Les injections au jet d’eau de composants actifs, tels que des liquides, des nanoparticules, des microparticules, des médicaments encapsulés ou même des cellules vivantes, peuvent être appliquées beaucoup plus précisément que les injections d’aiguilles dans différents tissus ciblés. Les approches mini-invasives nécessitent une localisation précise du médicament dans des couches prédéterminées du tissu ciblé en présélectionnant les pressions d’injection. Nous nous concentrons actuellement sur la thérapie cellulaire pour l’incontinence urinaire.
Cependant, cette technique a déjà été étendue à la régénération du tissu musculaire infecté après une crise cardiaque sévère. À l’heure actuelle, la technique ne peut être appliquée que par des chercheurs expérimentés ou des médecins agréés dans le cadre d’études précliniques. Il n’est pas destiné à être utilisé dans les procédures de laboratoire de routine car il est développé à des fins cliniques futures.
Pour commencer, placez l’urètre avec la vessie de connexion disséquée d’un porc landrace femelle adulte sur une éponge qui imite l’élasticité du plancher pelvien inférieur. Ensuite, en utilisant la vessie, déterminez l’orientation de l’urètre. Cela est possible grâce à la localisation de l’uretère et des trois ligaments, qui fixent la vessie dans la cavité abdominale et pelvienne.
Après avoir correctement orienté l’urètre, coupez-le longitudinalement sur la face dorsale à l’aide d’un cathéter. Après avoir ajusté la densité cellulaire des cellules stromales dérivées du tissu adipeux porcin à 2,4 fois 10 à la sixième cellule par millilitre, étiqueter les cellules avec une coloration de cellules vivantes perméable à la membrane fluorescente verte, puis aspirer la suspension cellulaire avec la seringue et appliquer l’aiguille d’injection cytoscopique Williams. Ensuite, maintenez l’aiguille peu au-dessus des deux millilitres de milieu de croissance dans un tube de centrifugation de 15 millilitres ou insérez l’aiguille dans le tissu de l’urètre ouvert.
Dans les deux cas, injectez manuellement 250 microlitres de la suspension cellulaire. Cellules injectées dans l’urètre cadavérique à partir d’un dôme d’injection. Prélever les cellules injectées dans le milieu directement par centrifugation.
Pour les cellules injectées dans l’urètre cadavérique, aspirez-les hors du dôme d’injection avec une aiguille de calibre 18 appliquée sur une seringue. Transférer les cellules aspirées dans un tube de centrifugation et les granuler par centrifugation. Remettre en suspension les deux pastilles cellulaires dans quatre millilitres de milieu de croissance.
Pour déterminer le rendement cellulaire et la viabilité, mélangez soigneusement 20 de la suspension cellulaire avec 20 microlitres de bleu trypan. Remplissez ensuite 10 microlitres de ce mélange dans chaque chambre de l’hémocytomètre. Sous un microscope, comptez les cellules dans les quatre carrés d’angle.
Comptez les globules blancs non colorés comme des cellules viables et les cellules colorées bleues comme des cellules mortes, puis calculez le nombre de cellules par millilitre. Pour les injections via le jet d’eau, ajuster la densité des cellules stromales dérivées du tissu adipeux porcin à six fois 10 à six cellules par millilitre. Étiquetez-les comme démontré précédemment et remplissez la suspension cellulaire dans l’unité de dosage du dispositif à jet d’eau sans aiguille.
Ensuite, maintenez la buse d’injection peu au-dessus des deux millilitres de milieu de croissance dans un tube de centrifugation de 15 millilitres ou peu au-dessus du tissu urètre ouvert. Dans les deux cas, injectez 100 microlitres de la suspension cellulaire. Utilisez une pression élevée pour la pénétration des tissus, suivie d’une phase à basse pression pour les injections cellulaires.
Les cellules injectées dans l’urètre cadavérique forment un dôme d’injection. Prélever des cellules injectées dans le milieu directement par centrifugation. Pour les cellules injectées dans l’urètre cadavérique, aspirez-les hors du dôme d’injection.
Transférez les cellules aspirées dans un tube de centrifugation et abreuvez-les à l’aide de la centrifugation, comme démontré précédemment. Après centrifugation, remettre en suspension les deux granulés dans quatre millilitres de milieu de croissance. Ensemencez les cellules prélevées après injections dans des boîtes de culture tissulaire à une densité de cinq fois 10 à la cinquième cellule par plat.
Après une incubation de trois heures à 37 degrés Celsius, et juste avant la mesure AFM, remplacez le milieu de croissance par trois millilitres de milieu L-15 de Leibovitz sans L-glutamine. Pour mesurer l’élasticité des cellules individuelles, identifiez visuellement une cellule et concentrez-vous dessus. Ensuite, placez la souris de l’ordinateur au milieu de la cellule et pour améliorer la précision des mesures, positionnez la pointe AFM directement au-dessus du noyau de la cellule.
Ensuite, concentrez-vous sur le porte-à-faux et déplacez-le sur la souris de l’ordinateur. Ensuite, commencez la mesure avec run et mesurez au moins 50 cellules. Le paramètre de consigne obtenu par étalonnage du porte-à-faux est utilisé et une cellule est mesurée trois fois.
La viabilité des cellules délivrées par l’aiguille Williams était supérieure à celle des injections par le jet d’eau utilisant les réglages E60-10. L’évaluation biomécanique des injections dans le liquide de capture a révélé que les injections à l’aiguille de Williams ne présentaient aucune différence significative dans les modules élastiques par rapport aux témoins, tandis que les injections au jet d’eau réduisaient significativement les modules élastiques cellulaires de 40 à 50% De même, dans les échantillons de tissu d’urètre cadavérique, les injections d’aiguilles de Williams n’ont donné aucune différence significative dans les modules élastiques cellulaires par rapport aux témoins. Cependant, une réduction significative de 51% a été observée après les injections de jet d’eau.
Il suffit de s’assurer que les injections d’aiguilles ne pénètrent pas complètement dans le tissu qui inflige des blessures. Avec le jet d’eau, il suffit de placer l’appareil dans la bonne position dans la zone d’injection tandis que le reste est automatiquement effectué par l’appareil lui-même. Comme le dispositif à jet d’eau a été développé pour correspondre et s’adapter aux dispositifs endoscopiques, vous pouvez utiliser les applications de jet d’eau pour n’importe quel site du corps qui peut être atteint par ces technologies cystoscopiques ou endoscopiques pour régénérer les tissus et faire le travail de réparation.
