Modèle d’anévrisme de bifurcation microchirurgicale de la poche artérielle chez le lapin

Résumé

Le développement et le test de dispositifs endovasculaires pour le traitement de l’anévrisme intracrânien sont toujours d’une grande importance. La plupart des modèles d’anévrisme utilisés aujourd’hui manquent soit les caractéristiques importantes d’une paroi artérielle dégénérée, soit l’hémodynamique d’une véritable bifurcation. Par conséquent, nous avons cherché à concevoir un nouveau modèle de bifurcation de poche artérielle chez le lapin.

Résumé

Le traitement endovasculaire des anévrismes intracrâniens a pris de l’importance au cours des dernières décennies, ce qui entraîne un besoin accru de tester les dispositifs endovasculaires. Les modèles animaux respectant les conditions rhéologiques, hémodynamiques et anévrismes de la paroi sont hautement justifiés. Par conséquent, l’objectif de la présente étude était de concevoir une nouvelle technique chirurgicale standardisée et reproductible pour créer des anévrismes de bifurcation de la poche artérielle autologue avec des conditions de paroi non modifiées et modifiées chez le lapin.

Les anévrismes de bifurcation ont été créés par anastomose de bout en bout de la droite sur l’artère carotide commune gauche, les deux servant d’artères mères pour la poche artérielle, qui a été cousue microchirurgicalement. Les greffons ont été prélevés dans l’artère carotide commune droite proximale, soit pour le groupe témoin (n = 7, réimplantation autologue immédiate), soit modifié (n = 7, incubé avec 100 unités internationales d’élastase pendant 20 minutes avant la réimplantation autologue). La perméabilité de la poche et de l’artère parentale a été contrôlée par angiographie par fluorescence immédiatement après la création. Lors du suivi (28 jours), tous les lapins ont subi une angiographie par résonance magnétique améliorée par contraste et une angiographie par fluorescence, suivies d’une récolte d’anévrisme, d’une évaluation macroscopique et histologique.

Au total, 16 lapines blanches néo-zélandaises ont été opérées. Deux animaux sont morts prématurément. Au niveau du suivi, 85,72 % de tous les anévrismes sont restés patents. Les deux groupes ont révélé une augmentation de la taille de l’anévrisme au fil du temps; cela était plus prononcé dans le groupe témoin (6,48 ± 1,81 mm³ au moment de la création contre 19,85 ± 6,40 mm³ au suivi, p = 0,037) que dans le groupe modifié (8,03 ± 1,08 mm³ au moment de la création contre 20,29 ± 6,16 mm³ au suivi, p = 0,054).

Nos résultats démontrent l’adéquation de ce nouveau modèle de lapin qui permet la création d’anévrismes de bifurcation avec différentes conditions de paroi dans une approche microchirurgicale. Compte tenu de l’excellente perméabilité à long terme et de la propriété de la croissance de l’anévrisme au fil du temps, ce modèle peut servir d’outil important pour l’évaluation préclinique de nouvelles thérapies endovasculaires.

Introduction

L’hémorragie sous-arachnoïdienne résultant d’une rupture d’anévrisme intracrânien (IA) peut être efficacement contrôlée par des techniques d’occlusion endovasculaire ou microchirurgicale 1,2,3,4. Différentes thérapies endovasculaires, pour surmonter la principale limitation de la récidive de l’IA après l’enroulement, ont pris de l’importance au cours des dernières décennies, générant un besoin accru de tester les dispositifs endovasculaires. Pour tester ces nouvelles approches thérapeutiques, des modèles animaux appropriés qui respectent les propriétés rhéologiques, l’hémodynamique et les conditions de la paroi de l’anévrisme sont hautement justifiés ^5,6,7. Dans ce contexte, des études cliniques et précliniques ont déjà révélé le rôle important des conditions de la paroi de l’anévrisme en ce qui concerne la rupture et la récurrence de l’anévrisme après occlusion, en particulier en se concentrant sur la perte de cellules murales ^7,8,9.

Jusqu’à présent, les anévrismes expérimentaux chez le lapin ont le plus souvent été créés soit par des souches d’artère carotide commune (ACC) incubées par l’élastase, soit par des poches veineuses suturées dans une bifurcation artificielle de CCA. 10,11,12,13,14,15,16 Ainsi, un véritable modèle de bifurcation de la poche artérielle n’a jamais été décrit.

L’objectif de cette étude était de concevoir une technique sûre, rapide et standardisée pour la création microchirurgicale d’anévrismes de bifurcation avec différentes conditions de paroi dans un modèle de lapin (Figure 1). Ceci a été réalisé en suturant des poches artérielles non modifiées et modifiées dans une bifurcation artificielle créée des deux CCA.

Protocole

Tous les soins vétérinaires ont été effectués conformément aux directives institutionnelles (toutes les expériences ont été approuvées par le Comité local pour les soins aux animaux du canton de Berne, Suisse (BE 108/16)) et menées sous la supervision d’un anesthésiste vétérinaire certifié. Les directives ARRIVE et les principes 3R ont été strictement suivis^17,18.

REMARQUE: Hébergez tous les animaux à une température ambiante de 22 \ u201224 Celsius (°C) et maintenez un cycle lumière / obscurité de 12 heures (h). Fournir un accès gratuit à l’eau, aux granulés et au régime de foin ad libitum à chaque fois. Des analyses statistiques ont été effectuées à l’aide du test non paramétrique de Wilcoxon-Mann-Whitney-U. Une valeur de probabilité (p) de ≤ 0,05 a été jugée significative.

1. Phase préchirurgicale

1. Effectuer un examen clinique préopératoire détaillé de tous les lapins prévus pour la chirurgie immédiatement à côté d’une salle d’opération silencieuse et aseptique en maintenant une température de 23 ± 3 ° C.
   1. Enregistrer le poids de chaque animal, évaluer macroscopiquement les muqueuses, le temps de remplissage capillaire et la qualité du pouls.
   2. Plus loin, effectuer une auscultation cardiaque avec un stéthoscope et une palpation abdominale.
   3. Sur la base des résultats cliniques, attribuez une classification de l’American Society of Anesthesiologists (ASA) à chaque lapin¹⁹. N’incluez que les animaux avec un score ASA I dans l’étude.
   4. Rasez les deux oreilles externes avec un rasoir électrique et appliquez une crème prilocaïne-lidocaïne sur les artères et les veines auriculaires.
2. Sédez le lapin avec une combinaison de 20 milligrammes (mg) / killogramme (kg) de kétamine, 100 mg / kg de dexmédétomidine et 0,3 mg / kg de méthadone injectée par voie sous-cutanée (SC) via une seringue.
3. Laissez chaque animal intact pendant au moins 15 min.
4. Par la suite, sous oxygénation supplémentaire avec 3 litres (l) / minute (min) à travers un masque facial lâche et une surveillance constante à travers un oxymètre de pouls, placez une canule de 22 G dans l’artère centrale auriculaire gauche et une autre canule de 22 G dans la veine auriculaire de l’oreille controlatérale.
5. Raser le champ chirurgical (cou) et injecter 0,75% de ropivacaïne péri-incisionnelle par voie intradermique. Ensuite, rasez le front et préparez-vous à placer des capteurs électroencéphalographiques pédiatriques (EEG).
6. Induire une anesthésie générale avec du propofol 1-2 mg / kg par voie intraveineuse (IV) pour agir. Ensuite, intubez immédiatement la trachée de tous les lapins avec un tube en silicone (3 millimètres (mm) de diamètre interne) sous contrôle capnographique. Ensuite, transportez tous les lapins à la salle d’opération, placez-les dans une couche couchée dorsale et connectez le tube à un système de cercle pédiatrique.
7. Atteindre l’approfondissement et le maintien de l’anesthésie grâce à l’isoflurane dans l’oxygène, en ciblant une concentration maximale d’isoflurane de marée finale de 1,3%.
8. Assurer la surveillance clinique et instrumentale (oxymétrie de pouls, pression artérielle doppler et invasive, électrocardiogramme à 3 dérivations, EEG, surveillance de la température rectale et gaz inhalés et expirés) jusqu’à l’extubation trachéale.
9. Pour maintenir l’hydratation, fournir le lactate de Ringer à une perfusion à débit continu (IRC) de 5 ml / kg / h à travers l’accès veineux. Confirmez toujours une anesthésie appropriée à l’aide de pincements d’orteils à un intervalle de 10 minutes.
10. Désinfectez le champ chirurgical à l’aide de l’iode de povidone du manubrium sterni aux deux angles de la mâchoire. Maintenant, effectuez un drapage stérile du champ chirurgical.
11. Pendant la chirurgie, fournir une analgésie avec de la lidocaïne à un IRC de 50 microgrammes (μg) / kg / min et du fentanyl à 3 \ 201210 μg / kg / h. Appliquer une ventilation spontanée ou assistée ainsi qu’une hypercapnie permissive. Effectuer une analyse des gaz du sang artériel au moins une fois pendant la chirurgie.
12. Traiter l’hypotension pertinente (pression artérielle moyenne < 60 mmHg) avec de la noradrénaline. Prévenir l’hypothermie (température rectale ≤ 38 °C) à l’aide d’un coussin chauffant ou d’un système de chauffage à air pulsé.

2. Phase chirurgicale – Étape I

1. Commencez la chirurgie par une incision cutanée médiane du manubrium sterni au niveau des angles de la mâchoire / larynx. Disséquez brusquement la peau et les tissus mous avec un scalpel, des ciseaux chirurgicaux et une pince. Séparer le sous-cutis et le coussinet adipeux médialement par dissection émoussée.
2. Entrez dans la crête supérieure antérieure du muscle sternocléidomastoïdien médian sur le côté gauche par dissection émoussée, à l’aide de micro-pinces et de ciseaux chirurgicaux.
3. Macroscopiquement, effectuez une préparation émoussée et séparez soigneusement le CCA gauche du nerf vagal distalement pour éviter la parésie laryngée en utilisant davantage de micro-pinces et de ciseaux chirurgicaux (Figure 2). Notez que la bifurcation du DPA gauche sert de repère peropératoire (Figure 3 et Figure 4A). Pour toutes les étapes suivantes, utilisez un épandeur de tissus mous pour améliorer la visualisation chirurgicale.
4. Après une préparation et une libération réussies de la CCA distale gauche du nerf vagal, administrer localement de la papavérine (40 mg / ml, diluée 1: 1 dans une solution de chlorure de sodium isotonique à 0,9%). Protégez en permanence tous les segments de vaisseau avec des micro-écouvillons suivis d’une administration supplémentaire de papavérine à l’extérieur. Placez le CCA gauche imbibé de papavérine sous le tissu musculaire autologue pour protéger le vaisseau du dessèchement à la lumière du microscope opératoire.
5. Changez de côté tout en maximisant le confort du chirurgien pendant la procédure opératoire. Répétez la même intervention chirurgicale sur le côté droit. Disséquer le CCA distalement et proximalement jusqu’aux repères prédéfinis (bifurcation carotidienne au niveau des angles de la mâchoire/larynx et de la veine jugulaire interne; Figure 4A,B). Réinsérez un épandeur et administrez des micro-écouvillons et de la papavérine comme décrit précédemment.
6. Avant la ligature du CCA proximal droit, injecter de l’héparine (500 unités internationales (UI)/kg) par voie systémique via un cathéter auriculaire veineux.
7. Utilisez un microscope chirurgical à partir de maintenant. Tout d’abord, ligaturez le CCA proximal droit avec une suture non résorbable 4-0 directement à l’extrémité du repère proximal macroscopiquement visible pour éviter toute tension sur le vaisseau artériel.
   1. Deuxièmement, appliquez une ligature 6-0 non résorbable exactement 4\u20125 mm distalement en utilisant un clip de récipient pour la mesure, étant donné qu’après avoir coupé distalement à partir de la première ligature 4-0, la poche artérielle résultante sera d’une longueur normalisée d’environ 3\u20124 mm chez chaque animal (Figure 5A,C).
8. Après avoir resserré la ligature 6-0, serrez le CCA droit aussi loin que possible avec un clip vasculaire temporaire (comme normalement utilisé dans la chirurgie de l’anévrisme cérébral) pour éviter toute lésion endothéliale et créer un long segment de vaisseau pour l’irrigation afin de prévenir la thrombogenèse (Figure 5B).
9. Maintenant, effectuez une coupe distale à la ligature non résorbable 4-0. Pour récolter la poche artérielle (Figure 5C), effectuez une deuxième coupe distale à la ligature non résorbable 6-0.
10. Nettoyez méticuleusement la poche artérielle de tous les tissus mous et mesurez sa longueur, sa largeur et sa profondeur (Figure 5C) à l’aide d’un clip vasculaire. Si aucune autre modification n’est nécessaire, conserver le greffon artériel autologue dans une solution héparinisée (500 UI/100 ml dans du chlorure de sodium isotonique à 0,9 %) à température ambiante jusqu’à une utilisation ultérieure.

3. Dégradation de la poche artérielle

1. Si une dégradation de la poche artérielle est nécessaire, nettoyez-la méticuleusement des tissus mous et préincubez-la avec 100 UI d’élastase porcine dissoute dans 5 ml de Tampon Tris à température ambiante le jour de l’expérience pendant 20 min. N’utilisez pas de technique de pinceau. Incuber la poche artérielle intra- et extra-luminally à l’aide d’un shaker.
2. Avant de mettre la poche dans une solution héparinisée de chlorure de sodium isotonique à 0,9%, faites-la glisser doucement trois fois pendant 3 min avec une pince anatomique dans une solution de chlorure de sodium isotonique à 0,9% pour laver l’élastase porcine restante.
3. Si nécessaire, gardez la lumière de la poche artérielle ouverte avec un microtube en silicone; protéger méticuleusement le CCA gauche et droit pendant toute la procédure chirurgicale avec des micro-rembourrages humides.

4. Phase chirurgicale – Étape II

1. Pour une préparation plus poussée du CCA, placez deux micro-écouvillons ronds directement en dessous pour déplacer l’artère plus superficiellement. Maintenant, mettez un micro écouvillon avec un rembourrage violet sous le CCA gauche au tiers distal pour une meilleure visualisation de l’artère.
2. Rincer le CCA proximal droit avec une solution de chlorure de sodium isotonique à 0,9% combinée à 500 UI d’héparine dissoute dans 100 ml de chlorure de sodium isotonique à 0,9%. Afin de créer une anastomose sans tension, placez le CCA droit sous le coussinet adipeux / musculature péritrachéale en utilisant des ciseaux chirurgicaux pour le tunneliser vers le côté gauche. Retirez les tissus mous de l’artère.
   1. Maintenant, effectuez une incision de la bouche de poisson de 2 mm sur le côté proximal du CCA droit à l’aide d’un micro-ciseau et d’une pince.
3. Changez le côté de la table d’opération. Coupez le DPA distal gauche avec un autre clip de vaisseau temporaire suivi du CCA proximal gauche avec deux clips de récipient temporaires. Protégez tous les segments de vaisseaux exposés du dessèchement sous la lumière chirurgicale à l’aide de micro-écouvillons humides.
4. Libérez complètement le tiers distal du CCA gauche des tissus mous et effectuez une artériotomie. Utilisez des micro-pinces chirurgicales et attrapez doucement des tissus mous. Maintenant, élevez l’artère et incisez lentement le CCA distal gauche avec un micro-ciseau chirurgical. Rincer les segments du récipient avec de l’héparine (500 UI dissous dans 100 ml de solution de chlorure de sodium isotonique à 0,9 %).
5. Après avoir effectué l’artériotomie avec des micro-pinces incurvées et des micro-ciseaux, agrandir l’artériotomie située au tiers distal du CCA gauche distalement, en mesurant environ 2 fois le diamètre de l’émousse droite de l’artère carotide et de la greffe autologue. Cela permet un flux sanguin suffisant dans la poche artérielle.
6. Retirez la poche artérielle de la solution saline héparinisée. Placez la poche dans le champ chirurgical, où la bifurcation est prévue. Commencez à suturer l’arrière de la carotide droite émoussée caudalement située avec une suture 9-0 non résorbable, suivie d’une suture sur la face arrière crânienne au niveau de l’incision buccale du poisson. Finir de coudre l’arrière du distal au proximal par des points simples.
7. Pendant la suture, gardez tous les sachets d’élastase préincubés humides avec une irrigation continue. Tout en suturant la paroi des vaisseaux de la poche, utilisez des micro-pinces chirurgicales incurvées pour ouvrir doucement la lumière avec son extrémité. Lorsque vous suturez des parties du CCA gauche ou proximal droit, utilisez des micro-pinces chirurgicales droites. Ensuite, suturez la face arrière horizontale.
8. Suture ensuite la face avant horizontale, en commençant par le dôme de l’anévrisme se déplaçant vers sa base. Ensuite, commencez par des points simples distalement sur la face avant se déplaçant caudalement.
   1. Pour toutes les étapes 4.5\u20124.8 tout en suturant l’anastomose faites attention juste à saisir la partie du vaisseau près de l’artériotomie pour éviter la sténose iatrogène. En outre, humidifiez continuellement tous les segments de vaisseaux pendant toute la procédure chirurgicale de manière extraluminale avec une seringue remplie d’une solution de chlorure de sodium héparinisée (500 UI dissous dans 100 ml de chlorure de sodium isotonique à 0,9%) et protégez-les avec des micro-écouvillons humides.
   2. Avant de terminer l’anastomose, irriguez l’ensemble du complexe avec une solution héparinisée de chlorure de sodium isotonique à 0,9% intraluminale (500 UI dissous dans 100 ml de chlorure de sodium isotonique à 0,9%). Méfiez-vous que les poches artérielles modifiées par l’élastase doivent être cousues le plus rapidement possible en raison de leur forte tendance à se dessécher et à se thromboser. En raison du comportement agressif de la concentration résiduelle d’élastase dans la poche en ce qui concerne la digestion des vaisseaux circonférentiels, procédez rapidement à la chirurgie pour répersuser rapidement le complexe de vaisseaux.
9. Retirez toutes les pinces vasculaires temporaires dans les deux sens.
   1. Retirez la pince distale du CCA gauche. Acceptez les saignements mineurs et fermez-les en imprimant doucement des micro-écouvillons sur l’anastomose. Ensuite, retirez la pince du CCA droit, appuyez doucement avec un micro-écouvillon et une pince pour éviter la formation de thrombus.
   2. Si nécessaire, remplacez les clips vasculaires temporaires pour fournir suffisamment de coagulation. Ensuite, soulagez les deux clips du vaisseau du côté gauche de manière proximale. Si nécessaire dans n’importe quelle étape, remplacez les clips pour permettre la coagulation ou pour effectuer une nouvelle couture.
10. A ce stade, effectuer une angiographie par fluorescence du complexe vasculaire (Figure 6 et Figure 7).
    REMARQUE: L’angiographie par fluorescence est réalisée en administrant 1 ml de fluorescéine IV, à l’aide de 2 filtres passe-bande, d’un smartphone avec caméra vidéo et d’un projecteur de vélo. Cette procédure a déjà été décrite ailleurs 20,21,22.
11. Enfin, fermez le situs opératoire. Réadaptez et suturez doucement le coussinet adipeux avec une suture résorbable 3-0 avec des nœuds simples pour protéger l’anastomose. Fermez le sous-cutis et la peau de la même manière.

5. Phase postchirurgicale

1. Arrêter l’administration d’isoflurane et d’analgésie systémique à la fin de la chirurgie et fournir une extubation trachéale dès que le réflexe de déglutition est revenu.
2. Administrer 0,5 mg/kg de méloxicam IV, 10 mg/kg d’aspirine (ASS) IV, 100 μg de vitamine B₁₂ SC et 20 mg/kg de palolpoxyle IV.
3. Fournir une oxygénation supplémentaire et un réchauffement actif jusqu’à ce que les lapins aient spontanément retrouvé leur position couchée sternale.
4. Effectuer un suivi postopératoire et des soins aux animaux quatre fois par jour pendant les trois premiers jours, conformément aux lignes directrices pour l’évaluation et la gestion de la douleur chez les rongeurs et les lapins^23,24.
5. Administrer une analgésie postopératoire via un timbre de fentanyl (12 μg / h) appliqué sur l’oreille externe, du méloxicam une fois par jour SC pendant trois jours et de la méthadone comme thérapie de secours SC, selon la feuille de score pour l’évaluation de la douleur. Administrer 250 UI/kg d’héparine à faible masse moléculaire (LMH) par voie sous-cutanée pendant trois jours chez tous les lapins.

Résultats

À la suite d’une série pilote de sept animaux, 16 animaux au total ont été inclus dans le protocole expérimental. Deux animaux sont morts prématurément et ont donc été exclus de l’analyse finale (mortalité de 12,5 %). Calculé sur 14 animaux, le taux de perméabilité immédiate de l’anévrisme pendant l’angiographie par fluorescence était de 71,43% dans le groupe témoin et le groupe modifié. Quatre anévrismes ont dû être rouverts avec évacuation consécutive du thrombus et après une angiographi...

Discussion

Notre étude démontre la faisabilité de créer un véritable modèle d’anévrisme de bifurcation avec différentes conditions de paroi chez le lapin. Dans l’ensemble, 14 lapines blanches de Nouvelle-Zélande d’un poids moyen de 3,7 ± 0,09 kg et d’un âge moyen de 112 ± 3 jours ont été incluses dans l’étude. 85,72% de tous les anévrismes sont restés patents pendant un suivi à 28 jours. Deux animaux sont morts prématurément (12,5 % de mortalité).

Des études antérieures o...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
3-0 resorbable suture	Ethicon Inc., USA	VCP428G
4-0 non-absorbable suture	B. Braun, Germany	G0762563
6-0 non-absorbable suture	B. Braun, Germany	C0766070
9-0 non-absorbable suture	B. Braun, Germany	G1111140
Adrenaline	Amino AG	1445419	any generic
Amiodarone	Helvepharm AG	5078567	any generic
Anesthesia machine	Dräger		any other
Aspirin	Sanofi-Aventis (Suisse) SA	622693	any generic
Atropine	Labatec Pharma SA	6577083	any generic
Bandpass filter blue	Thorlabs	FD1B	any other
Bandpass filter green	Thorlabs	FGV9	any other
Bipolar forceps			any other
Bicycle spotlight			any other
Biemer vessel clip (2 x)	B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland	FD560R	temporary
Bispectral index (neonatal)			any other
Blood pressure cuff (neonatal)			any other
Clamoxyl	GlaxoSmithKline AG	758808	any generic
Dexmedetomidine	Ever Pharma	136740-1	any generic
Electrocardiogram electrodes			any other
Elastase	Sigma Aldrich	45125	any generic
Ephedrine	Amino AG	1435734	any generic
Esmolol	OrPha Swiss GmbH	3284044	any generic
Fentanyl (intravenous use)	Janssen-Cilag AG	98683	any generic
Fentanyl (transdermal)	Mepha Pharma AG	4008286	any generic
Fluoresceine	Curatis AG	5030376	any generic
Fragmin	Pfizer PFE Switzerland GmbH	1906725	any generic
Glyco			any generic
Heating pad			any other
Isotonic sodium chloride solution (0.9%)	Fresenius KABI	336769	any generic
Ketamine	Pfizer	342261	any generic
Laboratory shaker	Stuart	SRT6	any other
Lidocaine	Streuli Pharma AG	747466	any generic
Longuettes			any other
Metacam	Boehringer Ingelheim	P7626406	any generic
Methadone	Streuli Pharma AG	1084546	any generic
Microtubes			any other
Micro needle holder			any other
Midazolam	Accord Healthcare AG	7752484	any generic
Needle holder			any other
O2-Face mask			any other
Operation microscope	Wild Heerbrugg		any other
Papaverine	Bichsel		any generic
Prilocaine-lidocaine creme	Emla		any generic
Propofol	B. Braun Medical AG, Switzerland		any generic
Pulse oxymeter			any generic
Rectal temperature probe (neonatal)			any other
Ropivacaine	Aspen Pharma Schweiz GmbH	1882249	any generic
Scalpell	Swann-Morton	210	any other
Small animal shaver			any other
Smartphone			any other
Soft tissue forceps			any other
Soft tissue spreader			any other
Stainless steel sponge bowls			any other
Sterile micro swabs			any other
Stethoscope			any other
Straight and curved micro-forceps			any other
Straight and curved micro-scissors			any other
Straight and curved forceps			any other
Surgery drape			any other
Surgical scissors			any other
Syringes 1 ml, 2ml and 5 ml			any other
Tris-Buffer	Sigma Aldrich	93302	any generic
Vascular clip applicator	B. Braun, Germany	FT495T
Vein and arterial catheter 22 G			any generic
Vitarubin	Streuli Pharma AG	6847559	any generic
Yasargil titan standard clip (2 x)	B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland	FT242T	temporary