JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

מאמר זה מדגים גישה כירורגית יעילה ליצירת איסכמיה חריפה בעכברים עם חתך קטן. גישה זו יכולה להיות מיושמת על ידי רוב קבוצות המחקר ללא כל שדרוגי מעבדה.

Abstract

מטרת מחקר זה היא להציג ולהעריך גישה כירורגית שונה כדי לגרום איסכמיה חריפה בעכברים שניתן ליישם ברוב מעבדות בעלי החיים. בניגוד לגישה הקונבנציונלית לקשירה כפולה של עורק הירך (DLFA), נעשה חנק קטן יותר באזור המ מפשעתי הימני כדי לחשוף את עורק הירך הפרוקסימלי (FA) לביצוע DLFA. לאחר מכן, באמצעות תימה 7-0, החתירה נגררה לאזור הברך כדי לחשוף את FA הדיסטלי. הדמיית תהודה מגנטית (MRI) על גפיים אחוריות דו-צדדיות שימשה לזיהוי חסימה FA לאחר הניתוח. ב 0, 1, 3, 5, ו 7 ימים לאחר הניתוח, התאוששות תפקודית של הגפיים האחוריות הוערך חזותית ודורג באמצעות סולם Tarlov. הערכה היסטולוגית בוצעה לאחר המתת חסד של בעלי החיים 7 ימים לאחר DLFA. ההליכים בוצעו בהצלחה ברגל ימין בעשרה עכברים ApoE-/-, ואף עכבר לא מת במהלך התצפית שלאחר מכן. גדלי החתירה בכל 10 העכברים היו פחות מ 5 מ"מ (4.2 ± 0.63 מ"מ). תוצאות ה-MRI הראו כי זרימת הדם של FA בצד האיסכמי נחסמה בבירור. תוצאות סולם Tarlov הראו כי תפקוד הגפיים האחוריות ירד באופן משמעותי לאחר ההליך ולאט לאט התאושש במהלך 7 הימים הבאים. הערכה היסטולוגית הראתה תגובה דלקתית משמעותית בצד האיסכמי וצפיפות מיקרו וסקולרית מופחתת בגפה האחורית האיסכמית. לסיכום, מחקר זה מציג טכניקה שונה באמצעות פירוק מיניאטורי כדי לבצע איסכמיה איבר אחורי (HLI) באמצעות DLFA.

Introduction

יש צורך ללא מענה במודלים פרה-אקליניים של בעלי חיים למחקר במחלות כלי דם כגון מחלת עורקים היקפיים (PAD). למרות ההתפתחויות המתקדמות באבחון ובטיפול, היו יותר מ -200 מיליון חולים עם PAD בשנת2018 1, ומספרם גדל כל הזמן. למרות כמה גישות טיפוליות חדשניות2,3,4,5,6,7 תוארו, תרגום מוצלח של שיטות טיפוליות אלה ליישום קליני נשאר משימה מרתיעה. לכן, מודלים ניסיוניים אמינים ורלוונטיים ב- vivo המדמים את מצב המחלה האנושית נדרשים לחקור את המנגנון הפוטנציאלי והיעילות של גישות טיפוליות חדשות אלה לטיפול PAD6,7.

היפרליפידמיה וטרשת עורקים (AS) הם גורמי הסיכון העיקריים להתפתחות PAD. ApoE-/- עכברים (על דיאטה עתירת שומן) להציג חילוף חומרים שומן חריג היפרליפידמיה ולאחר מכן לפתח לוחותthertherosclerotic עיבוד ApoE-/- עכברים כבחירה הטובה ביותר לדמות PAD רלוונטי קלינית. מודלים פרה-אקליניים של בעלי חיים HLI נוצרים באמצעות קשירה כפולה של עורק הירך (DLFA), שהיא הגישה הנפוצה ביותר במעבדות בכל רחבי העולם8,9,10,11,12,13,14,15 כדי לדמות איסכמיה חריפה על כרונית. עם זאת, גישה זו דורשת בדרך כלל נתק גדול ו פולשני יחסית. יתר על כן, זה מוביל בהכרח לבעלי החיים (במיוחד עכברים) הסובלים מפגיעה מוגברת בכאב ודלקת, אשר משפיע גם על התוצאות הניסיוניות הבאות5,6,16,17. מאמר זה מתאר מודל HLI חריף על כרוני ב- APOE-/- עכברים באמצעות חבטה קטנה מאוד.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

הערה: כל ההליכים הניסיוניים בוצעו על פי הנחיה EC EC 2010/63/EU ואושרו על ידי החקיקה הגרמנית המקומית (35-9185.81/G[1]239/18). עשרה עכברים זכרים ApoE-/- עם רקע C57BL /6J, במשקל 29.6-38.0 גרם, שוכנו על מחזור בהיר /כהה 12 שעות והאכילו דיאטה מערבית (1.25% כולסטרול ו -21% שומן) ומים ad libitum במשך 12 שבועות מגיל 8 שבועות. HLI בוצע על עכברים בני 20 שבועות כמתואר להלן.

1. אינדוקציה של HLI ב- ApoE-/- עכברים

  1. הכן את הציוד והכלים הנדרשים לניתוח (ראו טבלת החומרים ואיור 1). לחטא את המכשירים הכירורגיים באמצעות autoclaving לפני השימוש ולהשתמש מחטא חרוזים זכוכית במהלך הניתוח.
  2. מרדים את העכבר עם זריקה תת עורית (S.C.) של תערובת של מידזולם (5 מ"ג/ק"ג), מדטומידין (0.05 מ"ג/מיליליטר/ק"ג) ופנטניל (0.5 מ"ג/ק"ג) לפני כל ההליכים הכירורגיים.
    1. לאחר תחילת ההרדמה, השתמש במשחת הווטרינר על העיניים כדי למנוע יובש, ולאשר את היעדר רפלקס גמילה דוושה בגפה האחורית והקדימה.
  3. לאחר מכן מניחים את העכבר על כרית חימום כדי לשמור על טמפרטורת הגוף הליבה בכ 37 °C (50 °F). באמצעות צמר גפן וקרם להסרת שיער, יש להסיר בזהירות את השיער מעור הגפיים האחוריות בצד ימין.
    הערה: קרם הסרת שיער צריך לשמש בכמות מספקת כדי לכסות את אחורי, במיוחד את האזור מפשעתי שבו החתיכה תיעשה. קרם הסרת שיער צריך לשמש למשך של פחות מ 3 דקות ויש להסיר לאחר מכן עם צמר גפן לח 2 עד 3 פעמים.
  4. הנח את העכבר בתנוחת העל-סמך על משטח החימום מתחת למיקרוסקופ ניתח. השתמש בחומר חיטוי לעור (ראה טבלת החומרים) כדי לחטא את עור העכבר. לאחר מכן, השתמש במלקחיים מחודדים ומספריים כירורגיות כדי לבצע חתך של כ -3-4 מ"מ באמצע אזור המ מפשעה. ראה איור 2 לקבלת שרטוט של ההליך.
  5. הסר את רקמת השומן התת עורית בזהירות בעזרת מלקחיים מחודדים עדינים כדי לחשוף את חבילת הנוירווסקולריות של הירך הפרוקסימלית. יש להשתמש בזהירות במלקחיים המחודזרים העדינות כדי לנקב את הממברנה של נדן הירך. השתמש ספוגית כותנה לחה עם מלוחים כדי להזיז את עורק הירך (FA) בזהירות הרחק עצב הירך (FN) וריד הירך (FV).
  6. להעביר שני תפרים נספגים 7-0 דרך FA הפרוקסימלי, ולעשות קשרים כפולים באמצעות מספריים קפיציים כדי להעביר את FA בין שני הקשרים.
  7. כדי לחשוף את FA דיסטלי, להעביר תפר 7-0 נספג דרך הקצה התחתון של החתירה ולגרור בעדינות את החתירה לאזור של הצד הימני של הברך של הגפה האחורית.
  8. הזז את הרקמה התת עורית הצידה בזהירות כדי לחשוף את חבילת הנוירווסקולריים. השתמש במלקחיים מחודדים עדינים כדי לנקב את הממברנה של נדן הירך, ולנתח את FA מן FV ו- FN.
  9. העבירו שני תפרים נספגים 7-0 דרך ה-FA הדיסטלי, ובצעו קשרים כפולים. השתמש במספריים קפיציות כדי להעביר את FA בין שני הקשרים.
    הערה: לא בוצע קשירה על הגפה השמאלית, אשר שימשה כשליטה בכל עכבר.
  10. לאחר מכן, יש להשתמש בתפרים נספגים 6-0 כדי לתפור את החבטה. הנח את העכבר על כרית חימום בכלוב נקי והמשיך לעקוב אחר הפרמטרים החיוניים שלו עד להתאוששות. לספק משקולת כבידה לאחר הניתוח: Buprenorphine s.c. (0.1 מ"ג / קילוגרם משקל גוף כל 8 שעות במשך 48 שעות). 48 שעות לאחר הניתוח, לנהל metamizole במי שתייה (24 מ"ג / 5mL של מים מתאים למנה של 200 מ"ג / קילוגרם 4 פעמים ביום).

2. הדמיית תהודה מגנטית

הערה: יום אחד לאחר DLFA, העכברים חייבים לעבור סריקות MRI כדי להעריך את חסימת FA.

  1. מקם את העכבר בתא אינדוקציה שקוף, והכנס את העכבר עם איזופלוראן של 1.5-2% באוויר הסביבה עד לאובדן רפלקס ההתקן.
  2. הניחו את העכבר על מיטת בעלי חיים מחוממת המצוידת במחזיק נשיכה ומוצבת לכיוון המגנט עם מערכת הנשלטת בלייזר. לשמור על טמפרטורת הגוף ב 37±1 °C (50 °F).
  3. במהלך רכישת התמונה, לשמור על הרדמה עם 1.5-2% איזופלוראן באוויר הסביבה, ולנטר את הנשימה באמצעות בדיקה לחץ.
  4. השג תמונות בכיוון הפרוסה הרוחבי באמצעות רצף אנגיוגרפיה תלת-ממדי (3D) של טיסה (TOF) עם זמן הד פרמטר (TE)/time חזרה (TR)/flip angle (FA) = 2 ms/12 ms/13°, ארבעה ממוצעים, מטריצת רכישה של 178 x 144 משוחזרת ל- 256 x 192 ו- 121 פרוסות, וכתוצאה מכך רזולוציה איזוטרופית של 0.15 מ"מ3. כדי לדכא את האות מן הוורידים, מניחים פרוסת רוויה distally לגפיים האחוריות.

3. הערכה קלינית ומעקב

  1. הערכת ההתאוששות התפקודיתב- 1,3,5ו -7 ימים לאחר הניתוח באמצעות סולם טרלוב הניקוד התפקודי18,19 (לוח 1).

4. הערכה היסטולוגית

  1. שבעה ימים לאחר הניתוח, להחיל הזרקת pentobarbital (115 מ"ג/ קילוגרם) כדי להרדים את העכברים.
  2. לשוטט תמיסת מלח חוצץ פוספט (PBS) המכיל 1% paraformaldehyde (PFA) דרך חדר הלב השמאלי (100 מ"ל לעכבר). תקן את gastrocnemius הדו-צדדי (Gm) של העכברים ב 4% PFA לילה ב 4 °C (50 °F).
  3. הטמע את המדגם בפרפין על פי הפרוטוקול המתואר קודם לכן20.
    1. חותכים חלקים בעובי 4-5 מיקרומטר של בלוק הרקמה המוטבע בפרפין על מיקרוטום. בעזרת מברשת צבע עגולה, מניחים את מקטעי הרקמה החתוכים באמבט המים המתוחזקים ב-42°C.
    2. הכנס את שקופית המיקרוסקופ למים בזווית של 45°, ומיקם אותה בזהירות מתחת לקבוצת המקטעים שיש לאסוף.
    3. הרם בזהירות את המגלשה מהמים, ואפשר לחלקים להתחבר למגלשה ולייבש לילה באינקובטור הספסל בשעה 37 מעלות צלזיוס.
  4. בצע המטוקסילין / eosin (HE) כתמים של מקטעי פרפין.
    1. מקם את השקופיות המכילות את המקטעים במחזיקי שקופיות. הכן 3 מיכלים של קסילן טרי, ומניחים את השקופיות בכל מיכל במשך 5 דקות כדי deparaffinize את החלקים.
    2. Rehydrate את החלקים על ידי טבילת הפרוסות ברציפות ב 96%, 80%, 70%, 50%, 30% אתנול, ומים deionized במשך 5 דקות כל אחד.
    3. כתם בתמיסת המטוקסילין למשך 10 דקות.
    4. מעבירים את הפרוסות למיכל של מים מתויגים ושטפים על ידי הצבה מתחת למי ברז זורמים במשך 5 דקות.
    5. באמצעות מיקרוסקופ, לבדוק את עוצמת הכתמת המטוקסילין. אם הכתמים מאפשרים זיהוי ברור של גרעיני התא, המשך לשלב הבא. אם עוצמת הכתמים אינה מקלה על זיהוי גרעיני תאים או אם עוצמת הכתמים חלשה, מניחים את השקופית בתמיסת המטוקסילין למשך דקה אחת, חוזרים על הכביסה במים (שלב 4.4.4) ולאחר מכן בדקו שוב.
    6. tain בפתרון אאוזין-Y למשך 5 דקות.
    7. ייבשו את הסעיפים על ידי טבילת הפרוסות ברציפות במיכלים המכילים מים דה-יונים ו-30%, 50%, 70%, 80%, ו-96% אתנול ברציפות למשך 10 שניות כל אחת. לאחר מכן, מניחים את המקטעים ברצף בשלושה מיכלים של קסילן טרי עבור 10 s כל אחד.
    8. מקם את השקופיות אופקית במפות אחסון שקופיות מיקרוסקופיות כשהסעיפים פונים כלפי מעלה. הוסף מספיק אמצעי הרכבה בשקופית וטען את השקופיות עם כיסויים.
  5. בצע את הכתמת האימונוהיסטוכימית (IHC) של מקטעי הפרפין.
    1. חזור על דפרפיניזציה והידרציה שלבים 4.4.1-4.4.2. לאחר מכן, לטבול את החלקים במיכל עם 10 mM נתרן סיטראט חוצץ, pH 6, ולהביא את המדגם לרתיחה במיקרוגל.
      הערה: כמו מעל או תת חימום של דגימות יכול לגרום כתמים לא עקביים, לשמור על הטמפרטורה ממש מתחת לנקודת הרתיחה במשך 10 דקות.
    2. לאחר מכן, מצננים את החלקים על ספסל במשך 30 דקות. לאחר מכן, לשטוף את החלקים PBS שלוש פעמים במשך 5 דקות. ייבשו בזהירות את האזור סביב המדגם, וציירו עיגול גדול סביב המדגם באמצעות עט הידרופובי. .
      הערה: לעולם אל תיגע במדגם. סימון בעט הידרופובי יוצר גבול הידרופובי, המאפשר שימוש בנפח קטן יותר של תמיסת נוגדנים.
    3. פעילות פרוקסידאז אנדוגני להרוות על ידי הצבת הסעיף ב 0.3% H2O2 ב- PBS במשך 10 דקות. מקטעי בלוק עם 400 μL של חוצץ בלוק (PBS מכילים 3% אלבומין סרום בקר ו 0.3% של חומר ניקוי לא יוני) עבור 1 שעה בטמפרטורת החדר בתא לח.
    4. לשטוף את החלקים PBS במשך 5 דקות. לאחר מכן, להוסיף 100-400 μL של נוגדן נגד CD31 מדולל (1:250) מספיק כדי לכסות את החלק. לאחר מכן, חלקים דגירה לילה ב 4 °C (5 °F) בתא לח.
      הערה: ודא שהסעיף מכוסה לחלוטין בתמיסת הנוגדנים.
    5. הסר את הנוגדן העיקרי, ולשטוף את החלקים שלוש פעמים PBS למשך 5 דקות כל אחד.
    6. מכינים את תערובת 3, 3'-דיאמינובנזידין (DAB) על ידי הוספת טיפה אחת של תרכיז DAB ל 1 מ"ל של דילול DAB, ומערבבים היטב. לאחר מכן, להוסיף 100-400 μL של תערובת DAB לחלקים, ולנטר מקרוב על ידי העין במשך 2 דקות עד עוצמת הכתמים מקובלת הוא ציין.
      הערה: ודאו שהמקטע מכוסה לחלוטין בתערובת DAB.
    7. לאחר מכן, יש לשטוף תחת מי ברז זורמים למשך 5 דקות. בצע כתמי המטוקסילין כמתואר בשלבים 4.4.3-4.4.5.
    8. בצע כתמי אאוזין-Y המתוארים בשלב 4.4.6. בצע את שלבי התייבשות המתוארים בשלב 4.4.7.
    9. רכוב על המקטעים עם כיסויים באמצעות אמצעי הרכבה. השתמש ב- ImageJ כדי להעריך את אחוז האזור החיובי CD31 (%) ב-5 שדות שנבחרו באקראי (40x) שניתן להתייחס אליו כצפיפות מיקרו-וסקולרית כפי שתואר בעבר21.

5. ניתוח סטטיסטי

  1. השתמש בתוכנת ניתוח סטטיסטית כדי לבטא את התוצאות כממוצע ± סטיית התקן ולבצע t-testלא משולה על ההשוואות. שקול P < 0.05 להיות משמעותי מבחינה סטטיסטית.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

תוצאות

מאפיינים של ApoE-/- עכברים
ניתוחי DLFA בוצעו בהצלחה על 10 עכברים כדי להקים את מודל HLI, ואף אחד מהעכברים לא מת לאחר ההליך. כדי לעקוב אחר שינויים במשקל הגוף, עכברים נשקלו לפני הליך DLFA (Pre-DLFA) ו 7 ימים לאחר ניתוח DLFA (לאחר DLFA). משקלי Pre-DLFA נעו בין 29.6 ל-38.0 גרם (ממוצע 34.74 ± 2.47 ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

מחקר זה מדווח על גישה שונה, פשוטה ויעילה בניתוח כדי להקים מודל HLI ב- ApoE-/- עכברים באמצעות קשירה כפולה באזורים הפרוקסימליים והדיסטליים של ה- FA באמצעות חתך של 3-4 מ"מ ללא כל שדרוגי מעבדה נדרשים. המאפיין העיקרי של שיטה זו הוא הגודל הקטן יותר של ההסתה בהשוואה למחקרים שדווחו בעבר המתארים מודלי...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

המחברים מצהירים כי תוכן המאמר חובר בהיעדר קשרים מסחריים או פיננסיים שיכולים להתפרש כניגוד אינטרסים פוטנציאלי.

Acknowledgements

המחברים מודים לויקוריה סקודה, אלכסנדר שלונד ופליקס הרנר על התמיכה הטכנית המצוינת.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
10x Phosphate buffer salineRoth9143.1Used for haematoxylin and eosin stain and immunohistochemistry stain
30% H2O2Roth9681.2Used for immunohistochemistry stain
6-0 absorbable suturesPROLENE8776HUsed for stitching the skin
6-0 absroable suturePROLENEEP8706Used in Surgery
7-0 absorbable suturesPROLENEEH8021EUsed for ligating the artery
7-0 absroable suturePROLENEEP8755Used in Surgery
Acetic acidRoth6755.1Used for haematoxylin and eosin stain
Albumin Fraktion VRoth8076.2Used for immunohistochemistry stain
AutoclaveSystec GmbHSystec VX-150Used for the sterilisation of the surgical instruments
Axio vert A1 microscopeCarl ZeissZEISS Axio Vert.A1Used for viewing and taking the pictures from haematoxylin and eosin stain and immunohistochemistry stain
Bruker BioSpec 94/20 AVIIIBruker Biospin MRI GmbHN/AScan the femoral artery blockage
Buprenovet Sine 0,3mg/mlBayer AG2542 (WDT)Used in post operative pain-management. Dose - 0.1 mg/kg body weight every 8 hours for 48 h after operation
CD31 antibodyAbcamab28364Used for immunohistochemistry stain
Eosin Y solution 0.5 % in waterRothX883.1Used for haematoxylin and eosin stain
Epitope Retrieval Solution pH 6Leica Biosystems6046945Used for immunohistochemistry stain
Ethanol ≥ 99,5 %Roth5054.1Used for haematoxylin and eosin stain and immunohistochemistry stain
FentanylCayman Chemical437-38-7Used for anesthesia
Fine point forcepsMedixplus93-4505SUsed for separating the artery from nerve and vein
Glass bead sterilisatorSimon KellerType 250Used for sterilisation of the surgical instruments
Graefe iris forceps curvedVUBUVUBU-02-72207Used for blunt separation of skin and subcutaneous tissue
Hair Remover cream, Veet (with aloe vera)Reckitt Benckiser108972Remove hair from mice hind limbs
Heating plateSTÖRK-TRONIC7042092Keep the satble temperature of mice
HematoxylinRothT865.2Used for haematoxylin and eosin stain and immunohistochemistry stain
Leica surgical microscopeLeicaM651Enlarge the field of view to facilitate the operation
Liquid DAB+Substrate Chromogen SystemDakoK3468Used for immunohistochemistry stain
Male ApoE-/- miceCharles River LaboratoriesN/AUsed for establish the Peripheral artery disease mice model
MedetomidineCayman Chemical128366-50-7Used for anesthesia
Micro Needle HolderBlack & Black SurgicalB3B-18-8Holding the needle
Micro suture tying forcepsLife Saver Surgical IndustriesPS-MSF-145Used to assist in knotting during surgery
MicrotomeBiobaseBk-Mt268mUsed for tissue sectioning
MidazolamRatiopharm44856.01.00Used for anesthesia
MR-compatible Small Animal Monitoring and Gating System Model 1025SA InstrumentsN/amonitoring vital signs of animal during MRI scan
Octeniderm farblosSchülke & Mayr GmbH180212used for disinfection of the skin
Ointment for the eyes and noseBayer AG1578675Keep the eyes wet under the anesthesia
ParaformaldehydeRoth0335.1Used for fixation of the tissue
PentobarbitalNembutal76-74-4Used for anesthesia
SalineDeltaSelect1299.99.99Used for anesthesia
Spring handle scissors with fine, sharp tipsBlack & Black SurgicalB66167Used for cutting the artery
SuperCut ScissorsBlack & Black SurgicalB55992Used for cutting the skin
Triton X-100Roth9002-93-1Used for immunohistochemistry stain
Western diet, 1.25% Cholesterolssniff Spezialdiäten GmbHE15723-34Diet for the mice
XyleneRoth4436.3Used for haematoxylin and eosin stain and immunohistochemistry stain

References

  1. Shu, J., Santulli, G. Update on peripheral artery disease: Epidemiology and evidence-based facts. Atherosclerosis. 275, 379-381 (2018).
  2. Tateishi-Yuyama, E., et al. Therapeutic angiogenesis for patients with limb ischaemia by autologous transplantation of bone-marrow cells: a pilot study and a randomised controlled trial. Lancet. 360 (9331), 427-435 (2002).
  3. Wang, Z. X., et al. Efficacy of autologous bone marrow mononuclear cell therapy in patients with peripheral arterial disease. Journal of Atherosclerosis and Thrombosis. 21 (11), 1183-1196 (2014).
  4. Botham, C. M., Bennett, W. L., Cooke, J. P. Clinical trials of adult stem cell therapy for peripheral artery disease. Methodist Debakey Cardiovascular Journal. 9 (4), 201-205 (2013).
  5. van Weel, V., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression in ischemic skeletal muscle enhances myoglobin expression in vivo. Circulation Research. 95 (1), 58-66 (2004).
  6. Olea, F. D., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression does not enhance adipose stromal cell-induced protection on muscle damage in critical limb ischemia. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (1), 184-188 (2015).
  7. Peeters Weem, S. M. O., Teraa, M., de Borst, G. J., Verhaar, M. C., Moll, F. L. Bone marrow derived cell therapy in critical limb ischemia: a meta-analysis of randomized placebo controlled trials. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 50 (6), 775-783 (2015).
  8. Crawford, R. S., et al. Divergent systemic and local inflammatory response to hind limb demand ischemia in wild-type and ApoE-/- mice. Journal of Surgical Research. 183 (2), 952-962 (2013).
  9. Niiyama, H., Huang, N. F., Rollins, M. D., Cooke, J. P. Murine model of hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (23), e1035(2009).
  10. Brenes, R. A., et al. Toward a mouse model of hind limb ischemia to test therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular Surgery. 56 (6), 1669-1679 (2012).
  11. Peck, M. A., et al. A functional murine model of hindlimb demand ischemia. Annals of Vascular Surgery. 24 (4), 532-537 (2010).
  12. Lejay, A., et al. A new murine model of sustainable and durable chronic critical limb ischemia fairly mimicking human pathology. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 49 (2), 205-212 (2015).
  13. Nagase, H., Yao, S., Ikeda, S. Acute and chronic effects of exercise on mRNA expression in the skeletal muscle of two mouse models of peripheral artery disease. PLoS One. 12 (8), 0182456(2017).
  14. Fu, J., et al. Hydrogen molecules (H2) improve perfusion recovery via antioxidant effects in experimental peripheral arterial disease. Molecular Medicine Reports. 18 (6), 5009-5015 (2018).
  15. Yu, J., Dardik, A. A murine model of hind limb ischemia to study angiogenesis and arteriogenesis. Methods in Molecular Biology. 1717, 135-143 (2018).
  16. Pu, L. Q., et al. Enhanced revascularization of the ischemic limb by angiogenic therapy. Circulation. 88 (1), 208-215 (1993).
  17. Takeshita, S., et al. Therapeutic angiogenesis. A single intraarterial bolus of vascular endothelial growth factor augments revascularization in a rabbit ischemic hind limb model. Journal of Clinical Investigation. 93 (2), 662-670 (1994).
  18. Tarlov, I. M. Spinal cord compression studies. III. Time limits for recovery after gradual compression in dogs. AMA Archives of Neurology and Psychiatry. 71 (5), 588-597 (1954).
  19. Westvik, T. S., et al. Limb ischemia after iliac ligation in aged mice stimulates angiogenesis without arteriogenesis. Journal of Vascular Surgery. 49 (2), 464-473 (2009).
  20. Hellingman, A. A., et al. Variations in surgical procedures for hind limb ischaemia mouse models result in differences in collateral formation. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 40 (6), 796-803 (2010).
  21. Liu, Q., et al. CRISPR/Cas9-mediated hypoxia inducible factor-1α knockout enhances the antitumor effect of transarterial embolization in hepatocellular carcinoma. Oncology Reports. 40 (5), 2547-2557 (2018).
  22. Padgett, M. E., McCord, T. J., McClung, J. M., Kontos, C. D. Methods for acute and subacute murine hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54166(2016).
  23. Pellegrin, M., et al. Experimental peripheral arterial disease: new insights into muscle glucose uptake, macrophage, and T-cell polarization during early and late stages. Physiological Reports. 2 (2), 00234(2014).
  24. Sun, Z., et al. VEGF-loaded graphene oxide as theranostics for multi-modality imaging-monitored targeting therapeutic angiogenesis of ischemic muscle. Nanoscale. 5 (15), 6857-6866 (2013).
  25. Craige, S. M., et al. NADPH oxidase 4 promotes endothelial angiogenesis through endothelial nitric oxide synthase activation. Circulation. 124 (6), 731-740 (2011).
  26. Kant, S., et al. Neural JNK3 regulates blood flow recovery after hindlimb ischemia in mice via an Egr1/Creb1 axis. Nature Communications. 10 (1), 4223(2019).
  27. Chevalier, J., et al. Obstruction of small arterioles in patients with critical limb ischemia due to partial endothelial-to-mesenchymal transition. iScience. 23 (6), 101251(2020).
  28. Kosmac, K., et al. Correlations of calf muscle macrophage content with muscle properties and walking performance in peripheral artery disease. Journal of the American Heart Association. 9 (10), 015929(2020).
  29. Mohiuddin, M., et al. Critical limb ischemia induces remodeling of skeletal muscle motor unit, myonuclear-, and mitochondrial-domains. Scientific Reports. 9 (1), 9551(2019).
  30. Ministro, A., et al. Assessing therapeutic angiogenesis in a murine model of hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59582(2019).
  31. Kilarski, W. W., Samolov, B., Petersson, L., Kvanta, A., Gerwins, P. Biomechanical regulation of blood vessel growth during tissue vascularization. Nature Medicine. 15 (6), 657-664 (2009).
  32. Portou, M. J., et al. Hyperglycaemia and ischaemia impair wound healing via Toll-like receptor 4 pathway activation in vitro and in an experimental murine model. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 59 (1), 117-127 (2020).
  33. Dokun, A. O., et al. A quantitative trait locus (LSq-1) on mouse chromosome 7 is linked to the absence of tissue loss after surgical hindlimb ischemia. Circulation. 117 (9), 1207-1215 (2008).
  34. Hazarika, S., et al. MicroRNA-93 controls perfusion recovery after hindlimb ischemia by modulating expression of multiple genes in the cell cycle pathway. Circulation. 127 (17), 1818-1828 (2013).
  35. Fan, W., et al. mTORC1 and mTORC2 play different roles in the functional survival of transplanted adipose-derived stromal cells in hind limb ischemic mice via regulating inflammation in vivo. Stem Cells. 31 (1), 203-214 (2013).
  36. Terry, T., et al. CD34(+)/M-cadherin(+) bone marrow progenitor cells promote arteriogenesis in ischemic hindlimbs of ApoE(-)/(-) mice. PLoS One. 6 (6), 20673(2011).
  37. Kwee, B. J., et al. Treating ischemia via recruitment of antigen-specific T cells. Science Advances. 5 (7), (2019).
  38. Nakada, M. T., et al. Clot lysis in a primate model of peripheral arterial occlusive disease with use of systemic or intraarterial reteplase: addition of abciximab results in improved vessel reperfusion. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 15 (2), Pt 1 169-176 (2004).
  39. Carr, A. N., et al. Efficacy of systemic administration of SDF-1 in a model of vascular insufficiency: support for an endothelium-dependent mechanism. Cardiovascular Research. 69 (4), 925-935 (2006).
  40. Del Giudice, C., et al. Evaluation of a new model of hind limb ischemia in rabbits. Journal of Vascular Surgery. 68 (3), 849-857 (2018).
  41. Liddell, R. P., et al. Endovascular model of rabbit hindlimb ischemia: a platform to evaluate therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 16 (7), 991-998 (2005).
  42. Aboyans, V., et al. 2017 ESC guidelines on the diagnosis and treatment of peripheral arterial diseases, in collaboration with the European Society for Vascular Surgery (ESVS): Document covering atherosclerotic disease of extracranial carotid and vertebral, mesenteric, renal, upper and lower extremity arteriesEndorsed by: the European Stroke Organization (ESO)The Task Force for the Diagnosis and Treatment of Peripheral Arterial Diseases of the European Society of Cardiology (ESC) and of the European Society for Vascular Surgery (ESVS). European Heart Journal. 39 (9), 763-816 (2018).
  43. Lo Sasso, G., et al. The Apoe(-/-) mouse model: a suitable model to study cardiovascular and respiratory diseases in the context of cigarette smoke exposure and harm reduction. Journal of Translational Medicine. 14 (1), 146(2016).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

171ApoE

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved