Ce modèle d’hémorragie sous-arachnoïdienne nous aide à mieux comprendre les mécanismes physiopathologiques et les conséquences. Nous espérons que cela permettra de générer des thérapies, réduisant ainsi le fardeau de la maladie chez les patients atteints. Le principal avantage de cette technique est qu’elle est hautement reproductible, car une quantité fixe de sang est injectée.
De plus, il ressemble à une hémorragie sous-arachnoïdienne humaine dans les paramètres clés. Pour fabriquer la sonde ICP, brûlez une extrémité d’un morceau de tube en polyéthylène de 20 millimètres, en faisant une plaque circulaire et en gardant la lumière ouverte. Ensuite, glissez un anneau de tube en silicone d’un millimètre sur le tube en polyéthylène avant de connecter un morceau de tube en silicone de 10 millimètres à l’extrémité du tube en polyéthylène.
Ensuite, anesthésiez, intuberez et cathétérisez un rat Sprague Dawley avant de le placer dans un cadre stéréotaxique. Après l’administration de l’anesthésie locale, faire une incision cutanée de huit millimètres caudale à partir de la ponction de l’aiguille dans la ligne médiane. Sous un microscope à dissection, disséquez tous les muscles carrément en couches pour identifier la membrane atlanto-occipitale.
Ensuite, utilisez l’écarteur de bras pour retenir la musculature du cou, en plaçant le rétracteur caudale si nécessaire. Après avoir vérifié que la sonde ICP stérile est connectée au transducteur ICP, rincez la sonde ICP avec une solution saline, en vous assurant qu’il n’y a pas de bulles d’air dans la sonde. À l’aide d’une aiguille de calibre 23, inciser la membrane atlanto-occipitale en faisant un trou pour amadouer doucement la sonde ICP à travers la membrane.
Tirez légèrement la sonde et assurez-vous qu’elle montre une courbe pulsée comprise entre zéro et cinq millimètres de mercure. Si ce n’est pas le cas, retirez la sonde, revérifiez la connexion au transducteur et confirmez le flux à travers la lumière. Dans la zone où la membrane atlanto-occipitale s’enroule autour de la sonde, appliquez deux gouttes de colle tissulaire.
Déplacez ensuite le tube en silicone d’un millimètre vers l’avant vers la membrane, avant d’appliquer de la colle supplémentaire pour minimiser le risque de déplacement de la sonde ICP. Une fois la sonde ICP collée, retirez l’enrouleur. Ensuite, à l’aide d’une suture monofilament 4-0 non résorbable, placez une suture horizontale du matelas à l’extrémité caudale de l’incision et une suture simple interrompue à l’extrémité céphalique.
Pour placer la sonde laser-Doppler, faites une incision caudale de 15 millimètres dans la ligne médiane, en commençant juste avant les yeux. Après avoir enlevé le tissu conjonctif et les muscles avec une pince, utilisez l’extrémité d’un coton-tige stérile comme rougine pour identifier le bregma et les sutures coronales. Après avoir placé l’écarteur armé, placez une aiguille vertébrale de calibre 25 dans le cadre stéréotaxique exactement sur le bregma et notez la position.
Ensuite, retirez l’aiguille du bregma. Déplacez le cadre vers l’avant de 6,5 millimètres. Replacez ensuite l’aiguille dans la ligne médiane pour marquer le côté du perçage.
Forer jusqu’à ce que la dure-mère soit identifiée sous l’os. À l’aide d’une pince droite, retirez délicatement les fragments d’os. Ensuite, remplissez la cavité avec de la cire d’os.
Ensuite, trois à quatre millimètres latéraux à droite du bregma et juste avant la suture coronale pour le laser-doppler, percez un autre trou. Veillez à ne pas pénétrer dans la dure-mère. Recherchez les vaisseaux où le laser-doppler peut mesurer le flux sanguin.
Placez le doppler laser et vérifiez les valeurs. Une valeur minimale de 100 unités de flux est requise. Si les valeurs restent acceptables après avoir retiré le microscope, ajoutez une goutte de colle pour fixer la sonde.
Vérifiez à nouveau si la valeur est supérieure à 80 unités de flux. Pour induire une hémorragie sous-arachnoïdienne, insérez doucement l’aiguille à travers le crâne dans la ligne médiane entre les hémisphères jusqu’à ce que la résistance soit ressentie en raison de la base du crâne. Rétractez l’aiguille d’un millimètre pour assurer un placement correct juste avant le chiasme optique.
Pour assurer le résultat le plus homogène lors de l’injection de sang, tournez l’aiguille dans le sens des aiguilles d’une montre de 90 degrés de sorte que la pointe de l’aiguille pointe vers la droite. Ensuite, retirez le talon aiguille. Après un équilibrage de 15 minutes, ajuster le niveau d’anesthésie pour obtenir une pression artérielle moyenne comprise entre 80 et 100 millimètres de mercure.
Ensuite, effectuez une analyse des gaz du sang pour confirmer que le pH, la pression partielle du dioxyde de carbone et la pression partielle de l’oxygène sont dans les paramètres physiologiques. Ensuite, à l’aide d’une seringue d’un millilitre avec une aiguille émoussée de calibre 23, prélevez 500 microlitres de sang du cathéter de queue. Pour éviter l’injection d’air, remplissez l’espace mort de la chambre à aiguilles vertébrale avec du sang.
Après avoir ajusté le volume de sang dans la seringue à 300 microlitres, connectez la seringue à l’aiguille vertébrale. Ensuite, en saisissant fermement autour de la seringue, injectez le sang manuellement pour dépasser la pression artérielle moyenne. Observez une forte augmentation de la pression intracérébrale et une chute concomitante du flux sanguin cérébral.
30 minutes après l’induction de l’hémorragie sous-arachnoïdienne, retirez l’aiguille et la sonde laser-Doppler. Et remplissez les cavités avec de la cire d’os. À l’aide d’une suture monofilament 4-0 non résorbable, fermez l’incision avec deux sutures horizontales du matelas.
Pour utiliser la sonde ICP pour les injections dans la citerne magna, retirez le tube en silicone et insérez un adaptateur de port de broche dans le tube en polyéthylène. Pour effectuer une administration intrathécale pendant que l’animal est éveillé, placez un injecteur à orifice sur une seringue de précision. Administrez ensuite le traitement via l’adaptateur de port à broches.
Si les administrations intrathécales ne doivent pas être effectuées, coupez la suture interrompue simple. Ensuite, à l’aide de ciseaux, raccourcissez la sonde ICP autant que possible et collez l’extrémité pour éviter les fuites de liquide céphalorachidien. Fermez l’incision avec une suture monofilament 4-0 non résorbable.
Dans l’évaluation de la fonction motrice sensorielle globale à l’aide du test du pôle rotatif, les rats atteints d’hémorragie sous-arachnoïdienne induite expérimentalement ont obtenu des résultats significativement moins bons 24 et 48 heures après la chirurgie par rapport aux animaux fictifs. La sensibilité à l’endothéline-1, un agoniste de la famille des récepteurs de l’endothéline-1, a significativement augmenté deux jours après une hémorragie sous-arachnoïdienne dans les artères basilaire et cérébrale moyenne des rats expérimentaux par rapport à celles des témoins fictifs. Les deux artères des rats expérimentaux ont également montré une augmentation similaire de la sensibilité à la 5-carboxamidotryptamine, un agoniste de la famille des récepteurs de la 5-hydroxytryptamine.
Après la procédure, des tests neurocomportementaux ainsi que des analyses tissulaires, y compris l’immunohistochimie, la PCR, l’analyseur de transfert Western peuvent être effectués pour analyser les conséquences et les mécanismes.
