La valeur unique de ce protocole est que deux membres du personnel utilisant de l’équipement facilement disponible dans de petits espaces de laboratoire peuvent produire suffisamment de moustiques stériles pour soutenir un programme SIT opérationnel de 50 acres. L’efficacité et le faible coût de cette technique la rendent accessible, intraitable même pour les petits districts de lutte contre les moustiques afin d’augmenter leur programme intégré de lutte antivectorielle. Barbara Bayer, technicienne de laboratoire en sciences biologiques de l’unité de recherche, feront la démonstration de la procédure.
Pour élever des Aedes aegypti adultes à partir de nymphes, préparez des cages d’élevage en aluminium pliables de 60 centimètres sur 60 centimètres avec un filet en fibre de verre de 0,84 par 0,84 millimètre et un manchon de stockinette sur une paroi verticale de chaque cage. Placez un gobelet en plastique de 1 900 millilitres avec des pupes Aedes aegypti à un rapport de masculinité de un à un dans chaque cage d’élevage et attachez le manchon fermé, laissant les tasses dans des cages pour l’enclosion pendant environ quatre jours à 28 à 30 degrés Celsius supérieurs à 50% d’humidité relative dans un cycle lumière:obscurité de 12:12 ou 14:10 jusqu’à ce qu’il n’y ait plus d’adultes émergent. 24 heures après avoir placé les pupes dans les cages d’élevage, placez un récipient de solution de saccharose à 10% avec une mèche éponge dans chaque cage et suspendez une éponge de 10 centimètres sur 2 centimètres imbibée de miel à partir d’un crochet métallique pour fournir respectivement hydratation et nutrition aux moustiques adultes.
48 à 72 heures après l’apparition de la plupart des adultes tous les deux ou trois jours pendant les trois à quatre semaines suivantes, remplissez le condom en peau d’agneau avec 50 à 100 millilitres de sang bovin défibriné par cage et réchauffez les condoms à environ 37 degrés Celsius dans un bain d’eau chaude. Après avoir soigneusement tapoté les préservatifs avec la serviette, placez les préservatifs partiellement séchés dans des boîtes de Petri doublées de papier individuelles à l’intérieur des cages pendant 30 à 60 minutes. 48 à 72 heures après chaque alimentation en sang, placer une tasse de ponte de 1 900 millilitres contenant 800 millilitres d’eau nymphale filtrée et munie d’une feuille de papier de germination des graines de 8 à 10 à 10 centimètres sur 30 insérée au ras de la circonférence interne de la tasse dans chaque cage.
Pour éloigner les larves d’Aedes aegypti des œufs, utilisez un papier de ponte avec 5 000 à 10 000 œufs présents et coupez une section de trois à sept centimètres perpendiculaire à la ligne de ponte. Placez la pièce dans un nouveau récipient de 460 millilitres à moitié rempli d’eau du robinet et d’une pincée de flocons de nourriture pour poissons pulvérisés. Couvrir et agiter vigoureusement le récipient pendant au moins une minute avant de verser tout le contenu dans un bac d’élevage contenant trois litres d’eau du robinet et 50 millilitres de lisier brun.
Marquez la poêle avec la date de début, les informations sur la souche et le calendrier d’alimentation. Une fois que la proportion seuil approximative de larves dans les bacs à larves a été atteinte, versez le contenu de chaque casserole à travers un tamis de taille 20 à 40 et utilisez une bouteille d’eau du robinet pressée pour laver les pupes et les larves du tamis dans un bécher en plastique gradué de trois litres. Pour séparer les pupes mâles des larves et des pupes femelles, divisez le contenu de chaque bécher entre plusieurs récipients en plastique de 1,9 litre et placez un récipient de collecte rigide peu profond de quatre litres sous l’écluse à la base d’un séparateur nymphal.
Remplissez deux béchers en plastique gradué de trois litres environ aux trois quarts d’eau du robinet et versez l’eau à travers l’espace entre les plaques de verre du séparateur tout en ajustant les boutons supérieur et inférieur pour permettre à l’eau de circuler continuellement à travers le séparateur. Une fois que l’eau stagnante s’est accumulée uniformément à une hauteur d’environ 1,25 centimètre à partir de la base des plaques, marquer les positions de départ aux boutons inférieurs du séparateur avec du ruban adhésif et commencer à verser les récipients de pupes et de larves dans le séparateur tout en faisant tourner continuellement les boutons inférieurs dans le sens inverse des aiguilles d’une montre d’un à deux centimètres des positions de départ. Lorsque la plupart ou la totalité des larves ont traversé l’écluse dans le récipient de collecte, interrompez l’écoulement de l’eau et utilisez un tamis numéro 30 pour nettoyer le récipient de collecte des larves.
Lorsque toutes les larves ont été enlevées, versez l’eau et ajustez à nouveau les boutons pour permettre aux pupes mâles d’être rincées dans le récipient de collecte. Ensuite, versez les pupes mâles du récipient dans un tamis numéro 20 et utilisez une bouteille d’eau du robinet d’un litre pour laver les pupes du tamis dans un récipient séparé de 1,9 litre. Lorsque toutes les pupes mâles ont été collectées, versez l’eau et ajustez les boutons pour permettre aux pupes femelles d’être recueillies.
Utilisation du tamis numéro 20 pour transférer les pupes femelles dans un nouveau récipient de 1,9 litre comme nous venons de le démontrer. Ensuite, versez l’eau et ajustez à nouveau les boutons jusqu’à ce que tous les moustiques immatures aient été éliminés du séparateur. Filtrer les pupes mâles collectées avec un tamis et laver le caca dans un bécher gradué d’un litre avec le moins d’eau possible.
Versez délicatement les pupes dans des boîtes de Petri tapissées de papier filtre humide en une seule couche. Retirez l’eau stagnante du fond de la boîte de Petri à l’aide d’une pipette de pâturage fraîche de trois millilitres pour empêcher les mouvements nymphaux pendant le travail. Empaquetez les boîtes de Petri et les empilements avant de les sceller dans un sac refermable étiqueté de 3,8 litres pour l’adapter à la chambre d’irradiation.
Pour marquer les lots quantifiés de moustiques mâles adultes irradiés, retirez toutes les sources de nutrition de la cage d’élevage et placez une cage dans une grande chambre de dioxyde de carbone pendant cinq à sept minutes, en frappant les côtés du récipient pour déloger tous les moustiques accrochés aux murs. À la fin de la période d’exposition, transférer les moustiques dans un flacon d’aspirateur et anesthésier à nouveau les moustiques avant de secouer les moustiques dans une surface de travail recouverte de papier blanc. Aspirer soigneusement tous les mâles de la surface de travail dans un nouveau flacon et répéter les expositions et le prélèvement jusqu’à ce que tous les mâles adultes aient été prélevés dans toutes les cages d’élevage.
À un moment donné au cours du processus de tri sexuel, générez un flacon contenant seulement 25 moustiques mâles adultes. Lorsque tous les mâles ont été recueillis, pesez chaque vil de moustiques dans un bateau de pesée tared sur une balance, et versez rapidement les moustiques pesés dans un récipient en carton de 240 millilitres contenant 50 milligrammes un colorant de marquage. Inclinez et tournez le récipient d’une rotation complète dans le sens horaire et antihoraire jusqu’à ce que tous les moustiques aient été légèrement enduits et versez les moustiques dans un nouveau bateau de pesée, puis pliez le bateau de pesage en deux pour permettre aux moustiques d’être canalisés à travers le manchon de stockinette dans le récipient de libération.
Lorsqu’environ deux grammes de moustiques mâles ont été ajoutés au contenant de libération, attachez le manchon de la stockinette fermé et marquez le ruban d’étiquetage sur la lunette du contenant de libération avec la couleur du colorant, le numéro du contenant et le poids total des moustiques. Dans cette expérience représentative d’élevage, d’irradiation et de commercialisation de moustiques mâles adultes Aedes aegypti, deux grammes de moustiques adultes mâles ont pu être collectés dans trois cages d’élevage et avec deux flacons de 25 mâles de deux cages pour permettre le calcul du poids moyen par moustique. 25 femelles ont été éliminées au total de deux des lots.
Une alimentation opportune et observationnelle pendant la semaine d’élevage des larves est essentielle pour générer des pupes bien développées pour la séparation. Cela génère une distinction claire entre les mâles et les femelles, ce qui conduit à une faible occurrence de femelles dans les étapes de marquage. En plus de les utiliser dans les programmes SIT opérationnels, ces mâles stériles peuvent également être largement utilisés dans des expériences sur la compétition d’accouplement, la survie et la dispersion des mâles irradiés par rapport aux mâles sauvages non irradiés.
La modification de la technique pour inclure les moustiques femelles nous permet d’étudier l’impact de la libération involontaire de femelles irradiées en ce qui concerne la fécondité et la compétence du vecteur.
