paroi ventriculaire) entraînera des boucles PV défectueuses (c.-à-d. des boucles effondrées et irrégulières).
Le cathéter a été introduit dans la carotide, a avancé dans l’aorte, puis a progressé rétrograde à travers la valve aortique dans le ventricule gauche. La pression ventriculaire gauche a été stabilisée et le positionnement droit a été vérifié. Toutes les électrodes du cathéter (longueur d’axe de 6 mm de long) doivent se trouver à l’intérieur des cavités du ventricule gauche et ne pas être en contact avec les parois du ventricule. Le positionnement optimal du cathéter, tel qu’il est schématiquement représenté à la figure 6C , a généré des boucles PV optimales (c.-à-d. rectangulaires, régulières). Un mauvais positionnement tel qu’il est schématiquement représenté à la figure 6D (c.-à-d. le contact avec la paroi ventriculaire) a donné lieu à des boucles PV défectueuses (c.-à-d. des boucles effondrées, non rectangulaires et irrégulières).
L’hémodynamique représentative générée par les boucles PV gauche et droite a montré une fréquence cardiaque de 410 bpm, un débit cardiaque de 9 107 μL/min et un volume d’éjection de 24,5 μL. Les paramètres spécifiques du ventricule droit ont montré une pression systolique ventriculaire droite de 21,9 mm Hg, une pression diastolique de l’extrémité ventriculaire droite de 1,049 mm Hg, une fraction d’éjection de 56,1 %, dp/dt max de 1 469 mm Hg/s, dp/dt max de -1 504 mm Hg/s, volume diastolique final de 38,4 μL, travail de course de 0,068 mJ, surface pression-volume de 0,089 mJ, élastance artérielle pulmonaire (Ea) de 0,83 mm Hg/μL et facteur Tau de 12,8 ms. Les paramètres spécifiques du ventricule gauche ont montré une pression systolique ventriculaire gauche de 77,1 mm Hg, une pression diastolique de l’extrémité ventriculaire gauche de 2,33 mm Hg, une fraction d’éjection de 59,1 %, un dp/dt max de 4 695 mm Hg/s, un dp/dt max de -3 553 mm Hg/s, un volume diastolique final de 36,9 μL, un travail de course de 0,14 mJ, une surface pression-volume de 0,22 mJ, élastance artérielle (Ea) de 5,37 mm Hg/μL et facteur Tau de 15,1 ms (tableau 1).
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td>Paramètres hémodynamiques</td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>RH (BPM)</td>
			<td>410,6 ± 23,3</td>
		</tr><tr><td>CO (μL/min)</td>
			<td>9107 ± 1016</td>
		</tr><tr><td>SV (μL)</td>
			<td>24,5 ± 2,3</td>
		</tr><tr><td>Fonction RV</td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>RVSP (mmHg)</td>
			<td>21,9 ± 2,15</td>
		</tr><tr><td>RVEDP (mmHg)</td>
			<td>1,042 ± 0,12</td>
		</tr><tr><td>FE (%)</td>
			<td>56,1 ± 4,4</td>
		</tr><tr><td>dP/dt max (mmHg/s)</td>
			<td>1469 ± 170</td>
		</tr><tr><td>dP/dt max (- mmHg/s)</td>
			<td>1504 ± 215</td>
		</tr><tr><td>EDV (μL)</td>
			<td>38,4 ± 3,7</td>
		</tr><tr><td>SW (mJoules)</td>
			<td>0,068 ± 0,008</td>
		</tr><tr><td>PVA (mJoules)</td>
			<td>0,084 ± 0,009</td>
		</tr><tr><td>Ea (mmHg/μL)</td>
			<td>0,83 ± 0,09</td>
		</tr><tr><td>Facteur Tau (ms)</td>
			<td>12,8 ± 0,8</td>
		</tr><tr><td>Fonction BT</td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>LVSP (mmHg)</td>
			<td>77,1 ± 2,4</td>
		</tr><tr><td>LVEDP (mmHg)</td>
			<td>2,33 ± 0,17</td>
		</tr><tr><td>FE (%)</td>
			<td>59,1 ± 3,6</td>
		</tr><tr><td>dP/dt max (mmHg/s)</td>
			<td>4695 ± 355</td>
		</tr><tr><td>dP/dt max (- mmHg/s)</td>
			<td>3553 ± 373</td>
		</tr><tr><td>EDV (μL)</td>
			<td>36,9 ± 4,8</td>
		</tr><tr><td>SW (mJoules)</td>
			<td>0,14 ± 0,013</td>
		</tr><tr><td>PVA (mJoules)</td>
			<td>0,22 ± 0,03</td>
		</tr><tr><td>Ea (mmHg/μL)</td>
			<td>5,37 ± 0,9</td>
		</tr><tr><td>Facteur Tau (ms)</td>
			<td>15,07 ± 1,7</td>
		</tr><tr><td colspan="2">CO, débit cardiaque ; Ea, élastance artérielle ; EDV, volume diastolique de fin ; FC, fréquence cardiaque ; LVEDP, volume diastolique de l’extrémité ventriculaire gauche ; LVSP, pression systolique ventriculaire gauche ; PVA, zone volumique de pression ; RVEDP, pression diastolique de l’extrémité ventriculaire droite ; RVSP, pression systolique ventriculaire droite ; SV, volume de course ; SW, travail sur les coups ; Facteur Tau, Tau Mirsky. N = 6 souris. Les valeurs sont exprimées ± MEB</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 1 : Tableau des paramètres hémodynamiques. Paramètre hémodynamique ventriculaire gauche et droit mesuré chez six souris.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig1.jpg"> Figure 1 : Préparation et montage de l’expérience. (A) Cathéter dans une seringue de 10 mL de solution saline/héparine, (B), (C) aiguille de 30 G pliée à environ 90°, (D) canule de trachéotomie, diamètre de 1,45 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig1large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig2.jpg"> Figure 2 : Anesthésie, contrôle de la température corporelle . (A) Souris avec trois pattes scotchées, reliées au respirateur par un cône nasal, avec rétroaction et sondes rectales insérées. Notez que le coussin chauffant se trouve sous la couverture chirurgicale. (B) Contrôle du moniteur de température indiquant la température du corps (rectal) et du coussinet (rétroaction) et les paramètres de ventilation : fréquence respiratoire (réglage RR), volume courant moyen (Meas TV), pression de pointe (PeakPress) et ventilation minute (MinVol). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig2large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig3.jpg"> Figure 3 : Procédure d’intubation. (A) La peau a été arrachée et coupée. La glande sous-maxillaire a été doucement écartée. Le sterno-cléido-mastoïdien et le muscle sterno-hyoïdien ont été séparés, puis des pinces ont été passées sous la trachée, à l’aide d’une dissection douce et contondante. (B) De la soie chirurgicale (4.0) a été passée sous la trachée et une petite incision a été pratiquée antérieurement entre deux anneaux cartilagineux de la trachée. La trachéotomie a été insérée et attachée. (C) Le tube de trachéotomie était relié au ventilateur et la suture était attachée autour du tube. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig3large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig4v2.jpg"> Figure 4 : Cathétérisme ventriculaire droit. (A), (B), (C) La veine jugulaire droite a été isolée, puis une suture chirurgicale a été passée en dessous et attachée à la face crânienne de la veine. Une légère traction a été appliquée sur cette suture en direction de la tête à l’aide d’une pince hémostatique. Deux sutures supplémentaires ont été passées distalement, sous la veine jugulaire. La suture la plus distale a été tirée doucement dans le sens caudal à l’aide d’une pince hémostatique. Un noeud potentiel lâche a été fait dans la suture du milieu. (D) Le cathéter a été inséré dans la veine jugulaire, la suture moyenne a été attachée au cathéter. Les images en (C) et (D) sont agrandies à l’aide d’un stéréomicroscope. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig4v2large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig5.jpg"> Figure 5 : Cathétérisme ventriculaire gauche. (A), (B) La carotide droite a été isolée, puis une suture chirurgicale a été passée sous la veine jugulaire et attachée sur le côté crânien de la veine. Une légère traction a été appliquée sur cette suture en direction de la tête à l’aide d’une pince hémostatique. Deux sutures supplémentaires ont été passées sous l’artère carotide. La suture la plus distale a été doucement tirée dans le sens caudal à l’aide d’une pince hémostatique. Un nœud potentiel lâche dans la suture médiane a été fait. (C) L’extrémité du cathéter a été insérée dans l’artère carotide, puis la suture moyenne a été attachée au cathéter pour la fixer. (D) Le cathéter a été légèrement avancé rétrograde le long de la carotide vers l’aorte. Les images en (B), (C), (D) sont agrandies à l’aide d’un stéréomicroscope. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig5large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig6.jpg"> Figure 6 : Représentation schématique du positionnement du cathéter et des boucles PV qui en résultent. (A) Positionnement optimal du cathéter dans le ventricule droit. L’extrémité du cathéter se trouve au milieu du ventricule, isolée des parois du ventricule. Boucles PV représentatives résultant d’un positionnement optimal du cathéter dans le ventricule droit (c’est-à-dire stable, triangulaire). (B) Mauvais positionnement du cathéter dans le ventricule droit. L’extrémité du cathéter est en contact avec les parois ventriculaires. Boucle PV représentative du bruit résultant d’un positionnement sous-optimal du cathéter dans le ventricule droit (c.-à-d. affaissé, irrégulier). (C) Positionnement optimal du cathéter dans le ventricule gauche. L’extrémité du cathéter se trouve au milieu du ventricule, isolée des parois du ventricule. Boucles PV représentatives résultant d’un positionnement optimal du cathéter dans le ventricule gauche (c.-à-d. stable, rectangulaire). (D) Mauvais positionnement du cathéter dans le ventricule gauche. L’extrémité du cathéter est en contact avec les parois ventriculaires. Boucles PV représentatives résultant d’un positionnement sous-optimal du cathéter dans le ventricule gauche (c.-à-d. affaissé, irrégulier). Un filtre de bruit FIR de 50 Hz a été appliqué pour générer les boucles PV. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig6large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

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Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

Nous présentons ici un protocole permettant d’évaluer la fonction cardiaque biventriculaire chez la souris en générant des boucles pression-volume (PV) à partir du ventricule droit et du ventricule gauche chez le même animal à l’aide d’un cathétérisme thoracique fermé. L’accent est mis sur l’aspect technique de la chirurgie et l’acquisition de données.

Évaluation biventriculaire de la fonction cardiaque et des boucles pression-volume par cathétérisme thoracique fermé chez la souris

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

4.0K vues.  Queen's University. Nous présentons ici un protocole permettant d’évaluer la fonction cardiaque biventriculaire chez la souris en générant des boucles pression-volume (PV) à partir du ventricule droit et du ventricule gauche chez le même animal à l’aide d’un cathétérisme thoracique fermé. L’accent est mis sur l’aspect technique de la chirurgie et l’acquisition de données.

Vidéo: Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

Un murin à thorax fermé Modèle d&#39;ischémie myocardique et la reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

Recherche

Médecine

Cardiac Stress Test Induced by Dobutamine and Monitored by Cardiac Catheterization in Mice

Dobutamine is a &beta;-adrenergic agonist with an affinity higher for receptor expressed in the heart (&beta;1) than for receptors expressed in the arteries (&beta;2). When systemically administered, it increases cardiac demand. Thus, dobutamine unmasks abnormal rhythm or ischemic areas potentially at risk of infarction. 
Monitoring of heart function during a cardiac stress test can be performed by either ecocardiography or cardiac catheterization. The latter is an invasive but more accurate and informative technique that the former.
Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization accomplished as described here allows, in a single experiment, the measurement of the following hemodynamic parameters: heart rate (HR), systolic pressure, diastolic pressure, end-diastolic pressure, maximal positive pressure development (dP/dtmax) and maximal negative pressure development (dP/dtmin), at baseline conditions and under increasing doses of dobutamine.
As expected, in normal mice we observed a dobutamine dose-related increase in HR, dP/dtmax and dP/dtmin. Moreover, at the highest dose tested (12 ng/g/min) the cardiac decompensation of high fat diet-induced obese mice was unmasked.

We describe the protocol to perform a cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in normal mice. Also we show its application to unmask subclinical cardiac disease in high fat diet-induced obese mice.

Test de stress cardiaque induite par la dobutamine et surveillé par cathétérisme cardiaque chez la souris

Dobutamine is a &beta;-adrenergic agonist with an affinity higher for receptor expressed in the heart (&beta;1) than for receptors expressed in the ...

Assessment of Right Ventricular Structure and Function in Mouse Model of Pulmonary Artery Constriction by Transthoracic Echocardiography

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, the RV is significantly affected in pulmonary diseases such as pulmonary artery hypertension (PAH). In addition, the RV is remarkably sensitive to cardiac pathologies, including left ventricular (LV) dysfunction, valvular disease or RV infarction4. To understand the role of RV in the pathogenesis of cardiac diseases, a reliable and noninvasive method to access the RV structurally and functionally is essential.
A noninvasive trans-thoracic echocardiography (TTE) based methodology was established and validated for monitoring dynamic changes in RV structure and function in adult mice. To impose RV stress, we employed a surgical model of pulmonary artery constriction (PAC) and measured the RV response over a 7-day period using a high-frequency ultrasound microimaging system. Sham operated mice were used as controls. Images were acquired in lightly anesthetized mice at baseline (before surgery), day 0 (immediately post-surgery), day 3, and day 7 (post-surgery). Data was analyzed offline using software.
Several acoustic windows (B, M, and Color Doppler modes), which can be consistently obtained in mice, allowed for reliable and reproducible measurement of RV structure (including RV wall thickness, end-diastolic&#160;and end-systolic dimensions), and function (fractional area change, fractional shortening, PA peak velocity, and peak pressure gradient) in normal mice and following PAC.
Using this method, the pressure-gradient resulting from PAC was accurately measured in real-time using Color Doppler mode and was comparable to direct pressure measurements performed with a Millar high-fidelity microtip catheter. Taken together, these data demonstrate that RV measurements obtained from various complimentary views using echocardiography are reliable, reproducible and can provide insights regarding RV structure and function. This method will enable a better understanding of the role of RV cardiac dysfunction.

Right ventricle (RV) dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease, yet limited methodologies are available for its evaluation. Recent advances in ultrasound imaging provide a noninvasive and accurate option for longitudinal RV study. Herein, we detail a step-by-step echocardiographic method using a murine model of RV pressure overload.

Évaluation de ventriculaire droite Structure et fonction dans le modèle de souris de l&#39;artère pulmonaire constriction par échocardiographie transthoracique

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, ...

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO2. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes &#8211; but is not limited to &#8211; hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

Un modèle de rat de la fibrillation ventriculaire et de réanimation par conventionnelle à thorax fermé Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these strategies is to examine their effects on heart function. There are several techniques to measure in vivo cardiac mechanics (e.g., echocardiography, pressure/volume relations, etc.). Compared to echocardiography, real-time left ventricular (LV) pressure/volume analysis via catheterization is more precise and insightful in assessing LV function. Additionally, LV pressure/volume analysis provides the ability to instantaneously record changes during manipulations of contractility (e.g., &#946;-adrenergic stimulation) and pathological insults (e.g., ischemia/reperfusion injury). In addition to the maximum (+dP/dt) and minimum (-dP/dt) rate of pressure change in the LV, an accurate assessment of LV function via several load-independent indexes (e.g., end systolic pressure volume relationship and preload recruitable stroke work) can be attained. Heart rate has a significant effect on LV contractility such that an increase in the heart rate is the primary mechanism to increase cardiac output (i.e., Bowditch effect). Thus, when comparing hemodynamics between experimental groups, it is necessary to have similar heart rates. Furthermore, a hallmark of many cardiomyopathy models is a decrease in contractile reserve (i.e., decreased Bowditch effect). Consequently, vital information can be obtained by determining the effects of increasing heart rate on contractility. Our and others data has demonstrated that the neuronal nitric oxide synthase (NOS1) knockout mouse has decreased contractility. Here we describe the procedure of measuring LV pressure/volume with increasing heart rates using the NOS1 knockout mouse model.

This article describes the measurement of murine left ventricular function via pressure/volume analysis at different heart rates.

Cathétérisme cardiaque chez la souris pour mesurer le volume de pression Relation: Étudier les effets Bowditch

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these ...

Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved drug to prevent or reduce myocardial I/R injury. The study and understanding of the pathophysiological mechanisms of myocardial I/R injury is essential to develop successful treatments. Large animal experiments are an important step in translational methods. The porcine model of acute myocardial infarction has been established and described by ourselves and others. We aimed to further improve the value of the model by focusing in detail on the sampling techniques for use in future experiments. Furthermore, we emphasize small but important steps that can affect the quality of the final results. To mimic the clinical situation of myocardial I/R injury, a percutaneous coronary intervention (PCI) catheter was inserted into the left anterior descending coronary artery (LAD) of an anesthetized pig. &#176;&#176;&#176;This model mimics acute myocardial infarction and PCI treatment in humans with the possibility of accurately determining the area at risk as well as the necrotic- and viable ischemic tissue. Here the model was used to investigate the effect of a bicyclic peptide inhibitor of FXIIa. The model can also be modified to allow longer reperfusion times to study later effects of myocardial infarction.

Here we demonstrate a protocol to standardize sampling procedures of an established porcine model of acute myocardial infarction in order to increase its translational value in the understanding of the pathophysiology of myocardial ischemia/reperfusion injury and to test novel drug candidates.

Amélioration d’un modèle de porcins infarctus du myocarde de thorax fermé par normalisation des tissus et des procédures d’échantillonnage de sang

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved ...

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

Un modèle à thorax fermé pour induire la Constriction de l’aorte transversale chez les souris

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

Real-time Pressure-volume Analysis of Acute Myocardial Infarction in Mice

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any potential therapeutic approach directed against acute left ventricular (LV) dysfunction. Current imaging modalities (e.g., echocardiography and magnetic resonance imaging) have several limitations since data on LV pressure cannot directly be measured. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion could serve as a novel method for a real-time evaluation of LV function.
At the beginning of the procedure, mice were anesthetized followed by endotracheal intubation. For LV catheterization, the right carotid artery was exposed via middle-neck incision. The catheter was introduced and placed into the LV cavity. Left thoracotomy was conducted and the left main coronary artery (LCA) was ligated. To induce reperfusion, the suture was released after 45 min. Pressure-volume data was recorded at all times.
Ligation of the LCA caused a decrease in LV systolic function as evidenced by a 30% reduction in stroke volume, LV ejection fraction (EF), and cardiac output. Maximum dP/dt as a parameter for LV contractility was also significantly reduced and diastolic function was severely impaired (minimum dP/dt -40%). Reperfusion over a period of 20 min did not lead to a complete recovery of LV function.
Real-time pressure-volume analysis served as a valid procedure for monitoring cardiac function during acute myocardial infarction in mice. Maintaining stable anesthesia and a standardized surgical approach was crucial to ensure valid results. As the early phase of acute myocardial infarction is critical for morbidity and mortality, the delineated method could be beneficial for preclinical evaluation of new strategies for cardioprotection.

Acute myocardial infarction in mice induces acute but incompletely characterized changes in left ventricular (LV) function. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion serves as a novel method for a real-time evaluation of LV function.

Analyse en temps réel la pression-volume de l’infarctus aigu du myocarde chez la souris

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any ...

Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to non-invasively assess some features of the respiratory function in humans as well as in laboratory animals. The present article focuses on the application of the double-chamber plethysmography (DCP) in small animals. It provides background information on the methodology as well as a detailed step-by-step procedure to successfully assess respiratory function in conscious, spontaneously breathing animals in a non-invasive manner. The DCP can be used to monitor the respiratory function of multiple animals in parallel, as well as to identify changes induced by aerosolized substances over a chosen time period and in a repeated manner. Experiments on control and allergic mice are used herein to demonstrate the utility of the technique, explain the associated outcome parameters, as well as to discuss the related advantages and shortcomings. Overall, the DCP provides valid and theoretically sound readouts that can be trusted to evaluate the respiratory function of conscious small animals both at baseline and after challenges with aerosolized substances.

The objective of the present article is to provide a detailed description of the recommended procedures to evaluate respiratory function in conscious mice by double-chamber plethysmography.

Évaluation de la fonction respiratoire chez des souris conscientes par pléthysmographie Double-chambre

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to ...

Echocardiographic Assessment of Cardiac Anatomy and Function in Adult Rats

The use of experimental animal models has become crucial in cardiovascular science. Most studies using rodent models are focused on two-dimensional imaging to study the cardiac anatomy of the left ventricle and M-mode echo to assess its dimensions. However, this could limit a comprehensive study. Herein, we describe a protocol that allows an assessment of the heart chamber size, left ventricular function (systolic and diastolic) and valvular function. A conventional medical ultrasound machine was used in this protocol and different echo views were obtained through left parasternal, apical and suprasternal windows. In the left parasternal window, the long and short axis were acquired to analyze left chamber dimensions, right ventricle and pulmonary artery dimensions, and mitral, pulmonary and aortic valve function. The apical window allows the measurement of heart chamber dimensions and evaluation of systolic and diastolic parameters. It also allows Doppler assessment with detection and quantification of heart valve disturbances (regurgitation or stenosis). Different segments and walls of the left ventricle are visualized throughout all views. Finally, the ascending aorta, aortic arch, and descending aorta can be imaged through the suprasternal window. A combination of ultrasound imaging, Doppler flow and tissue Doppler assessment have been obtained to study cardiac morphology and function. This represents an important contribution to improve the assessment of cardiac function in adult rats with impact for research using these animal models.

A non-invasive protocol for transthoracic echocardiography assessment of cardiac anatomy and function for adult rats is presented in the current study. The heart valves, all four cardiac chambers and the ascending aorta, aortic arch and descending aorta are studied in detail.

Évaluation échocardiographique de l'anatomie cardiaque et de la fonction chez les rats adultes

The use of experimental animal models has become crucial in cardiovascular science. Most studies using rodent models are focused on two-dimensional ...