Sacchetto arterioso Modello di aneurisma di biforcazione microchirurgica nel coniglio

Riepilogo

Lo sviluppo e la sperimentazione di dispositivi endovascolari per il trattamento dell'aneurisma intracranico è ancora di grande importanza. La maggior parte dei modelli di aneurisma utilizzati oggi mancano delle importanti caratteristiche di una parete degenerata arteriosa o dell'emodinamica di una vera biforcazione. Pertanto, abbiamo mirato a progettare un nuovo modello di biforcazione della sacca arteriosa nei conigli.

Abstract

Il trattamento endovascolare per gli aneurismi intracranici ha acquisito importanza negli ultimi decenni, di conseguenza vi è una maggiore necessità di testare i dispositivi endovascolari. I modelli animali che rispettano le condizioni reologiche, emodinamiche e della parete dell'aneurisma sono altamente garantiti. Pertanto, lo scopo del presente studio era quello di progettare una nuova tecnica chirurgica standardizzata e riproducibile per creare aneurismi di biforcazione della sacca arteriosa autologa con condizioni della parete non modificate e modificate nei conigli.

Gli aneurismi di biforcazione sono stati creati dall'anastomosi end-to-side dell'arteria carotide comune destra sulla sinistra, entrambi che fungono da arterie madri per la sacca arteriosa, che è stata cucita microchirurgicamente. Gli innesti sono stati prelevati dall'arteria carotide comune destra prossimale, sia per il gruppo di controllo (n = 7, reimpianto autologo immediato) che modificato (n = 7, incubato con 100 unità internazionali di elastasi per 20 minuti prima del reimpianto autologo). La pervietà della sacca e dell'arteria genitore è stata controllata mediante angiografia a fluorescenza immediatamente dopo la creazione. Al follow-up (28 giorni), tutti i conigli sono stati sottoposti ad angiografia a risonanza magnetica potenziata a contrasto e angiografia a fluorescenza seguita da raccolta di aneurisma, valutazione macroscopica e istologica.

Un totale di 16 femmine di conigli bianchi neozelandesi sono stati operati. Due animali sono morti prematuramente. Al follow-up, l'85,72% di tutti gli aneurismi è rimasto brevetto. Entrambi i gruppi hanno rivelato un aumento delle dimensioni dell'aneurisma nel tempo; questo era più pronunciato nel gruppo di controllo (6,48 ± 1,81 mm³ al momento della creazione contro 19,85 ± 6,40 mm³ al follow-up, p = 0,037) che nel gruppo modificato (8,03 ± 1,08 mm³ al momento della creazione vs. 20,29 ± 6,16 mm³ al follow-up, p = 0,054).

I nostri risultati dimostrano l'adeguatezza di questo nuovo modello di coniglio che consente la creazione di aneurismi di biforcazione con diverse condizioni della parete in un approccio microchirurgico. Data l'eccellente pervietà a lungo termine e la proprietà della crescita dell'aneurisma nel tempo, questo modello può servire come uno strumento importante per la valutazione preclinica di nuove terapie endovascolari.

Introduzione

L'emorragia subaracnoidea derivante dalla rottura dell'aneurisma intracranico (IA) può essere efficacemente controllata con tecniche di occlusione endovascolare o microchirurgica 1,2,3,4. Diverse terapie endovascolari, per superare la principale limitazione della recidiva di IA dopo l'avvolgimento, hanno acquisito importanza negli ultimi decenni generando una maggiore necessità di testare i dispositivi endovascolari. Per testare questi nuovi approcci terapeutici, modelli animali appropriati che rispettino le proprietà reologiche, l'emodinamica e le condizioni della parete dell'aneurisma sono altamente giustificati ^5,6,7. In questo contesto, studi clinici e preclinici hanno già rivelato l'importante ruolo delle condizioni della parete dell'aneurisma per quanto riguarda la rottura dell'aneurisma e la recidiva dopo l'occlusione, concentrandosi in particolare sulla perdita di cellule murali ^7,8,9.

Finora, gli aneurismi sperimentali nei conigli sono stati spesso creati da ceppi dell'arteria carotide comune incubata dall'elastasi (CCA) o da sacche venose suturate in una biforcazione artificiale CCA. 10,11,12,13,14,15,16 Pertanto, non è mai stato descritto un vero modello di biforcazione della sacca arteriosa.

Lo scopo di questo studio era quello di progettare una tecnica sicura, veloce e standardizzata per la creazione microchirurgica di aneurismi di biforcazione con diverse condizioni di parete in un modello di coniglio (Figura 1). Ciò è stato ottenuto suturando sacchetti arteriosi non modificati e modificati in una biforcazione artificiale creata di entrambi i CCA.

Protocollo

Tutte le cure veterinarie sono state eseguite in conformità con le linee guida istituzionali (tutti gli esperimenti sono stati approvati dal Comitato locale per la cura degli animali del Cantone di Berna, Svizzera (BE 108/16)) e condotti sotto la supervisione di un anestesista veterinario certificato dal consiglio. Le linee guida ARRIVE e i principi 3R sono stati rigorosamente^{seguiti 17,18}.

NOTA: Ospitare tutti gli animali a una temperatura ambiente di 22\u201224 Celsius (°C) e mantenere un ciclo luce/buio di 12 ore (h). Fornire accesso gratuito a dieta ad acqua, pellet e fieno ad libitum ogni volta. Le analisi statistiche sono state eseguite utilizzando il test wilcoxon-Mann-Whitney-U non parametrico. Un valore di probabilità (p) di ≤ 0,05 è stato considerato significativo.

1. Fase prechirurgica

1. Eseguire un esame clinico preoperatorio dettagliato di tutti i conigli previsti per l'intervento chirurgico immediatamente accanto a una sala operatoria silenziosa e asettica mantenendo una temperatura di 23 ± 3 °C.
   1. Registrare il peso di ciascun animale, valutare macroscopicamente le mucose, il tempo di ricarica capillare e la qualità del polso.
   2. Più avanti eseguire l'auscultazione cardiaca con uno stetoscopio e palpazione addominale.
   3. Sulla base dei risultati clinici, attribuire una classificazione dell'American Society of Anesthesiologists (ASA) a ciascun coniglio¹⁹. Includere solo animali con un punteggio ASA I nello studio.
   4. Rasare entrambe le orecchie esterne con un rasoio elettrico e applicare la crema prilocaina-lidocaina su entrambe le arterie auricolari e le vene.
2. Sedare il coniglio con una combinazione di 20 milligrammi (mg)/killogram (kg) di ketamina, 100 mg/kg di dexmedetomidina e 0,3 mg/kg di metadone iniettato per via sottocutanea (SC) tramite una siringa.
3. Lasciare ogni animale indisturbato per almeno 15 min.
4. Successivamente, sotto ossigenazione supplementare con 3 litri (l) / minuto (min) attraverso una maschera facciale allentata e un monitoraggio costante attraverso un pulsossimetro, posizionare una cannula da 22 G nell'arteria centrale auricolare sinistra e un'altra cannula da 22 G nella vena auricolare dell'orecchio controlaterale.
5. Rasare il campo chirurgico (collo) e iniettare lo 0,75% di ropivacaina peri-incisionale per via intradermica. Quindi radersi la fronte e prepararsi a posizionare sensori elettroencefalografici pediatrici (EEG).
6. Indurre l'anestesia generale con propofol 1-2 mg/kg per via endovenosa (IV) ad effetto. Quindi intubare immediatamente la trachea di tutti i conigli con un tubo di silicone (diametro interno di 3 millimetri (mm)) sotto controllo capnografico. Successivamente, trasportare tutti i conigli in sala operatoria, metterli in reclinazione dorsale e collegare il tubo a un sistema circolare pediatrico.
7. Ottenere l'approfondimento e il mantenimento dell'anestesia attraverso l'isoflurano nell'ossigeno, mirando a una concentrazione massima di isoflurano di marea dell'1,3%.
8. Garantire il monitoraggio clinico e strumentale (pulsossimetria, doppler e pressione arteriosa invasiva, elettrocardiogramma a 3 derivazioni, EEG, monitoraggio della temperatura rettale e gas inalati ed espirati) fino all'estubazione tracheale.
9. Per mantenere l'idratazione, fornire il lattato di Ringer a una velocità continua di infusione (CRI) di 5 ml/kg/h attraverso l'accesso venoso. Confermare sempre la corretta anestesia usando pizzichi delle dita dei piedi ad un intervallo di 10 minuti.
10. Disinfettare il campo chirurgico utilizzando iodio povidone dal manubrium sterni ad entrambi gli angoli della mascella. Ora, eseguire il drappeggio sterile del campo chirurgico.
11. Durante l'intervento chirurgico, fornire analgesia con lidocaina a un CRI di 50 microgrammi (μg) / kg / min e fentanil a 3 \ u201210 μg / kg / h. Applicare ventilazione spontanea o assistita e ipercapnia permissiva. Eseguire l'analisi dei gas del sangue arterioso almeno una volta durante l'intervento chirurgico.
12. Trattare l'ipotensione rilevante (pressione arteriosa media < 60 mmHg) con noradrenalina. Prevenire l'ipotermia (temperatura rettale ≤ 38 °C) utilizzando una piastra riscaldante o un sistema di riscaldamento ad aria forzata.

2. Fase chirurgica – Fase I

1. Iniziare l'intervento chirurgico con un'incisione cutanea mediana dal manubrium sterni al livello degli angoli della mascella / laringe. Sezionare bruscamente la pelle e i tessuti molli con un bisturi, forbici chirurgiche e pinze. Separare medialmente il sottocute e il cuscinetto grasso mediante dissezione smussata.
2. Entra nella cresta superiore anteriore del muscolo sternocleidomastoideo medialmente sul lato sinistro con una dissezione smussata, usando micro pinze e forbici chirurgiche.
3. Macroscopicamente, eseguire una preparazione smussata e separare accuratamente il CCA sinistro dal nervo vagale distalmente per evitare la paresi laringea utilizzando ulteriormente micro pinze e forbici chirurgiche (Figura 2). Si noti che la biforcazione del CCA sinistro funge da punto di riferimento intraoperatorio (Figura 3 e Figura 4A). Per tutti i seguenti passaggi, utilizzare uno spandifilo di tessuti molli per migliorare la visualizzazione chirurgica.
4. Dopo aver avuto successo nella preparazione e nella liberazione del CCA distale sinistro dal nervo vagale, somministrare papaverina (40 mg/ml, 1:1 diluito in soluzione isotonica di cloruro di sodio allo 0,9%) localmente. Proteggere continuamente tutti i segmenti del vaso con micro tamponi seguiti da un'ulteriore somministrazione di papaverina esternamente. Posizionare il CCA sinistro imbevuto di papaverina sotto il tessuto muscolare autologo per proteggere il vaso dall'essiccazione sotto la luce del microscopio operatorio.
5. Cambia lato massimizzando il comfort del chirurgo durante la procedura operativa. Ripetere la stessa procedura chirurgica sul lato destro. Sezionare il CCA distalmente e prossimalmente fino ai punti di riferimento predefiniti (biforcazione carotidea a livello degli angoli della mascella / laringe e della vena giugulare interna; Figura 4A,B). Reinserire uno spargitore e somministrare micro tamponi e papaverina come descritto in precedenza.
6. Prima della legatura del CCA prossimale destro, iniettare l'eparina (500 unità internazionali (UI)/kg) per via sistemica tramite un catetere dell'orecchio venoso.
7. Usa un microscopio chirurgico d'ora in poi. In primo luogo, ligate il CCA prossimale destro con una sutura non assorbibile 4-0 direttamente all'estremità del punto di riferimento prossimale macroscopicamente visibile per evitare qualsiasi tensione sul vaso arterioso.
   1. In secondo luogo, applicare una legatura non assorbibile 6-0 esattamente 4\u20125 mm distalmente utilizzando una clip del recipiente per la misurazione, considerando che dopo aver tagliato distalmente dalla prima legatura 4-0, la sacca arteriosa risultante sarà di lunghezza standardizzata di circa 3\u20124 mm in ogni animale (Figura 5A,C).
8. Dopo aver stretto la legatura 6-0, bloccare il CCA destro il più lontano possibile con una clip temporanea del vaso (come normalmente utilizzato nella chirurgia dell'aneurisma cerebrale) per evitare qualsiasi danno endoteliale e creare un lungo segmento del vaso per l'irrigazione al fine di prevenire la trombogenesi (Figura 5B).
9. Ora esegui un taglio distalmente alla legatura non assorbibile 4-0. Per raccogliere la sacca arteriosa (Figura 5C), eseguire un secondo taglio distalmente alla legatura non assorbibile 6-0.
10. Pulire meticolosamente la sacca arteriosa da tutti i tessuti molli e misurarne la lunghezza, la larghezza e la profondità (Figura 5C) con una clip per vasi. Se non sono necessarie ulteriori modifiche, mantenere l'innesto arterioso autologo in una soluzione eparinizzata (500 UI/100 ml in cloruro di sodio isotonico allo 0,9%) a temperatura ambiente fino a nuovo utilizzo.

3. Degradazione arteriosa della sacca

1. Se è necessaria una degradazione della sacca arteriosa, pulirla meticolosamente dai tessuti molli e preincubarla con 100 UI di elastasi suina disciolta in 5 ml di Tris-tampone a temperatura ambiente il giorno dell'esperimento per 20 minuti. Non utilizzare una tecnica a pennello. Incubare la sacca arteriosa per via intra ed extraluminale utilizzando uno shaker.
2. Prima di mettere il sacchetto in una soluzione eparinizzata di cloruro di sodio isotonico allo 0,9%, strisciarlo delicatamente tre volte per 3 minuti con una pinza anatomica in soluzione isotonica di cloruro di sodio allo 0,9% per lavare via l'elastasi suina rimanente.
3. Se necessario, mantenere il lume della sacca arteriosa aperta con un microtubo in silicone; proteggere meticolosamente il CCA sinistro e destro durante l'intera procedura chirurgica con micro imbottiture bagnate.

4. Fase chirurgica – Fase II

1. Per un'ulteriore preparazione del CCA, posizionare due micro tamponi rotondi direttamente sotto di esso per spostare l'arteria in modo più superficiale. Ora, metti un micro tampone con un'imbottitura viola sotto il CCA sinistro al terzo distale per una migliore visualizzazione dell'arteria.
2. Lavare il CCA prossimale destro con una soluzione di cloruro di sodio isotonico allo 0,9% combinato con 500 UI di eparina disciolta in 100 ml di cloruro di sodio isotonico allo 0,9%. Per creare un'anastomosi senza tensione, posizionare il CCA destro sotto il cuscinetto di grasso / muscolatura peritracheale utilizzando le forbici chirurgiche per scavare il tunnel sul lato sinistro. Rimuovere i tessuti molli dell'arteria.
   1. Ora esegui un'incisione della bocca di pesce di 2 mm sul lato prossimale del CCA destro usando una micro forbice e una pinza.
3. Cambiare il lato del tavolo operatorio. Clip il CCA distale sinistro con un'altra clip temporanea della nave seguita dal CCA sinistro prossimale con due clip temporanee della nave. Proteggere tutti i segmenti dei vasi esposti dall'essiccazione sotto la luce chirurgica utilizzando micro tamponi bagnati.
4. Liberare completamente il terzo distale del CCA sinistro dai tessuti molli ed eseguire un'arteriotomia. Utilizzare micro pinze chirurgiche e afferrare delicatamente alcuni tessuti molli. Ora elevare l'arteria e incidere lentamente il CCA distale sinistro con una micro forbice chirurgica. Lavare i segmenti del recipiente con eparina (500 UI disciolti in 100 ml di soluzione isotonica di cloruro di sodio allo 0,9%).
5. Dopo aver eseguito l'arteriotomia con micro pinze curve e micro forbici, ingrandire l'arteriotomia situata al terzo distale del CCA sinistro distalmente, misurando circa 2 volte il diametro del blunt destro dell'arteria carotide e dell'innesto autologo. Ciò consente un flusso sanguigno sufficiente nella sacca arteriosa.
6. Estrarre la sacca arteriosa dalla soluzione salina eparinizzata. Posizionare la sacca nel campo chirurgico, dove è prevista la biforcazione. Inizia a suturare la parte posteriore della carotide destra con una sutura caudale smussata con una sutura 9-0 non assorbibile, seguita da una sutura sul lato posteriore cranicamente posizionato a livello dell'incisione della bocca di pesce. Termina la cucitura posteriore da distale a prossimale con punti singoli.
7. Durante la sutura, mantenere umidi tutti i sacchetti preincubati con elastasi con irrigazione continua. Durante la sutura della parete del vaso della sacca, utilizzare micro pinze chirurgiche curve per aprire delicatamente il lume con la sua punta. Ogni volta che si suturano parti del CCA sinistro o destro prossimale, utilizzare micro pinze chirurgiche dritte. Successivamente, suturare il lato posteriore orizzontale.
8. Successivamente sutura il lato anteriore orizzontale, a partire dalla cupola dell'aneurisma che si sposta alla sua base. Successivamente, inizia con punti singoli distalmente sul lato anteriore muovendosi caudalmente.
   1. Per tutti i passaggi 4.5\u20124.8 durante la sutura dell'anastomosi prestare attenzione solo ad afferrare la parte del vaso vicino all'arteriotomia per evitare la stenosi iatrogena. Inoltre, inumidire continuamente tutti i segmenti dei vasi durante l'intera procedura chirurgica in modo extraluminale con una siringa riempita con soluzione di cloruro di sodio eparinizzato (500 UI disciolti in 100 ml di cloruro di sodio isotonico allo 0,9%) e proteggerli con micro tamponi bagnati.
   2. Prima di terminare l'anastomosi, irrigare l'intero complesso con una soluzione di cloruro di sodio isotonico allo 0,9% parradinica intraluminale (500 UI disciolte in 100 ml di cloruro di sodio isotonico allo 0,9%). Attenzione che le borse arteriose modificate con elastasi devono essere cucite il più rapidamente possibile a causa della loro forte tendenza ad asciugarsi e a trombosi. A causa del comportamento aggressivo della concentrazione residua di elastasi nella sacca per quanto riguarda la digestione dei vasi circonferenziali, procedere rapidamente con l'intervento chirurgico per ri-perfondere rapidamente il complesso del vaso.
9. Rimuovere gradualmente tutti i morsetti vascolari temporanei.
   1. Rimuovere il morsetto distale dal CCA sinistro. Accettare sanguinamenti minori e fissarlo imprimendo delicatamente micro tamponi sull'anastomosi. Successivamente, rimuovere il morsetto del CCA destro, premere delicatamente con micro tampone e pinza per evitare la formazione di trombi.
   2. Se necessario, sostituire le clip vascolari temporanee per fornire una coagulazione sufficiente. Successivamente, alleviare entrambe le clip della nave dal lato sinistro prossimalmente. Se necessario in qualsiasi passaggio, sostituire le clip per consentire la coagulazione o per eseguire la ricucitura.
10. In questa fase eseguire l'angiografia a fluorescenza del complesso vascolare (Figura 6 e Figura 7).
    NOTA: L'angiografia a fluorescenza viene eseguita somministrando 1 ml di fluoresceina IV, utilizzando 2 filtri passabanda, uno smartphone con videocamera e un faretto per biciclette. Questa procedura è già stata descritta altrove 20,21,22.
11. Infine, chiudere il situs operativo. Riadattare e suturare delicatamente il cuscinetto di grasso con una sutura riassorbibile 3-0 con singoli nodi per proteggere l'anastomosi. Chiudi subcutis e skin nello stesso modo.

5. Fase postchirurgica

1. Interrompere la somministrazione di isoflurano e analgesia sistemica alla fine dell'intervento chirurgico e fornire l'estubazione tracheale non appena il riflesso della deglutizione è tornato.
2. Somministrare 0,5 mg/kg di meloxicam IV, 10 mg/kg di aspirina (ASS) IV, 100 μg di vitamina B₁₂ SC e 20 mg/kg di clamoxyl IV.
3. Fornire ossigenazione supplementare e riscaldamento attivo fino a quando i conigli non hanno riacquistato spontaneamente la reclinazione sternale.
4. Eseguire il follow-up postoperatorio e la cura degli animali quattro volte al giorno per i primi tre giorni, in conformità con le linee guida per la valutazione e la gestione del dolore nei roditori e nei conigli^23,24.
5. Somministrare analgesia post-operatoria tramite un cerotto di fentanil (12 μg/h) applicato sull'orecchio esterno, meloxicam una volta al giorno SC per tre giorni e metadone come terapia di salvataggio SC, secondo il foglio di punteggio per la valutazione del dolore. Somministrare 250 UI/kg di eparina a basso peso molecolare (LMH) per via sottocutanea per tre giorni in tutti i conigli.

Risultati

A seguito di una serie pilota di sette animali, in totale 16 animali sono stati inclusi nel protocollo sperimentale. Due animali sono morti prematuramente e sono stati quindi esclusi dall'analisi finale (mortalità del 12,5%). Calcolato su 14 animali, il tasso di pervietà immediata dell'aneurisma durante l'angiografia a fluorescenza è stato del 71,43% sia nel gruppo di controllo che in quello modificato. Quattro aneurismi hanno dovuto essere riaperti con evacuazione consecutiva del trombo e dopo una ripetuta angiografi...

Discussione

Il nostro studio dimostra la fattibilità della creazione di un vero modello di aneurisma di biforcazione con diverse condizioni di parete nei conigli. Complessivamente, nello studio sono state incluse 14 femmine di conigli bianchi neozelandesi con un peso medio di 3,7 ± 0,09 kg e un'età media di 112 ± 3 giorni. L'85,72% di tutti gli aneurismi è rimasto brevetto durante un follow-up a 28 giorni. Due animali sono morti prematuramente (12,5% di mortalità).

Studi precedenti hanno suggerito u...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
3-0 resorbable suture	Ethicon Inc., USA	VCP428G
4-0 non-absorbable suture	B. Braun, Germany	G0762563
6-0 non-absorbable suture	B. Braun, Germany	C0766070
9-0 non-absorbable suture	B. Braun, Germany	G1111140
Adrenaline	Amino AG	1445419	any generic
Amiodarone	Helvepharm AG	5078567	any generic
Anesthesia machine	Dräger		any other
Aspirin	Sanofi-Aventis (Suisse) SA	622693	any generic
Atropine	Labatec Pharma SA	6577083	any generic
Bandpass filter blue	Thorlabs	FD1B	any other
Bandpass filter green	Thorlabs	FGV9	any other
Bipolar forceps			any other
Bicycle spotlight			any other
Biemer vessel clip (2 x)	B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland	FD560R	temporary
Bispectral index (neonatal)			any other
Blood pressure cuff (neonatal)			any other
Clamoxyl	GlaxoSmithKline AG	758808	any generic
Dexmedetomidine	Ever Pharma	136740-1	any generic
Electrocardiogram electrodes			any other
Elastase	Sigma Aldrich	45125	any generic
Ephedrine	Amino AG	1435734	any generic
Esmolol	OrPha Swiss GmbH	3284044	any generic
Fentanyl (intravenous use)	Janssen-Cilag AG	98683	any generic
Fentanyl (transdermal)	Mepha Pharma AG	4008286	any generic
Fluoresceine	Curatis AG	5030376	any generic
Fragmin	Pfizer PFE Switzerland GmbH	1906725	any generic
Glyco			any generic
Heating pad			any other
Isotonic sodium chloride solution (0.9%)	Fresenius KABI	336769	any generic
Ketamine	Pfizer	342261	any generic
Laboratory shaker	Stuart	SRT6	any other
Lidocaine	Streuli Pharma AG	747466	any generic
Longuettes			any other
Metacam	Boehringer Ingelheim	P7626406	any generic
Methadone	Streuli Pharma AG	1084546	any generic
Microtubes			any other
Micro needle holder			any other
Midazolam	Accord Healthcare AG	7752484	any generic
Needle holder			any other
O2-Face mask			any other
Operation microscope	Wild Heerbrugg		any other
Papaverine	Bichsel		any generic
Prilocaine-lidocaine creme	Emla		any generic
Propofol	B. Braun Medical AG, Switzerland		any generic
Pulse oxymeter			any generic
Rectal temperature probe (neonatal)			any other
Ropivacaine	Aspen Pharma Schweiz GmbH	1882249	any generic
Scalpell	Swann-Morton	210	any other
Small animal shaver			any other
Smartphone			any other
Soft tissue forceps			any other
Soft tissue spreader			any other
Stainless steel sponge bowls			any other
Sterile micro swabs			any other
Stethoscope			any other
Straight and curved micro-forceps			any other
Straight and curved micro-scissors			any other
Straight and curved forceps			any other
Surgery drape			any other
Surgical scissors			any other
Syringes 1 ml, 2ml and 5 ml			any other
Tris-Buffer	Sigma Aldrich	93302	any generic
Vascular clip applicator	B. Braun, Germany	FT495T
Vein and arterial catheter 22 G			any generic
Vitarubin	Streuli Pharma AG	6847559	any generic
Yasargil titan standard clip (2 x)	B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland	FT242T	temporary