JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

הפרוטוקול הנוכחי מתאר פגיעות עצב היקפי טראומטיות (TPNIs), כולל ריסוק מכויל במדויק, חתך מיושר ולא מיושר, כמו גם מרווחים מושתלים ולא מושתלים של העצב הסיאטי בעכברים. חיישנים שתוכננו בהתאמה אישית פותחו כדי לאמוד טראומה עצבית, המושרה באמצעות כלים זמינים בדרך כלל כדי להבטיח תוצאות ניתנות לשחזור לאחר TPNI.

Abstract

פגיעה עצבית היקפית טראומטית (TPNI) היא גורם שכיח לתחלואה בעקבות טראומה אורתופדית. שיטות מדויקות וניתנות לשחזור לפגיעה בעצבים ובשרירים מפרקים הן כבר מזמן מטרה במחקר שרירים ושלד. גפיים רבות שנפגעו טראומטית סובלות מטראומה עצבית המגדירה את התוצאה ארוכת הטווח של המטופל. במשך מספר שנים פותחו שיטות מדויקות ליצירת פגיעות עצביות מיקרו-כירורגיות, כולל ריסוק, חתכים והשתלת פער עצבי, המאפשרות הערכות תוצאות הניתנות לשחזור. יתר על כן, נוצרות שיטות חדשות יותר לפציעות ריסוק מכוילות המציעות מתאמים רלוונטיים מבחינה קלינית עם תוצאות המשמשות להערכת חולים אנושיים. העקרונות של מניפולציה מינימלית כדי להבטיח שונות נמוכה בפגיעה עצבית מאפשרים להוסיף עוד פגיעות רקמות קשורות למודלים אלה. זה כולל ריסוק שרירים ישיר ומרכיבים אחרים של פגיעה בגפיים. לבסוף, הערכת ניוון וניתוח מדויק של תוצאות התנהגותיות הופכות את השיטות הללו לחבילה שלמה לחקר טראומת שרירים ושלד המשלבת באופן מציאותי את כל המרכיבים של פגיעה בגפיים טראומטיות אנושיות.

Introduction

פגיעה עצבית היקפית טראומטית (TPNI) היא גורם שכיח לתחלואה לאחר טראומה אורטופדית 1,2,3. מדי שנה, כ-3% מחולי הטראומה סובלים מפגיעה עצבית 1,4, בשכיחות של 3,50,000 מקרים5, וכתוצאה מכך 50,000 תיקונים כירורגיים6. TPNIs מתרחשים בטווח רחב של חומרה, וההתאוששות התפקודית תלויה ישירות בסוג ובחומרת הפציעות הללו 7,8,9. טראומה פחות חמורה (למשל, ריסוק קל, חתך לא שלם וכו') תפגע תחילה במעטפת המיאלין ובאקסונים, בעוד שכוחות חמורים יותר (למשל, ריסוק חמור, חתכים מלאים וכו') ישבשו את רקמות עצב החיבור; לדוגמה, האנדונויריום, הפרינוריום והאפינוריום בנוסף למיאלין ולאקסונים 1,10. חולים עם TPNI מקווים שתפקוד העצבים יחזור בסופו של דבר, וניוון השרירים יתהפך. עשרות שנים של מחקר לא סיפקו טיפולים מדויקים כדי לשפר או להבטיח החלמה מלאה למרות ההתקדמות בהליכי הטיפול11,12.

חתכים עצביים לא יחלימו ללא תיקון כירורגי, המבוצע לרוב תחת המיקרוסקופ. תיקונים מבוצעים בדרך כלל מקצה לקצה, תוך מאמץ להבטיח שאתר התיקון לא יהיה במתח. השתלת עצב משמשת כדי להבטיח שהתיקונים יהיו ללא מתח13,14. למרות השיטות המתקדמות לכאורה המשמשות בתיקונים אלה, התאוששות תפקודית בדרך כלל אינה מרשימה11,12. השיקום לרוב אינו שלם ולא מספק. ההתאוששות התפקודית האופטימלית דורשת אקסונים מתחדשים כדי לחצות את אתר הפגיעה (גשר העצבים) ולעצב את איבר המטרה. תהליכים אלה מסובכים על ידי כיוון שגוי אקסונלי או עיכוב גדילה, וכתוצאה מכך ניוון שרירים ובסופו של דבר כישלון להתאושש 15,16,17,18. הוכח כי תוצאות תפקודיות לאחר תיקון עצבי (למשל, תפירה מקצה לקצה, איזוגרפטינג וכו') תלויות בדיוק של מיקום פאסיקולרי19,20. כיווניות נכונה של גדמי העצב העוברים והמעגלים שלהם היא אפוא קריטית בתיקון עצבי, שבלעדיו ניתן לצפות להתאוששות תפקודית לקויה גם עם התחדשות אקסונלית אופטימלית. תיקון תפרים מיקרוכירורגי עצמו הוא תהליך טראומטי, ומעט התרחש במונחים של שיטות חדשות לשיפור התוצאות באופן דרסטי. התחום חסר מודלים של בעלי חיים הניתנים לשחזור עצבים, מה שמביא לפערים צפויים המאפשרים מדידות התאוששות אמינות ברמה התפקודית והרקמתית. שיטות כאלה, אם קיימות, יאפשרו אפיון של התחדשות עצבית ללא הבעיות של שינויים משתנים בכלי הדם העצביים וניוון לאחר ניתוק עצבים 21,22. קבוצות רבות משתדלות להשתמש במודלים טובים יותר המגבילים סוג זה של שונות. דרך אחת היא להבטיח שתיקוני עצבים יעברו מניפולציה מינימלית, וגדמי העצבים יהיו מנוגדים לחלוטין.

זה מושג בצורה הטובה ביותר על ידי שימוש בטכניקת חתך עצבים היקפית סטנדרטית הנקראת חיתוך מדורג ודבק פיברין (STG). התיקונים בדגם STG זה מאובטחים באמצעות דבק פיברין, ומרחקי הרווח מתוקננים וממוזעריםל-21,22. דבק פיברין עצמו משמש בבני אדם לתיקונים אלה, ככל הנראה מאותן סיבות, יחד עם השפעותיו המועילות על היווצרות צלקות לאחר התיקון23,24. המפתח לשיטה הנוכחית הוא שתיקון העצבים מתחיל לפני השלמת הקרע, מה שמבטיח דפוס פציעה קבוע. שיטה נוכחית זו הראתה מכנה משותף הדוק לפתופיזיולוגיה האופיינית של חתך עצבים עם התפירה האפינורלית בתקן הזהב, וההשפעה השלילית של דבק פיברין לא נצפתה על התחדשות העצבים. תיקון חתך העצב הסיאטי עם דבק פיברין בעכברים משפר את התארכות האקסון בהשוואה להתחדשות עצבית מוקדמת באמצעות תפירה, וממצאים אלה עולים בקנה אחד עם STG. STG נהנה גם מעקרון המניפולציה המינימלית, שבו לעולם לא נוגעים בעצב למיקום תפר21. זה למעשה מתקנן את הטראומה העצבית הקשורה לתיקון במודל. עקרונות דומים שימשו לחקירת חוסר יישור על ידי היפוך העצב לפני הדבקת22. זה איפשר השוואה ישירה של פגיעות עצביות שבהן כמעט אותה כמות של מניפולציה תרמה להבדלים ביישור ללא הגדלת הפער או הטראומה. זה הקל על בחינה ישירה של השפעת היישור על שינויים נוירו-וסקולריים הנגרמים על ידי פגיעה עצבית21,22, ניוון שרירים21,22 והתאוששות תפקודית21,22. החקירה הנוכחית היא כל מה שמאפשר לחקור גדמי עצב לא מיושרים בכוונה ובדייקנות.

רוב העצבים ב-TPNI אינם מנותקים, אין להם פער או פגם, ונראה שהם מסוגלים להתאושש, ובכל זאת ברבים מהמקרים הללו, הגפיים נשארות לא מתפקדות לצמיתות מפגיעות עצביות והתערבויות מבולבלות. TPNIs ניסיוניים מבוצעים בדרך כלל על פציעות ריסוק עצב סיאטי של מכרסמים (SNCIs) באמצעות נהגי מחט נעילה (NDs), מלקחיים או מכשירים דומים, ומנתח מנוסה ליצירת פציעת ריסוק מדויקת וניתנת לשחזור 25,26,27,28,29,30. מודלים של בעלי חיים SNCI תלויים בדיוק מפעיל מולד כדי להגביל את שינוי הלחץ, אך זה אף פעם לא נמדד במפורש. התוצאה היא שונות בין בעלי חיים למחקרים, ללא הנחיות ברורות לגבי הלחץ המתוקנן. לפיכך, צפוי כי היכולת לספק ולדווח במדויק על סדרה קוהרנטית ומדויקת של פציעות בעוצמות ידועות שונות עשויה להועיל לתחום ה-TPNI. מודל מושלם יכול לספק SNCI של חומרת פגיעה עצבית ידועה לכל בעל חיים על ידי כל מעבדה או חוקר לצורך מחקר אותנטי ושכפול מכשירים. כדי לטפל במחסור זה, נבנה מכשיר דיגיטלי מכויל ייחודי המכיל נגד רגיש לכוח (FSR), המיומן בדיווח על הלחץ (בזמן אמת) המופעל על עצב. לאחר מכן נבדק מכשיר זה לשכפול של לחצי פציעות ריסוק שונים המופעלים על ידי סוגים שונים של מלקחיים ו-NDs31.

לבסוף, פותחה שיטה ספציפית לטיפול בפערים בעצב32. פערי העצבים בספרות מושרים על ידי הסרת קטע עצב ולאחר מכן תיקונו בחזרה לפגם 13,33,34. המניפולציה הנדרשת להליך כירורגי זה מורכבת לרוב עם תפירה, וגדמי העצב נסוגים באופן משתנה 21,32,34. הוא התבסס על ההיגיון שבאמצעות שתלי עצב איזוגניים גדולים מדי, נסיגת גדם העצב לעולם לא תהווה בעיה32. השיטה דרשה ניתוח בו זמנית בשניים או שלושה בעלי חיים בבת אחת, תוך לקיחת שתל של 7 מ"מ לתוך פגם של 5 מ"מ שנגרם בבעל חיים אחר. גודל הפגם של החיה השנייה שימש לאחר מכן להשתלת פגם קטן עוד יותר בבעל חיים אחר במידת הצורך. זה הביא לשיטה מקיפה לניתוח בו זמנית להשתלת פגמים בעצבים תורמים שתמיד גדולים יותר מהפגם העצבי כדי להבטיח תיקון ללא מתח. בשילוב עם הדרישה למניפולציה מינימלית, זה מציע דרך לחקור את אורך השתל ישירות בבעלי חיים סינגניים ללא פערי שתל אסימטריים שנמצאים בכל מקום בספרות 20,32,34.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

תכנון הניסוי והפרוטוקולים של בעלי חיים אושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (IACUC) במכללה לרפואה של אוניברסיטת פן סטייט. עכברים זכרים בוגרים C57BL/6J, בני 10 שבועות, במשקל 20-25 גרם, שימשו למחקרים. בעלי החיים שוכנו במתקן בעלי החיים בתנאי ניהול בעלי חיים סטריליים, והם התאקלמו לפחות 5 ימים לפני ביצוע המחקרים.

1. הכנת בעלי חיים

  1. יש להרדים את בעלי החיים לעומק באמצעות קוקטייל של קטמין (100 מ"ג/ק"ג) וקסילזין (10 מ"ג/ק"ג) באמצעות הזרקה תוך-צפקית באמצעות מחט של 26 גרם.
  2. גלחו את הגפה האחורית הימנית והגב התחתון של בעלי החיים באמצעות גוזם ולאחר מכן נקו עם אלכוהול מוכן בתמיסת פובידון-יוד 10% באמצעות אפליקטורים סטריליים עם קצה כותנה (ראה טבלת חומרים).
  3. מרחו משחת סיכה עיניים על העיניים באמצעות אפליקטורים סטריליים עם קצה כותנה כדי למנוע יובש בעיניים.
  4. לאחר ההכנה, הניחו את בעלי החיים על כרית חימום הומותרמית (ראו טבלת חומרים) כדי לשמור על טמפרטורת הגוף על 37 מעלות צלזיוס.
  5. הדביקו את הגפיים האחוריות של העכברים על כרית החימום ומקמו אותן בזהירות בצורה סימטרית כך שמפרק הברך יוצר זווית ישרה עם הגוף.
  6. עקר את כל כלי הניתוח על ידי חיטוי ולאחר מכן הנח אותם על הכרית הסטרילית.
    הערה: על המנתח ללבוש מסכה סטרילית, חלוק וכפפות לפני ביצוע ניתוחים.

2. יצירת מודל פגיעה עצבית היקפית טראומטית (TPNI)

  1. לאחר ההכנה, בצע חתך עור לרוחב (~2 ס"מ) לאורך עצם הירך באמצעות מספריים ומיקרוסקופ דו-עיני זום סטריאו מדויק (ראה טבלת חומרים).
  2. חשוף בצורה בוטה את העצב הסיאטי (SN) דרך הרצועה האיליוטיביאלית באמצעות מספריים מנתחים ומלקחיים מיקרו-כירורגיים. הימנע מכל נזק מכני יאטרוגני ל-SN.
  3. סגור את העור עם סיכות כירורגיות לאחר ניתוחי TPNI (שלבים 4-9). תן בופרנורפין בשחרור איטי (0.05 מ"ג/ק"ג) (ראה טבלת חומרים) תת עורית לכל בעלי החיים כמשכך כאבים.
  4. בצע פגיעת ריסוק עצב סיאטי (SNCI) לפי השלבים הבאים.
    1. מקם את ה-SN כ-3 מ"מ פרוקסימלי לטרי-פרקציה בצורה שטוחה בין קצות המלקחיים (איור 1A).
      הערה: יש לנקוט בזהירות רבה כדי להימנע ממיקום מעוות, מה שמביא לשינויים בתוצאות הניסוי בין בעלי חיים/קבוצות.
    2. בצע את ה-SNCI באמצעות מלקחיים מכוילים וג'יגים אלומיניום מותאמים-במיוחד (איור 1C)31,35 כדי לגרום ללחץ ספציפי על רוחב קבוע (3.5 מ"מ).
      הערה: הפרטים של מכשיר חיישן הלחץ הדיגיטלי עבור SNCI באמצעות מלקחיים מכוילים וג'יגים משעממים מותאמים אישית מוזכרים בדוחות שפורסמו בעבר31,35. ג'יגים מותאמים אישית נעשו על ידי חורים משעממים בחתיכות אלומיניום קטנות. ג'יגים אלה מאושרים לייצר לחצים ספציפיים באמצעות חיישן לחץ דיגיטלי, תוך שימוש בחלקים ומפרטים הזמינים לציבור ותוארו קודם לכן31,35.
    3. אחרי המיקום, דחפו את הג'יג בעדינות כדי להגיע לבלוק שעל המלקחיים, ואחרי 30 שניות, שחררו את הג'יג באיטיות ואשרו את הפגיעה על ידי המבנה המשתנה של העצב (איור 1B).
      הערה: השינויים המבניים של העצב מאשרים את מידת חומרת הפציעה. ניתן לאמת זאת באמצעות מיקרוסקופיה במקרים משפטיים.
    4. לאחר SNCI, קברו את העצב בין השרירים בזהירות כדי למנוע פגיעה יאטרוגנית על ידי מנתח.
      הערה: פציעות הריסוק שנגרמו על ידי מלקחיים מכוילים היו מדויקות, אמינות וניתנות לשחזור, אשר הוקמו באמצעות מכשיר חיישן לחץ צביטהמדויק 31 (איור 1D). מהלך הזמן של לחץ פציעת ריסוק בזמן אמת על ידי ג'יג שונה עם מלקחיים מתואר באיור 2A,B.
  5. בצע חתך והדבקה (TG).
    1. לחצות את ה- SN לחלוטין ~ 3 מ"מ פרוקסימלי לטריפורקציה של SN באמצעות מספריים לניתוח.
    2. לאחר החתך, תקן את פער העצבים באופן מיידי על ידי מריחת 10 מיקרוליטר של דבק פיברין (ראה טבלת חומרים) סביב אתר החתך כדי להגביל תזוזה נוספת של קצות העצבים הקטומים. זמן הקרישה של דבק פיברין היה ~15 שניות.
      הערה: פער SN היה בלתי מבוקר ואקראי לאחר חתך בגלל נסיגה, מה שעשוי להיות משתנה לתוצאה המתקבלת.
  6. בצע חתך ודבק מדורג (STG).
    1. לחצות את ה- SN באופן חלקי (80% מרוחבו) ~ 3 מ"מ פרוקסימלי לטריפורקציה של SN באמצעות מספריים מנתחים המונעים היווצרות פערים.
    2. לאחר מכן, מרחו 10 מיקרוליטר של דבק פיברין סביב אתר החיתוך והעבירו לחלוטין את 20% הנותרים של העצב לפני קרישה מלאה (~10 שניות) של הדבק.
      הערה: שיטה זו הפחיתה ביעילות את היווצרות הפער שנגרם על ידי הנסיגה האלסטית של קצוות העצבים החתוכים, אך היא גם הייתה נקייה ממניפולציה כירורגית נוספת על העצב, בניגוד למודל TG (איור 3A).
  7. בצע היפוך והעברה עם דבק (FTG).
    1. ראשית, חתכו את ה-SN ל-40% מרוחבו מכל צד (איור 3B).
    2. הפוך לרוחב את הגדם הדיסטלי והחל 10 מיקרוליטר דבק פיברין סביב אתר החתך.
    3. לאחר מכן, יש לחצות לחלוטין את העצב המרכזי של 20% לפני קרישה מלאה (~10 שניות) של דבק פיברין.
    4. אשר את החתך המלא במיקרוסקופ ישיר.
  8. בצע פער והשתלת עצב לפי השלבים הבאים.
    1. במודל מדורגים של פער עצבים והשתלה, השתמש בזוגות עכברים בסדרה להשתלת עצב סינגני מפל32 בסט אחד של ניסויים.
    2. בעכבר (נניח, עכבר #1), צרו מרווח עצבי של 7 מ"מ (G-7/0) על ה-SN הימני, שבו העצב נותח ~3 מ"מ פרוקסימלי ל-Trifurcation SN ובמרחק של 7 מ"מ מזה באמצעות סולם מדורג סטרילי (איור 3C).
      הערה: פער עצבי בלתי ניתן לתיקון נוצר על ידי כריתת עצב סיאטי בקוטר 7 מ"מ ללא השתלה. עכבר זה מסומן G-7/0 מכיוון שנלקח שתל של 7 מ"מ, אך לא מבוצע תיקון.
    3. לאחר הדיסקציה, העבירו מיד את העצב המועבר למצב הסטרילי של צלחת הפטרי המכילה מי מלח עם פוספט (PBS) וקברו את הגדם הפרוקסימלי של ה-SN (עכבר #1) מתחת לשריר עם 10 מיקרוליטר של דבק פיברין.
    4. לאחר מכן, בעכבר #2, צרו מרווח עצבי של 5 מ"מ על ה-SN הימני והשתלו את קטע העצב המנותח של 7 מ"מ מעכבר #1 באמצעות דבק פיברין (10 מיקרוליטר, ~10 שניות) בשני הקצוות (G-5/7) (איור 3C).
      הערה: בזמן ההשתלה, יש לנקוט בזהירות מיוחדת כדי למנוע חוסר יישור ופציעות יאטרוגניות אחרות של ה-SN על ידי המנתח.
  9. בצע חתך ותפרים מדורגים (STS).
    1. חמור את העצב הסיאטי לאורך 80% מרוחבו (איור 3D), ותקן את הגדמים באמצעות תפרים אפינוריים של ניילון 9-0.
    2. לאחר השלמתו, חמור את החלק הנותר של העצב ותקן באמצעות תפר ניילון יחיד 9-0.
    3. הפוך את העצב כדי לחשוף את הצד האחורי של הקרע, והשתמש בשני תפרי ניילון 9-0 כדי להשלים את התיקון.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

תוצאות

התקן חיישן הלחץ הדיגיטלי בהתאמה אישית (איור 1D) פועל על ידי גילוי השינוי בהתנגדות של ה-FSR כאשר מופעל כוח. מכשיר זה חש ומתעד את כמויות הלחץ הצנועות ביותר המופעלות עליו עם זמן תגובה של <5 מיקרון, קצב דגימה של 20 הרץ וטווח לחץ של 2.5-25 פאונד31. ההבדלים בל...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

ההיסטוריה של מחקר TPNI משתרעת על פני כמה עשורים11,12. ניסויים מוקדמים עם כלבים ומינים גדולים יותר ביססו את חשיבותם של מודלים של בעלי חיים בחקר תוצאות TPNI 36,37,38. עם הזמן, מודלים אלה עברו למכרסמים...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

למחברים אין מה לחשוף.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי מענקים מה-NIH (K08 AR060164-01A) ו-DOD (W81XWH-16-1-0725; W81XWH-19-1-0773) בנוסף לתמיכה מוסדית מהמכללה לרפואה של אוניברסיטת פנסילבניה, הרשי, פנסילבניה 17033, ארה"ב.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Alcohol prepCOVIDIEN5110
BuprenorphineZooPharmBSRLAB0.5-211706
C57BL/6JJackson Laboratories, Bar HarborN/A
Cotton tipped applicatorsPuritan25-8062WC
Dissecting scissorASSIASSI.SDC18R8
Fibrin glue-TISSEELBaxter1501263
Force Sensitive Resistor (FSR)N/AFlexiForce A301
ForcepsFST-Dumont5SF Inox, 11252-00
GraphPad PrismGraphPad Software Inc.Version 8.4.3.
Homeothermic heating padKent ScientificRJ1675
Ketamine/KetavedVEDCOVED1220
Microsurgical ForcepsMiltex Premium instrumentsBL1901
Ophthalmic lubricant ointmentAkorn Animal HealthNDC 59399-162-35
Petri dishVWR25384-092
Phosphate-buffered salineGibco14190-144
Povidone iodineSolimoL0017765SA
Precision pinch pressure sensor deviceCustom madeN/A
ScissorMiltex Premium21-536
Stereo zoom binocular microscopeWorld Precision InstrumentsModel PZMIII
Sterile glovesCardinal Health9L19E511
Surgical staples3M-PreciseDS-25
Surgical Tape3M-Microphore1530-0
SuturesEthiconBV130-5
SyringeBD syringe309597
TrimmerPhilips ElectronicsMG3750
Xylazine/AnasedAkorn Animal Health, Inc.VAM4811

References

  1. Robinson, L. R. Traumatic injury to peripheral nerves. Muscle & Nerve. 23 (6), 863-873 (2000).
  2. Campbell, W. W. Evaluation and management of peripheral nerve injury. Clinical Neurophysiology. Official Journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 119 (9), 1951-1965 (2008).
  3. Dirschl, D. R., Dahners, L. E. The mangled extremity: when should it be amputated. The Journal of the American Academy of Orthopaedic Surgeons. 4 (4), 182-190 (1996).
  4. Noble, J., Munro, C. A., Prasad, V. S., Midha, R. Analysis of upper and lower extremity peripheral nerve injuries in a population of patients with multiple injuries. The Journal of Trauma. 45 (1), 116-122 (1998).
  5. Barton, N. Upper extremity disorders: frequency, impact and cost. Journal of Hand Surgery. Kelsey, J., Paemer, A., Nelson, L., Felberg, A., Rice, D. 23 (2), Churchill Livingstone. New York. ISBN 0-443-07912-9 255(1998).
  6. Evans, G. R. Peripheral nerve injury: a review and approach to tissue engineered constructs. The Anatomical Record. 263 (4), 396-404 (2001).
  7. Lundborg, G. Nerve injury and repair: regeneration, reconstruction, and cortical remodeling. , Elsevier Churchill Livingstone. Philadelphia. (2004).
  8. Thieme, Surgery of peripheral nerves: a case-based approach. , Stuttgart. New York. (2008).
  9. Brushart, T. M. Nerve repair. , Oxford University Press. New York. (2011).
  10. Menorca, R. M. G., Fussell, T. S., Elfar, J. C. Nerve physiology: mechanisms of injury and recovery. Hand Clinics. 29 (3), 317-330 (2013).
  11. Faroni, A., Mobasseri, S. A., Kingham, P. J., Reid, A. J. Peripheral nerve regeneration: experimental strategies and future perspectives. Advanced Drug Delivery Reviews. 82-83, 160-167 (2015).
  12. Zochodne, D. W. The challenges and beauty of peripheral nerve regrowth. Journal of the peripheral nervous system: JPNS. 17 (1), 1-18 (2012).
  13. Isaacs, J. Major peripheral nerve injuries. Hand Clinics. 29 (3), 371-382 (2013).
  14. Siemionow, M., Brzezicki, G. Chapter 8: Current techniques and concepts in peripheral nerve repair. International Review of Neurobiology. 87, 141-172 (2009).
  15. de Ruiter, G. C. W., et al. Misdirection of regenerating motor axons after nerve injury and repair in the rat sciatic nerve model. Experimental Neurology. 211 (2), 339-350 (2008).
  16. Gordon, T. Nerve regeneration: understanding biology and its influence on return of function after nerve transfers. Hand Clinics. 32 (2), 103-117 (2016).
  17. Sobotka, S., Mu, L. Muscle reinnervation with nerve-muscle-endplate band grafting technique: correlation between force recovery and axonal regeneration. The Journal of Surgical Research. 195 (1), 144-151 (2015).
  18. Witzel, C., Rohde, C., Brushart, T. M. Pathway sampling by regenerating peripheral axons. The Journal of Comparative Neurology. 485 (3), 183-190 (2005).
  19. Orgel, M. G., Terzis, J. K. Epineurial vs. perineurial repair. Plastic and Reconstructive Surgery. 60 (1), 80-91 (1977).
  20. Bassilios Habre, S., Bond, G., Jing, X. L., Kostopoulos, E., Wallace, R. D., Konofaos, P. The surgical management of nerve gaps: present and future. Annals of Plastic Surgery. 80 (3), 252-261 (2018).
  21. Lee, J. I., et al. A novel nerve transection and repair method in mice: histomorphometric analysis of nerves, blood vessels, and muscles with functional recovery. Scientific Reports. 10 (1), 21637(2020).
  22. Lee, J. I., et al. Purposeful misalignment of severed nerve stumps in a standardized transection model reveals persistent functional deficit with aberrant neurofilament distribution. Military Medicine. 186, Suppl 1 696-703 (2021).
  23. Sameem, M., Wood, T. J., Bain, J. R. A systematic review on the use of fibrin glue for peripheral nerve repair. Plastic and Reconstructive Surgery. 127 (6), 2381-2390 (2011).
  24. Spotnitz, W. D. Fibrin sealant: the only approved hemostat, sealant, and adhesive-a laboratory and clinical perspective. ISRN surgery. 2014, 203943(2014).
  25. de V. Alant, J. D., Kemp, S. W. P., Khu, K. J. O. L., Kumar, R., Webb, A. A., Midha, R. Traumatic neuroma in continuity injury model in rodents. Journal of Neurotrauma. 29 (8), 1691-1703 (2012).
  26. Geary, M. B., et al. Erythropoietin accelerates functional recovery after moderate sciatic nerve crush injury. Muscle & Nerve. 56 (1), 143-151 (2017).
  27. Răducan, A., et al. Morphological and functional aspects of sciatic nerve regeneration after crush injury. Romanian Journal of Morphology and Embryology. 54, 735-739 (2013).
  28. Elfar, J. C., Jacobson, J. A., Puzas, J. E., Rosier, R. N., Zuscik, M. J. Erythropoietin accelerates functional recovery after peripheral nerve injury. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 90 (8), 1644-1653 (2008).
  29. Sundem, L., Chris Tseng, K. C., Li, H., Ketz, J., Noble, M., Elfar, J. Erythropoietin enhanced recovery after traumatic nerve injury: myelination and localized effects. The Journal of Hand Surgery. 41 (10), 999-1010 (2016).
  30. Govindappa, P. K., Talukder, M. A. H., Gurjar, A. A., Hegarty, J. P., Elfar, J. C. An effective erythropoietin dose regimen protects against severe nerve injury-induced pathophysiological changes with improved neural gene expression and enhances functional recovery. International Immunopharmacology. 82, 106330(2020).
  31. Wandling, G. D., Lee, J. I., Talukder, M. A. H., Govindappa, P. K., Elfar, J. C. Novel real-time digital pressure sensor reveals wide variations in current nerve crush injury models. Military Medicine. 186, 473-478 (2021).
  32. Lee, J. I., Talukder, M. A. H., Karuman, K., Gurjar, A. A., Govindappa, P. K., Guddadarangaiah, J. M., Manto, K. M., Wandling, G. D., Hegarty, J. P., Waning, D. L., Elfar, J. C. Functional recovery and muscle atrophy in pre-clinical models of peripheral nerve transection and gap-grafting in mice. Effects of 4-aminopyridine. Neural Regeneration Research. , (2021).
  33. Lee, D. H., You, J., Jung, J. W., Park, J. W., Lee, J. I. Comparison between normal and reverse orientation of graft in functional and histomorphological outcomes after autologous nerve grafting: An experimental study in the mouse model. Microsurgery. 41 (7), 645-654 (2021).
  34. Lubiatowski, P., Unsal, F. M., Nair, D., Ozer, K., Siemionow, M. The epineural sleeve technique for nerve graft reconstruction enhances nerve recovery. Microsurgery. 28 (3), 160-167 (2008).
  35. Lee, J. I., Wandling, G. D., Talukder, M. A. H., Govindappa, P. K., Elfar, J. C. A novel standardized peripheral nerve transection method and a novel digital pressure sensor device construction for peripheral nerve crush injury. Bio-protocol. , (2022).
  36. Farinas, A. F., Stephanides, M., Kassis, S., Keller, P., Colazo, J. M., Thayer, W. P. Sciatic nerve injury model in rabbits: What to expect. Laboratory Animals. 54 (6), 559-567 (2020).
  37. Yao, Y., et al. Efect of longitudinally oriented collagen conduit combined with nerve growth factor on nerve regeneration after dog sciatic nerve injury. Journal of Biomedical Materials Research. Part B, Applied Biomaterials. 106 (6), 2131-2139 (2018).
  38. Schmitz, H. C., Beer, G. M. The toe-spreading reflex of the rabbit revisited--functional evaluation of complete peroneal nerve lesions. Laboratory Animals. 35 (4), 340-345 (2001).
  39. Bauder, A. R., Ferguson, T. A. Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis. Journal of Visualized Experiments. 60, 3606(2012).
  40. Colleoni, M., Sacerdote, P. Murine models of human neuropathic pain. Biochimica et Biophysica Acta. 1802 (10), 924-933 (2010).
  41. Challa, S. R. Surgical animal models of neuropathic pain: Pros and Cons. The International Journal of Neuroscience. 125 (3), 170-174 (2015).
  42. M, F. G., M, M., S, H., Khan, W. S. Peripheral nerve injury: principles for repair and regeneration. The Open Orthopaedics Journal. 8, 199-203 (2014).
  43. Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256(2014).
  44. Carvalho, C. R., Reis, R. L., Oliveira, J. M. Fundamentals and current strategies for peripheral nerve repair and regeneration. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1249, 173-201 (2020).
  45. Govindappa, P. K., Jagadeeshaprasad, M. G., Tortora, P., Talukder, M. A. H., Elfar, J. C. Effects of 4-aminopyridine on combined nerve and muscle injury and bone loss. The Journal of Hand Surgery. , (2022).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

TPNI

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved