Nous tenons à remercier Mme Angela Freund pour son aide technique inestimable dans la production d’intégration et de diapositives. Nous tenons également à remercier M. Tadeusz Stopinski de l’Institute for Laboratory Animal Science &Experimental Surgery pour son aide perspicace dans le travail vétérinaire.

Les expériences ont été réalisées conformément à la loi allemande sur le bien-être animal (TSchG) et à la directive 2010/63/UE relative à la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques. L’approbation officielle de cette étude a été accordée par le Comité gouvernemental pour la protection et l’utilisation des animaux (Protocole n° : AZ 87-51.04.2010.A065; Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Recklinghausen, Allemagne). Le protocole de l’étude était conforme au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Le traitement de la douleur postopératoire est basé sur les recommandations de la Société allemande pour la science des animaux de laboratoire (GV-SOLAS) ainsi que sur l’Initiative de thérapie de la douleur vétérinaire.
1. Techniques de base et procédures communes
<ol><li>Utilisez des rats apoE homozygotes-/- Sprague-Dawley. Identifier le génotype de chaque animal à l’aide des méthodes standard17.</li>
	<li>Maintenir les animaux dans des conditions identiques (21 °C ± 2 °C, 60 % ± 5 % d’humidité et un cycle lumière/obscurité de 12 h) et assurer le libre accès à l’eau et à la nourriture.</li>
	<li>Effectuez toutes les procédures dans des conditions propres mais non astiles.</li>
	<li>Une fois que le rat est anesthésié, effectuez toutes les procédures sous un microscope chirurgical à un grossissement de 16x.</li>
	<li>Utilisez des cotons-tiges pour l’hémostase par compression. Les écouvillons de gaze (5 cm x 5 cm) imbibés d’une solution de sonnerie lactée sont utiles pour garder l’aine humide.</li>
	<li>Suivez les règlements sur l’élimination des déchets pour éliminer les matériaux usagés.</li>
</ol>2. Préparations avant la chirurgie
<ol><li>Préparez les médicaments vétérinaires avant de commencer l’opération. Conserver toutes les solutions à température ambiante, sauf indication contraire.</li>
	<li>
Trente minutes avant la procédure, administrer 0,03-0,05 mg/kg de buprénorphine par voie sous-cutanée.
</li>
	<li>Anesthésier le rat par injection intrapéritonéale de 100 mg/kg de poids corporel (S)-kétamine et de 8 mg/kg de xylazine.</li>
	<li>Évaluer le poids du rat à l’aide d’une balance.</li>
	<li>Placez le rat sur un coussin chauffant et fixez les membres supérieurs et inférieurs à l’aide de ruban médical. Positionnez le rat avec son membre postérieur gauche entièrement étendu et autant que possible en ligne avec sa colonne vertébrale afin de créer une ligne droite entre l’artère fémorale et l’aorte. Cela facilitera l’avancement de l’endoprothèse montée sur ballon à travers la bifurcation aortique.</li>
	<li>Maintenir l’anesthésie avec inhalation de 1,5 vol% d’isoflurane dans 97,5% d’oxygène à un débit de 2 L/min. REMARQUE: Laisser le rat respirer spontanément, sans intubation.</li>
	<li>Appliquez une pommade oculaire pour prévenir les lésions oculaires pendant l’inconscience.</li>
	<li>Rasez la fourrure de l’aine et du bas-ventre du rat et stérilisez la peau correspondante avec une solution de povidone-iode.</li>
	<li>Avant de commencer la chirurgie, vérifiez la profondeur adéquate de l’anesthésie en pinçant le bout de la queue et le tissu interdigital.</li>
</ol>3. Chirurgie
<ol><li>Faites une incision médiale de ~0,5\u20121 cm dans l’aine gauche pour ouvrir la peau et le fascia sous-jacent.</li>
	<li>Disséquer et sonder émoussés dans les profondeurs jusqu’à ce que l’artère fémorale gauche pulsée puisse être identifiée.</li>
	<li>À l’aide d’une pince très fine, préparez l’artère fémorale en enlevant doucement le tissu conjonctif environnant. Veillez à ne nuire ni au nerf fémoral ni à la veine fémorale, qui est médiale à l’artère.</li>
	<li>Préparez environ 1 cm de l’artère fémorale. Placez soigneusement la pointe de la pince sous le navire pour la soulever doucement.</li>
	<li>Enfilez des morceaux de suture de soie 4-0 sous les parties distales et proximales de l’artère et formez des élinges. Serrez les extrémités de chacune des deux élings de fil entre les branches d’une pince chirurgicale. Utilisez les pinces chirurgicales pour contrôler l’artère. Étirez et soulevez doucement les élings afin d’interrompre temporairement le flux sanguin. REMARQUE: Travaillez rapidement pour éviter un garrot prolongé qui peut entraîner des lésions tissulaires.</li>
	<li>À l’aide de micro-ciseaux pointus, effectuez une artériotomie au milieu de l’artère fémorale.</li>
	<li>Introduisez un fil guide à travers l’artériotomie. Lorsque vous atteignez l’élingue proximale, relâchez la tension du fil en déplaçant la pince chirurgicale et avancez le fil de guidage plus loin vers l’aorte abdominale. REMARQUE: Coupez le fil de guidage à l’aide d’un coupe-fil pour faciliter la manipulation.</li>
	<li>Placez l’extrémité proximale du fil de guidage entre le diaphragme et les artères rénales. REMARQUE: Avancer le fil de guidage trop loin porte le risque de blessure aortique ou cardiaque. Nous recommandons d’ouvrir l’abdomen pour assurer un positionnement adéquat du fil de guidage et de l’endoprothèse au moins pour les premiers animaux.</li>
	<li>Introduisez une endoprothèse coronaire sertie et montée sur ballon mesurant 2,25 mm x 8 mm (max. 2,5 mm x 8 mm) au-dessus du fil de guidage dans l’artère fémorale et avancez-la jusqu’à l’aorte abdominale.</li>
	<li>Placez l’endoprothèse juste au-dessus de la bifurcation aortique, mais en dessous des artères rénales. Déployez l’endoprothèse en gonflant le cathéter à ballonnet à 12 atm pendant 15 s à l’aide d’un système de seringue de gonflage.</li>
	<li>Dégonfler le cathéter à ballonnet et maintenir une pression négative conformément aux recommandations du fabricant pour l’endoprothèse utilisée.</li>
	<li>Retirez lentement le cathéter dégonflé tout en laissant l’endoprothèse en place.</li>
	<li>Juste avant de sortir le cathéter, créez une tension sur la boucle de fil au-dessus de l’incision avec la pince chirurgicale pour interrompre à nouveau le flux sanguin. Retirez ensuite le cathéter à ballonnet et léguez directement le vaisseau proximalement.</li>
	<li>Attachez les boucles proximales et distales de fil pour ligate l’artère fémorale et confirmer à hémostase proportionnée de l’artériotomie. Les artères collatérales assureront une perfusion supplémentaire au membre.</li>
	<li>Fermez le muscle qui surlère l’artère, ainsi que l’incision de la peau en utilisant 10-0 sutures non résorbables.</li>
</ol>4. Soins aux animaux après l’implantation de l’endoprothèse
<ol><li>Immédiatement après l’opération, laisser le rat récupérer pendant 60 min dans une cage spéciale de l’unité de soins intensifs avec de l’air réchauffé (30\u201235 °C) et un apport d’oxygène.</li>
	<li>Surveillez attentivement les animaux jusqu’à ce qu’ils soient complètement récupérés. Ensuite, déplacez les rats dans une cage normale. Fournir un accès ad libitum à l’eau et à la nourriture.</li>
	<li>Administrer une analgésie postopératoire toutes les 6 à 12 heures avec 0,03 à 0,05 mg/kg de buprénorphine (s.c., dans 500 μl de NaCl) pour un total de 72 heures en évaluation clinique.</li>
	<li>Faire mélanger l’aliment avec du clopidogrel (15 mg/kg) pour éviter la thrombose de l’endoprothèse implantée.</li>
	<li>Pour améliorer les conditions hypercholestérolémiques et la formation de plaque, commencez l’alimentation occidentale à 6\u20128 semaines après la naissance et continuez jusqu’à l’euthanasie. Si vous le souhaitez, une cohorte d’animaux nourris avec un rat chow normal peut servir de contrôle.</li>
</ol>5. Collecte et traitement des tissus
<ol><li>Avant de commencer l’explantation tissulaire au moment désigné, euthanasier l’animal conformément aux directives de l’IACUC. Récolter l’aorte stentée pour l’analyse histologique à la fin de la période d’observation.</li>
	<li>Ouvrez l’abdomen par une incision médiane et retirez le segment endoprothèse de l’aorte ainsi que les parties adjacentes non endoprothées de l’aorte, mesurant 0,5 cm chacune.</li>
	<li>Placer le tissu dans une solution de formol tamponné à 4% pendant 24 h pour la fixation.</li>
	<li>Incorporer le tissu artériel endoprothèse dans du plastique et effectuer des colorations histologiques et immunohistochimiques selon les protocoles standards18,19.</li>
</ol>6. Analyse histomorphométrique
<ol><li>Effectuer une analyse histomorphométrique des sections séquentielles de la partie proximale, moyenne et distale de l’aorte stentée au moyen d’un microscope lié à un ordinateur avec un logiciel d’analyse d’image approprié.</li>
	<li>Tracez les contours de la lame élastique externe (EEL, entre adventitia et media), la lame élastique interne (IEL, entre media et neointima), et lumen avec une tablette de dessin graphique. À partir de ces valeurs, calculez la zone EEL, la zone IEL et la zone lumen avec le logiciel.</li>
	<li>Calculer le pourcentage de la surface transversale de la resténose in-stent (ISR) : <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/61442/61442equ01.jpg">
</li>
	<li>Calculer la surface néointimale totale (Ai): <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/61442/61442equ02.jpg">
</li>
	<li>Mesurez l’épaisseur néointimale (NIT) sur chaque jambe de force d’endoprothèse comme la distance entre la jambe de force et la lumière. Mesurer le NIT entre les jambes de force de l’endoprothèse comme la distance entre l’IEL et la lumière. Remarque : Vous pouvez également calculer NIT comme suit : <img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/61442/61442equ03.jpg"> où PL et PIEL sont le périmètre de la lumière et de la lame élastique interne, respectivement20.</li>
	<li>Effectuer des analyses supplémentaires selon les exigences de l’étude.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Patel, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ACC/AATS/AHA/ASE/ASNC/SCAI/SCCT/STS+2017+Appropriate+Use+Criteria+for+Coronary+Revascularization+in+Patients+With+Stable+Ischemic+Heart+Disease:+A+Report+of+the+American+College+of+Cardiology+Appropriate+Use+Criteria+Task+Force,+American+Association+for+Thoracic+Surgery,+American+Heart+Association,+American+Society+of+Echocardiography,+American+Society+of+Nuclear+Cardiology,+Society+for+Cardiovasular+Angiography+and+Interventions,+Society+of+Cardiovascular+Computed+Tomography,+and+Society+of+Thoracic+Surgeons.">ACC/AATS/AHA/ASE/ASNC/SCAI/SCCT/STS 2017 Appropriate Use Criteria for Coronary Revascularization in Patients With Stable Ischemic Heart Disease: A Report of the American College of Cardiology Appropriate Use Criteria Task Force, American Association for Thoracic Surgery, American Heart Association, American Society of Echocardiography, American Society of Nuclear Cardiology, Society for Cardiovasular Angiography and Interventions, Society of Cardiovascular Computed Tomography, and Society of Thoracic Surgeons.</a> Journal of the American College of Cardiology. 69 (17), 2212-2241 (2017).</li><li>Virmani, R., Farb, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pathology+of+in-stent+restenosis.">Pathology of in-stent restenosis.</a> Current Opinion in Lipidology. 10 (6), 499-506 (1999).</li><li>Buccheri, D., Piraino, D., Andolina, G., Cortese, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+and+managing+in-stent+restenosis:+a+review+of+clinical+data,+from+pathogenesis+to+treatment.">Understanding and managing in-stent restenosis: a review of clinical data, from pathogenesis to treatment.</a> Journal of Thoracic Disease. 8 (10), 1150-1162 (2016).</li><li>Perkins, L. 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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ce protocole décrit l’implantation des stents coronaires à taille humaine dans l’aorte abdominale de l’apoE-/- rats. Plusieurs points techniques méritent d’être soulignés. Tout d’abord, un décalage entre la taille de l’endoprothèse et la taille de l’aorte doit être évité. Placer un stent trop petit peut mener à la malapposition stent, tandis que l’implantation d’un stent qui est trop grand pour l’aorte peut causer le surstretch, la déchirure, et la blessure du navire. Par consé...

L’intervention coronarienne percutanée (ICP), combinée au déploiement d’un stent coronaire, représente l’étalon-or dans le traitement interventionnel de la maladie coronarienne1. Le succès à long terme des endoprothèses, cependant, peut être limité par l’apparition d’une resténose in-endoprothèse (ISR) qui est déterminée par une prolifération excessive de tissu néointimal dans l’endoprothèse2,3. ISR peut exiger une ré-intervention avec le pontage de l’artère coronaire ou re-PCI. Une variété de modèles animaux ont été suggérés pour l’étude de l’ISR, chacun d’eux présentant des avantages et des lacunes. Les principaux inconvénients des modèles d’artère iliaque porcins et lapin les plus couramment utilisés, bien que développant des lésions nettement similaires à celles des humains après l’implantation de stent4,5,sont les coûts élevés des animaux et du logement, ce qui soulève des difficultés logistiques, en particulier dans les études à long terme, ainsi que des limitations dans la manipulation et l’équipement. En outre, la disponibilité des anticorps contre les protéines cellulaires des porcs et des lapins est limitée. D’autre part, les modèles murins offrent les principaux avantages d’un débit et d’une reproductibilité élevés, ainsi que d’une facilité de manipulation, de logement et donc d’une rentabilité. En outre, un plus grand nombre d’anticorps sont disponibles. Cependant, alors que les souris déficientes en E de l’apolipoprotéine (apoE-/-) ont été largement utilisées pour l’étude de l’athérosclérose6,7,8,elles ne conviennent pas à l’étude de l’ISR car les endoprothèses doivent être miniaturisées pour être implantées chez la souris, ce qui pourrait modifier les propriétés mécaniques des endoprothèses. De plus, la paroi aortique des souris mesure entre 50 μm chez les jeunes souris et 85 μm chez les souris âgées9,et les endoprothèses doivent être déployées en utilisant des niveaux de pression aussi bas que 2 atm, ce qui pourrait entraîner une malapposition de l’endoprothèse10. Les rats, cependant, permettent l’implantation d’endoprothèses coronaires humaines disponibles dans le commerce, et démontrent un cours de guérison vasculaire semblable à celui des animaux plus gros après implantation d’endoprothèses aortiques, rapportée pour la première fois par Langeveld et al.11. Cette technique a à l’origine eu besoin d’un accès trans-abdominal, qui a rendu nécessaire une constriction physique de l’aorte pour réaliser une interruption provisoire de flux sanguin. Pour éviter les lésions potentiellement associées aux vaisseaux et les réactions inflammatoires, la technique a ensuite été affinée par l’introduction d’un accès trans-iliaque, ce qui a en outre entraîné un taux de survie plus élevé des animaux12.
Parce que les rats de type sauvage ne développent pas de lésions athérosclérotiques13,apoE-/- rats ont été générés en utilisant des techniques de nucléase telles que Transcription Activator-Like Effector Nuclease (TALEN)14, Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR/Cas9)15, et Zinc Finger (ZF)16. ApoE-/- rats sont disponibles dans le commerce depuis 2011. Fournissant un fond atherogenic, apoE-/- rats permettent une évaluation plus réaliste des stents coronaires de taille humaine, particulièrement en ce qui concerne l’ISR.
Ci-dessus, nous décrivons la méthode par l’intermédiaire de la voie d’accès transfémorale et utilisant un stent de drogue-élution de cobalt-chrome de mince-jambe disponible dans le commerce (DES), cependant, il peut également être appliqué pour l’étude d’autres types d’endoprothèse, tels que les stents de métal nu (BMS) ou les stents biodégradables.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Diet</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SNIFF High Fat diet + Clopidogrel (15 mg/kg)</td>
			<td>SNIFF Spezialdi&#228;ten GmbH, Soest</td>
			<td>custom prepared</td>
			<td>Western Diet</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drugs and Anesthetics</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Essex Pharma</td>
			<td>997.00.00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ISOFLO (Isoflurane Vapor) vaporiser</td>
			<td>Eickemeyer</td>
			<td>4802885</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Forene Abbott</td>
			<td>B 506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isotonic (0.9%) NaCl solution</td>
			<td>DeltaSelect GmbH</td>
			<td>PZN 00765145</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ringer&#39;s lactate solution</td>
			<td>Baxter Deutschland GmbH</td>
			<td>3775380</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(S)-ketamine</td>
			<td>CEVA Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine</td>
			<td>Medistar Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Consumable supplies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL syringes</td>
			<td>BD Plastipak</td>
			<td>4606108V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 mL syringes</td>
			<td>BD Plastipak</td>
			<td>4606027V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-0 prolene suture</td>
			<td>ETHICON</td>
			<td>N-2719K</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 silk suture</td>
			<td>Seraflex</td>
			<td>IC 158000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bepanthen Eye and Nose Ointment</td>
			<td>Bayer Vital GmbH</td>
			<td>6029009.00.00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Gauze swabs</td>
			<td>Fuhrmann GmbH</td>
			<td>32014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Durapore silk tape</td>
			<td>3M</td>
			<td>1538-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-Alcohol Skin Desinfection Solution</td>
			<td>Antiseptica GmbH</td>
			<td>72PAH200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterican needle 18 G</td>
			<td>B. Braun</td>
			<td>304622</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterican needle 27 3/4 G</td>
			<td>B.Braun</td>
			<td>4657705</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue Paper</td>
			<td>commercially available</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graefe forceps curved x1</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>11151-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graefe forceps straight</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>11050-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder Mathieu</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>12010-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>14074-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Semken forceps</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>11008-13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small surgical scissors curved</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>14029-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small surgical scissors straight</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>14028-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standard pattern forceps</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>11000-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas spring scissors</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>15000-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting microscope</td>
			<td>Leica MZ9</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperature controlled heating pad</td>
			<td>Sygonix</td>
			<td>26857617</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment for stent implantation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drug-eluting stent Xience 2,25mm x 8mm</td>
			<td>Abbott Vascular USA</td>
			<td>1009544-18</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Guide wire Fielder XT PTCA guide wire: 0.014&#34; x 300cm</td>
			<td>ASAHI INTECC CO., LTD Japan</td>
			<td>AGP140302</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inflation syringe system</td>
			<td>Abbott 20/30 Priority Pack</td>
			<td>1000186</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue processing and analysis</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30% H2O2</td>
			<td>Roth</td>
			<td>9681</td>
			<td>Histology</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Roth</td>
			<td>K928.1</td>
			<td>Histology</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Giemsas Azur-Eosin-Methylenblau</td>
			<td>Merck</td>
			<td>109204</td>
			<td>Histology</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graphic Drawing Tablet</td>
			<td>WACOM Europe GmbH</td>
			<td>CTL-6100WLK-S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Roti Histofix, Formaldehyd 4% buffered</td>
			<td>Roth</td>
			<td>P087</td>
			<td>Histology</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Technovit 9100</td>
			<td>Morphisto</td>
			<td>12225.K1000</td>
			<td>Histology</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

implantation of human-sized coronary stents into rat abdominal aorta using a trans-femoral access

L’intervention coronaire percutanée (PCI), combinée avec le déploiement d’un stent coronaire, représente l’étalon-or dans le traitement d’interventional de la maladie de l’artère coronaire. Le restenosis de Dans-stent (ISR) est déterminé par une prolifération excessive de tissu néointimal dans l’endoprothèse et limite le succès à long terme des stents. Une série de modèles animaux ont été utilisés pour élucider les processus pathophysiologiques sous-jacents à la resténose in-stent (ISR), les modèles coronaires porcins et les modèles d’artère iliaque de lapin étant les plus fréquemment utilisés. Les modèles murins offrent les avantages d’un débit élevé, d’une facilité de manipulation et de logement, d’une reproductibilité et d’une large disponibilité de marqueurs moléculaires. Le modèle murin déficient en apolipoprotéine E (apoE-/- ) a été largement utilisé pour étudier les maladies cardiovasculaires. Cependant, les endoprothèses doivent être miniaturisées pour être implantées chez la souris, ce qui implique des changements importants de leurs propriétés mécaniques et (potentiellement) biologiques. L’utilisation de l’apoE-/- rats peut surmonter ces défauts car apoE-/- rats permettent l’évaluation des stents coronaires à taille humaine tout en fournissant en même temps un phénotype atherogenic. Cela en fait un modèle excellent et fiable pour étudier l’ISR après l’implantation d’une endoprothèse. Ici, nous décrivons, en détail, l’implantation des stents coronaires humains disponibles dans le commerce dans l’aorte abdominale des rats avec un apoE-/- fond utilisant un accès transport-fémoral.

Ce protocole décrit l’implantation d’endoprothèses dans l’aorte abdominale de rats à l’aide d’une voie d’accès transfémorale(figure 1). Le premier point central de ce modèle animal est qu’il permet le déploiement d’endoprothèses coronaires à taille humaine. Un stent coronaire serti et ballon-monté disponible dans le commerce peut être placé dans l’aorte abdominale des rats. Ainsi, en outre, le même principe de déploiement d’endoprothèses que chez l’homme ...

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Implantation of Human-Sized Coronary Stents into Rat Abdominal Aorta Using a Trans-Femoral Access

Ce protocole décrit l’implantation des stents coronaires humains dans l’aorte abdominale des rats avec un fond d’apoE-/- utilisant un accès transport-fémoral. Par rapport à d’autres modèles animaux, les modèles murins ont les avantages d’un débit élevé, d’une reproductibilité, d’une facilité de manipulation et de logement et d’une large disponibilité de marqueurs moléculaires.

Implantation d’endoprothèses coronaires de taille humaine dans l’aorte abdominale du rat à l’aide d’un accès transfémoral

Percutaneous coronary intervention (PCI), combined with the deployment of a coronary stent, represents the gold standard in interventional treatment of ...

implantation-human-sized-coronary-stents-into-rat-abdominal-aorta

Research

JoVE Journal

Medicine

4.1K vues.  University Hospital RWTH Aachen. Ce protocole décrit l’implantation des stents coronaires humains dans l’aorte abdominale des rats avec un fond d’apoE-/- utilisant un accès transport-fémoral. Par rapport à d’autres modèles animaux, les modèles murins ont les avantages d’un débit élevé, d’une reproductibilité, d’une facilité de manipulation et de logement et d’une large disponibilité de marqueurs moléculaires.

Vidéo: Implantation of Human-Sized Coronary Stents into Rat Abdominal Aorta Using a Trans-Femoral Access

The C-seal: A Biofragmentable Drain Protecting the Stapled Colorectal Anastomosis from Leakage

Colorectal anastomotic leakage (AL) is a serious complication in colorectal surgery leading to high morbidity and mortality rates1. The incidence of AL varies between 2.5 and 20% 2-5. Over the years, many strategies aimed at lowering the incidence of anastomotic leakage have been examined6, 7. 
The cause of AL is probably multifactorial. Etiological factors include insufficient arterial blood supply, tension on the anastomosis, hematoma and/or infection at the anastomotic site, and co-morbid factors of the patient as diabetes and atherosclerosis8. Furthermore, some anastomoses may be insufficient from the start due to technical failure.
Currently a new device is developed in our institute aimed at protecting the colorectal anastomosis and lowering the incidence of AL. This so called C-seal is a biofragmentable drain, which is stapled to the anastomosis with the circular stapler. It covers the luminal side of the colorectal anastomosis thereby preventing leakage.
The C-seal is a thin-walled tube-like drain, with an approximate diameter of 4 cm and an approximate length of 25 cm (figure 1). It is a tubular device composed of biodegradable polyurethane. Two flaps with adhesive tape are found at one end of the tube. These flaps are used to attach the C-seal to the anvil of the circular stapler, so that after the anastomosis is made the C-seal can be pulled through the anus. The C-seal remains in situ for at least 10 days. Thereafter it will lose strength and will degrade to be secreted from the body together with the gastrointestinal natural contents.
The C-seal does not prevent the formation of dehiscences. However, it prevents extravasation of faeces into the peritoneal cavity. This means that a gap at the anastomotic site does not lead to leakage.
Currently, a phase II study testing the C-seal in 35 patients undergoing (colo-)rectal resection with stapled anastomosis is recruiting. The C-seal can be used in both open procedures as well as laparoscopic procedures. The C-seal is only applied in stapled anastomoses within 15cm from the anal verge. In the video, application of the C-seal is shown in an open extended sigmoid resection in a patient suffering from diverticular disease with a stenotic colon.

The C-seal is a biofragmentable drain protecting the stapled colorectal anastomosis. In this video, details of the manufacturing, deployment and use are shown.

Le C-joint: un drain biofragmentables Protéger l&#39;anastomose agrafés colorectal à partir de fuite

Colorectal anastomotic leakage (AL) is a serious complication in colorectal surgery leading to high morbidity and mortality rates1. The incidence of AL ...

Recherche

Médecine

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

Rat Heterotopic abdominale Coeur / Transplantation pulmonaire simple dans une configuration de volume chargé

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Creation of Abdominal Adhesions in Mice

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or intraabdominal infection. The precise mechanisms underlying adhesion formation are poorly understood. Many compounds and physical barriers have been tested for their ability to prevent adhesions after surgery with varying levels of success. The mouse and rat are important models for the study of abdominal adhesions. Several different techniques for the creation of adhesions in the mouse and rat exist in the literature. Here we describe a protocol utilizing abrasion of the cecum with sandpaper and sutures placed in the right abdominal sidewall. The mouse is anesthetized and the abdomen is prepped. A midline laparotomy is created and the cecum is identified. Sandpaper is used to gently abrade the surface of the cecum. Next, several figure-of-eight sutures are placed into the peritoneum of the right abdominal sidewall. The abdominal cavity is irrigated, a small amount of starch is applied, and the incision is closed. We have found that this technique produces the most consistent adhesions with the lowest mortality rate.

Abdominal adhesions that form after surgery are a major cause of pain, infertility, and hospitalization and reoperation for small bowel obstruction. Our surgical procedure for creating abdominal adhesions in mice is a reliable tool to study the mechanisms underlying the formation of adhesions.

Création d&#39;abdominaux adhérences chez la souris

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or ...

A Model of Cardiac Remodeling Through Constriction of the Abdominal Aorta in Rats

Heart failure is one of the leading causes of death worldwide. It is a complex clinical syndromethat includes fatigue, dyspnea, exercise intolerance, and fluid retention. Changes in myocardial structure, electrical conduction, and energy metabolism develop with heart failure, leading to contractile dysfunction, increased risk of arrhythmias, and sudden death. Hypertensive heart disease is one of the key contributing factors of cardiac remodeling associated with heart failure. The most commonly-used animal model mimicking hypertensive heart disease is created via surgical interventions, such as by narrowing the aorta. Abdominal aortic constriction is a useful experimental technique to induce a pressure overload, which leads to heart failure. The surgery can be easily performed, without the need for chest opening or mechanical ventilation. Abdominal aortic constriction-induced cardiac pathology progresses gradually, making this model relevant to clinical hypertensive heart failure. Cardiac injury and remodeling can be observed 10 weeks after the surgery. The method described here provides a simple and effective approach to produce a hypertensive heart disease animal model that is suitable for studying disease mechanisms and for testing novel therapeutics.

A rat model of abdominal aortic constriction that induces cardiac hypertrophy and remodeling is described. An efficient, highly-reproducible, and minimally-invasive method is used to provide a simple yet useful platform for research in myocardial hypertrophy and dysfunction.

Un modèle de Cardiac Remodeling Grâce à constriction de l&#39;aorte abdominale chez les rats

Heart failure is one of the leading causes of death worldwide. It is a complex clinical syndromethat includes fatigue, dyspnea, exercise intolerance, and ...

Patch Angioplasty in the Rat Aorta or Inferior Vena Cava

Pericardial patches are commonly used in vascular surgery to close vessels. To facilitate studies of the neointimal hyperplasia that forms on the patch, we developed a rat model of patch angioplasty that can be used in either a vein or an artery, creating a patch venoplasty or a patch arterioplasty, respectively. Technical aspects of this model are discussed. The infra-renal IVC or aorta are dissected and then clamped proximally and distally. A 3 mm venotomy or arteriotomy is performed in the infrarenal inferior vena cava or aorta of 6 to 8 week-old Wistar rats. A bovine pericardial patch (3 mm x 1.5 mm x 0.6 mm) is then used to close the site using a 10-0 nylon suture. Compared to arterial patches, venous patches show increased neointimal thickness on postoperative day 7. This novel model of pericardial patch angioplasty can be used to examine neointimal hyperplasia on vascular biomaterials, as well as to compare the differences between the arterial and venous environments.

We have established a model of pericardial patch angioplasty that can be used in either small-diameter veins or arteries. This model can be used to compare venous and arterial neointimal hyperplasia formation.

Patch Angioplastie dans le Aorte Rat ou Veine cave inférieure

Pericardial patches are commonly used in vascular surgery to close vessels. To facilitate studies of the neointimal hyperplasia that forms on the patch, ...

Direct Re-implantation of Left Coronary Artery into the Aorta in Adults with Anomalous Origin of Left Coronary Artery from the Pulmonary Artery (ALCAPA)

Anomalous origin of the left coronary artery from the pulmonary artery (ALCAPA) is a rare congenital anomaly which is one of leading causes of myocardial ischemia and infarction in children. If left untreated, it results in a 90% mortality rate in the first year of life. In patients who survive to the adulthood, the coronary steal phenomenon and retrograde left-sided coronary flow provide a substrate for chronic subendocardial ischemia, which may lead to left ventricular dysfunction, ischemic mitral regurgitation, malignant ventricular arrhythmias, and sudden cardiac death. The average age of life-threatening presentation is 33 years and of sudden cardiac death 31 years. Therefore, surgical correction is highly recommended as soon as the diagnosis is made, regardless of age. In adult-type ALCAPA originating from the right-facing sinus of the pulmonary artery, direct re-implantation of the ALCAPA into the aorta is the more physiologically sound repair technique to re-establish the dual-coronary perfusion system and is recommended. This protocol describes the technique of direct re-implantation of adult-type ALCAPA into the aorta.

Direct Re-implantation of Left Coronary Artery into the Aorta in Adults with Anomalous Origin of Left Coronary Artery from the Pulmonary Artery ALCAPA

Surgical correction of ALCAPA is highly recommended, regardless of age or the degree of intercoronary collateralization. This protocol presents a technique for the direct re-implantation of adult-type ALCAPA into the aorta to re-establish the dual-coronary perfusion. Whenever feasible, direct re-implantation is preferred to other surgical correction techniques.

Re-implantation directe de gauche de l&#39;artère coronaire dans l&#39;aorte chez les adultes atteints de gauche Origine anomale coronarienne de l&#39;artère pulmonaire (ALCAPA)

Anomalous origin of the left coronary artery from the pulmonary artery (ALCAPA) is a rare congenital anomaly which is one of leading causes of myocardial ...

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine balloon denudation model, which is comparable with established vessel injury models in large animals. The aorta denudation model with balloon catheters mimics the clinical setting and leads to comparable pathobiological and physiological changes. Briefly, after performing a horizontal incision in the aorta abdominalis, a balloon catheter will be inserted into the vessel, inflated, and introduced retrogradely. Inflation of the balloon will lead to intima injury and overdistension of the vessel. After removing the catheter, the aortic incision will be closed with single stiches. The model shown in this article is reproducible, easy to perform, and can be established quickly and reliably. It is especially suitable for evaluating expensive experimental therapeutic agents, which can be applied in an economical fashion. By using different knockout-mouse strains, the impact of different genes on MH development can be assessed.

This article demonstrates a murine model to study the development of myointimal hyperplasia (MH) after aortic balloon injury.

Blessure axée sur le ballon pour provoquer l’hyperplasie Myointimal dans l’aorte abdominale de souris

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

Ultrasound Imaging of the Thoracic and Abdominal Aorta in Mice to Determine Aneurysm Dimensions

Contemporary high-resolution ultrasound instruments have sufficient resolution to facilitate the measurement of mouse aortas. These instruments have been widely used to measure aortic dimensions in mouse models of aortic aneurysms. Aortic aneurysms are defined as permanent dilations of the aorta, which occur most frequently in the ascending and abdominal regions. Sequential measurements of aortic dimensions by ultrasound are the principal approach for assessing the development and progression of aortic aneurysms in vivo. Although many reported studies used ultrasound imaging to measure aortic diameters as a primary endpoint, there are confounding factors, such as probe position and cardiac cycle, that may impact the accuracy of data acquisition, analysis, and interpretation. The purpose of this protocol is to provide a practical guide on the use of ultrasound to measure the aortic diameter in a reliable and reproducible manner. This protocol introduces the preparation of mice and instruments, the acquisition of appropriate ultrasound images, and data analysis.

Ultrasound imaging has become a common modality to determine the luminal dimensions of thoracic and abdominal aortic aneurysms in mice. This protocol describes the procedure to acquire reliable and reproducible two-dimensional ultrasound images of the ascending and abdominal aorta in mice.

Échographie de l’aorte thoracique et abdominale chez les souris pour déterminer les Dimensions de l’anévrisme

Contemporary high-resolution ultrasound instruments have sufficient resolution to facilitate the measurement of mouse aortas. These instruments have been ...

A Murine Model of Hemodialysis Access-Related Hand Dysfunction

Chronic kidney disease is a major public health problem, and the prevalence of end-stage renal disease (ESRD) requiring chronic renal replacement therapies such as hemodialysis continues to increase. Autogenous arteriovenous fistula (AVF) placement remains a primary vascular access option for ESRD patients. Unfortunately, approximately half of the hemodialysis patients experience dialysis access-related hand dysfunction (ARHD), ranging from subtle paresthesia to digital gangrene. Notably, the underlying biologic drivers responsible for ARHD are poorly understood, and no adequate animal model exists to elucidate the mechanisms and/or develop novel therapeutics for the prevention/treatment of ARHD. Herein, we describe a new mouse model in which an AVF is created between the left common iliac artery and vein, thereby facilitating the assessment of limb pathophysiology. The microsurgery includes vessel isolation, longitudinal venotomy, creation of arteriovenous anastomosis, and venous reconstruction. Sham surgeries include all the critical steps except for AVF creation. Iliac AVF placement results in clinically relevant alterations in central hemodynamics, peripheral ischemia, and impairments in hindlimb neuromotor performance. This novel preclinical AVF model provides a useful platform that recapitulates common neuromotor perturbations reported by hemodialysis patients, allowing researchers to investigate the mechanisms of ARHD pathophysiology and test potential therapeutics.

This protocol details the surgical steps of murine common iliac arteriovenous fistula creation. We developed this model to study hemodialysis access-related limb pathophysiology.

Un modèle murin de dysfonctionnement de la main lié à l’accès à l’hémodialyse

Chronic kidney disease is a major public health problem, and the prevalence of end-stage renal disease (ESRD) requiring chronic renal replacement ...

Robotic Cochlear Implantation for Direct Cochlear Access

Robot-assisted systems offer great potential for gentler and more precise cochlear implantation. In this article, we provide a comprehensive overview of the clinical workflow for robotic cochlear implantation using a robotic system specifically developed for a minimally invasive, direct cochlear access. The clinical workflow involves experts from various disciplines and requires training to ensure a smooth and safe procedure. The protocol briefly summarizes the history of robotic cochlear implantation. The clinical sequence is explained in detail, beginning with the assessment of patient eligibility and covering surgical preparation, preoperative planning with the special planning software, drilling of the middle ear access, intraoperative imaging to confirm the trajectory, milling of the inner ear access, insertion of the electrode array, and implant management. The steps that require special attention are discussed. As an example, the postoperative outcome of robotic cochlear implantation in a patient with advanced otosclerosis is presented. Finally, the procedure is discussed in the context of the authors' experience.

Robotic cochlear implantation is a procedure for minimally invasive inner ear access. Compared to conventional surgery, robotic cochlear implantation involves additional steps that need to be carried out in the operating room. In this article we give a description of the procedure and highlight the important aspects of robotic cochlear implantation.

Implantation cochléaire robotique pour un accès cochléaire direct

Robot-assisted systems offer great potential for gentler and more precise cochlear implantation. In this article, we provide a comprehensive overview of ...