Wir danken Frau Angela Freund für ihre unschätzbare technische Unterstützung bei der Einbettung und Folienproduktion. Wir danken auch Herrn Tadeusz Stopinski vom Institut für Labortierkunde & Experimentalchirurgie für seine aufschlussreiche Hilfe bei der tierärztlichen Arbeit.

Die Versuche wurden in Übereinstimmung mit dem Deutschen Tierschutzgesetz (TSchG) und der Richtlinie 2010/63/EU zum Schutz von Tieren durchgeführt, die zu wissenschaftlichen Zwecken verwendet werden. Die offizielle Genehmigung für diese Studie wurde vom Staatlichen Ausschuss für Tierpflege und Nutzung erteilt (Protokoll-Nr.: AZ 87-51.04.2010.A065; Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Recklinghausen). Das Studienprotokoll entsprach dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren. Die postoperative Schmerzbehandlung basiert auf den Empfehlungen der Deutschen Gesellschaft für Labortierkunde (GV-SOLAS) sowie der Initiative Tierärztliche Schmerztherapie.
1. Grundtechniken und gemeinsame Verfahren
<ol><li>Verwenden Sie homozygote ApoE-/- Sprague-Dawley Ratten. Identifizieren Sie den Genotyp jedes Tieres mit Standardmethoden17.</li>
	<li>Halten Sie die Tiere unter identischen Bedingungen (21 °C ± 2 °C, 60% ± 5% Luftfeuchtigkeit und einem 12 h Licht/Dunkel-Zyklus) und sorgen Sie für freien Zugang zu Wasser und Nahrung.</li>
	<li>Führen Sie alle Verfahren unter sauberen, aber nicht sterilen Bedingungen durch.</li>
	<li>Sobald die Ratte anästhesiert ist, führen Sie alle Eingriffe unter einem chirurgischen Mikroskop bei einer Vergrößerung von 16x durch.</li>
	<li>Verwenden Sie Wattestäbchen für Kompressionshämostase. Gaze Tupfer (5 cm x 5 cm) mit laktierter Ringer-Lösung getränkt sind hilfreich, um die Leistenfeuchte zu halten.</li>
	<li>Befolgen Sie die Abfallentsorgungsvorschriften, um gebrauchte Materialien zu entsorgen.</li>
</ol>2. Präparate vor der Operation
<ol><li>Bereiten Sie die Tierarzneimittel vor Beginn der Operation vor. Halten Sie alle Lösungen bei Raumtemperatur, sofern nicht anders angegeben.</li>
	<li>
Dreißig Minuten vor dem Eingriff 0,03-0,05 mg/kg Buprenorphin subkutan verabreichen. 
</li>
	<li>Anästhesisieren Sie die Ratte mit einer intraperitonealen Injektion von 100 mg/kg Körpergewicht (BW) (S)-Ketamin und 8 mg/kg BW Xylazin.</li>
	<li>Bewerten Sie das Gewicht der Ratte anhand einer Waage.</li>
	<li>Legen Sie die Ratte auf ein Heizkissen und fixieren Sie die oberen und unteren Gliedmaßen mit medizinischem Klebeband. Positionieren Sie die Ratte mit ihrer linken Hintergliedmaße vollständig ausgestreckt und so viel wie möglich im Einklang mit ihrer Wirbelsäule, um eine gerade Linie zwischen Femoralarterie und Aorta zu schaffen. Dies erleichtert das Vorrücken des Ballon-Stents durch die Aortenbifurkation.</li>
	<li>Halten Sie die Anästhesie mit der Inhalation von 1,5 Vol% Isofluran in 97,5% Sauerstoff bei einer Durchflussrate von 2 L/min aufrecht. HINWEIS: Lassen Sie die Ratte spontan atmen, ohne Intubation.</li>
	<li>Tragen Sie Augensalbe auf, um Augenschäden während der Bewusstlosigkeit zu verhindern.</li>
	<li>Rasieren Sie das Fell aus der Leisten- und Unterbauchbereich der Ratte und sterilisieren Sie die entsprechende Haut mit einer Povidon-Jod-Lösung.</li>
	<li>Vor Beginn der Operation eine ausreichende Tiefe der Anästhesie überprüfen, indem Sie die Schwanzspitze und das interdigitale Gewebe kneifen.</li>
</ol>3. Chirurgie
<ol><li>Machen Sie einen medialen Schnitt von 0,5,21 cm in der linken Leiste, um die Haut und die darunter liegende Faszie zu öffnen.</li>
	<li>Bluntly sect und sonde in den Tiefen, bis die pulsierende linke Oberschenkelarterie identifiziert werden kann.</li>
	<li>Mit sehr feinen Zangen bereiten Sie die Femoralarterie vor, indem Sie das umgebende Bindegewebe vorsichtig entfernen. Achten Sie darauf, weder den Oberschenkelnerv noch die Femoralvene zu schädigen, die der Arterie medial ist.</li>
	<li>Bereiten Sie etwa 1 cm der Oberschenkelarterie vor. Legen Sie vorsichtig die Spitze der Zange unter das Gefäß, um es sanft zu heben.</li>
	<li>Fadenstücke von 4-0 Seidennaht unter den distalen und proximalen Teilen der Arterie und bilden Schlingen. Klemmen Sie die Enden jeder der beiden Gewindeschlingen zwischen den Zweigen einer chirurgischen Klemme. Verwenden Sie die chirurgischen Klemmen, um die Arterie zu steuern. Dehnen und heben Sie die Hebegurte sanft an, um den Blutfluss vorübergehend zu unterbrechen. HINWEIS: Arbeiten Sie schnell, um ein längeres Tourniquet zu vermeiden, das zu Gewebeschäden führen kann.</li>
	<li>Führen Sie mit scharfen Mikroscheren eine Arteriotomie in der Mitte der Oberschenkelarterie durch.</li>
	<li>Führen Sie einen Führungsdraht durch die Arteriotomie ein. Wenn Sie den proximalen Fadenschlingen erreichen, lösen Sie die Spannung des Gewindes, indem Sie die chirurgische Klemme bewegen und den Führungsdraht weiter in Richtung der Bauchaorta voranbringen. HINWEIS: Schneiden Sie den Führungsdraht mit einem Drahtschneider, um die Handhabung zu erleichtern.</li>
	<li>Legen Sie das proximale Ende des Führungsdrahtes zwischen dem Zwerchfell und den Nierenarterien. HINWEIS: Das Vorrücken des Führungsdrahtes zu weit trägt das Risiko von Aorten- oder Herzverletzungen. Wir empfehlen, den Bauch zu öffnen, um eine angemessene Positionierung des Führungsdrahtes und des Stents zumindest für die ersten tiere zu gewährleisten.</li>
	<li>Führen Sie einen gekräusten und ballonmontierten koronaren Stent von 2,25 mm x 8 mm (max. 2,5 mm x 8 mm) über den Führungsdraht in die Oberschenkelarterie ein und bringen Sie ihn zur Bauchaorta vor.</li>
	<li>Platzieren Sie den Stent knapp über der Aortenverzweigung, aber unter den Nierenarterien. Stellen Sie den Stent ein, indem Sie den Ballonkatheter mit einem Inflationsspritzensystem auf 12 atm für 15 s aufblasen.</li>
	<li>Entleeren Sie den Ballonkatheter und halten Sie den Unterdruck gemäß den Empfehlungen des Herstellers für den stent im Einsatz.</li>
	<li>Ziehen Sie den deflationierten Katheter langsam ab, während Sie den Stent an Ort und Stelle lassen.</li>
	<li>Kurz vor dem Herausnehmen des Katheters, erzeugen Spannung auf der Fadenschleife über dem Schnitt mit der chirurgischen Klemme, um den Blutfluss wieder zu unterbrechen. Dann den Ballonkatheter entfernen und das Gefäß direkt proximal aufstellen.</li>
	<li>Binden Sie die proximalen und die distalen Fadenschleifen, um die Oberschenkelarterie zu ligan und eine angemessene Hämostase der Arteriotomie zu bestätigen. Kollateralarterien sorgen für eine weitere Durchblutung der Gliedmaße.</li>
	<li>Schließen Sie den Muskel über der Arterie, sowie den Hautschnitt mit 10-0 nicht resorbierbaren Nähten.</li>
</ol>4. Tierpflege nach Stent-Implantation
<ol><li>Unmittelbar nach der Operation die Ratte 60 min in einem speziellen Intensivstation-Käfig mit erwärmter Luft (30-u201235 °C) und sauerstoffhaltiger Versorgung erholen.</li>
	<li>Beobachten Sie die Tiere sorgfältig, bis sie vollständig geborgen sind. Danach bewegen Sie die Ratten in einen normalen Käfig. Bieten Sie ad libitum Zugang zu Wasser und Lebensmitteln.</li>
	<li>Verabreichen Sie postoperative Analgesie alle 6-12 Stunden mit 0,03-0,05 mg/kg Buprenorphin (s.c., in 500 l NaCl) für insgesamt 72 Stunden unter klinischer Bewertung.</li>
	<li>Lassen Sie das Futter mit Clopidogrel (15 mg/kg) gemischt, um eine Thrombose des implantierten Stents zu vermeiden.</li>
	<li>Um hypercholesterolemische Bedingungen und Plaquebildung zu verbessern, beginnen Sie die westliche Diätfütterung bei 6-u20128 Wochen nach der Geburt und setzen Sie bis zur Euthanasie fort. Auf Wunsch kann eine Kohorte von Tieren, die mit normalem Ratten-Chow gefüttert werden, als Kontrolle dienen.</li>
</ol>5. Gewebesammlung und -verarbeitung
<ol><li>Bevor Sie mit der Gewebeexplantation zum angegebenen Zeitpunkt beginnen, müssen Sie das Tier gemäß den IACUC-Richtlinien einschläfern. Ernte die gestete Aorta für histologische Analyse am Ende des Beobachtungszeitraums.</li>
	<li>Öffnen Sie den Bauch durch einen Mittellinienschnitt und entfernen Sie das gestäten Segment der Aorta sowie die angrenzenden nicht-stented Teile der Aorta, die jeweils 0,5 cm messen.</li>
	<li>Legen Sie das Gewebe in eine Lösung von 4% gepuffertem Formalin für 24 h zur Fixierung.</li>
	<li>Einbetten des gestents arteriellen Gewebes in Kunststoff und führen Histologische und immunhistochemische Färbung nach Standardprotokollen18,19durch.</li>
</ol>6. Histomorphometrische Analyse
<ol><li>Führen Sie die histomorphometrische Analyse sequenzieller Abschnitte des proximalen, mittleren und distalen Teils der stented aorta mittels eines Mikroskops durch, das mit einer geeigneten Bildanalysesoftware mit einem Computer verbunden ist.</li>
	<li>Verfolgen Sie die Konturen der äußeren elastischen Lamina (EEL, zwischen Adventitie und Medien), der inneren elastischen Lamina (IEL, zwischen Medien und Neointima) und lumen mit einer grafischen Zeichentablette. Berechnen Sie aus diesen Werten Die EEL-Fläche, die IEL-Fläche und die Lumenfläche mit der Software.</li>
	<li>Berechnen Sie die prozentuale Querschnittsfläche in-stent restenosis (ISR): <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/61442/61442equ01.jpg">
</li>
	<li>Berechnen Sie die gesamte Neotimtonfläche (Ai): <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/61442/61442equ02.jpg">
</li>
	<li>Messen Sie die Neotimindicke (NIT) über jeder Stentstrebe als Abstand zwischen Federbeine und Lumen. Messen Sie das NIT zwischen den Stentstreben als Abstand zwischen IEL und Lumen. ANMERKUNG: Alternativ können Sie NIT als <img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/61442/61442equ03.jpg"> wobei PL und PIEL das Lumen und der interne elastische Laminaumfang sind, bzw.20.</li>
	<li>Führen Sie zusätzliche Analysen entsprechend den Anforderungen der Studie durch.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Patel, M. 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Die Autoren haben nichts zu verraten.

Dieses Protokoll beschreibt die Implantation von koronaren Stents in menschliche Größe in die Bauchaorta von ApoE-/- Ratten. Mehrere technische Punkte sind hervorzuheben. Zunächst sollte eine Diskrepanz zwischen der Stentgröße und der Größe der Aorta vermieden werden. Das Platzieren eines zu kleinen Stents kann zu Stent-Malapposition führen, während die Implantation eines Stents, der zu groß für die Aorta ist, zu Überdehnung, Reißen und Verletzungen des Gefäßes führen kann. Daher empfehlen wir ...

Perkutane koronare Intervention (PCI), kombiniert mit dem Einsatz eines koronaren Stents, stellt den Goldstandard in der interventionellen Behandlung der koronaren Herzkrankheit1dar. Der langfristige Erfolg von Stents kann jedoch durch das Auftreten von In-Stent-Restenose (ISR) begrenzt werden, die durch eine übermäßige Proliferation von Neointimgewebe im Stent bestimmt wird2,3. ISR kann eine erneute Intervention entweder mit koronaren Arterienbypass oder re-PCI erfordern. Für die Untersuchung von ISR wurden verschiedene Tiermodelle vorgeschlagen, von denen jedes Vorteile und Mängel aufweist. Die Hauptnachteile der am häufigsten verwendeten Schweinekoronar- und Kaninchen-Iliac-Arterienmodelle, obwohl sie lästig sind, sind nach der Stent-Implantation4,5, große Tier- und Wohnkosten, die vor allem in Langzeitstudien logistische Schwierigkeiten mit sich bringen, sowie Einschränkungen bei der Handhabung und Ausrüstung. Darüber hinaus ist die Verfügbarkeit von Antikörpern gegen zelluläre Proteine von Schweinen und Kaninchen begrenzt. Auf der anderen Seite bieten murine Modelle die großen Vorteile eines hohen Durchsatzes und der Reproduzierbarkeit sowie der einfachen Handhabung, des Gehäuses und damit der Wirtschaftlichkeit. Darüber hinaus ist eine höhere Anzahl von Antikörpern verfügbar. Obwohl Apolipoprotein E-deficient (apoE-/-) Mäuse weit verbreitet für die Untersuchung von Arteriosklerose6,7,8verwendet wurden, sind sie für die Untersuchung von ISR ungeeignet, da Stents miniaturisiert werden müssen, um in Mäuse implantiert zu werden, was die mechanischen Eigenschaften der Stents verändern könnte. Darüber hinaus misst die Aortenwand von Mäusen bei jungen Mäusen zwischen 50 und bei alten Mäusen9, und Stents müssen mit Druckpegeln von bis zu 2 atm eingesetzt werden, was zu einer Fehlstellung des Stents10führen kann. Ratten erlauben jedoch die Implantation kommerziell erhältlicher menschlicher koronare Stents und zeigen einen vaskulären Heilungsverlauf ähnlich wie größere Tiere nach aortenstents Implantation, zuerst berichtet von Langeveld et al.11. Diese Technik erforderte ursprünglich einen transabdominalen Zugang, der eine physische Verengung der Aorta erforderte, um eine vorübergehende Unterbrechung des Blutflusses zu erreichen. Um die potenziell damit verbundenen Gefäßverletzungen und Entzündungsreaktionen zu vermeiden, wurde die Technik später durch die Einführung eines transiliac Zugangs verfeinert, was zusätzlich zu einer höheren Überlebensrate der Tiereführte 12.
Da Wildtypratten keine atherosklerotischen Läsionen entwickeln13, wurden ApoE-/- Ratten mit Nuklease-Techniken wie Transkription Activator-Like Effector Nuclease (TALEN)14, Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR/Cas9)15und Zinkfinger (ZF)16erzeugt. ApoE-/- Ratten sind seit 2011 im Handel erhältlich. ApoE-/- Ratten mit einem atherogen Hintergrund ermöglichen eine realistischere Bewertung von koronaren Stents in menschlicher Größe, insbesondere in Bezug auf ISR.
Dabei beschreiben wir die Methode über den transfemoralen Zugangsweg und unter Verwendung eines handelsüblichen Dünnstrut-Kobalt-Chrom-Eluing-Stents (DES), kann aber auch für die Untersuchung anderer Stenttypen wie Bare Metal Stents (BMS) oder biologisch abbaubarer Stents eingesetzt werden.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>Diet</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SNIFF High Fat diet + Clopidogrel (15 mg/kg)</td>
			<td>SNIFF Spezialdi&#228;ten GmbH, Soest</td>
			<td>custom prepared</td>
			<td>Western Diet</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drugs and Anesthetics</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Essex Pharma</td>
			<td>997.00.00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ISOFLO (Isoflurane Vapor) vaporiser</td>
			<td>Eickemeyer</td>
			<td>4802885</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Forene Abbott</td>
			<td>B 506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isotonic (0.9%) NaCl solution</td>
			<td>DeltaSelect GmbH</td>
			<td>PZN 00765145</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ringer&#39;s lactate solution</td>
			<td>Baxter Deutschland GmbH</td>
			<td>3775380</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(S)-ketamine</td>
			<td>CEVA Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine</td>
			<td>Medistar Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Consumable supplies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL syringes</td>
			<td>BD Plastipak</td>
			<td>4606108V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 mL syringes</td>
			<td>BD Plastipak</td>
			<td>4606027V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-0 prolene suture</td>
			<td>ETHICON</td>
			<td>N-2719K</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 silk suture</td>
			<td>Seraflex</td>
			<td>IC 158000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bepanthen Eye and Nose Ointment</td>
			<td>Bayer Vital GmbH</td>
			<td>6029009.00.00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Gauze swabs</td>
			<td>Fuhrmann GmbH</td>
			<td>32014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Durapore silk tape</td>
			<td>3M</td>
			<td>1538-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-Alcohol Skin Desinfection Solution</td>
			<td>Antiseptica GmbH</td>
			<td>72PAH200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterican needle 18 G</td>
			<td>B. Braun</td>
			<td>304622</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterican needle 27 3/4 G</td>
			<td>B.Braun</td>
			<td>4657705</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue Paper</td>
			<td>commercially available</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graefe forceps curved x1</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>11151-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graefe forceps straight</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>11050-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder Mathieu</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>12010-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>14074-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Semken forceps</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>11008-13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small surgical scissors curved</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>14029-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small surgical scissors straight</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>14028-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standard pattern forceps</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>11000-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas spring scissors</td>
			<td>Fine Science Tools Inc.</td>
			<td>15000-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting microscope</td>
			<td>Leica MZ9</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperature controlled heating pad</td>
			<td>Sygonix</td>
			<td>26857617</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment for stent implantation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drug-eluting stent Xience 2,25mm x 8mm</td>
			<td>Abbott Vascular USA</td>
			<td>1009544-18</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Guide wire Fielder XT PTCA guide wire: 0.014&#34; x 300cm</td>
			<td>ASAHI INTECC CO., LTD Japan</td>
			<td>AGP140302</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inflation syringe system</td>
			<td>Abbott 20/30 Priority Pack</td>
			<td>1000186</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue processing and analysis</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30% H2O2</td>
			<td>Roth</td>
			<td>9681</td>
			<td>Histology</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Roth</td>
			<td>K928.1</td>
			<td>Histology</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Giemsas Azur-Eosin-Methylenblau</td>
			<td>Merck</td>
			<td>109204</td>
			<td>Histology</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graphic Drawing Tablet</td>
			<td>WACOM Europe GmbH</td>
			<td>CTL-6100WLK-S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Roti Histofix, Formaldehyd 4% buffered</td>
			<td>Roth</td>
			<td>P087</td>
			<td>Histology</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Technovit 9100</td>
			<td>Morphisto</td>
			<td>12225.K1000</td>
			<td>Histology</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

implantation of human-sized coronary stents into rat abdominal aorta using a trans-femoral access

Perkutane koronare Intervention (PCI), kombiniert mit dem Einsatz eines koronaren Stents, stellt den Goldstandard in der interventionellen Behandlung von koronaren Herzerkrankungen dar. In-stent Restenose (ISR) wird durch eine übermäßige Proliferation von Neointimgewebe innerhalb des Stents bestimmt und begrenzt den langfristigen Erfolg von Stents. Eine Vielzahl von Tiermodellen wurden verwendet, um pathophysiologische Prozesse zu klären, die der In-Stent-Restenose (ISR) zugrunde liegen, wobei die Schweinekoronare und die Kaninchen-Iliasarterienmodelle am häufigsten verwendet werden. Murine-Modelle bieten die Vorteile eines hohen Durchsatzes, einfacher Handhabung und Gehäuse, Reproduzierbarkeit und einer breiten Verfügbarkeit molekularer Marker. Das Apolipoprotein E-Mangel (ApoE-/- ) Mausmodell wurde häufig verwendet, um Herz-Kreislauf-Erkrankungen zu studieren. Stents müssen jedoch miniaturisiert werden, um mäusen implantiert zu werden, was wichtige Veränderungen ihrer mechanischen und (potenziell) biologischen Eigenschaften mit sich bringen muss. Die Verwendung von ApoE-/- Ratten können diese Unzulänglichkeiten als ApoE überwinden-/- Ratten ermöglichen die Bewertung von koronaren Stents in menschlicher Größe und liefern gleichzeitig einen atherogen Phänotyp. Dies macht sie zu einem ausgezeichneten und zuverlässigen Modell, um ISR nach der Stent-Implantation zu untersuchen. Hier beschreiben wir detailliert die Implantation kommerziell erhältlicher menschlicher Koronarstents in die Bauchaorta von Ratten mit einemapoE-/- Hintergrund unter Verwendung eines transfemoralen Zugangs.

Dieses Protokoll beschreibt die Stentimplantation in der Bauchaorta von Ratten mit einem transfemoralen Zugangsweg (Abbildung 1). Der erste zentrale Punkt dieses Tiermodells ist, dass es den Einsatz von koronaren Stents in menschlicher Größe ermöglicht. Ein kommerziell erhältlicher crimpter und ballonmontierter koronaren Stent kann in die Bauchaorta von Ratten gelegt werden. So kann darüber hinaus das gleiche Prinzip der Stent-Einsatz wie beim Menschen angewendet werden. Ein weiterer Vo...

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Implantation of Human-Sized Coronary Stents into Rat Abdominal Aorta Using a Trans-Femoral Access

Dieses Protokoll beschreibt die Implantation menschlicher koronarer Stents in die Bauchaorta von Ratten mit einemApoE-/- Hintergrund unter Verwendung eines transfemoralen Zugangs. Im Vergleich zu anderen Tiermodellen bieten murine Modelle die Vorteile eines hohen Durchsatzes, der Reproduzierbarkeit, der einfachen Handhabung und des Gehäuses sowie einer breiten Verfügbarkeit molekularer Marker.

Implantation von menschengroßen koronaren Stents in Ratte Abdominal Aorta mit einem transfemoralen Zugang

Percutaneous coronary intervention (PCI), combined with the deployment of a coronary stent, represents the gold standard in interventional treatment of ...

implantation-human-sized-coronary-stents-into-rat-abdominal-aorta

Research

JoVE Journal

Medicine

4.1K Aufrufe.  University Hospital RWTH Aachen. Dieses Protokoll beschreibt die Implantation menschlicher koronarer Stents in die Bauchaorta von Ratten mit einemApoE-/- Hintergrund unter Verwendung eines transfemoralen Zugangs. Im Vergleich zu anderen Tiermodellen bieten murine Modelle die Vorteile eines hohen Durchsatzes, der Reproduzierbarkeit, der einfachen Handhabung und des Gehäuses sowie einer breiten Verfügbarkeit molekularer Marker.

Serie: Implantation of Human-Sized Coronary Stents into Rat Abdominal Aorta Using a Trans-Femoral Access

The C-seal: A Biofragmentable Drain Protecting the Stapled Colorectal Anastomosis from Leakage

Colorectal anastomotic leakage (AL) is a serious complication in colorectal surgery leading to high morbidity and mortality rates1. The incidence of AL varies between 2.5 and 20% 2-5. Over the years, many strategies aimed at lowering the incidence of anastomotic leakage have been examined6, 7. 
The cause of AL is probably multifactorial. Etiological factors include insufficient arterial blood supply, tension on the anastomosis, hematoma and/or infection at the anastomotic site, and co-morbid factors of the patient as diabetes and atherosclerosis8. Furthermore, some anastomoses may be insufficient from the start due to technical failure.
Currently a new device is developed in our institute aimed at protecting the colorectal anastomosis and lowering the incidence of AL. This so called C-seal is a biofragmentable drain, which is stapled to the anastomosis with the circular stapler. It covers the luminal side of the colorectal anastomosis thereby preventing leakage.
The C-seal is a thin-walled tube-like drain, with an approximate diameter of 4 cm and an approximate length of 25 cm (figure 1). It is a tubular device composed of biodegradable polyurethane. Two flaps with adhesive tape are found at one end of the tube. These flaps are used to attach the C-seal to the anvil of the circular stapler, so that after the anastomosis is made the C-seal can be pulled through the anus. The C-seal remains in situ for at least 10 days. Thereafter it will lose strength and will degrade to be secreted from the body together with the gastrointestinal natural contents.
The C-seal does not prevent the formation of dehiscences. However, it prevents extravasation of faeces into the peritoneal cavity. This means that a gap at the anastomotic site does not lead to leakage.
Currently, a phase II study testing the C-seal in 35 patients undergoing (colo-)rectal resection with stapled anastomosis is recruiting. The C-seal can be used in both open procedures as well as laparoscopic procedures. The C-seal is only applied in stapled anastomoses within 15cm from the anal verge. In the video, application of the C-seal is shown in an open extended sigmoid resection in a patient suffering from diverticular disease with a stenotic colon.

The C-seal is a biofragmentable drain protecting the stapled colorectal anastomosis. In this video, details of the manufacturing, deployment and use are shown.

Die C-Dichtung: Ein Biofragmentable ablassen Schutz der Stapled kolorektalen Anastomose von Leakage

Colorectal anastomotic leakage (AL) is a serious complication in colorectal surgery leading to high morbidity and mortality rates1. The incidence of AL ...

Forschung

Medizin

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

Rat Heterotope Abdominal Herz / Einzel-Lungen-Transplantation in einer Volume-Konfiguration geladen

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Creation of Abdominal Adhesions in Mice

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or intraabdominal infection. The precise mechanisms underlying adhesion formation are poorly understood. Many compounds and physical barriers have been tested for their ability to prevent adhesions after surgery with varying levels of success. The mouse and rat are important models for the study of abdominal adhesions. Several different techniques for the creation of adhesions in the mouse and rat exist in the literature. Here we describe a protocol utilizing abrasion of the cecum with sandpaper and sutures placed in the right abdominal sidewall. The mouse is anesthetized and the abdomen is prepped. A midline laparotomy is created and the cecum is identified. Sandpaper is used to gently abrade the surface of the cecum. Next, several figure-of-eight sutures are placed into the peritoneum of the right abdominal sidewall. The abdominal cavity is irrigated, a small amount of starch is applied, and the incision is closed. We have found that this technique produces the most consistent adhesions with the lowest mortality rate.

Abdominal adhesions that form after surgery are a major cause of pain, infertility, and hospitalization and reoperation for small bowel obstruction. Our surgical procedure for creating abdominal adhesions in mice is a reliable tool to study the mechanisms underlying the formation of adhesions.

Erstellung von Verwachsungen bei Mäusen

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or ...

A Model of Cardiac Remodeling Through Constriction of the Abdominal Aorta in Rats

Heart failure is one of the leading causes of death worldwide. It is a complex clinical syndromethat includes fatigue, dyspnea, exercise intolerance, and fluid retention. Changes in myocardial structure, electrical conduction, and energy metabolism develop with heart failure, leading to contractile dysfunction, increased risk of arrhythmias, and sudden death. Hypertensive heart disease is one of the key contributing factors of cardiac remodeling associated with heart failure. The most commonly-used animal model mimicking hypertensive heart disease is created via surgical interventions, such as by narrowing the aorta. Abdominal aortic constriction is a useful experimental technique to induce a pressure overload, which leads to heart failure. The surgery can be easily performed, without the need for chest opening or mechanical ventilation. Abdominal aortic constriction-induced cardiac pathology progresses gradually, making this model relevant to clinical hypertensive heart failure. Cardiac injury and remodeling can be observed 10 weeks after the surgery. The method described here provides a simple and effective approach to produce a hypertensive heart disease animal model that is suitable for studying disease mechanisms and for testing novel therapeutics.

A rat model of abdominal aortic constriction that induces cardiac hypertrophy and remodeling is described. An efficient, highly-reproducible, and minimally-invasive method is used to provide a simple yet useful platform for research in myocardial hypertrophy and dysfunction.

Ein Modell der kardialen Remodeling Durch Zusammenziehen der Bauchaorta bei Ratten

Heart failure is one of the leading causes of death worldwide. It is a complex clinical syndromethat includes fatigue, dyspnea, exercise intolerance, and ...

Patch Angioplasty in the Rat Aorta or Inferior Vena Cava

Pericardial patches are commonly used in vascular surgery to close vessels. To facilitate studies of the neointimal hyperplasia that forms on the patch, we developed a rat model of patch angioplasty that can be used in either a vein or an artery, creating a patch venoplasty or a patch arterioplasty, respectively. Technical aspects of this model are discussed. The infra-renal IVC or aorta are dissected and then clamped proximally and distally. A 3 mm venotomy or arteriotomy is performed in the infrarenal inferior vena cava or aorta of 6 to 8 week-old Wistar rats. A bovine pericardial patch (3 mm x 1.5 mm x 0.6 mm) is then used to close the site using a 10-0 nylon suture. Compared to arterial patches, venous patches show increased neointimal thickness on postoperative day 7. This novel model of pericardial patch angioplasty can be used to examine neointimal hyperplasia on vascular biomaterials, as well as to compare the differences between the arterial and venous environments.

We have established a model of pericardial patch angioplasty that can be used in either small-diameter veins or arteries. This model can be used to compare venous and arterial neointimal hyperplasia formation.

Patch-Angioplastie in der Ratte Aorta oder Vena Cava

Pericardial patches are commonly used in vascular surgery to close vessels. To facilitate studies of the neointimal hyperplasia that forms on the patch, ...

Direct Re-implantation of Left Coronary Artery into the Aorta in Adults with Anomalous Origin of Left Coronary Artery from the Pulmonary Artery (ALCAPA)

Anomalous origin of the left coronary artery from the pulmonary artery (ALCAPA) is a rare congenital anomaly which is one of leading causes of myocardial ischemia and infarction in children. If left untreated, it results in a 90% mortality rate in the first year of life. In patients who survive to the adulthood, the coronary steal phenomenon and retrograde left-sided coronary flow provide a substrate for chronic subendocardial ischemia, which may lead to left ventricular dysfunction, ischemic mitral regurgitation, malignant ventricular arrhythmias, and sudden cardiac death. The average age of life-threatening presentation is 33 years and of sudden cardiac death 31 years. Therefore, surgical correction is highly recommended as soon as the diagnosis is made, regardless of age. In adult-type ALCAPA originating from the right-facing sinus of the pulmonary artery, direct re-implantation of the ALCAPA into the aorta is the more physiologically sound repair technique to re-establish the dual-coronary perfusion system and is recommended. This protocol describes the technique of direct re-implantation of adult-type ALCAPA into the aorta.

Direct Re-implantation of Left Coronary Artery into the Aorta in Adults with Anomalous Origin of Left Coronary Artery from the Pulmonary Artery ALCAPA

Surgical correction of ALCAPA is highly recommended, regardless of age or the degree of intercoronary collateralization. This protocol presents a technique for the direct re-implantation of adult-type ALCAPA into the aorta to re-establish the dual-coronary perfusion. Whenever feasible, direct re-implantation is preferred to other surgical correction techniques.

Direkter Wieder Implantation von linken Koronararterie in die Aorta bei Erwachsenen mit Anomale Ursprung der linken Koronararterie aus der Lungenarterie (ALCAPA)

Anomalous origin of the left coronary artery from the pulmonary artery (ALCAPA) is a rare congenital anomaly which is one of leading causes of myocardial ...

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine balloon denudation model, which is comparable with established vessel injury models in large animals. The aorta denudation model with balloon catheters mimics the clinical setting and leads to comparable pathobiological and physiological changes. Briefly, after performing a horizontal incision in the aorta abdominalis, a balloon catheter will be inserted into the vessel, inflated, and introduced retrogradely. Inflation of the balloon will lead to intima injury and overdistension of the vessel. After removing the catheter, the aortic incision will be closed with single stiches. The model shown in this article is reproducible, easy to perform, and can be established quickly and reliably. It is especially suitable for evaluating expensive experimental therapeutic agents, which can be applied in an economical fashion. By using different knockout-mouse strains, the impact of different genes on MH development can be assessed.

This article demonstrates a murine model to study the development of myointimal hyperplasia (MH) after aortic balloon injury.

Ballon-basierte Verletzungen induzieren Myointimal Hyperplasie in der Bauchschlagader Maus

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

Ultrasound Imaging of the Thoracic and Abdominal Aorta in Mice to Determine Aneurysm Dimensions

Contemporary high-resolution ultrasound instruments have sufficient resolution to facilitate the measurement of mouse aortas. These instruments have been widely used to measure aortic dimensions in mouse models of aortic aneurysms. Aortic aneurysms are defined as permanent dilations of the aorta, which occur most frequently in the ascending and abdominal regions. Sequential measurements of aortic dimensions by ultrasound are the principal approach for assessing the development and progression of aortic aneurysms in vivo. Although many reported studies used ultrasound imaging to measure aortic diameters as a primary endpoint, there are confounding factors, such as probe position and cardiac cycle, that may impact the accuracy of data acquisition, analysis, and interpretation. The purpose of this protocol is to provide a practical guide on the use of ultrasound to measure the aortic diameter in a reliable and reproducible manner. This protocol introduces the preparation of mice and instruments, the acquisition of appropriate ultrasound images, and data analysis.

Ultrasound imaging has become a common modality to determine the luminal dimensions of thoracic and abdominal aortic aneurysms in mice. This protocol describes the procedure to acquire reliable and reproducible two-dimensional ultrasound images of the ascending and abdominal aorta in mice.

Ultraschall-Bildgebung der thorakalen und abdominalen Aorta bei Mäusen zu Aneurysma Abmessungen bestimmen

Contemporary high-resolution ultrasound instruments have sufficient resolution to facilitate the measurement of mouse aortas. These instruments have been ...

A Murine Model of Hemodialysis Access-Related Hand Dysfunction

Chronic kidney disease is a major public health problem, and the prevalence of end-stage renal disease (ESRD) requiring chronic renal replacement therapies such as hemodialysis continues to increase. Autogenous arteriovenous fistula (AVF) placement remains a primary vascular access option for ESRD patients. Unfortunately, approximately half of the hemodialysis patients experience dialysis access-related hand dysfunction (ARHD), ranging from subtle paresthesia to digital gangrene. Notably, the underlying biologic drivers responsible for ARHD are poorly understood, and no adequate animal model exists to elucidate the mechanisms and/or develop novel therapeutics for the prevention/treatment of ARHD. Herein, we describe a new mouse model in which an AVF is created between the left common iliac artery and vein, thereby facilitating the assessment of limb pathophysiology. The microsurgery includes vessel isolation, longitudinal venotomy, creation of arteriovenous anastomosis, and venous reconstruction. Sham surgeries include all the critical steps except for AVF creation. Iliac AVF placement results in clinically relevant alterations in central hemodynamics, peripheral ischemia, and impairments in hindlimb neuromotor performance. This novel preclinical AVF model provides a useful platform that recapitulates common neuromotor perturbations reported by hemodialysis patients, allowing researchers to investigate the mechanisms of ARHD pathophysiology and test potential therapeutics.

This protocol details the surgical steps of murine common iliac arteriovenous fistula creation. We developed this model to study hemodialysis access-related limb pathophysiology.

Ein murines Modell der Hämodialysezugangsbedingten Handfunktionsstörung

Chronic kidney disease is a major public health problem, and the prevalence of end-stage renal disease (ESRD) requiring chronic renal replacement ...

Robotic Cochlear Implantation for Direct Cochlear Access

Robot-assisted systems offer great potential for gentler and more precise cochlear implantation. In this article, we provide a comprehensive overview of the clinical workflow for robotic cochlear implantation using a robotic system specifically developed for a minimally invasive, direct cochlear access. The clinical workflow involves experts from various disciplines and requires training to ensure a smooth and safe procedure. The protocol briefly summarizes the history of robotic cochlear implantation. The clinical sequence is explained in detail, beginning with the assessment of patient eligibility and covering surgical preparation, preoperative planning with the special planning software, drilling of the middle ear access, intraoperative imaging to confirm the trajectory, milling of the inner ear access, insertion of the electrode array, and implant management. The steps that require special attention are discussed. As an example, the postoperative outcome of robotic cochlear implantation in a patient with advanced otosclerosis is presented. Finally, the procedure is discussed in the context of the authors' experience.

Robotic cochlear implantation is a procedure for minimally invasive inner ear access. Compared to conventional surgery, robotic cochlear implantation involves additional steps that need to be carried out in the operating room. In this article we give a description of the procedure and highlight the important aspects of robotic cochlear implantation.

Roboter-Cochlea-Implantation für direkten Cochlea-Zugang

Robot-assisted systems offer great potential for gentler and more precise cochlear implantation. In this article, we provide a comprehensive overview of ...