Nous sommes reconnaissants au Wadsworth Center du Département de la santé de l’État de New York d’avoir soutenu ce projet.

Le protocole suivant a été approuvé pour l’utilisation éthique d’échantillons humains par le Wadsworth Center du Département de la santé de l’État de New York pour le développement de tests, numéro d’approbation du protocole #03-019.
1. Sécurité
<ol><li>Enfilez un équipement de protection individuelle (EPI), au moins une protection oculaire (lunettes ou écran facial), un masque chirurgical et des gants sans latex.</li>
	<li>S’assurer que le personnel est vacciné contre la rage et qu’un titre de ≥0,5 UI/mL a été démontré au cours des 6 derniers mois.</li>
</ol>2. Préparation des lames antigéniques
REMARQUE : Effectuer toutes les manipulations de virus, de LCR et de sérum dans une enceinte de sécurité biologique (ESB) en utilisant les précautions universelles.
<ol><li>Préparer 20 mL de neuroblastome de souris ou de cellules BHK-21 à une concentration de 3,0 x 105 cellules/mL dans le milieu essentiel minimum d’Eagle complété par 10 % de sérum de veau fœtal (EGM) et garder au froid jusqu’à utilisation.</li>
	<li>Préparer le virus CVS-11 en le diluant dans de l’EGM jusqu’à une dilution de travail de 1,0 x 106,5 50 % de dose infectieuse de culture tissulaire (TCID50) par millilitre et garder au froid jusqu’au moment de l’utiliser. NOTE : Le TCID50 est déterminé par la méthode de Reed et Muench publiée précédemment5.</li>
	<li>Nettoyez une chambre de lame humide et des lames de microscope à puits enduites de polytétrafluoroéthylène (PTFE) avec de l’éthanol à 70 % et laissez-les sécher à l’air libre dans le BSC.</li>
	<li>Ajouter de l’eau distillée (dH2O) aux bandes de papier absorbant dans la chambre de la lame pour s’assurer que l’humidité reste constante tout au long de la procédure.</li>
	<li>À l’aide d’un crayon, étiquetez chaque lame à utiliser avec le numéro de lot, la date, le type de cellule et toute autre information d’identification requise pour l’entreposage, et placez-la dans la chambre de la lame. REMARQUE : La plupart des marqueurs, stylos ou étiquettes ne résisteront pas à la future étape de fixation de l’acétone (étape 2.9).</li>
	<li>Appliquer 50 μL de dilution virale sur chaque puits sur les lames de microscope à l’aide d’une pipette répétitive. Ensuite, appliquez 50 μL de dilution cellulaire sur chaque puits, en prenant soin de ne pas contaminer l’embout de la pipette avec le virus déjà présent sur le puits.</li>
	<li>Fermez la chambre de la glissière d’humidité et placez-la dans l’incubateur humide à 34-36 °C. Évaluer l’infectiosité cellulaire après 24 h. REMARQUE : Effectuez les étapes 2.8 à 2.12 sur une seule diapositive.</li>
	<li>Retirez la lame de la chambre d’humidité et aspirez soigneusement le surnageant. Lavez la lame dans un bocal Coplin rempli de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) pendant 2 minutes, puis laissez la lame sécher à l’air libre.</li>
	<li>Placez la lame dans le bocal Coplin et fixez-la dans de l’acétone froide pendant au moins 1 h dans un congélateur à -20 °C homologué pour les matériaux inflammables. Effectuez toutes les procédures de versement d’acétone et de séchage à l’air dans une hotte.</li>
	<li>Laissez l’acétone s’évaporer et faites-la glisser pour sécher. Appliquer un conjugué antirabique à fluorescence directe (DFA) préparé selon les instructions du fabricant sur les puits de la lame et incuber pendant 30 min dans un incubateur humide à 34-36 °C.</li>
	<li>Lavez la lame dans des pots Coplin de PBS deux fois pendant 2 minutes chacun. Séchez la glissière à l’air libre.</li>
	<li>Montez une lamelle avec 0,05 M de Tris, 0,15 M de NaCl (pH 9,0) et 20 % de glycérol de montage, et lisez la lame à l’aide d’un microscope fluorescent à un grossissement de 200x pour évaluer l’infectivité. Si les cellules ne sont pas infectées à environ 50 %, répétez les étapes 2.7 à 2.12 le lendemain jusqu’à ce que l’infectiosité souhaitée soit atteinte. REMARQUE : L’infectivité cellulaire est estimée en fonction de l’évaluation visuelle du rapport entre les cellules négatives et les cellules positives pour la rage sur le puits de lames. Les cellules négatives apparaissent de couleur rouge, tandis que les cellules positives présentent une coloration fluorescente verte.</li>
	<li>Retirez les lames restantes de l’incubateur et de la chambre d’humidité. Aspirez soigneusement le surnageant de chaque puits, puis placez les lames dans un ou plusieurs bocaux Coplin avec PBS pendant 1 à 2 minutes. Faites sécher les lames à l’air libre pendant environ 30 minutes. Conservez les lames à -80 °C jusqu’à ce qu’elles soient prêtes à l’emploi.</li>
</ol>3. Préparation de l’échantillon
<ol><li>Préparer les dilutions d’échantillons de sérum ou de LCR du patient pour les tests. Préparez le conjugué nécessaire pour obtenir une concentration de travail appropriée dilué dans du PBS avec 0,05 % de bleu Evans. REMARQUE : Conservez le conjugué dans l’obscurité pour maintenir l’intégrité du fluorophore avant l’application</li>
</ol>4. Procédure de l’IFA
<ol><li>Retirez le nombre nécessaire de lames d’antigène préparées nécessaires pour chaque test et laissez les lames décongeler et sécher complètement.</li>
	<li>Placez les lames dans un ou plusieurs bocaux Coplin et fixez-les dans de l’acétone froide pendant 2 h à une nuit dans un congélateur à -20 °C approuvé pour les matériaux inflammables. Retirez les lames de l’acétone et laissez-les sécher à l’air libre.</li>
	<li>Placez les lames dans une boîte de chambre d’humidité à l’intérieur du BSC avec des bandes absorbantes imbibéesde 2 Opour maintenir l’humidité. Appliquer 50 μL de chaque dilution d’échantillon, échantillon témoin ou PBS dans le puits prédéterminé. REMARQUE : Chaque lame doit contenir un nombre approprié de puits d’échantillon de patient, de témoins positifs, de témoins négatifs et de puits de contrôle de cellules PBS.</li>
	<li>Placez la chambre coulissante fermée dans un incubateur humide à 37 °C, 5 % de CO2 . Incubez les lames pendant 30 minutes, puis retirez la chambre de la lame d’humidité de l’incubateur et placez-la dans un BSC.</li>
	<li>À l’aide d’un embout d’aspirateur, aspirez soigneusement le surnageant de chaque puits, en veillant à ne pas perturber la monocouche cellulaire. À l’aide d’une pipette compte-gouttes stérile, appliquez une goutte de PBS sur chaque puits.</li>
	<li>Répétez l’aspiration soigneuse, puis placez chaque lame dans un bocal Coplin rempli de PBS et lavez-la deux fois pendant un total de 15 minutes.</li>
	<li>Replacez les lames dans la boîte de la chambre d’humidité et appliquez 50 μL de conjugué d’anticorps anti-humains approprié dans chaque puits. Répétez les étapes 4.4 à 4.6.</li>
	<li>Laissez les lames sécher à l’air libre, montez une lamelle avec du support de montage et lisez les lames au microscope fluorescent.</li>
</ol>5. Analyse des lames
<ol><li>Classer les échantillons en fonction du profil de coloration et de l’intensité de fluorescence par rapport aux échantillons témoins positifs avec un titre élevé d’anticorps antirabiques confirmé.</li>
	<li>Classez les échantillons sur une échelle de négatif, 1+, 2+, 3+ et 4+, avec un résultat négatif ne montrant aucune coloration fluorescente et 4+ représentant une fluorescence de couleur pomme vert vif avec un motif de coloration similaire à celui des échantillons témoins positifs1. REMARQUE : La couleur vert pomme ne s’applique qu’aux anticorps marqués FITC ; La couleur varie en fonction de la sélection du fluorophore.</li>
	<li>Attribuez aux échantillons une valeur finale représentée par le facteur de dilution auquel l’échantillon affiche une teneur de 1 à 2+. Testez les échantillons à un facteur de dilution plus élevé si le point final n’est pas atteint lors de l’essai initial.</li>
</ol>

Détection rapide et précoce des anticorps antirabiques pour évaluer la réponse immunitaire d’un patient

<ol>
	<li>Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+Techniques+in+Rabies.+Volume+1.">Laboratory Techniques in Rabies. Volume 1.</a> World Health Organization. , 232-245 (2018).</li><li>Moore, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Challenges+of+rabies+serology:+defining+context+of+interpretation.">Challenges of rabies serology: defining context of interpretation.</a> Viruses. 13 (8), 1516 (2021).</li><li>Zajac, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+evaluation+of+a+rabies+enzyme-linked+immunosorbent+assay+(ELISA)+targeting+IgM+and+IgG+in+human+sera.">Development and evaluation of a rabies enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) targeting IgM and IgG in human sera.</a> Viruses. , 40-49 (2019).</li><li>Mills, D. J., Lau, C. L., Mills, C., Furuya-Kanamori, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+persistence+of+antibodies+and+boostability+after+rabies+intradermal+pre-exposure+prophylaxis.">Long-term persistence of antibodies and boostability after rabies intradermal pre-exposure prophylaxis.</a> Journal of Travel Medicine. 29 (2), (2022).</li><li>Ramakrishnan, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+50%+endpoint+titer+using+a+simple+formula.">Determination of 50% endpoint titer using a simple formula.</a> World Journal of Virology. 5 (2), 85-86 (2016).</li><li>Rudd, R. J., Appler, K. A., Wong, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presence+of+cross-reactions+with+other+viral+encephalitides+in+the+indirect+fluorescent-antibody+test+for+diagnosis+of+rabies.">Presence of cross-reactions with other viral encephalitides in the indirect fluorescent-antibody test for diagnosis of rabies.</a> Journal of Clinical Microbiology. 51 (12), 4079-4082 (2013).</li><li>Fooks, A. R., Jackson, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Rabies: scientific basis of the disease and its management. , (2020).</li><li>Paldanius, M., Bloigu, A., Leinonen, M., Saikku, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+Chlamydia+pneumoniae-specific+immunoglobulin+A+(IgA)+antibodies+by+the+microimmunofluorescence+(MIF)+method:+comparison+of+seven+fluorescein-labeled+anti-human+IgA+conjugates+in+an+in-house+MIF+test+using+one+commercial+MIF+and+one+enzyme+immunoassay+kit.">Measurement of Chlamydia pneumoniae-specific immunoglobulin A (IgA) antibodies by the microimmunofluorescence (MIF) method: comparison of seven fluorescein-labeled anti-human IgA conjugates in an in-house MIF test using one commercial MIF and one enzyme immunoassay kit.</a> Clinical and Diagnostic Laboratory Immunology. 10 (1), 8-12 (2003).</li><li>Rodriguez, M. C., Fontana, D., Garay, E., Prieto, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+and+quantification+of+anti-rabies+glycoprotein+antibodies:+current+state+and+perspectives.">Detection and quantification of anti-rabies glycoprotein antibodies: current state and perspectives.</a> Applied Microbiology and Biotechnology. 105 (18), 6547-6557 (2021).</li><li>Katz, I. S. S., Guedes, F., Fernandes, E. R., Dos Ramos Silva, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunological+aspects+of+rabies:+a+literature+review.">Immunological aspects of rabies: a literature review.</a> Archives of Virology. 162 (1), 3251-3268 (2017).</li><li>Moore, S. M., Hanlon, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rabies-specific+antibodies:+measuring+surrogates+of+protection+against+a+fatal+disease.">Rabies-specific antibodies: measuring surrogates of protection against a fatal disease.</a> PLoS Neglected Tropical Diseases. 4 (3), 595 (2010).</li></ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le test IFA tire parti d’un complexe antigène-anticorps, ce qui permet à un site de marquage de visualiser les anticorps spécifiques de la rage. Les cellules de neuroblastome ou BHK sont ensemencées sur des lames de microscope à plusieurs puits recouvertes de PTFE et inoculées avec la souche de laboratoire CVS-11 du virus de la rage. Une fois que la monocouche est confluente et que les cellules atteignent l’infectivité souhaitée d’environ 50 %, les lames sont stockées jusqu’à ce qu’elles soient prête...

Le test d’anticorps fluorescents indirects (IFA) antirabiques est utilisé pour détecter divers isotypes d’anticorps spécifiques de la rage dans le sérum ou le liquide céphalo-rachidien. Il fait partie d’un arsenal de tests disponibles pour le suivi d’un patient ante mortem de la rage. Il est particulièrement utile pour la détection précoce des anticorps afin d’évaluer la réponse immunitaire d’un patient à l’infection par la rage. Lorsqu’il est utilisé en conjonction avec d’autres tests, les antécédents et le statut vaccinal du patient, le test IFA peut aider à déterminer l’exposition au virus de la rage ou à un vaccin1. Comme le test IFA mesure les IgM et/ou les IgG, les valeurs de l’anticorps spécifique peuvent indiquer un laps de temps approximatif à partir de l’exposition à l’antigène1. Ce test peut être utile dans les applications répertoriées ou d’autres qui n’ont pas encore été explorées.
Il existe plusieurs tests sérologiques de la rage. Le test rapide d’inhibition de la focalisation fluorescente (RFFIT), le test de neutralisation du virus par anticorps fluorescents (FAVN) ou des modifications de ceux-ci sont les principales méthodes de mesure des anticorps neutralisants du virus de la rage (ARNV)1. Cependant, ces tests ne différencient pas les anticorps IgM et IgG. Lorsque la différenciation de l’isotype de l’anticorps est importante dans la surveillance de la réponse immunitaire de la rage, les tests IFA de la rage et ELISA (test immuno-enzymatique lié à la rage) sont utilisés, mais ils ne mesurent pas les ARNV. Bien que les tests IFA et ELISA puissent être utilisés pour déterminer la présence d’anticorps spécifiques de la rage dans un échantillon, il existe certaines différences dans la façon dont ils sont exécutés. Le test IFA utilise un virus vivant cultivé en cellule comme substrat antigène, alors qu’un test ELISA typique pour la détection de la rage utilise une ou plusieurs des protéines virales. Dans un laboratoire où le virus de la rage peut être cultivé, le test IFA peut être plus facile à effectuer au lieu d’acheter ou de cultiver des protéines virales individuelles pour le test ELISA. L’objectif du test et l’information recueillie à partir des résultats de tout test sérologique de la rage doivent être pris en compte pour déterminer lequel choisir2.
Les IgM sont les premières à réagir, augmentant jusqu’à ce que l’on observe un changement de classe vers le 28e jour, moment où les IgG deviennent l’anticorps circulant prédominant3. Par conséquent, on ne s’attendrait à ce que les IgM durent une période limitée après l’exposition au virus de la rage ou la vaccination. L’analyse du sérum et du liquide céphalorachidien (LCR) peut indiquer si l’exposition a été faite par la vaccination, dans laquelle les anticorps ne seraient visibles que dans les sérums, ou par une infection virale, qui montrerait potentiellement des anticorps dans le LCR1.
Il a été établi que les anticorps antirabiques persistent pendant plusieurs années après la prophylaxie pré-exposition (PrEP)4. Le test IFA peut être un outil utile pour le démontrer à différents moments après la vaccination ou l’exposition.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>25x55mm glass cover slips</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetone</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Human IgG Labeled Conjugate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F9512</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Human IgM Labeled Conjugate</td>
			<td>SeraCare</td>
			<td>5230-0286</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aspirating pipette tip</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BHK-21 Cells</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>CCL-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BION IFA Diluent</td>
			<td>MBL BION</td>
			<td>DIL-9993</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell Culture water</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>W3500</td>
			<td>EGM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coplin Jars</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F2442</td>
			<td>EGM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescent microscope with FITC filter</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G7893</td>
			<td>Mountant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gullsorb IgM inactivation reagent</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>23-043-158</td>
			<td>IgG Inactivation Reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Glutamine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G-7513</td>
			<td>EGM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Minimum Essential Media Eagle &#8211; w/Earle&#8217;s salts, L-glutamine, and non-essential amino acids, w/o sodium bicarbonate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M0643</td>
			<td>EGM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse Neuroblastoma Cells</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>CCL-131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multi-well Teflon coating glass slides</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td>pH 7.6&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P-3032</td>
			<td>EGM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabies Direct Fluorescent Antibody Conjugate</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>5100, 5500 or 6500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium bicarbonate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S-5761</td>
			<td>EGM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride crystals</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S5886</td>
			<td>Mountant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile dropper</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Streptomycin sulfate salt</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S9137</td>
			<td>EGM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trizma pre-set crystals pH 9.0</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S9693</td>
			<td>Mountant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tryptose Phosphate Broth</td>
			<td>BD</td>
			<td>260300</td>
			<td>EGM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vitamin mix</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M6895</td>
			<td>EGM</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

detection of rabies igg and igm antibodies using the rabies indirect fluorescent antibody test

Le test d’anticorps fluorescents indirects (IFA) contre la rage a été mis au point pour détecter divers isotypes d’anticorps spécifiques de la rage dans les sérums ou le liquide céphalo-rachidien. Ce test fournit des résultats rapides et peut être utilisé pour détecter les anticorps antirabiques dans plusieurs scénarios différents. Le test IFA de la rage est particulièrement utile pour la détection rapide et précoce des anticorps afin d’évaluer la réponse immunitaire chez un patient qui a développé la rage. Bien que d’autres méthodes de diagnostic de la rage ante-mortem aient la priorité, ce test peut être utilisé pour démontrer l’exposition récente au virus de la rage par la détection d’anticorps. Le test IFA ne fournit pas de titre d’anticorps neutralisant le virus (VNA), mais la réponse à la prophylaxie pré-exposition (PrEP) peut être évaluée par la présence d’anticorps positifs ou négatifs. Ce test peut être utilisé dans diverses situations et peut fournir des résultats pour un certain nombre de cibles différentes. Dans cette étude, nous avons utilisé plusieurs échantillons de sérum appariés provenant de personnes ayant reçu la PrEP et démontré leur présence d’anticorps antirabiques au fil du temps à l’aide du test IFA.

The rabies indirect fluorescent antibody (IFA) test is used to detect various rabies-specific antibody isotypes in sera or cerebral spinal fluid. It is one of an arsenal of tests available for monitoring an antemortem rabies patient. It is especially useful for the early detection of antibodies to evaluate a patient's immune response to rabies infection. When used in conjunction with other tests, case history, and the patient's vaccination status, the IFA test can assist in determining exposure to rabies virus or a vaccine1. As the IFA test measures IgM and/or IgG, the values of the specific antibody can indicate an approximate time frame from exposure to the antigen1. This test may be useful in the listed applications or others not yet explored.
There are several rabies serological assays available. The rapid fluorescent focus inhibition test (RFFIT), fluorescent antibody virus neutralization (FAVN) test, or modifications of these are the primary methods for measuring rabies virus neutralizing antibodies (RVNAs)1. However, these tests do not differentiate IgM and IgG antibodies. When differentiating antibody isotype is important in monitoring the rabies immune response, the rabies IFA and the rabies enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) tests are used, but they do not measure RVNAs. Although the IFA and ELISA tests can be used to determine the presence of rabies-specific antibodies in a sample, there are some differences in how they are executed. The IFA test utilizes a cell-cultured live virus as its antigen substrate, whereas a typical ELISA for rabies detection uses one or more of the viral proteins. In a laboratory setting where the rabies virus can be cultured, the IFA test may be more easily performed instead of purchasing or cultivating individual viral proteins for the ELISA. The purpose of testing and the information garnered from the results of any rabies serological assay should be considered when determining which to choose2.
IgM is the first to respond, increasing until class switching is observed at around day 28, at which point IgG becomes the predominant circulating antibody3. Hence, IgM would only be expected for a limited amount of time following exposure to rabies virus or vaccination. Testing both serum and cerebrospinal fluid (CSF) can indicate if the exposure was through vaccination, in which antibodies would be seen only in sera, or from a viral infection, which would potentially show antibodies in CSF1.
It has been established that rabies antibodies persist for several years following pre-exposure prophylaxis (PrEP)4. The IFA test can be a useful tool to demonstrate this at different time points following vaccination or exposure.

Pleins feux sur l’auteur : Détection des isotypes d’anticorps spécifiques de la rage dans le sérum ou le liquide céphalo-rachidien à l’aide d’un test IFA 

Détection des anticorps antirabiques IgG et IgM à l’aide du test d’anticorps fluorescents indirects contre la rage

The IFA test assesses antibody response during rabies infection or evaluates the immune response from vaccines. It can be used to establish antibody presence in a sample and distinguish which antibody isotypes are present. Neutralizing antibody assays are the gold standard for rabies antibody detection to assess antibody titer in a person who has received pre or post-exposure prophylaxis.Although an IFA test may yield different results than a neutralizing antibody assay, it can still provide valuable information when used as an alternative. Typically, assays that measure rabies neutralizing antibodies evaluate immune response. However, these tests take multiple days, requiring virus and live cell culture.The IFA test allows advanced preparation of antigen slides for testing with results in a few hours compared to days. Using the IFA tests in human rabies cases may lead to more answers about how an individual's immune system responds to rabies infection. There is great variation amongst cases, and this test can provide results in a real-time manner during the disease.

Tous les échantillons de sérum ont été prélevés sur les patients à peu près au même moment après la PrEP. Les échantillons ont été testés sur cinq patients différents aux moments suivants : 2 semaines après l’inoculation finale du vaccin antirabique, 6 mois après la série de vaccins antirabiques et 18 mois après la série de vaccins antirabiques. Chaque échantillon de sérum a été dilué en série et classé en fonction de la présence d’IgM et d’IgG, comme décrit dans les étapes 5.2 et 5.3 ...

Watch this Scientific Journal Video about Rabies-Specific Antibody Isotypes Detection in Sera or Cerebral Spinal Fluid Using an IFA Test at JoVE.com

L’objectif de ce manuscrit est d’examiner l’utilisation du test d’anticorps fluorescents indirects contre la rage pour la détection des anticorps IgG et IgM spécifiques de la rage.

The rabies indirect fluorescent antibody (IFA) test was developed to detect various rabies-specific antibody isotypes in sera or cerebral spinal fluid. ...

Le test IFA évalue la réponse des anticorps lors d’une infection par la rage ou évalue la réponse immunitaire des vaccins. Il peut être utilisé pour établir la présence d’anticorps dans un échantillon et distinguer les isotypes d’anticorps présents. Les tests d’anticorps neutralisants sont l’étalon-or pour la détection des anticorps antirabiques afin d’évaluer le titre d’anticorps chez une personne qui a reçu une prophylaxie pré ou post-exposition.Bien qu’un test IFA puisse donner des résultats différents de ceux d’un test d’anticorps neutralisants, il peut toujours fournir des informations précieuses lorsqu’il est utilisé comme alternative. En règle générale, les tests qui mesurent les anticorps neutralisant la rage évaluent la réponse immunitaire. Cependant, ces tests prennent plusieurs jours, nécessitant une culture de virus et de cellules vivantes.Le test IFA permet une préparation avancée des lames antigéniques pour le test avec des résultats en quelques heures par rapport à plusieurs jours. L’utilisation des tests IFA dans les cas de rage humaine peut conduire à plus de réponses sur la façon dont le système immunitaire d’un individu réagit à l’infection par la rage. Il existe une grande variation entre les cas, et ce test peut fournir des résultats en temps réel pendant la maladie.

detection-rabies-igg-igm-antibodies-using-rabies-indirect-fluorescent

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Detection of Rabies IgG and IgM Antibodies Using the Rabies Indirect Fluorescent Antibody Test

1.3K vues.  New York State Department of Health. Le test IFA évalue la réponse des anticorps lors d’une infection par la rage ou évalue la réponse immunitaire des vaccins. Il peut être utilisé pour établir la présence d’anticorps dans un échantillon et distinguer les isotypes d’anticorps présents. Les tests d’anticorps neutralisants sont l’étalon-or pour la détection des anticorps antirabiques afin d’évaluer le titre d’anticorps chez une personne qui a reçu une prophylaxie pré ou post-exposition.Bien qu?...

Vidéo: Pleins feux sur l’auteur : Détection des isotypes d’anticorps spécifiques de la rage dans le sérum ou le liquide céphalo-rachidien à l’aide d’un test IFA 

The rabies indirect fluorescent antibody (IFA) test was developed to detect various rabies-specific antibody isotypes in sera or cerebral spinal fluid. This test provides rapid results and can be used to detect rabies antibodies in several different scenarios. The rabies IFA test is especially useful for the quick and early detection of antibodies to evaluate the immune response in a patient who has developed rabies. Although other methods for antemortem rabies diagnosis take precedence, this test may be utilized to demonstrate recent rabies virus exposure through antibody detection. The IFA test does not provide a virus-neutralizing antibody (VNA) titer, but the pre-exposure prophylaxis (PrEP) response can be evaluated through positive or negative antibody presence. This test can be utilized in various situations and can provide results for a number of different targets. In this study, we used several paired serum samples from individuals who received PrEP and demonstrated their rabies antibody presence over time using the IFA test.

The aim of this manuscript is to examine the use of the rabies indirect fluorescent antibody test for the detection of rabies-specific IgG and IgM antibodies.

Recherche

Immunologie et infection

Preparing Slides of CVS-11 Virus Antigen for Detecting Rabies-Specific Antibodies

Préparation de lames d’antigène du virus CVS-11 pour la détection d’anticorps spécifiques de la rage

Indirect Fluorescent Antibody (IFA) Test to Detect Rabies-Specific Antibody Isotypes in Sera or Cerebral Spinal Fluid

Test d’anticorps fluorescents indirects (IFA) pour détecter les isotypes d’anticorps spécifiques de la rage dans le sérum ou le liquide céphalo-rachidien