JoVE Logo

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

פיתוח ובדיקה של מכשירים אנדווסקולריים לטיפול במפרצת תוך גולגולתית הם עדיין בעלי חשיבות רבה. רוב דגמי המפרצת המשמשים כיום מפספסים את המאפיינים החשובים של דופן מנוונת עורקית או את ההמודינמיקה של ביפורקציה אמיתית. לכן, שמנו לנו למטרה לעצב מודל חדש של ביפורקציה של נרתיק עורקי בארנבים.

Abstract

טיפול אנדווסקולרי במפרצות תוך גולגולתיות צבר חשיבות בעשורים האחרונים, וכתוצאה מכך יש צורך מוגבר בבדיקת מכשירים אנדווסקולריים. מודלים של בעלי חיים המכבדים את תנאי הקיר הריאולוגיים, המודינמיים והמפרצות מוצדקים מאוד. לכן, מטרת המחקר הנוכחי הייתה לתכנן טכניקה כירורגית חדשנית מתוקננת וניתנת לשחזור כדי ליצור מפרצות ביפורקציה של כיס עורקים אוטולוגי עם תנאי דופן לא מותאמים ומשתנים בארנבים.

מפרצות ביפורקציה נוצרו על ידי אנסטומוזה מקצה לקצה של ימין בעורק הצוואר המשותף השמאלי, ושניהם שימשו כעורקי אב לשקית העורקים, שנתפרה באופן מיקרו-כירורגי. השתלים נלקחו מעורק הצוואר המשותף הימני הפרוקסימלי, בין אם עבור קבוצת הבקרה (n = 7, השתלה מחדש אוטולוגית מיידית) או שונתה (n = 7, דגירה עם 100 יחידות בינלאומיות אלסטאז במשך 20 דקות לפני השתלה מחדש אוטולוגית). פאוץ' ועורק האב נשלטו על ידי אנגיוגרפיה פלואורסצנטית מיד לאחר הבריאה. במעקב (28 ימים), כל הארנבים עברו אנגיוגרפיה משופרת בתהודה מגנטית ואנגיוגרפיה פלואורסצנטית ואחריה קצירת מפרצת, הערכה מקרוסקופית והיסטולוגית.

בסך הכל נותחו 16 נקבות ארנבות לבנות מניו זילנד. שתי חיות מתו בטרם עת. במעקב, 85.72% מכלל המפרצות נותרו פטנט. שתי הקבוצות חשפו עלייה בגודל המפרצת לאורך זמן; זה היה בולט יותר בקבוצת הביקורת (6.48 ± 1.81 מ"מ3 בזמן היצירה לעומת 19.85 ± 6.40 מ"מ3 במעקב, p = 0.037) מאשר בקבוצה ששונתה (8.03 ± 1.08 מ"מ3 בזמן היצירה לעומת 20.29 ± 6.16 מ"מ3 במעקב, p = 0.054).

הממצאים שלנו מדגימים את הלימותו של מודל ארנב חדש זה המאפשר יצירת מפרצות ביפורקציה עם תנאי דופן שונים בגישה מיקרו-כירורגית. בהתחשב בפטנסיות המצוינת לטווח הארוך ובתכונה של צמיחת מפרצת לאורך זמן, מודל זה עשוי לשמש ככלי חשוב להערכה פרה-קלינית של טיפולים אנדווסקולריים חדשניים.

Introduction

דימום תת-עכבישי הנובע מקרע במפרצת תוך גולגולתית (IA) יכול להיות נשלט ביעילות על ידי טכניקות חסימה אנדווסקולריות או מיקרו-כירורגיות 1,2,3,4. טיפולים אנדווסקולריים שונים, כדי להתגבר על המגבלה העיקרית של הישנות IA לאחר סליל, צברו חשיבות בעשורים האחרונים ויצרו צורך מוגבר בבדיקת מכשירים אנדווסקולריים. כדי לבחון את גישות הטיפול החדשניות הללו, מודלים מתאימים של בעלי חיים המכבדים תכונות ריאולוגיות, המודינמיקה ותנאי דופן מפרצת מוצדקים מאוד 5,6,7. בהקשר זה, מחקרים קליניים כמו גם פרה-קליניים כבר חשפו את התפקיד החשוב של תנאי דופן המפרצת לגבי קרע מפרצת והישנות לאחר חסימה, במיוחד תוך התמקדות באובדן תאי קיר 7,8,9.

עד כה, מפרצות ניסיוניות בארנבים נוצרו לרוב על ידי גדם עורק קרוטיד מצוי (CCA) דגירה של אלסטאז או על ידי שקיות ורידיות שנתפרו לתוך ביפורקציה מלאכותית של CCA. 10,11,12,13,14,15,16 לפיכך, מודל ביפורקציה של כיס עורקי אמיתי מעולם לא תואר.

מטרת המחקר הייתה לתכנן טכניקה בטוחה, מהירה וסטנדרטית ליצירה מיקרו-כירורגית של מפרצות ביפורקציה עם תנאי דופן שונים במודל ארנב (איור 1). זה הושג על ידי תפירת שקיות עורקים שלא שונו ושונו לתוך bifurcation מלאכותי שנוצר של שני CCAs.

Protocol

כל הטיפול הווטרינרי בוצע בהתאם להנחיות המוסדיות (כל הניסויים אושרו על ידי הוועדה המקומית לטיפול בבעלי חיים בקנטון ברן, שוויץ (BE 108/16)) ונערכו תחת פיקוחו של רופא מרדים וטרינרי מוסמך. הנחיות ה-ARRIVE ועקרונות ה-3R נשמרו בקפדנותעל פי 17,18.

הערה: אחסן את כל בעלי החיים בטמפרטורת חדר של 22 \u201224 צלזיוס (°C) ולשמור על מחזור אור/חושך של 12 שעות (שעה). ספק גישה חופשית למים, לכדורים ולדיאטת חציר ad libitum בכל פעם. ניתוחים סטטיסטיים בוצעו באמצעות מבחן וילקוקסון-מאן-וויטני-יו הלא פרמטרי. ערך הסתברותי (p) של ≤ 0.05 נחשב למשמעותי.

1. השלב הקדם-כירורגי

  1. בצע בדיקה קלינית מפורטת לפני הניתוח של כל הארנבים המתוכננים לניתוח מיד ליד חדר ניתוח שקט, אספטי, תוך שמירה על טמפרטורה של 23 ± 3 מעלות צלזיוס.
    1. רשמו את משקלו של כל בעל חיים, העריכו באופן מקרוסקופי את הקרומים הריריים, את זמן המילוי הנימי ואת איכות הדופק.
    2. בהמשך ביצוע התייבשות לב עם סטטוסקופ ומישוש בטן.
    3. בהתבסס על הממצאים הקליניים, ייחסו סיווג של האגודה האמריקאית של מרדימים (ASA) לכל ארנב19. כלול רק בעלי חיים עם ציון ASA I במחקר.
    4. גילחו את שתי האוזניים החיצוניות עם מכונת גילוח חשמלית והניחו קרם פרילוקאין-לידוקאין על העורקים והוורידים.
  2. הרדימו את הארנב עם שילוב של 20 מיליגרם (מ"ג)/קילוגרמה (ק"ג) של קטמין, 100 מ"ג/ק"ג דקסמדטומידין ו-0.3 מ"ג/ק"ג של מתדון המוזרק תת-עורית (SC) באמצעות מזרק.
  3. השאירו כל חיה ללא הפרעה למשך 15 דקות לפחות.
  4. לאחר מכן, תחת חמצון משלים עם 3 ליטר (l) / דקה (דקה) דרך מסכת פנים רופפת וניטור יציב דרך אוקסימטר דופק, מניחים צינורית 22 גרם בעורק המרכזי האוריקולרי השמאלי ועוד צינורית 22 G בווריד האוריקולרי של האוזן הנגדית.
  5. לגלח את השדה הכירורגי (צוואר) ולהזריק 0.75% רופיבקאין פרי-חתך תוך עורי. לאחר מכן לגלח את המצח ולהתכונן להצבת חיישנים אלקטרואנצפלוגרפיים לילדים (EEG).
  6. לגרום להרדמה כללית עם פרופופול 1-2 מ"ג/ק"ג תוך ורידי (IV) כדי להשפיע. ואז מיד אינטובציה קנה הנשימה של כל הארנבים עם צינור סיליקון (3 מילימטר (קוטר פנימי) ) תחת שליטה קנוגרפית. לאחר מכן, העבירו את כל הארנבים לחדר הניתוח, הניחו אותם בשכיבה הגבית וחברו את הצינור למערכת מעגלי ילדים.
  7. השג העמקה ותחזוקה של הרדמה באמצעות איזופלורן בחמצן, תוך התמקדות בריכוז איזופלורן קצה מקסימלי של 1.3%.
  8. הקפידו על ניטור קליני ואינסטרומנטלי (אוקסימטריה של דופק, דופלר ולחץ דם פולשני, אלקטרוקרדיוגרמה של 3 עופרת, EEG, ניטור טמפרטורה רקטלית וגזים בשאיפה ונשיפה) עד להעתקת קנה הנשימה.
  9. כדי לשמור על הידרציה, ספקו את חומצת החלב של רינגר בקצב רציף של עירוי (CRI) של 5 מ"ל/ק"ג/שעה דרך הגישה הוורידית. יש לאשר תמיד הרדמה נכונה באמצעות צביטות בוהן במרווח של 10 דקות.
  10. יש לחטא את שדה הניתוח באמצעות יוד פובידון מ-manubrium sterni לשתי זוויות הלסת. עכשיו, לבצע וילונות סטריליים של השדה הכירורגי.
  11. במהלך הניתוח, לספק משכך כאבים עם לידוקאין ב CRI של 50 מיקרוגרם (מיקרוגרם) / ק"ג / דקה ופנטניל ב 3 \ u201210 מיקרוגרם / ק"ג / שעה. יש למרוח אוורור ספונטני או בסיוע, כמו גם היפרקפניה מתירנית. לבצע ניתוח גז דם עורקי לפחות פעם אחת במהלך הניתוח.
  12. טפלו בהיפוטנסיה רלוונטית (לחץ עורקי ממוצע < 60 מ"מ כספית) עם נוראדרנלין. מנע היפותרמיה (טמפרטורת פי הטבעת ≤ 38 מעלות צלזיוס) באמצעות כרית חימום או מערכת חימום לחימום אוויר כפוי.

2. שלב כירורגי – שלב I

  1. התחילו את הניתוח עם חתך עור חציוני מה-manubrium sterni לרמה של זוויות הלסת/הגרון. לנתח בחדות את העור ואת הרקמה הרכה עם אזמל, מספריים כירורגיים ומלקחיים. הפרד את התת-קוטיס ואת כרית השומן באופן מדיאלי על ידי דיסקציה קהה.
  2. היכנסו לרכס העליון הקדמי של שריר הסטרנוקלידומסטואיד באופן מדיאלי בצד שמאל על ידי דיסקציה קהה, באמצעות מיקרו מלקחיים ומספריים כירורגיים.
  3. באופן מקרוסקופי, בצעו הכנה קהה והפרידו בזהירות את ה-CCA השמאלי מהעצב הוואגלי באופן דיסטלי כדי למנוע פארזיס בגרון על ידי שימוש נוסף במלקחיים זעירים ומספריים כירורגיים (איור 2). שימו לב שהביפורקציה של ה-CCA השמאלי משמשת כנקודת ציון תוך-ניתוחית (איור 3 ואיור 4A). עבור כל השלבים הבאים, השתמש במפיץ רקמות רך כדי לשפר את ההדמיה הניתוחית.
  4. לאחר הכנה מוצלחת ושחרור של ה-CCA הדיסטלי השמאלי מהעצב הוואגלי, יש לתת פאפברין (40 מ"ג/מ"ל, 1:1 מדולל בתמיסת נתרן כלורי איזוטונית של 0.9%). הגן באופן רציף על כל מקטעי כלי השיט עם מיקרו-מטושים ולאחר מכן על ידי מתן פפאברין נוסף כלפי חוץ. מניחים את ה-CCA השמאלי הספוג בפפאברין מתחת לרקמת השריר האוטולוגית כדי להגן על הכלי מפני ייבוש תחת אורו של מיקרוסקופ הפעולה.
  5. החליפו צדדים תוך מקסום הנוחות של המנתח במהלך ההליך הניתוחי. חזור על אותו הליך כירורגי בצד ימין. נתחו את ה-CCA באופן דיסטלי ופרוקסימלי עד לציוני הדרך המוגדרים מראש (ביפורקציה קרוטידית בגובה זוויות הלסת/הגרון והווריד הג'וגולרי הפנימי; איור 4א,ב). הכניסו מחדש מפזר ונתנו מיקרו ספוגיות ופאפברין כפי שתואר קודם לכן.
  6. לפני קשירת ה-CCA הפרוקסימלי הימני, יש להזריק הפרין (500 יחידות בינלאומיות (IU)/kg) באופן מערכתי באמצעות קטטר אוזניים ורידי.
  7. השתמש במיקרוסקופ כירורגי מעתה והלאה. ראשית, ליגט את ה-CCA הפרוקסימלי הימני עם תפר 4-0 שאינו נספג ישירות בקצה נקודת הציון הפרוקסימלית הנראית לעין מקרוסקופית כדי למנוע כל מתח בכלי העורק.
    1. שנית, יש למרוח ליגטורה 6-0 שאינה ניתנת לספיגה בדיוק 4\u20125 מ"מ באופן דיסטלי על ידי שימוש בתפס כלי מדידה, בהתחשב בכך שלאחר חיתוך דיסטלי מהליגטורה הראשונה של 4-0, כיס העורקים שייווצר יהיה באורך סטנדרטי של כ-3\u20124 מ"מ בכל חיה (איור 5A,C).
  8. לאחר הידוק הליגטורה 6-0, הידקו את ה-CCA הימני באופן דיסטלי ככל האפשר עם קליפ כלי זמני (כפי שבדרך כלל משתמשים בו בניתוח מפרצת מוחית) כדי למנוע נזק לאנדותל וליצור מקטע כלי ארוך להשקיה כדי למנוע טרומבוגנזה (איור 5B).
  9. כעת בצע חיתוך דיסטלי לליגטורה 4-0 שאינה נספגת. כדי לקצור את כיס העורקים (איור 5C), בצעו חיתוך שני באופן דיסטלי לליגטורה שאינה נספגת 6-0.
  10. נקו את נרתיק העורקים בקפדנות מכל הרקמות הרכות ומדדו את אורכו, רוחבו ועומקו (איור 5C) באמצעות קליפס כלי דם. אם אין צורך בשינוי נוסף, יש לשמור על השתלת העורקים האוטולוגיים בתמיסה הפרינית (500 יחב"ל/100 מ"ל בנתרן איזוטוני כלורי ב-0.9% נתרן כלורי איזוטוני) בטמפרטורת החדר עד לשימוש נוסף.

3. השפלת כיס העורקים

  1. אם יש צורך בהתפרקות בשקית עורקים, יש לנקות אותה בקפדנות של רקמות רכות ולהקדים אותה עם 100 יחב"ל של אלסטאז חזירי המומס ב-5 מ"ל של טריס-בופר בטמפרטורת החדר ביום הניסוי למשך 20 דקות. אין להשתמש בטכניקת מברשת. דגירה של כיס העורקים תוך-ורידי ואקסטרה-לומינלי על-ידי שימוש בשייקר.
  2. לפני שמכניסים את השקית לתמיסה הפרינית של 0.9% נתרן כלורי איזוטוני, מחליקים אותה בעדינות שלוש פעמים במשך 3 דקות עם מלקחיים אנטומיים בתמיסת נתרן כלורי איזוטונית של 0.9% כדי לשטוף את האלסטאז החזירי הנותר.
  3. במידת הצורך, השאירו את לומן של נרתיק העורקים פתוח עם מיקרו-צינורית עשויה סיליקון; הגן בקפדנות על ה- CCA השמאלי והימני במהלך כל ההליך הכירורגי עם ריפודים זעירים רטובים.

4. שלב כירורגי – שלב II

  1. להכנה נוספת של ה-CCA, הניחו שני מיקרו-מטושים עגולים ישירות מתחתיו כדי להזיז את העורק באופן שטחי יותר. כעת, שים מיקרו ספוגית אחת עם ריפוד סגול מתחת ל- CCA השמאלי בשליש הדיסטלי להדמיה טובה יותר של העורק.
  2. שטפו את ה-CCA הפרוקסימלי הימני עם תמיסה של 0.9% נתרן כלורי איזוטוני בשילוב עם 500 יחב"ל של הפרין המומס ב-100 מ"ל של 0.9% נתרן כלורי איזוטוני. על מנת ליצור אנסטומוזיס ללא מתח, יש למקם את ה-CCA הימני מתחת לשרירי כרית השומן/פרי-פטרכיאל על ידי שימוש במספריים כירורגיים לתיעול אותו לצד שמאל. הסר את הרקמה הרכה של העורק.
    1. כעת בצע חתך פה של 2 מ"מ דג בצד הפרוקסימלי של ה- CCA הימני באמצעות מיקרו מספריים ומלקחיים.
  3. שנה את הצד בשולחן הניתוחים. קצצו את ה-CCA הדיסטלי השמאלי עם קליפס כלי זמני נוסף ואחריו ה-CCA השמאלי הפרוקסימלי עם שני קליפסים זמניים של כלי השיט. הגן על כל מקטעי כלי הדם החשופים מפני התייבשות תחת האור הכירורגי באמצעות מיקרו-מטושים רטובים.
  4. שחררו את השליש הדיסטלי של ה-CCA השמאלי לחלוטין מרקמה רכה ובצעו טרשת עורקים. השתמשו במיקרו מלקחיים כירורגיים ותפסו בעדינות רקמות רכות. כעת הגבירו את העורק והטמיעו את ה-CCA הדיסטלי השמאלי באיטיות עם מיקרו מספריים כירורגיים. יש לשטוף את מקטעי כלי השיט עם הפרין (500 יחב"ל מומסים ב-100 מ"ל של תמיסת נתרן כלורי איזוטונית של 0.9%).
  5. לאחר ביצוע העורק עם מלקחיים זעירים מעוקלים ומיקרו מספריים, הגדל את העורק הממוקם בשליש הדיסטלי של ה- CCA השמאלי באופן דיסטלי, תוך מדידה של כפי 2 מקוטר הקהה הימני של עורק הצוואר והשתל האוטולוגי. זה מאפשר זרימת דם מספקת לתוך הכיס העורקי.
  6. מוציאים את כיס העורקים מתמיסת המלח ההפרינית. מניחים את השקית בשדה הניתוח, שם מתוכננת הביפורקציה. התחילו לתפור את החלק האחורי של קהה הצוואר הימני הממוקם באופן קאודלי עם תפר 9-0 שאינו נספג, ולאחר מכן תפר בצד האחורי הממוקם באופן קרניאלי בגובה החתך בפה הדג. סיימו לתפור את החלק האחורי מדיסטלי לפרוקסימלי על ידי תפרים בודדים.
  7. תוך כדי תפירה, יש לשמור על לחות כל השקיות הקדם-דוגמניות של אלסטאז עם השקיה מתמשכת. בעת תפירת דופן הכלי של הכיס, השתמשו במלקחיים זעירים כירורגיים מעוקלים כדי לפתוח בעדינות את הלומן עם קצהו. בכל פעם שתפרת חלקים מה-CCA הימני השמאלי או הפרוקסימלי, השתמש במלקחיים זעירים כירורגיים ישרים. לאחר מכן, תפר את הצד האחורי האופקי.
  8. לאחר מכן לתפור את הצד הקדמי האופקי, החל מכיפת המפרצת הנעה לבסיסה. לאחר מכן, התחילו עם תפרים בודדים באופן דיסטלי בצד הקדמי בתנועה קאודלית.
    1. עבור כל השלבים 4.5\u20124.8 תוך כדי תפירת האנסטומוזיס שימו לב רק כדי לתפוס את החלק של הכלי קרוב לטרשת עורק כדי למנוע היצרות איטרוגנית. כמו כן, להרטיב ברציפות את כל מקטעי כלי הדם במהלך כל ההליך הכירורגי באופן אקסטרה-לומינלי עם מזרק מלא בתמיסת נתרן כלורית הפרינית (500 IU מומס ב -100 מ"ל של 0.9% נתרן כלורי איזוטוני) ולהגן עליהם עם מטושים מיקרו רטובים.
    2. לפני סיום האנסטומוזה, השקו את כל המתחם עם תמיסת נתרן כלורי איזוטונית 0.9% איזוטונית אינטרלומינלית (500 יחב"ל מומס ב-100 מ"ל של 0.9% נתרן כלורי איזוטוני). היזהרו כי שקיות עורקים שעברו שינוי אלסטאז צריכות להיתפר במהירות האפשרית בגלל הנטייה החזקה שלהן להתייבש ולתפוח. בגלל ההתנהגות התוקפנית של ריכוז האלסטאז השיורי בשקית לגבי עיכול כלי היקפי, המשך מהר עם הניתוח כדי לחדור מחדש את קומפלקס כלי הדם במהירות.
  9. הסר את כל מהדקי כלי הדם הזמניים באופן מדורג.
    1. הסר את המהדק הדיסטלי מה- CCA השמאלי. קבלו דימום קל והצמידו אותו על ידי הטבעה עדינה של מיקרו ספוגיות על האנסטומוזיס. לאחר מכן, הסר את המהדק של CCA הימני, לחץ בעדינות עם מיקרו ספוגית ומלקחיים כדי למנוע היווצרות פקקת.
    2. במידת הצורך, החלף את קליפס כלי הדם הזמניים כדי לספק מספיק קרישה. לאחר מכן, שחררו את שני קליפסים מהצד השמאלי באופן פרוקסימלי. במידת הצורך בשלב כלשהו, החלף קליפים כדי לאפשר קרישה או לבצע תפירה מחדש.
  10. בשלב זה מבצעים אנגיוגרפיה פלואורסצנטית של קומפלקס כלי השיט (איור 6 ואיור 7).
    הערה: אנגיוגרפיה פלואורסצנטית מבוצעת על ידי מתן 1 מ"ל של פלואורסציין IV, באמצעות 2 מסנני bandpass, סמארטפון עם מצלמת וידאו וזרקור על אופניים. הליך זה כבר תואר במקום אחר20,21,22.
  11. לבסוף, סגרו את הסיטוס האופרטיבי. תפר בקלות ובעדינות את כרית השומן עם תפר 3-0 resorbable עם צמתים בודדים כדי להגן על anastomosis. סגור תת-עור ועור באותה צורה.

5. השלב הפוסט-כירורגי

  1. יש להפסיק את מתן האיזופלורן ומשככי הכאבים המערכתיים בסוף הניתוח ולספק הגזמה בקנה הנשימה ברגע שרפלקס הבליעה חזר.
  2. יש לתת 0.5 מ"ג/ק"ג של מלוקסיקם IV, 10 מ"ג/ק"ג אספירין (ASS) IV, 100 מיקרוגרם של ויטמין B12 SC ו-20 מ"ג/ק"ג של קלמוקסיל IV.
  3. ספקו חמצון משלים והתחממות פעילה עד שהארנבים חזרו באופן ספונטני לשיקום החזה.
  4. בצע מעקב לאחר הניתוח וטיפול בבעלי חיים ארבע פעמים ביום במשך שלושת הימים הראשונים, בהתאם להנחיות להערכה וניהול של כאבים במכרסמים וארנבות23,24.
  5. מתן משכך כאבים לאחר הניתוח באמצעות מדבקת פנטניל (12 מיקרוגרם/שעה) המריחה על האוזן החיצונית, מלוקסיקם פעם ביום SC במשך שלושה ימים ומתדון כטיפול הצלה SC, על פי גיליון הציונים להערכת כאב. נהלו 250 יחב"ל/ק"ג של הפרין מולקולארי נמוך (LMH) בתת-עורית במשך שלושה ימים בכל הארנבים.

תוצאות

בעקבות סדרת פיילוט של שבעה בעלי חיים, בסך הכל 16 בעלי חיים נכללו בפרוטוקול הניסוי. שני בעלי חיים מתו בטרם עת ולכן לא נכללו בניתוח הסופי (12.5% תמותה). בחישוב של 14 בעלי חיים, שיעור המפרצת המיידית במהלך אנגיוגרפיה פלואורסצנטית היה 71.43% בשניהם, קבוצת הביקורת והשינוי. ארבע מפרצות היו צריכות להיפתח מ?...

Discussion

המחקר שלנו מדגים את ההיתכנות של יצירת מודל מפרצת ביפורקציה אמיתי עם תנאי קיר שונים בארנבים. בסך הכל, 14 נקבות ארנבות לבנות מניו זילנד עם משקל ממוצע של 3.7 ± 0.09 ק"ג וגיל ממוצע של 112 ± 3 ימים נכללו במחקר. 85.72% מכלל המפרצות נשארו פטנטיות במהלך מעקב לאחר 28 ימים. שני בעלי חיים מתו בטרם עת (12.5% תמותה).

Disclosures

עבודה זו נתמכה על ידי קרנות המחקר של מועצת המחקר, Kantonsspital Aarau, Aarau, שוויץ וקרן המדע הלאומית השוויצרית SNF (310030_182450). המחברים הם האחראים הבלעדיים על העיצוב וההתנהלות של המחקר המוצג ומצהירים על היעדר אינטרסים מתחרים.

Acknowledgements

המחברים מודים לאולגיקה בסלאק וקיי נטלבק על תמיכתם המצוינת וסיועם הטכני בשלב הפרי-אופרטיבי ולאלסנדרה ברגאדנו, DVM, PhD, על הפיקוח המסור על בריאות בעלי החיים לטווח הארוך.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
3-0 resorbable sutureEthicon Inc., USAVCP428G
4-0 non-absorbable sutureB. Braun, GermanyG0762563
6-0 non-absorbable sutureB. Braun, GermanyC0766070
9-0 non-absorbable sutureB. Braun, GermanyG1111140
AdrenalineAmino AG1445419any generic
AmiodaroneHelvepharm AG5078567any generic
Anesthesia machineDrägerany other
AspirinSanofi-Aventis (Suisse) SA622693any generic
AtropineLabatec Pharma SA6577083any generic
Bandpass filter blueThorlabsFD1Bany other
Bandpass filter greenThorlabsFGV9any other
Bipolar forcepsany other
Bicycle spotlightany other
Biemer vessel clip (2 x)B. Braun Medical AG, Aesculap, SwitzerlandFD560Rtemporary
Bispectral index (neonatal)any other
Blood pressure cuff (neonatal)any other
ClamoxylGlaxoSmithKline AG758808any generic
DexmedetomidineEver Pharma136740-1any generic
Electrocardiogram electrodesany other
ElastaseSigma Aldrich45125any generic
EphedrineAmino AG1435734any generic
EsmololOrPha Swiss GmbH3284044any generic
Fentanyl (intravenous use)Janssen-Cilag AG98683any generic
Fentanyl (transdermal)Mepha Pharma AG4008286any generic
FluoresceineCuratis AG5030376any generic
FragminPfizer PFE Switzerland GmbH1906725any generic
Glycoany generic
Heating padany other
Isotonic sodium chloride solution (0.9%)Fresenius KABI336769any generic
KetaminePfizer342261any generic
Laboratory shakerStuartSRT6any other
LidocaineStreuli Pharma AG747466any generic
Longuettesany other
MetacamBoehringer IngelheimP7626406any generic
MethadoneStreuli Pharma AG1084546any generic
Microtubesany other
Micro needle holderany other
MidazolamAccord Healthcare AG7752484any generic
Needle holderany other
O2-Face maskany other
Operation microscopeWild Heerbruggany other
PapaverineBichselany generic
Prilocaine-lidocaine cremeEmlaany generic
PropofolB. Braun Medical AG, Switzerlandany generic
Pulse oxymeterany generic
Rectal temperature probe (neonatal)any other
RopivacaineAspen Pharma Schweiz GmbH1882249any generic
ScalpellSwann-Morton210any other
Small animal shaverany other
Smartphoneany other
Soft tissue forcepsany other
Soft tissue spreaderany other
Stainless steel sponge bowlsany other
Sterile micro swabsany other
Stethoscopeany other
Straight and curved micro-forcepsany other
Straight and curved micro-scissorsany other
Straight and curved forcepsany other
Surgery drapeany other
Surgical scissorsany other
Syringes 1 ml, 2ml and 5 mlany other
Tris-BufferSigma Aldrich93302any generic
Vascular clip applicatorB. Braun, GermanyFT495T
Vein and arterial catheter 22 Gany generic
VitarubinStreuli Pharma AG6847559any generic
Yasargil titan standard clip (2 x)B. Braun Medical AG, Aesculap, SwitzerlandFT242Ttemporary

References

  1. Wanderer, S., Mrosek, J., Gessler, F., Seifert, V., Konczalla, J. Vasomodulatory effects of the angiotensin II type 1 receptor antagonist losartan on experimentally induced cerebral vasospasm after subarachnoid haemorrhage. Acta Neurochirurgica (Wien). 160 (2), 277-284 (2018).
  2. Vatter, H., et al. Effect of delayed cerebral vasospasm on cerebrovascular endothelin A receptor expression and function. Journal of Neurosurgery. 107 (1), 121-127 (2007).
  3. Andereggen, L., et al. The role of microclot formation in an acute subarachnoid hemorrhage model in the rabbit. Biomed Research International. , 161702 (2014).
  4. Eriksen, N., et al. Early focal brain injury after subarachnoid hemorrhage correlates with spreading depolarizations. Neurology. 92 (4), 326-341 (2019).
  5. Thompson, J. W., et al. In vivo cerebral aneurysm models. Neurosurgical Focus. 47 (1), 20 (2019).
  6. Bouzeghrane, F., Naggara, O., Kallmes, D. F., Berenstein, A., Raymond, J. International Consortium of Neuroendovascular C. In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review. American Journal of Neuroradiology. 31 (3), 418-423 (2010).
  7. Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45 (1), 248-254 (2014).
  8. Marbacher, S., et al. Intraluminal cell transplantation prevents growth and rupture in a model of rupture-prone saccular aneurysms. Stroke. 45 (12), 3684-3690 (2014).
  9. Marbacher, S., Niemela, M., Hernesniemi, J., Frosen, J. Recurrence of endovascularly and microsurgically treated intracranial aneurysms-review of the putative role of aneurysm wall biology. Neurosurgical Review. 42 (1), 49-58 (2019).
  10. Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. American Journal of Neuroradiology. 32 (4), 772-777 (2011).
  11. Marbacher, S., et al. Long-term patency of complex bilobular, bisaccular, and broad-neck aneurysms in the rabbit microsurgical venous pouch bifurcation model. Neurological Research. 34 (6), 538-546 (2012).
  12. Sherif, C., Marbacher, S., Erhardt, S., Fandino, J. Improved microsurgical creation of venous pouch arterial bifurcation aneurysms in rabbits. American Journal of Neuroradiology. 32 (1), 165-169 (2011).
  13. Sherif, C., et al. Microsurgical venous pouch arterial-bifurcation aneurysms in the rabbit model: technical aspects. Journal of Visualized Experiments. 51, 2718 (2011).
  14. Brinjikji, W., Ding, Y. H., Kallmes, D. F., Kadirvel, R. From bench to bedside: utility of the rabbit elastase aneurysm model in preclinical studies of intracranial aneurysm treatment. Journal of Neurointerventional Surgery. 8 (5), 521-525 (2016).
  15. Miskolczi, L., Guterman, L. R., Flaherty, J. D., Hopkins, L. N. Saccular aneurysm induction by elastase digestion of the arterial wall: a new animal model. Neurosurgery. 43 (3), 595-600 (1998).
  16. Lewis, D. A., et al. Morbidity and mortality associated with creation of elastase-induced saccular aneurysms in a rabbit model. American Journal of Neuroradiology. 30 (1), 91-94 (2009).
  17. Kilkenny, C., Browne, W., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Group NCRRGW. Animal research: reporting in vivo experiments: the ARRIVE guidelines. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 31 (4), 991-993 (2011).
  18. Tornqvist, E., Annas, A., Granath, B., Jalkesten, E., Cotgreave, I., Oberg, M. Strategic focus on 3R principles reveals major reductions in the use of animals in pharmaceutical toxicity testing. PLoS One. 9 (7), (2019).
  19. Irlbeck, T., Zwissler, B., Bauer, A. ASA classification: Transition in the course of time and depiction in the literature]. Der Anaesthesist. 66 (1), 5-10 (2017).
  20. Grüter, B. E., et al. Fluorescence Video Angiography for Evaluation of Dynamic Perfusion Status in an Aneurysm Preclinical Experimental Setting. Oper Neurosurg (Hagerstown). 17 (4), 432-438 (2019).
  21. Grüter, B. E., et al. Testing bioresorbable stent feasibility in a rat aneurysm model. Journal of Neurointerventional Surgery. 11 (10), 1050-1054 (2019).
  22. Strange, F., et al. Fluorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm Models. Journal of Visualized Experiments. (149), e59782 (2019).
  23. Weaver, L. A., Blaze, C. A., Linder, D. E., Andrutis, K. A., Karas, A. Z. A model for clinical evaluation of perioperative analgesia in rabbits (Oryctolagus cuniculus). Journal of the American Association of Laboratory Animal Science. 49 (6), 845-851 (2010).
  24. ACLAM Task Force Members. Public statement: guidelines for the assessment and management of pain in rodents and rabbits. Journal of the American Association of Laboratory Animal Science. 46 (2), 97-108 (2007).
  25. Forrest, M. D., O'Reilly, G. V. Production of experimental aneurysms at a surgically created arterial bifurcation. American Journal of Neuroradiology. 10 (2), 400-402 (1989).
  26. Kwan, E. S., Heilman, C. B., Roth, P. A. Endovascular packing of carotid bifurcation aneurysm with polyester fiber-coated platinum coils in a rabbit model. American Journal of Neuroradiology. 14 (2), 323-333 (1993).
  27. Spetzger, U., Reul, J., Weis, J., Bertalanffy, H., Thron, A., Gilsbach, J. M. Microsurgically produced bifurcation aneurysms in a rabbit model for endovascular coil embolization. Journal of Neurosurgery. 85 (3), 488-495 (1996).
  28. Bavinzski, G., et al. Experimental bifurcation aneurysm: a model for in vivo evaluation of endovascular techniques. Minimal Invasive Neurosurgery. 41 (3), 129-132 (1998).
  29. Marbacher, S., Marjamaa, J., Abdelhameed, E., Hernesniemi, J., Niemela, M., Frosen, J. The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model. Journal of Viusalized Experiments. (92), e51071 (2014).
  30. Alfano, J. M., et al. Intracranial aneurysms occur more frequently at bifurcation sites that typically experience higher hemodynamic stresses. Neurosurgery. 73 (3), 497-505 (2013).
  31. Sakamoto, S., et al. Characteristics of aneurysms of the internal carotid artery bifurcation. Acta Neurochirurgica (Wien). 148 (2), 139-143 (2006).
  32. Dai, D., et al. Histopathologic and immunohistochemical comparison of human, rabbit, and swine aneurysms embolized with platinum coils. American Journal of Neuroradiology. 26 (10), 2560-2568 (2005).
  33. Shin, Y. S., Niimi, Y., Yoshino, Y., Song, J. K., Silane, M. Berenstein A. Creation of four experimental aneurysms with different hemodynamics in one dog. American Journal of Neuroradiology. 26 (7), 1764-1767 (2005).
  34. Abruzzo, T., Shengelaia, G. G., Dawson, R. C., Owens, D. S., Cawley, C. M., Gravanis, M. B. Histologic and morphologic comparison of experimental aneurysms with human intracranial aneurysms. American Journal of Neuroradiology. 19 (7), 1309-1314 (1998).
  35. Spetzger, U., Reul, J., Weis, J., Bertalanffy, H., Gilsbach, J. M. Endovascular coil embolization of microsurgically produced experimental bifurcation aneurysms in rabbits. Surgical Neurology. 49 (5), 491-494 (1998).
  36. Reul, J., Weis, J., Spetzger, U., Konert, T., Fricke, C., Thron, A. Long-term angiographic and histopathologic findings in experimental aneurysms of the carotid bifurcation embolized with platinum and tungsten coils. American Journal of Neuroradiology. 18 (1), 35-42 (1997).
  37. Marbacher, S., Strange, F., Frosen, J., Fandino, J. Preclinical extracranial aneurysm models for the study and treatment of brain aneurysms: A systematic review. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. , (2020).
  38. Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical Intracranial Aneurysm Models: A Systematic Review. Brain Sciences. 10 (3), 134 (2020).
  39. Marbacher, S., Wanderer, S., Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J. Saccular Aneurysm Models Featuring Growth and Rupture: A Systematic Review. Brain Sciences. 10 (2), 101 (2020).
  40. Coluccia, D., et al. A microsurgical bifurcation rabbit model to investigate the effect of high-intensity focused ultrasound on aneurysms: a technical note. Journal of Therapeutic Ultrasound. 2, 21 (2014).
  41. Hoh, B. L., Rabinov, J. D., Pryor, J. C., Ogilvy, C. S. A modified technique for using elastase to create saccular aneurysms in animals that histologically and hemodynamically resemble aneurysms in human. Acta Neurochirurgica (Wien). 146 (7), 705-711 (2004).
  42. Morosanu, C. O., Nicolae, L., Moldovan, R., Farcasanu, A. S., Filip, G. A., Florian, I. S. Neurosurgical Cadaveric and In Vivo Large Animal Training Models for Cranial and Spinal Approaches and Techniques - Systematic Review of Current Literature. Neurologia i neurochirurgia polska. 53 (1), 8-17 (2019).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

159

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved