Des modèles animaux ex vivo et in vivo ont été mis en place pour étudier les lésions cornéennes mécaniques et chimiques. La technique fournit une plate-forme facile à construire pour les chercheurs pour étudier les lésions mécaniques et chimiques de la cornée. Pour créer une plaie épithéliale cornéenne murine, marquez la cornée centrale de la souris anesthésiée à l’aide d’un coup de biopsie cutanée pour confirmer une zone bien circonscrite et bien mesurable de la plaie.
Indentez doucement le poinçon sur la cornée centrale pour laisser une marque circulaire Débridez l’épithélium cornéen jusqu’à la couche de Bowman à l’aide d’un dissolvant d’anneau de rouille cornéen tenu à la main avec une bavure de 0,5 millimètre en veillant à ne pas endommager la couche de Bowman. Retirez les tissus lâches résiduels dans le bord de la plaie avec une pince cornéenne. Confirmez la zone de débridement avec coloration fluorescente en mettant une goutte de solution saline normale sur un papier fluorescéine pour dissoudre la fluorescéine, puis en plaçant la goutte contenant de la fluorescéine sur le défaut épithélial murin pour le visualiser sous lumière bleu cobalt.
Procéder à la culture ex vivo du modèle de plaie par abrasion cornéenne murine en appuyant doucement sur les bords orbitaux supérieur et inférieur des souris euthanasiées pour pousser le globe oculaire vers l’extérieur. Introduisez la pointe des ciseaux cornéens fermés dans l’espace rétrobulbaire le long de la paroi orbitale inférieure en veillant à ne pas pénétrer dans le globe oculaire. Maintenez le globe oculaire stable avec une pince cornéenne de 0,3 millimètre, puis coupez le nerf optique et les tissus mous périorbitaires avec des ciseaux cornéens pour isoler le globe oculaire.
Pour la culture ex vivo de globes oculaires murins, préparez une plaque de 48 puits avec de la cire fondue à l’intérieur du puits et attendez la solidification, puis avec la pointe de pinces conjonctives, créez un trou rond sur la surface de la cire solidifiée pour accueillir les globes oculaires. Placez les globes oculaires récoltés directement sur la plaque de 48 puits avec des fonds et des parois latérales recouverts de cire pour établir la stabilisation. Culture des globes oculaires avec du DMEM contenant 1% de sérum fœtal bovin avec ou sans antibiotiques selon le but de l’étude.
Immergez la surface oculaire avec le milieu de culture sans faire flotter le globe oculaire et documentez le déroulement de la cicatrisation des plaies en colorant à la fluorescéine et en recueillant des photographies avec un appareil photo numérique sous lumière bleu cobalt. Pour provoquer une brûlure alcaline, placez un papier filtre circulaire d’un diamètre de 8 millimètres dans une boîte de Pétri. À l’aide d’un compte-gouttes, ajouter 0,5 hydroxyde de sodium normal dans la boîte de Petri pour faire tremper les papiers filtres et égoutter l’excès de solution du papier filtre avant de les placer sur la cornée de lapin anesthésiée.
Après avoir ouvert les paupières avec un spéculum de paupière, assurez-vous que la membrane nictitante du lapin n’interfère pas avec l’insertion du papier filtre et placez le papier filtre imbibé d’alcalin sur la cornée centrale pendant 30 secondes. Retirez le papier filtre et rincez la surface oculaire avec 10 millilitres de solution saline normale pour éliminer les matières alcalines. Pour compléter le défaut cornéen, débrider l’épithélium cornéen dans la zone opacifiée jusqu’à la membrane de Bowman à l’aide d’un dissolvant d’anneau de rouille cornéen.
Confirmer la zone de débridement avec coloration à la fluorescéine sous la lumière bleu cobalt et enlever l’épithélium cornéen résiduel à l’aide d’une pince cornéenne. Pour sécuriser l’état de la plaie avec tarsorrhaphie, confirmer que la membrane nictitante recouvre en douceur la surface oculaire et le défaut épithélial cornéen du côté nasal. Effectuer une tarsorrhaphie temporaire avec ou sans agents topiques en utilisant une suture 6-0 pour protéger la surface oculaire et empêcher le lapin de la gratter, s’assurer que la suture pour la tarsorrhaphie est à 3 à 4 millimètres des bords supérieur et inférieur de la paupière avec quatre à cinq attaches et des nœuds plus longs pour empêcher le lapin de casser les sutures.
Dans le modèle de cicatrisation ex vivo de l’épithélium cornéen de souris, la zone cornéenne centrale légèrement déprimée avec une coloration positive à la fluorescéine a été observée dans la zone centrale deux millimètres après le débridement in vivo de l’épithélium cornéen de la souris. La culture ex vivo des globes oculaires murins fixés sur une plaque de culture de 48 puits recouverte de cire a été examinée et documentée quotidiennement dans une plaque de culture de 48 puits sous un stéréomicroscope. Un jour après avoir dévié de l’épithélium cornéen murin, un défaut épithélial circulaire coloré à la fluorescéine de 2 millimètres de diamètre a été révélé sur des photographies numériques obtenues sous lumière bleu cobalt.
Après avoir créé une lésion alcaline à l’épithélium cornéen du lapin, une coloration positive à la fluorescéine a été observée avec ou sans lumière bleu cobalt sur la cornée centrale avec une marge circulaire claire et complète. La réépithélialisation de la plaie épithéliale cornéenne avec croissance du pannus a été observée à partir du limbe. Les étapes les plus importantes sont des procédures visant à créer des défauts épithéliaux lisses et uniformes sur les surfaces cornéennes de souris et de lapins.
De nouveaux traitements médicaux et chirurgicaux peuvent être testés sur ces plateformes. L’effet de la réépithélialisation peut être surveillé après les procédures. La néovascularisation cornéenne et l’opacité après une lésion dans ce protocole constitueraient un besoin non satisfait pour des recherches supplémentaires.
