JoVE Logo
Autores
Entre em contato

Entrar

É necessária uma assinatura da JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou comece sua avaliação gratuita.

Neste Artigo

  • Resumo
  • Resumo
  • Introdução
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discussão
  • Divulgações
  • Agradecimentos
  • Materiais
  • Referências
  • Reimpressões e Permissões

Resumo

Este artigo demonstra uma abordagem cirúrgica eficiente para estabelecer isquemia aguda em camundongos com uma pequena incisão. Essa abordagem pode ser aplicada pela maioria dos grupos de pesquisa sem quaisquer atualizações laboratoriais.

Resumo

O objetivo deste estudo é introduzir e avaliar uma abordagem cirúrgica modificada para induzir isquemia aguda em camundongos que podem ser implementados na maioria dos laboratórios animais. Ao contrário da abordagem convencional para a dupla ligadura da artéria femoral (DLFA), foi feita uma incisão menor na região inguinal direita para expor a artéria femoral proximal (FA) para a realização de DLFA. Em seguida, utilizando uma sutura 7-0, a incisão foi arrastada para a região do joelho para expor a ressonância magnética distal (RM) em membros traseiros bilaterais foi usada para detectar oclusão da FA após a cirurgia. Aos 0, 1, 3, 5 e 7 dias após a cirurgia, a recuperação funcional dos membros posteriores foi avaliada visualmente e avaliada por meio da escala de Tarlov. A avaliação histológica foi realizada após eutanásia dos animais 7 dias após a DLFA. Os procedimentos foram realizados com sucesso na perna direita em dez ApoE-/- camundongos, e nenhum camundongo morreu durante observação subsequente. Os tamanhos de incisão em todos os 10 camundongos foram inferiores a 5 mm (4,2 ± 0,63 mm). Os resultados da ressonância mostraram que o fluxo sanguíneo da FA no lado isquêmico estava claramente bloqueado. Os resultados da escala tarlov demonstraram que a função do membro traseiro diminuiu significativamente após o procedimento e se recuperou lentamente nos 7 dias seguintes. A avaliação histólógica mostrou uma resposta inflamatória significativa no lado isquêmico e reduziu a densidade microvascular no membro traseiro isquêmico. Em conclusão, este estudo introduz uma técnica modificada usando uma incisão em miniatura para realizar isquemia de membros traseiros (HLI) utilizando DLFA.

Introdução

Há necessidade não atendida de modelos animais pré-clínicos para pesquisas em doenças vasculares, como a doença arterial periférica (PAD). Apesar dos desenvolvimentos avançados no diagnóstico e tratamento, houve mais de 200 milhões de pacientes com PAD em2018 1, e seu número está constantemente aumentando. Embora várias novas abordagens terapêuticas2,3,4,5,6,7 tenham sido descritas, a tradução bem sucedida dessas modalidades terapêuticas para a aplicação clínica continua sendo uma tarefa assustadora. Portanto, modelos experimentais in vivo confiáveis e relevantes que simulam a condição da doença humana são necessários para investigar o mecanismo potencial e a eficiência dessas novas abordagens terapêuticas para tratar o PAD6,7.

Hiperlipidemia e aterosclerose (AS) são os principais fatores de risco para o desenvolvimento do PAD. Os camundongos apoE(em uma dieta rica em gordura) apresentam metabolismo de gordura anormal e hiperlipidemia e, posteriormente, desenvolvem placas ateroscleróticas que tornam a ApoE-/- camundongos como a melhor escolha para simular o PAD clinicamente relevante. Os modelos de animais HLI pré-clínicos são gerados por meio da dupla ligadura da artéria femoral (DLFA), que é a abordagem mais utilizada em laboratórios em todo o mundo8,9,10,11,12,13,14,15 para simular isquemia aguda-on-crônica. No entanto, essa abordagem geralmente requer uma incisão relativamente grande e invasiva. Além disso, inevitavelmente leva os animais (especialmente camundongos) a sofrer de aumento da dor e inflamação, o que também influencia os resultados experimentais subsequentes5,6,16,17. Este artigo descreve um modelo HLI agudo-on-crônico em APOE-/- camundongos usando uma incisão muito pequena.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocolo

NOTA: Todos os procedimentos experimentais foram realizados de acordo com a diretriz da CE EC 2010/63/UE e foram aprovados pela legislação alemã local (35-9185.81/G[1]239/18). Dez ApoEmasculinos -/- camundongos com fundo C57BL/6J, pesando 29,6-38,0 g, foram alojados em um ciclo claro/escuro de 12 horas e alimentaram uma dieta ocidental (1,25% de colesterol e 21% de gordura) e ad libitum de água por 12 semanas a partir da idade de 8 semanas. O HLI foi realizado em camundongos de 20 semanas de idade, conforme descrito abaixo.

1. Indução de HLI em ApoE-/- camundongos

  1. Preparar os equipamentos e ferramentas necessários para a cirurgia (ver a Tabela de Materiais e Figura 1). Esterilize os instrumentos cirúrgicos através de autoclaving antes do uso e use um esterilizador de contas de vidro durante a operação.
  2. Anestesiar o camundongo com injeção subcutânea (S.C.) de uma mistura de midazolam (5 mg/kg), medetomidina (0,05 mg/ml/kg) e fentanil (0,5 mg/kg) antes de todos os procedimentos cirúrgicos.
    1. Após o início da anestesia, use a pomada veterinária nos olhos para evitar o ressecamento e confirme a ausência do reflexo de retirada do pedal no membro dianteiro e traseiro.
  3. Em seguida, coloque o mouse em uma almofada de aquecimento para manter a temperatura do núcleo do corpo em aproximadamente 37 °C. Usando cotonetes de algodão e creme de depilação, remova cuidadosamente o cabelo da pele do membro traseiro do lado direito.
    NOTA: O creme de depilação deve ser usado em quantidade suficiente para cobrir a cetim traseira, especialmente a região inguinal onde a incisão será feita. O creme de depilação deve ser usado por uma duração inferior a 3 minutos e deve ser posteriormente removido com cotonetes umedecidos de algodão de 2 a 3 vezes.
  4. Coloque o mouse na posição supina na almofada de aquecimento sob um microscópio dissecando. Use um antisséptico de pele (ver a Tabela de Materiais) para desinfetar a pele do camundongo. Posteriormente, use fórceps pontiagudas e tesoura cirúrgica para fazer uma incisão de aproximadamente 3-4 mm no meio da região inguinal. Consulte a Figura 2 para um esquema do procedimento.
  5. Remova cuidadosamente o tecido adiposo subcutâneo com a ajuda de fórceps pontiagudas finos para expor o feixe neurovascular femoral proximal. Use cuidadosamente os fórceps pontiagudos finos para perfurar a membrana da bainha femoral. Use um cotonete umedecido com soro fisiológico para mover a artéria femoral (FA) cuidadosamente longe do nervo femoral (FN) e veia femoral (FV).
  6. Passe duas suturas absorvíveis 7-0 através da FA proximal, e faça nós duplos usando tesouras de mola para transectar a FA entre os dois laços.
  7. Para expor a FA distal, passe uma sutura 7-0 absorvível através da borda inferior da incisão e arraste suavemente a incisão para a região do lado direito do joelho do membro traseiro.
  8. Mova o tecido subcutâneo de lado cuidadosamente para expor o feixe neurovascular. Use fórceps pontiagudos finos para perfurar a membrana da bainha femoral, e dissecar a FA da FV e FN.
  9. Passe duas suturas absorvíveis 7-0 através da FA distal, e faça nós duplos. Use uma tesoura de mola para transectar a FA entre os dois laços.
    NOTA: Não foi realizada ligadura no membro esquerdo, que serviu como controle em cada rato.
  10. Depois, use suturas absorvíveis 6-0 para costurar a incisão. Coloque o mouse em uma almofada de aquecimento em uma gaiola limpa e continue monitorando seus parâmetros vitais até a recuperação. Fornecer analgésicos pós-operatórios: Buprenorfina s.c. (0,1 mg/kg de peso corporal a cada 8 horas durante 48 h). 48 h após a operação, administrar metamizole em água potável (24 mg/5mL de água corresponde a uma dose de 200 mg/kg 4 vezes por dia).

2. Ressonância magnética

NOTA: Um dia após a DLFA, os camundongos devem ser submetidos a ressonâncias magnéticas para avaliar o bloqueio da FA.

  1. Coloque o mouse em uma câmara de indução transparente e anestesia o mouse com isoflurane de 1,5-2% no ar ambiente até a perda do reflexo de retração.
  2. Coloque o mouse em uma cama de animal aquecida equipada com um suporte de mordida e posicionada em direção ao ímã com um sistema controlado por laser. Mantenha a temperatura do corpo em 37±1 °C.
  3. Durante a aquisição de imagens, mantenha a anestesia com 1,5-2% de isoflurane no ar ambiente, e monitore a respiração usando uma sonda de pressão.
  4. Adquira imagens na orientação de fatia transversal usando uma sequência de angiografia tridimensional (3D) com tempo de eco de parâmetro (TE)/tempo de repetição (TR)/flip angle (FA) = 2 ms/12 ms/13°, quatro médias, uma matriz de aquisição de 178 x 144 reconstruída para 256 x 192 e 121 fatias, resultando em uma resolução isotrópica de 0,15 mm3. Para suprimir o sinal das veias, coloque uma fatia de saturação distally para os membros traseiros.

3. Avaliação clínica e acompanhamento

  1. Estime a recuperação funcional nos1º,3º,5ºe7º dias após a cirurgia utilizando a pontuação funcional Tarlov escala18,19 (Tabela 1).

4. Avaliação histológica

  1. Sete dias após a cirurgia, aplique injeção pentobarbital (115 mg/kg) para eutanásia dos camundongos.
  2. Solução salina tamponada de fosfato perfuse (PBS) contendo 1% de paraformaldeído (PFA) através do ventrículo cardíaco esquerdo (100 mL por rato). Fixar o gastrocnemius bilateral (Gm) dos camundongos em 4% pfa durante a noite a 4 °C.
  3. Incorporar a amostra em parafina de acordo com o protocolo descrito anteriormente20.
    1. Corte seções de 4-5 μm de espessura do bloco de tecido embutido em parafina em um microtome. Com a ajuda de uma escova de tinta redonda, coloque as seções de tecido cortado no banho de água mantidas a 42°C.
    2. Insira o slide do microscópio na água em um ângulo de 45° e posicione-o cuidadosamente sob o grupo de seções a serem coletadas.
    3. Levante cuidadosamente o escorregador da água e deixe que as seções se conectem ao escorregador e seque durante a noite na incubadora de bancada a 37 °C.
  4. Realizar a coloração de hematoxilina/eosina (HE) das seções de parafina.
    1. Coloque os slides contendo as seções em suportes de slides. Prepare 3 recipientes de xileno fresco e coloque os slides em cada recipiente por 5 minutos para desparafinar as seções.
    2. Reidratar as seções mergulhando as fatias sucessivamente em 96%, 80%, 70%, 50%, 30% etanol e água deionizada por 5 min cada.
    3. Mancha na solução de hematoxilina por 10 minutos.
    4. Transfira as fatias para um recipiente de água deionizada e enxágue colocando sob água da torneira por 5 minutos.
    5. Usando um microscópio, verifique a intensidade da coloração da hematoxilina. Se a coloração permitir a identificação dos núcleos celulares claramente, continue para o próximo passo. Se a intensidade de coloração não facilitar a identificação dos núcleos celulares ou se a intensidade da coloração for fraca, coloque o slide na solução de hematoxilina por 1 min, repita a lavagem com água (passo 4.4.4) e depois verifique novamente.
    6. Contra-retenção na solução eosin-Y por 5 min.
    7. Desidratar as seções mergulhando as fatias sucessivamente em recipientes contendo água desionizada e 30%, 50%, 70%, 80% e 96% de etanol sucessivamente por uma duração de 10 s cada. Em seguida, coloque as seções sequencialmente em três recipientes de xileno fresco por 10 s cada.
    8. Coloque os slides horizontalmente em mapas microscópicos de armazenamento de slides com as seções voltadas para cima. Adicione o meio de montagem suficiente no slide e monte os slides com tampas.
  5. Realizar a coloração imunohistoquímica (IHC) das seções de parafina.
    1. Repetição de desparaffinização e reidratação passos 4.4.1-4.4.2. Em seguida, mergulhe as seções em um recipiente com tampão citrato de sódio de 10 mM, pH 6, e leve a amostra para ferver em um micro-ondas.
      NOTA: Como o excesso ou o aquecimento excessivo das amostras pode causar manchas inconsistentes, mantenha a temperatura um pouco abaixo do ponto de ebulição por 10 minutos.
    2. Em seguida, esfrie as seções em um banco por 30 minutos. Depois disso, lave as seções na PBS três vezes por 5 minutos. Seque cuidadosamente a área ao redor da amostra, e desenhe um grande círculo em torno da amostra usando uma caneta hidrofóbica. .
      NOTA: Nunca toque na amostra. A marcação com uma caneta hidrofóbica cria um limite hidrofóbico, o que facilita o uso de um volume menor de solução de anticorpos.
    3. Sacie a atividade de peroxidase endógena colocando a seção em 0,3% H2O2 na PBS por 10 minutos. Seções de bloco com 400 μL de tampão de bloco (PBS contêm 3% de albumina de soro bovino e 0,3% de detergente não iônico) para 1 h à temperatura ambiente em uma câmara umidificada.
    4. Lave as seções em PBS por 5 minutos. Em seguida, adicione 100-400 μL de anticorpo anti-CD31 diluído (1:250) o suficiente para cobrir a seção. Na sequência, incubar seções durante a noite a 4 °C em uma câmara umidificada.
      NOTA: Certifique-se de que a seção está completamente coberta com a solução de anticorpos.
    5. Remova o anticorpo primário e lave as seções três vezes em PBS por uma duração de 5 minutos cada.
    6. Prepare a mistura de 3, 3'-diaminobenzidina (DAB) adicionando 1 gota do concentrado DAB a 1 mL do diluente DAB e misture bem. Em seguida, adicione 100-400 μL de mistura DAB às seções e monitore de perto por olho por 2 minutos até que seja observada uma intensidade de coloração aceitável.
      NOTA: Certifique-se de que a seção está completamente coberta com a mistura DAB.
    7. Depois, enxágue sob água da torneira por 5 minutos. Realizar a coloração de hematoxilina conforme descrito nas etapas 4.4.3-4.4.5.
    8. Realizar coloração eosin-Y descrita na etapa 4.4.6. Realizar etapas de desidratação descritas na etapa 4.4.7.
    9. Montei as seções com tampas usando meio de montagem. Use o ImageJ para estimar o percentual de área positiva cd31 (%) em 5 campos selecionados aleatoriamente (40x) que podem ser considerados como densidade microvascular como descrito anteriormente21.

5. Análise estatística

  1. Use software de análise estatística para expressar os resultados como ± desvio padrão médio e para realizar teste tnão remunerado nas comparações. Considere P < 0,05 como estatisticamente significante.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Resultados

Características do ApoE-/- ratos
As cirurgias de DLFA foram realizadas com sucesso em 10 camundongos para estabelecer o modelo HLI, e nenhum dos camundongos morreu após o procedimento. Para acompanhar as mudanças no peso corporal, os camundongos foram pesados antes do procedimento DLFA (Pré-DLFA) e 7 dias após a cirurgia de DLFA (Pós-DLFA). Os pesos pré-DLFA variaram de 29,6 a 38,0 g (média de 34,74 ± 2,47 g), e os pesos pós-DLFA variaram de 26.5...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussão

Este estudo relata uma abordagem modificada, simplificada e cirurgicamente eficiente para estabelecer um modelo HLI em ApoE-/- camundongos usando ligadura dupla nas regiões proximais e distais da FA através de uma incisão de 3-4 mm sem quaisquer atualizações laboratoriais necessárias. A principal característica deste método é o tamanho menor da incisão em comparação com estudos relatados anteriormente descrevendo os modelos HLI do mouse8,9<...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Divulgações

Os autores declaram que o conteúdo do artigo foi composto na ausência de quaisquer relações comerciais ou financeiras que possam ser interpretadas como um potencial conflito de interesses.

Agradecimentos

Os autores agradecem a Viktoria Skude, Alexander Schlund e Felix Hörner pelo excelente apoio técnico.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materiais

NameCompanyCatalog NumberComments
10x Phosphate buffer salineRoth9143.1Used for haematoxylin and eosin stain and immunohistochemistry stain
30% H2O2Roth9681.2Used for immunohistochemistry stain
6-0 absorbable suturesPROLENE8776HUsed for stitching the skin
6-0 absroable suturePROLENEEP8706Used in Surgery
7-0 absorbable suturesPROLENEEH8021EUsed for ligating the artery
7-0 absroable suturePROLENEEP8755Used in Surgery
Acetic acidRoth6755.1Used for haematoxylin and eosin stain
Albumin Fraktion VRoth8076.2Used for immunohistochemistry stain
AutoclaveSystec GmbHSystec VX-150Used for the sterilisation of the surgical instruments
Axio vert A1 microscopeCarl ZeissZEISS Axio Vert.A1Used for viewing and taking the pictures from haematoxylin and eosin stain and immunohistochemistry stain
Bruker BioSpec 94/20 AVIIIBruker Biospin MRI GmbHN/AScan the femoral artery blockage
Buprenovet Sine 0,3mg/mlBayer AG2542 (WDT)Used in post operative pain-management. Dose - 0.1 mg/kg body weight every 8 hours for 48 h after operation
CD31 antibodyAbcamab28364Used for immunohistochemistry stain
Eosin Y solution 0.5 % in waterRothX883.1Used for haematoxylin and eosin stain
Epitope Retrieval Solution pH 6Leica Biosystems6046945Used for immunohistochemistry stain
Ethanol ≥ 99,5 %Roth5054.1Used for haematoxylin and eosin stain and immunohistochemistry stain
FentanylCayman Chemical437-38-7Used for anesthesia
Fine point forcepsMedixplus93-4505SUsed for separating the artery from nerve and vein
Glass bead sterilisatorSimon KellerType 250Used for sterilisation of the surgical instruments
Graefe iris forceps curvedVUBUVUBU-02-72207Used for blunt separation of skin and subcutaneous tissue
Hair Remover cream, Veet (with aloe vera)Reckitt Benckiser108972Remove hair from mice hind limbs
Heating plateSTÖRK-TRONIC7042092Keep the satble temperature of mice
HematoxylinRothT865.2Used for haematoxylin and eosin stain and immunohistochemistry stain
Leica surgical microscopeLeicaM651Enlarge the field of view to facilitate the operation
Liquid DAB+Substrate Chromogen SystemDakoK3468Used for immunohistochemistry stain
Male ApoE-/- miceCharles River LaboratoriesN/AUsed for establish the Peripheral artery disease mice model
MedetomidineCayman Chemical128366-50-7Used for anesthesia
Micro Needle HolderBlack & Black SurgicalB3B-18-8Holding the needle
Micro suture tying forcepsLife Saver Surgical IndustriesPS-MSF-145Used to assist in knotting during surgery
MicrotomeBiobaseBk-Mt268mUsed for tissue sectioning
MidazolamRatiopharm44856.01.00Used for anesthesia
MR-compatible Small Animal Monitoring and Gating System Model 1025SA InstrumentsN/amonitoring vital signs of animal during MRI scan
Octeniderm farblosSchülke & Mayr GmbH180212used for disinfection of the skin
Ointment for the eyes and noseBayer AG1578675Keep the eyes wet under the anesthesia
ParaformaldehydeRoth0335.1Used for fixation of the tissue
PentobarbitalNembutal76-74-4Used for anesthesia
SalineDeltaSelect1299.99.99Used for anesthesia
Spring handle scissors with fine, sharp tipsBlack & Black SurgicalB66167Used for cutting the artery
SuperCut ScissorsBlack & Black SurgicalB55992Used for cutting the skin
Triton X-100Roth9002-93-1Used for immunohistochemistry stain
Western diet, 1.25% Cholesterolssniff Spezialdiäten GmbHE15723-34Diet for the mice
XyleneRoth4436.3Used for haematoxylin and eosin stain and immunohistochemistry stain

Referências

  1. Shu, J., Santulli, G. Update on peripheral artery disease: Epidemiology and evidence-based facts. Atherosclerosis. 275, 379-381 (2018).
  2. Tateishi-Yuyama, E., et al. Therapeutic angiogenesis for patients with limb ischaemia by autologous transplantation of bone-marrow cells: a pilot study and a randomised controlled trial. Lancet. 360 (9331), 427-435 (2002).
  3. Wang, Z. X., et al. Efficacy of autologous bone marrow mononuclear cell therapy in patients with peripheral arterial disease. Journal of Atherosclerosis and Thrombosis. 21 (11), 1183-1196 (2014).
  4. Botham, C. M., Bennett, W. L., Cooke, J. P. Clinical trials of adult stem cell therapy for peripheral artery disease. Methodist Debakey Cardiovascular Journal. 9 (4), 201-205 (2013).
  5. van Weel, V., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression in ischemic skeletal muscle enhances myoglobin expression in vivo. Circulation Research. 95 (1), 58-66 (2004).
  6. Olea, F. D., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression does not enhance adipose stromal cell-induced protection on muscle damage in critical limb ischemia. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (1), 184-188 (2015).
  7. Peeters Weem, S. M. O., Teraa, M., de Borst, G. J., Verhaar, M. C., Moll, F. L. Bone marrow derived cell therapy in critical limb ischemia: a meta-analysis of randomized placebo controlled trials. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 50 (6), 775-783 (2015).
  8. Crawford, R. S., et al. Divergent systemic and local inflammatory response to hind limb demand ischemia in wild-type and ApoE-/- mice. Journal of Surgical Research. 183 (2), 952-962 (2013).
  9. Niiyama, H., Huang, N. F., Rollins, M. D., Cooke, J. P. Murine model of hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (23), e1035(2009).
  10. Brenes, R. A., et al. Toward a mouse model of hind limb ischemia to test therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular Surgery. 56 (6), 1669-1679 (2012).
  11. Peck, M. A., et al. A functional murine model of hindlimb demand ischemia. Annals of Vascular Surgery. 24 (4), 532-537 (2010).
  12. Lejay, A., et al. A new murine model of sustainable and durable chronic critical limb ischemia fairly mimicking human pathology. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 49 (2), 205-212 (2015).
  13. Nagase, H., Yao, S., Ikeda, S. Acute and chronic effects of exercise on mRNA expression in the skeletal muscle of two mouse models of peripheral artery disease. PLoS One. 12 (8), 0182456(2017).
  14. Fu, J., et al. Hydrogen molecules (H2) improve perfusion recovery via antioxidant effects in experimental peripheral arterial disease. Molecular Medicine Reports. 18 (6), 5009-5015 (2018).
  15. Yu, J., Dardik, A. A murine model of hind limb ischemia to study angiogenesis and arteriogenesis. Methods in Molecular Biology. 1717, 135-143 (2018).
  16. Pu, L. Q., et al. Enhanced revascularization of the ischemic limb by angiogenic therapy. Circulation. 88 (1), 208-215 (1993).
  17. Takeshita, S., et al. Therapeutic angiogenesis. A single intraarterial bolus of vascular endothelial growth factor augments revascularization in a rabbit ischemic hind limb model. Journal of Clinical Investigation. 93 (2), 662-670 (1994).
  18. Tarlov, I. M. Spinal cord compression studies. III. Time limits for recovery after gradual compression in dogs. AMA Archives of Neurology and Psychiatry. 71 (5), 588-597 (1954).
  19. Westvik, T. S., et al. Limb ischemia after iliac ligation in aged mice stimulates angiogenesis without arteriogenesis. Journal of Vascular Surgery. 49 (2), 464-473 (2009).
  20. Hellingman, A. A., et al. Variations in surgical procedures for hind limb ischaemia mouse models result in differences in collateral formation. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 40 (6), 796-803 (2010).
  21. Liu, Q., et al. CRISPR/Cas9-mediated hypoxia inducible factor-1α knockout enhances the antitumor effect of transarterial embolization in hepatocellular carcinoma. Oncology Reports. 40 (5), 2547-2557 (2018).
  22. Padgett, M. E., McCord, T. J., McClung, J. M., Kontos, C. D. Methods for acute and subacute murine hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54166(2016).
  23. Pellegrin, M., et al. Experimental peripheral arterial disease: new insights into muscle glucose uptake, macrophage, and T-cell polarization during early and late stages. Physiological Reports. 2 (2), 00234(2014).
  24. Sun, Z., et al. VEGF-loaded graphene oxide as theranostics for multi-modality imaging-monitored targeting therapeutic angiogenesis of ischemic muscle. Nanoscale. 5 (15), 6857-6866 (2013).
  25. Craige, S. M., et al. NADPH oxidase 4 promotes endothelial angiogenesis through endothelial nitric oxide synthase activation. Circulation. 124 (6), 731-740 (2011).
  26. Kant, S., et al. Neural JNK3 regulates blood flow recovery after hindlimb ischemia in mice via an Egr1/Creb1 axis. Nature Communications. 10 (1), 4223(2019).
  27. Chevalier, J., et al. Obstruction of small arterioles in patients with critical limb ischemia due to partial endothelial-to-mesenchymal transition. iScience. 23 (6), 101251(2020).
  28. Kosmac, K., et al. Correlations of calf muscle macrophage content with muscle properties and walking performance in peripheral artery disease. Journal of the American Heart Association. 9 (10), 015929(2020).
  29. Mohiuddin, M., et al. Critical limb ischemia induces remodeling of skeletal muscle motor unit, myonuclear-, and mitochondrial-domains. Scientific Reports. 9 (1), 9551(2019).
  30. Ministro, A., et al. Assessing therapeutic angiogenesis in a murine model of hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59582(2019).
  31. Kilarski, W. W., Samolov, B., Petersson, L., Kvanta, A., Gerwins, P. Biomechanical regulation of blood vessel growth during tissue vascularization. Nature Medicine. 15 (6), 657-664 (2009).
  32. Portou, M. J., et al. Hyperglycaemia and ischaemia impair wound healing via Toll-like receptor 4 pathway activation in vitro and in an experimental murine model. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 59 (1), 117-127 (2020).
  33. Dokun, A. O., et al. A quantitative trait locus (LSq-1) on mouse chromosome 7 is linked to the absence of tissue loss after surgical hindlimb ischemia. Circulation. 117 (9), 1207-1215 (2008).
  34. Hazarika, S., et al. MicroRNA-93 controls perfusion recovery after hindlimb ischemia by modulating expression of multiple genes in the cell cycle pathway. Circulation. 127 (17), 1818-1828 (2013).
  35. Fan, W., et al. mTORC1 and mTORC2 play different roles in the functional survival of transplanted adipose-derived stromal cells in hind limb ischemic mice via regulating inflammation in vivo. Stem Cells. 31 (1), 203-214 (2013).
  36. Terry, T., et al. CD34(+)/M-cadherin(+) bone marrow progenitor cells promote arteriogenesis in ischemic hindlimbs of ApoE(-)/(-) mice. PLoS One. 6 (6), 20673(2011).
  37. Kwee, B. J., et al. Treating ischemia via recruitment of antigen-specific T cells. Science Advances. 5 (7), (2019).
  38. Nakada, M. T., et al. Clot lysis in a primate model of peripheral arterial occlusive disease with use of systemic or intraarterial reteplase: addition of abciximab results in improved vessel reperfusion. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 15 (2), Pt 1 169-176 (2004).
  39. Carr, A. N., et al. Efficacy of systemic administration of SDF-1 in a model of vascular insufficiency: support for an endothelium-dependent mechanism. Cardiovascular Research. 69 (4), 925-935 (2006).
  40. Del Giudice, C., et al. Evaluation of a new model of hind limb ischemia in rabbits. Journal of Vascular Surgery. 68 (3), 849-857 (2018).
  41. Liddell, R. P., et al. Endovascular model of rabbit hindlimb ischemia: a platform to evaluate therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 16 (7), 991-998 (2005).
  42. Aboyans, V., et al. 2017 ESC guidelines on the diagnosis and treatment of peripheral arterial diseases, in collaboration with the European Society for Vascular Surgery (ESVS): Document covering atherosclerotic disease of extracranial carotid and vertebral, mesenteric, renal, upper and lower extremity arteriesEndorsed by: the European Stroke Organization (ESO)The Task Force for the Diagnosis and Treatment of Peripheral Arterial Diseases of the European Society of Cardiology (ESC) and of the European Society for Vascular Surgery (ESVS). European Heart Journal. 39 (9), 763-816 (2018).
  43. Lo Sasso, G., et al. The Apoe(-/-) mouse model: a suitable model to study cardiovascular and respiratory diseases in the context of cigarette smoke exposure and harm reduction. Journal of Translational Medicine. 14 (1), 146(2016).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reimpressões e Permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou figuras deste artigo JoVE

Solicitar Permissão

Explore Mais Artigos

BiologiaEdi o 171modelo de isquemia de membros traseiroscamundongosabordagem cir rgicaart ria femoralApoE camundongos

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacidade

Termos de uso

Políticas

Entre em contato

recomende à biblioteca

Newsletter

Pesquisa

Educação

Autores

Bibliotecários

SOBRE A JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados