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摘要

开发和测试用于颅内动脉瘤治疗的血管内装置仍然非常重要。今天使用的大多数动脉瘤模型都忽略了动脉退行性壁的重要特征或真正分叉的血液动力学。因此，我们设计了一种新型的兔动脉袋分岔模型。

摘要

颅内动脉瘤的血管内治疗在过去几十年中变得越来越重要，因此对测试血管内装置的需求增加。高度有必要使用符合流变学、血流动力学和动脉瘤壁条件的动物模型。因此，本研究的目的是设计一种新的标准化和可重复的手术技术，以在兔子中产生具有未修饰和修饰壁条件的自体动脉袋分叉动脉瘤。

分叉动脉瘤是通过左颈总动脉右侧吻合术产生的，两者都是显微外科缝合的动脉袋的母动脉。从右颈总动脉近端取出移植物，用于对照组（n = 7，立即自体再植入）或修饰组（n = 7，与100个国际单位弹性蛋白酶一起孵育20分钟，自体再植入）组。创建后立即通过荧光血管造影控制袋和母动脉通畅性。在随访（28天）时，所有兔子都接受了造影剂增强磁共振血管造影和荧光血管造影，然后进行动脉瘤收获，宏观和组织学评估。

共有16只雌性新西兰白兔作。两只动物过早死亡。在随访时，85.72%的动脉瘤仍然是专利。两组都显示动脉瘤大小随着时间的推移而增加;对照组（创建时为6.48±1.81 mm3 ，随访时为19.85±6.40 mm3 ，p = 0.037），这比修饰组（创建时为8.03±1.08 mm3 ，随访时为20.29±6.16 mm3 ）更为明显，p = 0.054）。

我们的研究结果表明，这种新的兔子模型是充分的，它允许在显微外科方法中创建具有不同壁条件的分叉动脉瘤。鉴于良好的长期通畅性和动脉瘤随时间推移生长的特性，该模型可作为新型血管内疗法临床前评估的重要工具。

引言

颅内动脉瘤 （IA） 破裂引起的蛛网膜下腔出血可通过血管内或显微外科闭塞技术有效控制1，2，3，4。不同的血管内疗法，克服盘绕后IA复发的主要局限性，在过去几十年中变得越来越重要，导致对测试血管内装置的需求增加。为了测试这些新的治疗方法，高度需要尊重流变学特性，血流动力学和动脉瘤壁条件的适当动物模型5，6，7。在这种情况下，临床和临床前研究已经揭示了动脉瘤壁疾病对动脉瘤破裂和闭塞后复发的重要作用，特别关注壁细胞的丧失7，8，9。

到目前为止，兔子的实验性动脉瘤通常是通过弹性蛋白酶孵育的颈总动脉（CCA）残端或缝合成人工CCA分叉的静脉袋产生的。10，11，12，13，14，15，16 因此，从未描述过真正的动脉袋分叉模型。

本研究的目的是设计一种安全，快速和标准化的技术，用于在兔子模型中创建具有不同壁条件的分叉动脉瘤的显微外科手术（图1）。这是通过将未修饰和修饰的动脉袋缝合到两个CCA的人工分叉中来实现的。

研究方案

所有兽医护理均按照机构指南进行（所有实验均由瑞士伯尔尼州动物护理地方委员会批准（BE 108/16）），并在董事会认证的兽医麻醉师的监督下进行。17，18严格遵守了ARR指南和3R原则。

注意:将所有动物饲养在 22\u201224 摄氏度 （°C） 的室温下，并保持 12 小时 （h） 的亮/暗循环。每次都提供免费的水，颗粒和随意的干草饮食。使用非参数Wilcoxon-Mann-Whitney-U检验进行统计分析。概率值 （p） ≤ 0.05 被认为是显著的。

1. 术前阶段

  1. 对所有计划手术的兔子进行详细的术前临床检查，紧挨着一个安静的无菌手术室，保持23±3°C的温度。
    1. 记录每只动物的体重，宏观评估粘膜，毛细血管再填充时间和脉冲质量。
    2. 进一步用听诊器和腹部触诊进行心脏听诊。
    3. 根据临床发现，将美国麻醉师协会（ASA）分类归因于每只兔子19。在研究中仅包括ASA I评分的动物。
    4. 用电动剃须刀剃除双耳外耳，并在耳动脉和静脉上涂抹丙胺卡因 - 利多卡因乳膏。
  2. 用20毫克（mg）/killogram（kg）氯胺酮，100mg / kg右美托咪定和0.3mg / kg美沙酮的组合通过注射器镇静兔子皮下注射（SC）。
  3. 让每只动物不受干扰至少15分钟。
  4. 此后，通过松开的面罩用3升（l）/分钟（分钟）补充氧合，并通过脉搏血氧仪进行稳定监测，将一个22 G插管放在左耳中央动脉，另一个22G套管放在对侧耳的耳静脉中。
  5. 剃除手术区域（颈部），皮内注射0.75%围切期罗哌卡因。接下来剃掉前额，准备放置小儿脑电图（EEG）传感器。
  6. 用丙泊酚1-2mg / kg静脉注射（IV）诱导全身麻醉以起作用。然后在二氧化碳图控制下立即用硅胶管（内径3毫米（mm））插管所有兔子的气管。之后，将所有兔子运送到手术室，将它们放在背卧位，并将管子连接到儿科圆圈系统。
  7. 通过氧气中的异氟醚实现麻醉加深和维持，目标是最大潮气末异氟醚浓度为1.3%。
  8. 确保临床和仪器监测（脉搏血氧仪，多普勒和侵入性血压，3导联心电图，脑电图，直肠温度监测以及吸入和呼出的气体），直到气管拔管。
  9. 为了保持水合作用，通过静脉通路以5ml / kg / h的连续速率输注（CRI）提供Ringer的乳酸盐。始终以10分钟的间隔使用脚趾捏合来确认适当的麻醉。
  10. 使用聚维酮碘从胸骨厩到两个颌角对手术区域进行消毒。现在，对手术场进行无菌覆盖。
  11. 在手术过程中，使用 CRI 为 50 μg/kg/min 的利多卡因和 3\u201210 μg/kg/min 的芬太尼镇痛。应用自发性或辅助通气以及允许性高碳酸血症。在手术期间至少进行一次动脉血气分析。
  12. 用去甲肾上腺素治疗相关低血压（平均动脉压< 60 mmHg）。使用加热垫或加热强制空气加热系统防止体温过低（直肠温度≤38°C）。

2. 手术阶段 – 步骤 I

  1. 从胸骨厩到颌角/喉部水平的正中皮肤切口开始手术。用手术刀，手术剪刀和镊子彻底切开皮肤和软组织。通过钝性夹层将皮下和脂肪垫内侧分开。
  2. 使用微镊子和手术剪刀，通过钝性夹层进入左侧胸锁乳突肌的前上脊。
  3. 在宏观上，进行钝器准备，并小心地将左CCA与远端的迷走神经分开，以进一步使用微镊子和手术剪刀避免喉部麻痹（图2）。请注意，左CCA的分叉是术中的标志（图3 和 图4A）。对于以下所有步骤，请使用软组织扩张器来改善手术可视化。
  4. 在成功制备并从迷走神经中解放左远端CCA后，局部给予罂粟碱（40mg / ml，1:1稀释在0.9%等渗氯化钠溶液中）。用微拭子持续保护所有血管段，然后进一步从外部给予罂粟碱。将浸泡过罂粟碱的左CCA置于自体肌肉组织下方，以保护血管在手术显微镜的光线下干燥。
  5. 在手术过程中切换侧面，同时最大限度地提高外科医生的舒适度。在右侧重复相同的外科手术。在远端和近端切开CCA直至预定义的标志点（颌角/喉部和颈内静脉水平的颈动脉分叉; 图4A，B）。如前所述，重新插入吊具并施用微拭子和罂粟碱。
  6. 在右近端CCA结扎之前，通过静脉耳导管全身注射肝素（500国际单位（IU）/kg）。
  7. 从现在开始使用手术显微镜。首先，直接在宏观可见的近端标志点末端用4-0不可吸收缝合线连接右近端CCA，以避免动脉血管上的任何张力。
    1. 其次，通过使用血管夹进行测量，将6-0不可吸收的结扎正好在4\u20125 mm的远端应用，考虑到从第一个4-0结扎的远端切割后，所得动脉袋在每只动物中的标准化长度约为3\u20124 mm（图5A，C）。
  8. 拧紧6-0结扎后，用临时血管夹（通常用于脑动脉瘤手术）将右CCA尽可能远地夹住，以避免任何内皮损伤并形成用于冲洗的长血管段，以防止血栓形成（图5B）。
  9. 现在在4-0不可吸收结扎的远端进行切割。为了收获动脉袋（图5C），在6-0不可吸收结扎的远端进行第二次切割。
  10. 从所有软组织中仔细清洁动脉袋，并用血管夹测量其长度，宽度和深度（图5C）。如果不需要进一步修饰，请将自体动脉移植物保存在肝素化溶液（500 IU / 100ml在0.9%等渗氯化钠中）中，直到进一步使用。

3. 动脉袋退化

  1. 如果需要动脉袋降解，请仔细清洁软组织，并在实验当天用100IU的猪弹性蛋白酶在室温下溶解在5ml Tris缓冲液中预腮管20分钟。不要使用刷子技术。使用振荡器将动脉袋在光内和光外孵育。
  2. 在将袋子放入0.9%等渗氯化钠的肝素化溶液中之前，用解剖镊子在0.9%等渗氯化钠溶液中轻轻滑动三次3分钟，以洗出剩余的猪弹性蛋白酶。
  3. 如果需要，用硅胶制成的微管保持动脉袋的管腔打开;在整个手术过程中用湿微衬垫精心保护左右CCA。

4. 手术阶段 – 第二步

  1. 为了进一步准备CCA，将两个圆形的微拭子直接放在其下方，以更浅地移动动脉。现在，在远端第三端的左CCA下方放置一个带有紫色衬垫的微拭子，以便更好地可视化动脉。
  2. 用0.9%等渗氯化钠与溶解在100ml 0.9%等渗氯化钠中的500IU肝素溶液冲洗右近端CCA。为了形成无张力的吻合口，使用手术剪刀将其隧道输送到左侧，将正确的CCA放在脂肪垫/腹膜肌肉组织下方。切除动脉的软组织。
    1. 现在使用微型剪刀和镊子在右侧CCA的近端进行2毫米鱼嘴切口。
  3. 更换手术台上的一侧。用另一个临时血管夹夹夹住左远端CCA，然后用两个临时血管夹左端CCA。使用湿微签保护所有暴露的血管段，防止在手术光下干燥。
  4. 将左CCA的远端三分之一完全从软组织中解放出来并进行动脉切开术。使用手术微镊子，轻轻抓住一些软组织。现在抬高动脉，用手术微剪刀缓慢切开左远端CCA。用肝素冲洗血管段（500IU溶解在100ml 0.9%等渗氯化钠溶液中）。
  5. 用弯曲的微镊子和微剪刀进行动脉切开术后，将位于左CCA远端三分之一远端的动脉切开术扩大，测量颈动脉右钝和自体移植物直径的约2倍。这允许足够的血液流入动脉袋。
  6. 将动脉袋从肝素盐水溶液中取出。将袋子放在手术场中，在那里计划分叉。开始用不可吸收的9-0缝合线缝合右颈动脉钝口的后部，然后在鱼嘴切口水平处的颅骨后侧缝合。通过单针完成从远端到近端的缝合。
  7. 缝合时，通过连续灌溉保持所有弹性蛋白酶预浸渍袋湿润。在缝合袋的血管壁时，使用弯曲的手术微镊子轻轻打开管腔及其尖端。每当缝合左或右近端CCA的部分时，使用直式手术微镊子。之后，缝合水平背面。
  8. 接下来缝合水平前侧，从动脉瘤的圆顶开始移动到其底部。之后，从正面远端的单针开始，尾部移动。
    1. 对于缝合吻合口的所有步骤 4.5\u20124.8，请注意抓住靠近动脉切开术的血管部分，以避免医源性狭窄。此外，在整个外科手术过程中，用装有肝素化氯化钠溶液（500 IU溶解在100ml 0.9%等渗氯化钠中）的注射器在光下连续润湿所有血管段，并用湿微签保护它们。
    2. 在完成吻合口之前，用肝素化的0.9%等渗氯化钠溶液在腔内（500IU溶解在100ml 0.9%等渗氯化钠中）冲洗整个复合物。请注意，弹性蛋白酶修饰的动脉袋必须尽快缝制，因为它们有强烈的干燥和血栓形成倾向。由于袋中残余弹性蛋白酶浓度对消化周向血管的侵袭性行为，因此请快速进行手术以快速重新灌注血管复合物。
  9. 逐步移除所有临时血管钳。
    1. 从左侧CCA上取下远端夹钳。接受轻微出血，并通过在吻合口上轻轻印刻微拭子来固定出血。然后，取下右侧CCA的夹子，用微拭子和镊子轻轻按压，以避免血栓形成。
    2. 如果需要，更换临时血管夹以提供足够的凝血。之后，从左侧近端卸下两个血管夹。如果在任何步骤中需要，请更换夹子以允许凝固或进行重新拼接。
  10. 在该阶段进行血管复合物的荧光血管造影（图6 和 图7）。
    注意:荧光血管造影是通过施用1ml荧光素IV，使用2个带通滤光片，带摄像机的智能手机和自行车聚光灯进行的。这一程序已在别处20，21，22中描述。
  11. 最后，关闭手术地点。用3-0可吸收的缝合线重新填充并轻轻缝合脂肪垫，单个节点以保护吻合口。以相同的方式关闭皮下和皮肤。

5. 术后阶段

  1. 在手术结束时停止异氟醚和全身镇痛，并在吞咽反射恢复后立即提供气管拔管。
  2. 静脉注射0.5毫克/千克美洛昔康，静脉注射10毫克/千克阿司匹林（ASS），100微克维生素B12 SC和20毫克/千克氯氧基静脉注射。
  3. 提供补充性氧合和积极升温，直到兔子自发恢复胸骨卧位。
  4. 根据啮齿动物和兔子疼痛评估和管理指南23，24，在前三天每天进行四次术后随访和动物护理。
  5. 根据疼痛评估评分表，通过外耳上施用芬太尼贴剂（12μg/ h），美洛昔康每天一次SC持续三天，美沙酮作为抢救治疗SC进行术后镇痛。在所有兔子中皮下注射250 IU / kg低分子肝素（LMH）三天。

结果

在由七只动物组成的试点系列之后，共有16只动物被纳入实验方案。两只动物过早死亡，因此被排除在最终分析之外（死亡率为12.5%）。在14只动物身上计算，对照组和修饰组在荧光血管造影过程中的即时动脉瘤通畅率为71.43%。四个动脉瘤必须通过连续的血栓清宫重新打开，并且在重复荧光血管造影后，所有病例都有记录的通畅性（100%）。MR和荧光血管造影组的动脉瘤通畅率为85.72%，28天后随访时?...

讨论

我们的研究证明了在兔子中建立具有不同壁条件的真正分叉动脉瘤模型的可行性。总体而言，该研究纳入了14只平均体重为3.7±0.09 kg，平均年龄为112±3天的新西兰大白兔。85.72%的动脉瘤在28天的随访期间保持专利。两只动物过早死亡（死亡率为12.5%）。

先前的研究建议使用多种颅外动脉瘤模型来分析血管内动脉瘤治疗的管理25，26...

披露声明

这项工作得到了瑞士阿劳Kantonsspital Aarau研究委员会和瑞士国家科学基金会SNF（310030_182450）的研究基金的支持。作者对所提交研究的设计和进行负全部责任，并声明没有竞争利益。

致谢

作者感谢Olgica Beslac和Kay Nettelbeck在围手术期的出色支持和技术援助，以及Alessandra Bergadano，DVM，PhD，PhD对长期动物健康的专门监督。

材料

NameCompanyCatalog NumberComments
3-0 resorbable sutureEthicon Inc., USAVCP428G
4-0 non-absorbable sutureB. Braun, GermanyG0762563
6-0 non-absorbable sutureB. Braun, GermanyC0766070
9-0 non-absorbable sutureB. Braun, GermanyG1111140
AdrenalineAmino AG1445419any generic
AmiodaroneHelvepharm AG5078567any generic
Anesthesia machineDrägerany other
AspirinSanofi-Aventis (Suisse) SA622693any generic
AtropineLabatec Pharma SA6577083any generic
Bandpass filter blueThorlabsFD1Bany other
Bandpass filter greenThorlabsFGV9any other
Bipolar forcepsany other
Bicycle spotlightany other
Biemer vessel clip (2 x)B. Braun Medical AG, Aesculap, SwitzerlandFD560Rtemporary
Bispectral index (neonatal)any other
Blood pressure cuff (neonatal)any other
ClamoxylGlaxoSmithKline AG758808any generic
DexmedetomidineEver Pharma136740-1any generic
Electrocardiogram electrodesany other
ElastaseSigma Aldrich45125any generic
EphedrineAmino AG1435734any generic
EsmololOrPha Swiss GmbH3284044any generic
Fentanyl (intravenous use)Janssen-Cilag AG98683any generic
Fentanyl (transdermal)Mepha Pharma AG4008286any generic
FluoresceineCuratis AG5030376any generic
FragminPfizer PFE Switzerland GmbH1906725any generic
Glycoany generic
Heating padany other
Isotonic sodium chloride solution (0.9%)Fresenius KABI336769any generic
KetaminePfizer342261any generic
Laboratory shakerStuartSRT6any other
LidocaineStreuli Pharma AG747466any generic
Longuettesany other
MetacamBoehringer IngelheimP7626406any generic
MethadoneStreuli Pharma AG1084546any generic
Microtubesany other
Micro needle holderany other
MidazolamAccord Healthcare AG7752484any generic
Needle holderany other
O2-Face maskany other
Operation microscopeWild Heerbruggany other
PapaverineBichselany generic
Prilocaine-lidocaine cremeEmlaany generic
PropofolB. Braun Medical AG, Switzerlandany generic
Pulse oxymeterany generic
Rectal temperature probe (neonatal)any other
RopivacaineAspen Pharma Schweiz GmbH1882249any generic
ScalpellSwann-Morton210any other
Small animal shaverany other
Smartphoneany other
Soft tissue forcepsany other
Soft tissue spreaderany other
Stainless steel sponge bowlsany other
Sterile micro swabsany other
Stethoscopeany other
Straight and curved micro-forcepsany other
Straight and curved micro-scissorsany other
Straight and curved forcepsany other
Surgery drapeany other
Surgical scissorsany other
Syringes 1 ml, 2ml and 5 mlany other
Tris-BufferSigma Aldrich93302any generic
Vascular clip applicatorB. Braun, GermanyFT495T
Vein and arterial catheter 22 Gany generic
VitarubinStreuli Pharma AG6847559any generic
Yasargil titan standard clip (2 x)B. Braun Medical AG, Aesculap, SwitzerlandFT242Ttemporary

参考文献

  1. Wanderer, S., Mrosek, J., Gessler, F., Seifert, V., Konczalla, J. Vasomodulatory effects of the angiotensin II type 1 receptor antagonist losartan on experimentally induced cerebral vasospasm after subarachnoid haemorrhage. Acta Neurochirurgica (Wien). 160 (2), 277-284 (2018).
  2. Vatter, H., et al. Effect of delayed cerebral vasospasm on cerebrovascular endothelin A receptor expression and function. Journal of Neurosurgery. 107 (1), 121-127 (2007).
  3. Andereggen, L., et al. The role of microclot formation in an acute subarachnoid hemorrhage model in the rabbit. Biomed Research International. , 161702 (2014).
  4. Eriksen, N., et al. Early focal brain injury after subarachnoid hemorrhage correlates with spreading depolarizations. Neurology. 92 (4), 326-341 (2019).
  5. Thompson, J. W., et al. In vivo cerebral aneurysm models. Neurosurgical Focus. 47 (1), 20 (2019).
  6. Bouzeghrane, F., Naggara, O., Kallmes, D. F., Berenstein, A., Raymond, J. International Consortium of Neuroendovascular C. In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review. American Journal of Neuroradiology. 31 (3), 418-423 (2010).
  7. Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45 (1), 248-254 (2014).
  8. Marbacher, S., et al. Intraluminal cell transplantation prevents growth and rupture in a model of rupture-prone saccular aneurysms. Stroke. 45 (12), 3684-3690 (2014).
  9. Marbacher, S., Niemela, M., Hernesniemi, J., Frosen, J. Recurrence of endovascularly and microsurgically treated intracranial aneurysms-review of the putative role of aneurysm wall biology. Neurosurgical Review. 42 (1), 49-58 (2019).
  10. Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. American Journal of Neuroradiology. 32 (4), 772-777 (2011).
  11. Marbacher, S., et al. Long-term patency of complex bilobular, bisaccular, and broad-neck aneurysms in the rabbit microsurgical venous pouch bifurcation model. Neurological Research. 34 (6), 538-546 (2012).
  12. Sherif, C., Marbacher, S., Erhardt, S., Fandino, J. Improved microsurgical creation of venous pouch arterial bifurcation aneurysms in rabbits. American Journal of Neuroradiology. 32 (1), 165-169 (2011).
  13. Sherif, C., et al. Microsurgical venous pouch arterial-bifurcation aneurysms in the rabbit model: technical aspects. Journal of Visualized Experiments. 51, 2718 (2011).
  14. Brinjikji, W., Ding, Y. H., Kallmes, D. F., Kadirvel, R. From bench to bedside: utility of the rabbit elastase aneurysm model in preclinical studies of intracranial aneurysm treatment. Journal of Neurointerventional Surgery. 8 (5), 521-525 (2016).
  15. Miskolczi, L., Guterman, L. R., Flaherty, J. D., Hopkins, L. N. Saccular aneurysm induction by elastase digestion of the arterial wall: a new animal model. Neurosurgery. 43 (3), 595-600 (1998).
  16. Lewis, D. A., et al. Morbidity and mortality associated with creation of elastase-induced saccular aneurysms in a rabbit model. American Journal of Neuroradiology. 30 (1), 91-94 (2009).
  17. Kilkenny, C., Browne, W., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Group NCRRGW. Animal research: reporting in vivo experiments: the ARRIVE guidelines. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 31 (4), 991-993 (2011).
  18. Tornqvist, E., Annas, A., Granath, B., Jalkesten, E., Cotgreave, I., Oberg, M. Strategic focus on 3R principles reveals major reductions in the use of animals in pharmaceutical toxicity testing. PLoS One. 9 (7), (2019).
  19. Irlbeck, T., Zwissler, B., Bauer, A. ASA classification: Transition in the course of time and depiction in the literature]. Der Anaesthesist. 66 (1), 5-10 (2017).
  20. Grüter, B. E., et al. Fluorescence Video Angiography for Evaluation of Dynamic Perfusion Status in an Aneurysm Preclinical Experimental Setting. Oper Neurosurg (Hagerstown). 17 (4), 432-438 (2019).
  21. Grüter, B. E., et al. Testing bioresorbable stent feasibility in a rat aneurysm model. Journal of Neurointerventional Surgery. 11 (10), 1050-1054 (2019).
  22. Strange, F., et al. Fluorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm Models. Journal of Visualized Experiments. (149), e59782 (2019).
  23. Weaver, L. A., Blaze, C. A., Linder, D. E., Andrutis, K. A., Karas, A. Z. A model for clinical evaluation of perioperative analgesia in rabbits (Oryctolagus cuniculus). Journal of the American Association of Laboratory Animal Science. 49 (6), 845-851 (2010).
  24. ACLAM Task Force Members. Public statement: guidelines for the assessment and management of pain in rodents and rabbits. Journal of the American Association of Laboratory Animal Science. 46 (2), 97-108 (2007).
  25. Forrest, M. D., O'Reilly, G. V. Production of experimental aneurysms at a surgically created arterial bifurcation. American Journal of Neuroradiology. 10 (2), 400-402 (1989).
  26. Kwan, E. S., Heilman, C. B., Roth, P. A. Endovascular packing of carotid bifurcation aneurysm with polyester fiber-coated platinum coils in a rabbit model. American Journal of Neuroradiology. 14 (2), 323-333 (1993).
  27. Spetzger, U., Reul, J., Weis, J., Bertalanffy, H., Thron, A., Gilsbach, J. M. Microsurgically produced bifurcation aneurysms in a rabbit model for endovascular coil embolization. Journal of Neurosurgery. 85 (3), 488-495 (1996).
  28. Bavinzski, G., et al. Experimental bifurcation aneurysm: a model for in vivo evaluation of endovascular techniques. Minimal Invasive Neurosurgery. 41 (3), 129-132 (1998).
  29. Marbacher, S., Marjamaa, J., Abdelhameed, E., Hernesniemi, J., Niemela, M., Frosen, J. The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model. Journal of Viusalized Experiments. (92), e51071 (2014).
  30. Alfano, J. M., et al. Intracranial aneurysms occur more frequently at bifurcation sites that typically experience higher hemodynamic stresses. Neurosurgery. 73 (3), 497-505 (2013).
  31. Sakamoto, S., et al. Characteristics of aneurysms of the internal carotid artery bifurcation. Acta Neurochirurgica (Wien). 148 (2), 139-143 (2006).
  32. Dai, D., et al. Histopathologic and immunohistochemical comparison of human, rabbit, and swine aneurysms embolized with platinum coils. American Journal of Neuroradiology. 26 (10), 2560-2568 (2005).
  33. Shin, Y. S., Niimi, Y., Yoshino, Y., Song, J. K., Silane, M. Berenstein A. Creation of four experimental aneurysms with different hemodynamics in one dog. American Journal of Neuroradiology. 26 (7), 1764-1767 (2005).
  34. Abruzzo, T., Shengelaia, G. G., Dawson, R. C., Owens, D. S., Cawley, C. M., Gravanis, M. B. Histologic and morphologic comparison of experimental aneurysms with human intracranial aneurysms. American Journal of Neuroradiology. 19 (7), 1309-1314 (1998).
  35. Spetzger, U., Reul, J., Weis, J., Bertalanffy, H., Gilsbach, J. M. Endovascular coil embolization of microsurgically produced experimental bifurcation aneurysms in rabbits. Surgical Neurology. 49 (5), 491-494 (1998).
  36. Reul, J., Weis, J., Spetzger, U., Konert, T., Fricke, C., Thron, A. Long-term angiographic and histopathologic findings in experimental aneurysms of the carotid bifurcation embolized with platinum and tungsten coils. American Journal of Neuroradiology. 18 (1), 35-42 (1997).
  37. Marbacher, S., Strange, F., Frosen, J., Fandino, J. Preclinical extracranial aneurysm models for the study and treatment of brain aneurysms: A systematic review. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. , (2020).
  38. Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical Intracranial Aneurysm Models: A Systematic Review. Brain Sciences. 10 (3), 134 (2020).
  39. Marbacher, S., Wanderer, S., Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J. Saccular Aneurysm Models Featuring Growth and Rupture: A Systematic Review. Brain Sciences. 10 (2), 101 (2020).
  40. Coluccia, D., et al. A microsurgical bifurcation rabbit model to investigate the effect of high-intensity focused ultrasound on aneurysms: a technical note. Journal of Therapeutic Ultrasound. 2, 21 (2014).
  41. Hoh, B. L., Rabinov, J. D., Pryor, J. C., Ogilvy, C. S. A modified technique for using elastase to create saccular aneurysms in animals that histologically and hemodynamically resemble aneurysms in human. Acta Neurochirurgica (Wien). 146 (7), 705-711 (2004).
  42. Morosanu, C. O., Nicolae, L., Moldovan, R., Farcasanu, A. S., Filip, G. A., Florian, I. S. Neurosurgical Cadaveric and In Vivo Large Animal Training Models for Cranial and Spinal Approaches and Techniques - Systematic Review of Current Literature. Neurologia i neurochirurgia polska. 53 (1), 8-17 (2019).

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