Le système et le protocole sont conçus pour analyser le système physio des mouches en cartographiant avec une intervention humaine minimale. Avec le système et le protocole, nous pouvons savoir précisément comment l’espace visuel d’une taille de mouche est organisé. Les avantages du système sont la reproductibilité et la rapidité de la cartographie.
L’étude des yeux composés est une partie importante de la recherche sur la vision animale et a inspiré plusieurs innovations techniques qui ont produit des yeux artificiels. Nous avons donné l’exemple sur la façon de construire et de tester un dispositif automatique pour scanner les yeux composés. Les détails du développement d’algorithmes qui rassemblent les parties nécessitent une attention particulière.
Commencez par collecter une mouche dans la population élevée en laboratoire. Préparez un tube de retenue en coupant six millimètres de la partie supérieure afin que le tube ait un diamètre externe de quatre millimètres et un diamètre interne de 2,5 millimètres dans la partie supérieure. Placez la mouche à l’intérieur du tube coupé et scellez le tube avec du coton pour éviter d’endommager la mouche.
Ensuite, poussez la mouche de telle sorte que la tête dépasse du tube et que le corps soit retenu dans le tube. Utilisez de la cire d’abeille pour immobiliser la tête pendant que les yeux restent à découvert. Une fois cela fait, coupez le tube pour atteindre une longueur de 10 millimètres.
Placez ensuite le tube en plastique contenant la mouche dans le support en laiton avec un œil de la mouche pointant vers le haut et le support reposant sur une table. Ajustez l’orientation du tube sur le microscope comme décrit dans le manuscrit pour scanner l’œil entier dans la plage de l’azimut et de l’élévation permise par la configuration. Configurez le microscope en montant une broche d’alignement sur l’étage de rotation azimutal afin que la position X-Y de la pointe puisse être ajustée pour coïncider avec l’axe azimutal sur l’étage motorisé.
Lors de la visualisation avec le microscope équipé d’un objectif 5X, utilisez le joystick de l’axe Z pour faire la mise au point sur la pointe. Ensuite, alignez le réglage X-Y de l’axe azimutal avec l’axe optique du microscope et utilisez les joysticks des axes X et Y pour vous assurer que les axes rotatifs d’élévation et d’azimut sont pré-alignés avec la broche centrée. Manipulez les joysticks d’azimut et d’élévation pour vérifier si la broche est centrée par rapport aux deux degrés de liberté.
Lorsqu’elle est bien centrée, la pointe de la broche reste dans la même position pendant les rotations d’azimut et d’élévation. Alignez et montez la mouche avec l’étage d’élévation à zéro degré et maintenez-la sur l’étage azimutal. Observez ensuite l’œil de la mouche au microscope.
Après avoir allumé la LED d’éclairage, ajustez la position horizontale de la mouche pour aligner le centre du pseudopêle. Modifiez ensuite la position verticale du pseudopieu à l’aide de la vis rotative du support afin que le pseudopieux profond soit mis au point au niveau de l’axe d’élévation. Ensuite, alignez le pseudoppile profond par rapport aux axes d’azimut et d’élévation en le centrant dans le champ de vision.
Lorsque la configuration est prête, basculez la vue sur l’appareil photo numérique monté au microscope et exécutez l’initialisation logicielle du système grace, qui comprend l’initialisation des contrôleurs de moteur et du contrôleur LED Arduino. Pour ce faire, ouvrez MATLAB version 2020a ou supérieure et exécutez le script MATLAB. Sur l’écran de l’ordinateur, confirmez que le pseudopoche de la mouche est au centre de l’image projetée.
Utilisez le joystick de l’axe Z pour amener la mise au point au niveau du pseudopoche cornéen. Une fois la mise au point alignée, exécutez l’algorithme de mise au point automatique pour obtenir une image nette au niveau de la cornée. Remettez ensuite la mise au point au niveau du pseudopieux profond en ajustant l’étage motorisé de l’axe Z.
Stockez la distance entre le pseudopieu profond et le pseudopêle cornéen. Ensuite, affinez le centrage du pseudoppile avec l’algorithme de centrage automatique, puis ramenez le focus au niveau du pseudoppile cornéen. Réexécutez l’algorithme de mise au point automatique et mettez à zéro les étages motorisés à leur position actuelle.
Lors de la numérisation de l’œil, exécutez l’algorithme de numérisation pour échantillonner les images oculaires le long des trajectoires par étapes de cinq degrés tout en effectuant les algorithmes de centrage automatique et de mise au point automatique. Après l’échantillonnage, éteignez les contrôleurs led et moteur. Plus tard, traitez les images en appliquant les algorithmes de traitement d’image.
Dans l’étude de l’optique de l’œil de mouche, l’image au niveau de la surface de l’œil montre les reflets des facettes et la réflexion des granules pigmentaires à l’état activé. L’image prise au niveau du centre de courbure de l’œil a illustré la réflexion de la disposition des cellules photoréceptrices dans un motif trapézoïdal avec leurs extrémités distales positionnées à peu près au plan focal des lentilles à facettes. Deux images successives ont été corrélées pour déterminer un changement dans la traduction du motif de facettes.
Une image prise lors d’un scan à travers l’œil est montrée avec les centroïdes à facettes. Après une rotation azimutale de cinq degrés, l’image suivante est illustrée ici. La procédure centroïde n’a pas pu identifier toutes les facettes.
Une faible réflectance locale causée par des irrégularités de surface mineures, ou des spécifications de poussière, a entraîné des centroïdes erronés. L’erreur a été résolue en calculant une transformée de Fourier rapide. Le premier anneau d’harmoniques définit trois orientations indiquées par les lignes bleues, rouges et vertes.
La transformation inverse des harmoniques le long des trois orientations a donné les bandes grises. L’œil droit d’une mouche domestique a été scanné du côté frontal au côté latéral en 24 étapes. L’image montre l’assemblage des facettes sous la forme d’un diagramme de Voronoi.
Au début de la numérisation, une attention particulière doit être accordée à l’ajustement du pseudopieux profond de l’œil de mouche au centre de rotation du système goniométrique. Ici, nous appliquons la microscopie épi-illumination. Cette méthode peut être directement étendue à la microscopie à fluorescence pour étudier les insectes qui n’ont pas de pseudopôle réfléchissant.
La connaissance quantitative de la distribution des axes visuels d’un œil permettra de comprendre comment les systèmes de physiothérapie sont optimisés pour certaines tâches telles que la chasse, l’accouplement ou la détection de prédateurs.
