Ce travail a été soutenu par la recherche fondamentale 2022 JST (The Japanese Society for Transplantation).

Le protocole expérimental a été approuvé par le Comité d’expérimentation animale de l’Université de Kyoto. L’étude a utilisé des souris C57BL/6, âgées de plus de 10 semaines et pesant entre 25 g et 30 g, obtenues d’une source commerciale (voir le tableau des matériaux). Tous les animaux ont été anesthésiés avec de l’isoflurane à 2,5 % (selon les protocoles approuvés par l’établissement), maintenus dans des conditions spécifiques exemptes d’agents pathogènes, et toutes les procédures expérimentales ont été menées conformément à la réglementation sur l’expérimentation animale de l’Université de Kyoto. Les instruments appropriés utilisés pour l’étude sont énumérés dans la Table des matériaux et illustrés à la figure 1 et à la figure 2.
1. Sélection des animaux
<ol><li>Utilisez des souris d’un poids corporel de 25 à 30 g. REMARQUE : Bien que les allogreffes de foie de souris2 soient généralement acceptées à travers la barrière complexe d’histocompatibilité majeure, nous avons opté pour le modèle syngénique MOLT dans cette étude pour nous concentrer sur le mécanisme détaillé de la lésion de reperfusion de l’ischémie froide10. Les souris pesant moins de 25 g ne sont pas recommandées car il est impossible d’insérer une endoprothèse interne dans un canal biliaire mince. De même, les souris pesant plus de 30 g ne sont pas recommandées en raison de la présence d’une grande quantité de graisse intra-abdominale autour des vaisseaux.</li>
</ol>2. Fabrication de manchettes
<ol><li>Préparez des cathéters intraveineux de 20 G et 16 G pour le PV et l’IHIVC, respectivement.</li>
	<li>À l’aide d’un scalpel, coupez le cathéter pour créer le brassard. Le corps principal du brassard doit mesurer 2 mm de longueur, avec une poignée d’extension de 1 mm (Figure 3A). REMARQUE : Si la poignée est trop grande, il peut devenir difficile d’insérer le brassard.</li>
	<li>Sur la surface du brassard, créez une rainure peu profonde pour la fixation du fil à l’aide du dos de la lame du scalpel. REMARQUE : Lorsque vous appliquez l’arrière de la lame du scalpel sur le brassard, assurez-vous que la pointe de la lame est à un angle d’environ 60 degrés (comme illustré sur la figure 3B). Après avoir fait la première rainure, fixez la lame du scalpel et tournez le brassard. Idéalement, deux rainures sont recommandées, mais une seule rainure peut suffire sans problème.</li>
</ol>3. Fixation du brassard
<ol><li>Dans un récipient en plastique de forme rectangulaire, placez des petits glaçons et placez un petit gobelet en métal (6 cm de diamètre) sur le dessus. Remplissez la tasse de liquide de préservation d’organe (voir le tableau des matériaux) et placez le greffon syngénique à l’intérieur.</li>
	<li>Roulez doucement le greffon hépatique syngénique (extrait d’une autre souris donneuse) à l’aide d’un coton-tige, en veillant à ce que la porte hépatique soit tournée vers le haut. Retirez soigneusement tout sang stocké dans la lumière de la VCI avec un liquide de préservation d’organe.</li>
	<li>Enfilez le PV dans le brassard à l’aide d’un fil attaché, par exemple, à la veine splénique (voir Figure 4A).</li>
	<li>Avec la poignée du brassard à la position 12 heures, fixez la poignée et le brassard avec une pince bulldog (voir le tableau des matériaux), en le positionnant à 2 à 3 mm du bord PV.</li>
	<li>Fixez davantage la pince du bouledogue à l’aide d’une grande pince vasculaire et d’un moule de fixation pour établir le champ opératoire (voir Figure 4B).</li>
	<li>Inspectez soigneusement le lumen PV à un grossissement d’environ 15 à 20x. Si nécessaire, l’eau qui s’écoule peut améliorer la visibilité de la lumière.</li>
	<li>Saisissez doucement la lumière PV et extériorisez-la à travers le brassard.</li>
	<li>Une fois complètement extériorisé, fixez-le avec une double ligature à l’aide de 8-0 fil de soie le long de la rainure de la manchette (Figure 4C,D). REMARQUE : Assurez-vous que la ligature n’est pas lâche. Veillez également à ce que le point de ligature ne soit pas trop grand, car il pourrait interférer avec l’insertion du brassard. Le point de ligature peut être positionné dans n’importe quelle direction.</li>
	<li>Fixez le brassard à l’IHIVC en utilisant une procédure similaire à celle utilisée pour le PV (Figure 4E). REMARQUE : Lorsque vous clampez l’IHIVC avec le ballonnet, évitez de mordre dans le parenchyme hépatique. Comme le col est plus court que le PV, déterminez soigneusement la position de serrage.</li>
	<li>Créez un noeud coulant en passant le fil autour de la base de l’IHIVC pour ligaturer temporairement l’IHIVC (Figure 5). Ce fil sera retiré après la reperfusion.</li>
</ol>4. Reconstruction de la veine porte
<ol><li>Anesthésier la souris receveuse en induisant une anesthésie avec de l’isoflurane à 2,5 % et la réduire à 0,6 % avant d’extraire le foie natif comme décrit dans la littérature publiée2. Désinfecter la zone chirurgicale au moins trois fois en alternant des cycles d’iodophore et d’éthanol à 70 % avant la laparotomie.</li>
	<li>Assurez-vous que le lobe hépatique est correctement positionné et que le ballonnet est exempt de pliage et de torsion.</li>
	<li>Saisissez doucement le bord PV du récipient à l’aide d’une pince à grains et fixez-le avec un étau. REMARQUE : Dans cet article, un étau fait référence à un appareil mécanique utilisé pour fixer les pinces de Péan sur la table. Pour plus d’informations sur l’étau, voir Tableau des matériaux.</li>
	<li>Appliquez une pince vasculaire sur le PV du receveur et passez un 8-0 Du fil de soie autour de lui.</li>
	<li>Créez une section 1/4 de circonférence à environ 0,5 mm du bord PV (Figure 6A). Agrandissez le trou tout en faisant passer une solution saline à travers la lumière à l’aide d’un instrument spécialisé (une aiguille de 27 G dont la pointe est coupée et pliée en forme de L).</li>
	<li>Utilisez une pince droite pour saisir la poignée du brassard et insérez-la dans la lumière.</li>
	<li>Une fois complètement inséré, fixez le brassard avec un 8-0 fil de soie. Une seule ligature suffit pour la fixation.</li>
	<li>Retirez la pince vasculaire et reperfuser le foie.</li>
	<li>Relâchez délicatement la pince de Péan et terminez la reconstruction de la veine porte. L’ensemble du processus de reconstruction photovoltaïque devrait prendre environ 5 min.</li>
</ol>5. Reconstruction de la veine cave inférieure infrahépatique
<ol><li>Positionnez le lobe du foie de manière appropriée et déplacez la pince de Péan attachée à l’IHIVC dorsal du receveur vers le lobe inférieur droit du greffon, en la fixant avec un étau.</li>
	<li>Éliminez tout tissu hépatique restant autour de l’IVIHC du receveur en frottant doucement avec un coton-tige.</li>
	<li>Passer un 8-0 fil de soie autour de l’IVIHC du receveur.</li>
	<li>Créez une section circonférentielle de 1/4 à environ 0,5 mm du bord IVIHC du receveur (figure 6B).</li>
	<li>Après avoir introduit une solution saline normale dans la lumière, insérez le brassard dans la lumière. REMARQUE : En raison du col court, le brassard est souvent inséré plus peu profondément que dans le PV.</li>
	<li>Fixez soigneusement le brassard avec un 8-0 fil de soie, puis retirez la pince vasculaire et la pince de Péan.</li>
</ol>6. Soins postopératoires
<ol><li>Utilisez un coussin chauffant et une lampe chauffante pour faciliter la récupération postopératoire.</li>
	<li>Surveillez en permanence la pression artérielle, la fréquence cardiaque, la fréquence respiratoire, la température corporelle, ainsi que la consommation de nourriture et d’eau.</li>
	<li>Adminsiter injection sous-cutanée de carprofène (5 mg/kg, toutes les 6 h ou jusqu’à ce que nécessaire) pour soulager la douleur postopératoire. Suivre les directives institutionnelles locales. REMARQUE : Si l’état des souris se détériore, l’expérience sera immédiatement arrêtée et les souris seront euthanasiées par inhalation de dioxyde de carbone.</li>
	<li>Pour prélever l’échantillon de tissu, anesthésez à nouveau les souris et euthanasiez-les selon une méthode approuvée par l’IACUC.</li>
</ol>

Stratégies pour une anastomose vasculaire efficace dans la transplantation hépatique de souris

<ol>
	<li>Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+liver+transplantation+in+the+mouse.">Orthotopic liver transplantation in the mouse.</a> Transplantation. 52 (3), 562-564 (1991).</li><li>Yokota, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+mouse+liver+transplantation+to+study+liver+biology+and+allograft+tolerance.">Orthotopic mouse liver transplantation to study liver biology and allograft tolerance.</a> Nat Protoc. 11 (7), 1163-1174 (2016).</li><li>Shen, X. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammatory+responses+in+a+new+mouse+model+of+prolonged+hepatic+cold+ischemia+followed+by+arterialized+orthotopic+liver+transplantation.">Inflammatory responses in a new mouse model of prolonged hepatic cold ischemia followed by arterialized orthotopic liver transplantation.</a> Liver Transpl. 11 (10), 1273-1281 (2005).</li><li>Kageyama, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemia-reperfusion+injury+in+allogeneic+liver+transplantation:+A+role+of+CD4+T+cells+in+early+allograft+injury.">Ischemia-reperfusion injury in allogeneic liver transplantation: A role of CD4 T cells in early allograft injury.</a> Transplantation. 105 (9), 1989-1997 (2021).</li><li>Li, T., Hu, Z., Wang, L., Lv, G. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Details+determining+the+success+in+establishing+a+mouse+orthotopic+liver+transplantation+model.">Details determining the success in establishing a mouse orthotopic liver transplantation model.</a> World J Gastroenterol. 26 (27), 3889-3898 (2020).</li><li>Tian, Y., R&#252;diger, H. A., Jochum, W., Clavien, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+arterialized+and+nonarterialized+orthotopic+liver+transplantation+in+mice:+Prowess+or+relevant+model.">Comparison of arterialized and nonarterialized orthotopic liver transplantation in mice: Prowess or relevant model.</a> Transplantation. 74 (9), 1242-1246 (2002).</li><li>Steger, U., Sawitzki, B., Gassel, A. M., Gassel, H. J., Wood, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+hepatic+rearterialization+on+reperfusion+injury+and+outcome+after+mouse+liver+transplantation.">Impact of hepatic rearterialization on reperfusion injury and outcome after mouse liver transplantation.</a> Transplantation. 76 (2), 327-332 (2003).</li><li>Chen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+various+techniques+of+mouse+liver+transplantation.">A review of various techniques of mouse liver transplantation.</a> Transplant Proc. 45 (6), 2517-2521 (2013).</li><li>Kojima, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=T+cell+carcinoembryonic+antigen-related+cell+adhesion+molecule+1-T+cell+immunoglobulin+domain+and+mucin+domain-containing+protein+3+cross+talk+alleviates+liver+transplant+injury+in+mice+and+humans.">T cell carcinoembryonic antigen-related cell adhesion molecule 1-T cell immunoglobulin domain and mucin domain-containing protein 3 cross talk alleviates liver transplant injury in mice and humans.</a> Gastroenterology. 165 (5), 1233-1248 (2023).</li><li>Yokota, S., Yoshida, O., Ono, Y., Geller, D. A., Thomson, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+transplantation+in+the+mouse:+Insights+into+liver+immunobiology,+tissue+injury,+and+allograft+tolerance.">Liver transplantation in the mouse: Insights into liver immunobiology, tissue injury, and allograft tolerance.</a> Liver Transpl. 22 (4), 536-546 (2016).</li></ol>

Aucun auteur n’a de conflit d’intérêts à divulguer.

L’apprentissage de la reconstruction vasculaire est l’aspect le plus difficile de la réussite de la MOLT. La qualité du brassard influence considérablement la difficulté de la reconstruction, compte tenu de la petite taille de la souris5. Cet article fournit un protocole détaillé pour la préparation, la fixation et la reconstruction du brassard.
Bien qu’il n’y ait pas de différences majeures par rapport aux rapports précédents c...

La transplantation hépatique orthotopique de souris (MOLT) est une méthode expérimentale efficace signalée pour la première fois en 19911. Ce modèle expérimental, qui utilise des souris génétiquement modifiées et divers réactifs de recherche, a joué un rôle central dans l’étude de l’ischémie chaude et froide et des lésions de reperfusion. Cependant, la grande complexité technique du modèle a entravé le développement d’une médecine de base pour la transplantation hépatique2. La MOLT comporte trois étapes principales : (1) le prélèvement du foie de la souris donneuse, (2) la chirurgie de la table arrière et (3) l’implantation du foie chez le receveur. Parmi ces procédures de receveur, l’anastomose vasculaire pose le plus grand défi. Alors que l’anastomose de la veine cave inférieure suprahépatique est généralement complétée par une couture à la main2, la veine cave inférieure infrahépatique (IHIVC) et la veine porte (PV) peuvent être reconstruites plus efficacement à l’aide de brassards en plastique au lieu de sutures cousues à la main.
La période anhépatique signifie l’intervalle entre l’ablation du foie natif du receveur et l’implantation du greffon. Pour garantir des résultats cohérents, il est impératif de limiter le temps anhépatique à moins de 20 min. Par conséquent, les études utilisant ce modèle ont été limitées à des institutions spécifiques 3,4,5,6,7,8,9. Parmi les différentes étapes de la MOLT, la réalisation d’une reconstruction PV et IHIVC en douceur est cruciale pour minimiser le temps anhépatique et assurer la réussite de la transplantation.
La reconstruction PV et IVC est généralement réalisée à l’aide de brassards vasculaires puisque la technique du brassard simplifie l’anastomose vasculaire par rapport aux sutures cousues à la main 2,5,8. La technique impliquée dans la préparation du brassard vasculaire et la fixation sécurisée du brassard a un impact significatif sur la complexité de la reconstruction vasculaire du receveur. Notre objectif est de fournir un guidage visuel détaillé pour de nombreux conseils techniques liés à la méthode du brassard, réduisant ainsi la courbe d’apprentissage. Ces clips vidéo permettront de bien comprendre comment fixer le brassard aux vaisseaux et reconstruire le PV et l’IHIVC pendant la chirurgie du receveur.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>16 G intravenous catheter</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SR-FF2032</td>
			<td>IHIVC cuff</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 G intravenous catheter</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SR-FF1651</td>
			<td>PV cuff</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-0 braid silk</td>
			<td>Natsume Seisakusho</td>
			<td>CR9-80B2</td>
			<td>8-0 silk</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Belzer UW Cold Storage Solution&#160;</td>
			<td>Astellas</td>
			<td></td>
			<td>Organ preservation fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bulldog clamp</td>
			<td>B BRAUN</td>
			<td>FB329R</td>
			<td>Bulldog clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6 mice&#160;&#160;</td>
			<td>Oriental Bio Service</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane inhalation solution</td>
			<td>Viatris</td>
			<td></td>
			<td>Anesthesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Blunted Tips 0.1 mm x 0.06 mm&#160;</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>11253-20</td>
			<td>Straight microforceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefine Clamp Applicator with Lock</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>18056-14</td>
			<td>Vessel clip applicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefines&#160;</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>18055-4</td>
			<td>Vessel clip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No.11 Spare Blades</td>
			<td>FEATHER Safety Razor</td>
			<td>11</td>
			<td>Blades</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic scissor, round handle</td>
			<td>B BRAUN</td>
			<td>FD103R</td>
			<td>Microscissor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic rectangular-shaped container&#160;&#160;</td>
			<td>Daiso</td>
			<td></td>
			<td>10 cm long, 15 cm wide and 6 cm high</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SuperGrip Tips</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>00649-11&#160;</td>
			<td>Curved microforceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SZX7</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZX7</td>
			<td>Microscope</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

vascular reconstruction with the cuff technique in mouse orthotopic liver transplantation

La transplantation hépatique orthotopique de souris est une méthodologie efficace pour étudier les mécanismes sous-jacents de l’ischémie hépatique et des lésions de reperfusion. Cependant, les défis techniques constituent un obstacle à l’utilisation de ce précieux modèle expérimental et à la transmission de ces compétences à la prochaine génération. L’aspect le plus difficile de cette procédure est la reconstruction vasculaire, y compris la veine porte (PV), la veine cave inférieure infrahépatique (IHIVC) et la veine cave inférieure suprahépatique. L’utilisation de brassards en plastique, plutôt que de sutures, permet une reconstruction PV et IHIVC plus fluide. Les vaisseaux sont reconstruits en fixant un brassard fabriqué à partir d’un cathéter intraveineux à l’extrémité du vaisseau greffé et en interposant le brassard dans le vaisseau receveur. Les deux aspects les plus cruciaux sont de visualiser correctement la lumière interne du vaisseau et d’éviter l’utilisation d’une force excessive. Notre objectif est de fournir un aperçu technique des reconstructions vasculaires à l’aide de la technique du brassard en chirurgie du receveur. Ces conseils techniques pour la technique du brassard devraient aider les microchirurgiens à faciliter la reconstruction vasculaire et à faire avancer leurs recherches.

Mouse orthotopic liver transplantation (MOLT) is an effective experimental method first reported in 19911. This experimental model, which utilizes genetically modified mice and various research reagents, has played a pivotal role in investigating warm and cold ischemia and reperfusion injuries. However, the model&#39;s high technical complexity has hindered the development of basic medicine for liver transplantation2. MOLT involves three major steps: (1) retrieval of the liver from the donor mouse, (2) back table surgery, and (3) implantation of the liver into the recipient. Among these recipient procedures, vascular anastomosis poses the greatest challenge. While the suprahepatic inferior vena cava anastomosis is typically completed by hand stitching2, the infrahepatic inferior vena cava (IHIVC) and portal vein (PV) can be reconstructed more efficiently using plastic cuffs in place of hand-sewn sutures.
The anhepatic period signifies the interval between the removal of the recipient&#39;s native liver and the graft implantation. To ensure consistent results, it is imperative to limit the anhepatic time to less than 20 min. Consequently, studies employing this model have been confined to specific institutions3,4,5,6,7,8,9. Among the various stages of MOLT, achieving smooth PV and IHIVC reconstruction is crucial for minimizing anhepatic time and ensuring successful transplantation.
PV and IVC reconstruction is generally carried out using vascular cuffs since the cuff technique simplifies vascular anastomosis compared to hand-sewn sutures2,5,8. The technique involved in vascular cuff preparation and secure attachment of the cuff significantly impacts the complexity of recipient vascular reconstruction. Our objective is to provide detailed visual guidance for numerous technical tips related to the cuff method, thereby reducing the learning curve. These video clips will provide a clear understanding of how to attach the cuff to the vessels and reconstruct the PV and IHIVC during recipient surgery.

Pleins feux sur l’auteur : Explorer l’ischémie froide et les lésions de reperfusion chaude dans la transplantation de stéatose hépatique

Reconstruction vasculaire avec la technique du brassard dans la transplantation hépatique orthotopique de souris

We focus our research on liver transplantation, in particular on cold ischemia and warm reperfusion injury. We use mouse liver transplantation model as a research tool for this purpose. Because the technique is difficult, so it can take a long time to learn and to achieve consistent results.In the future, we'd like to conduct research on fatty liver transplantation. This is still a problem to overcome on clinical liver transplantation.

La reconstruction PV est réussie lorsque, lors du déclampage de la veine porte, il n’y a pas de tortuosité et que le foie est uniformément perfusé. Le temps anhépatique doit être inférieur à 20 min, car le temps anhépatique supérieur à 25 min augmente le risque de mortalité chez la souris. La reconstruction de l’IHIVC est considérée comme réussie s’il n’y a pas de régurgitation sanguine du greffon.
Le stockage du greffon à des températures froides pendant 1 h à l’...

Watch this Scientific Journal Video about Author Spotlight: Exploring Cold Ischemia and Warm Reperfusion Injury in Fatty Liver Transplantation at JoVE.com

Ce protocole fournit des informations techniques pour la reconstruction vasculaire à l’aide de la technique du brassard dans la transplantation hépatique orthotopique de souris.

Mouse orthotopic liver transplantation is an effective methodology for investigating the underlying mechanisms of liver ischemia and reperfusion injury. ...

Nous concentrons nos recherches sur la transplantation hépatique, en particulier sur l’ischémie froide et les lésions de reperfusion chaude. Nous utilisons le modèle de transplantation hépatique de souris comme outil de recherche à cette fin. Parce que la technique est difficile, il peut donc falloir beaucoup de temps pour apprendre et obtenir des résultats cohérents.À l’avenir, nous aimerions mener des recherches sur la transplantation de stéatose hépatique. C’est encore un problème à surmonter lors de la transplantation hépatique clinique.

vascular-reconstruction-with-cuff-technique-mouse-orthotopic-liver

Research

JoVE Journal

Medicine

Vascular Reconstruction with the Cuff Technique in Mouse Orthotopic Liver Transplantation

833 vues.  Kyoto University. Nous concentrons nos recherches sur la transplantation hépatique, en particulier sur l’ischémie froide et les lésions de reperfusion chaude. Nous utilisons le modèle de transplantation hépatique de souris comme outil de recherche à cette fin. Parce que la technique est difficile, il peut donc falloir beaucoup de temps pour apprendre et obtenir des résultats cohérents.À l’avenir, nous aimerions mener des recherches sur la transplantation de stéatose hépatique. C’est enc...

Vidéo: Pleins feux sur l’auteur : Explorer l’ischémie froide et les lésions de reperfusion chaude dans la transplantation de stéatose hépatique

Mouse orthotopic liver transplantation is an effective methodology for investigating the underlying mechanisms of liver ischemia and reperfusion injury. However, the technical challenges pose a barrier to utilizing this valuable experimental model and passing on these skills to the next generation. The most challenging aspect of this procedure is vascular reconstruction, including the portal vein (PV), infrahepatic inferior vena cava (IHIVC), and suprahepatic inferior vena cava. The use of plastic cuffs, rather than sutures, allows for smoother PV and IHIVC reconstruction. Vessels are reconstructed by attaching a cuff made from an intravenous catheter to the tip of the graft vessel and interposing the cuff into the recipient vessel. The two most crucial aspects are properly visualizing the inner lumen of the vessel and avoiding the use of excessive force. Our aim is to provide a technical overview of vascular reconstructions using the cuff technique in recipient surgery. These technical tips for the cuff technique are expected to help microsurgeons facilitate vascular reconstruction and advance their research.

This protocol provides technical information for vessel reconstruction using the cuff technique in mouse orthotopic liver transplantation.

Recherche

Médecine

Preparation and Attachment of Vascular Cuffs for Syngeneic Liver Grafting

To begin, prepare 16-gauge and 20-gauge intravenous catheters for the portal vein, or PV, and the infra hepatic inferior vena cava, or IHIVC, respectively. Using a scalpel, cut the catheter to create the cuff. Then with the back of the scalpel, create a shallow groove on the cuff's surface for thread fixation.Place small ice cubes in a rectangular-shaped plastic container, and position a small metal cup on top of the container. Fill the cup with organ preservation fluid and place the syngeneic liver graft in it. Under eight to 10 X magnification, gently roll the liver graft using a cotton swab, ensuring that the porta hepatis faces upwards.Thread the PV through the cuff, using a thread attached to the splenic vein. With the cuff handle at the 12:00 position, secure the handle and cuff with a bulldog clamp, positioning it two to three millimeters from the PV edge. Further secure the bulldog clamp using large vascular forceps and a fixation mold to establish the operative field.Next, increase the magnification to 15 to 20 X and carefully inspect the PV lumen. After grasping the PV lumen, externalize the thin wall of PV through the inner lumen of the cuff. Secure the fully externalized PV lumen with a double ligation using 8-O silk thread along the cuff's groove, and then cut the string.Similarly, attach the cuff to the IHIVC lumen, and fix it using 8-O silk thread. Then, to create a slipknot, pass the thread around the base of the IHIVC to temporarily ligate it.

Préparation et fixation de brassards vasculaires pour la greffe de foie syngénique

Portal Vein and Infrahepatic Inferior Vena Cava Reconstruction in Mouse Liver Transplantation

After extracting the native liver from the anesthetized recipient mouse, gently grasp the recipient's liver portal vein or PV edge using pen forceps and secure it with a vice. Pass an eight oh silk thread around the PV and place a vascular clamp on it. Create a one fourth circumferential section approximately 0.5 millimeters from the PV edge.While passing saline through the hole, use a specialized instrument to enlarge the hole. Grip the cuff handle using straight forceps and insert it into the lumen. Then secure the cuff with an 8.0 silk thread.Remove the vascular clamp from PV to allow reperfusion of the liver. Finally, carefully release the pen forceps to complete the PV reconstruction. After positioning the liver lobe, Move the pen forceps attached to the recipient IHIVC dorsal to the graft's right lower lobe.Then secure the IHIVC with a vice. Rub away any remaining liver tissue around the recipient's IHIVC with a cotton swab. Pass an 8.0 silk thread around the recipient's IHIVC.Create a one fourth circumferential section, approximately 0.5 millimeters from the recipient's IHIVC edge. After flushing the lumen with saline, insert the cuff into the IHIVC lumen. Carefully secure the cuff with an 8.0 silk thread.Finally, remove the vascular clamp and pen forceps. The preservation of the graft at cold temperatures for one hour resulted in serum alanine aminotransferase levels, averaging approximately 2000 units per liter at six hours post reperfusion. A survival rate of 100%was observed at seven days following transplantation.