Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

ניתן לעצב הידרוצפלוס פוסט-דימומי של פגות (PHHP) בחולדות יילודים על ידי שילוב של כוריואמניוניטיס ודימום תוך חדרי. השילוב של אירועים אלה לפני הלידה ואחרי הלידה מסכם במדויק את סימני ההיכר הקליניים של PHHP, כולל מקרוצפליה, ונטריקולומגליה, ולחץ תוך גולגולתי מוגבר, לאורך החיים.

Abstract

הידרוצפלוס פוסט-דימומי של פגות (PHHP) הוא המשך חמור של דימום תוך חדרי חמור (IVH) בתינוקות פגים מאוד מתחת לגיל הריון של 32 שבועות (GA). PHHP מוגדר על ידי הצטברות נוזל מוחי (CSF) הקשור לתסמינים קליניים של לחץ תוך גולגולתי מוגבר (ICP). תינוקות עם PHHP סובלים מתלות בשאנט לכל החיים, כאשר מחציתם זקוקים לניתוח חוזר בשנה הראשונה לחייהם ורבים זקוקים לניתוחים נוספים מרובים לאורך החיים. כוריואמניוניטיס טרום לידתית נוטה פגים ל-IVH חמור וצורך בטיפול כירורגי במגמות PHHP עם אלח דם בילודים. מאפיינים קליניים אלה מצביעים על כך שדלקת מערכתית היא מרכיב בלתי נפרד מהפתופיזיולוגיה של PHHP.

כאן, אנו מגדירים מודל של בעלי חיים המסכם את כל ההיבטים הקליניים והמאפיינים החיוניים של PHHP בחולדות. מטרת פרוטוקול זה היא להמחיש כיצד ניתן לשלב בכוריואמניוניטיס ברחם ו-IVH לאחר הלידה באמצעות תאי דם אדומים שעברו ליזה כדי לייצר PHHP. גישה פרה-קלינית זו מניבה מקרוצפליה מתקדמת וגולגולת כיפה, לחץ תוך גולגולתי מוגבר וונטריקולומגליה, הניתנים לזיהוי באמצעות הדמיית תהודה מגנטית (MRI) או באמצעות מיקרוסקופיה. בנוסף להפרעה מתמשכת בדינמיקה של CSF, לחולדות יש גם עיכוב קוגניטיבי ומוגבלות תפקודית בבגרות. בהתאם לכך, פלטפורמה פרה-קלינית זו מאפשרת מחקרים תרגומיים ייחודיים וחסרי תקדים של PHHP שיכולים לשלב מדדי תוצאות מולקולריים, תאיים, ביוכימיים, היסטולוגיים, הדמיה ותפקודיים. זה יכול לשמש גם לניתוח קפדני של מקלעת הכורואיד, ריסים ניידים אפנדימליים ומערכת גלימפטית במקביל. לבסוף, זה יכול להיות גם כלי פרה-קליני שלא יסולא בפז לחקירת אסטרטגיות התערבות כירורגיות חדשות וגישות טיפוליות לא כירורגיות לטיפול בהידרוצפלוס.

Introduction

הידרוצפלוס לאחר דימום של פגים (PHHP) נותר דאגה משמעותית לבריאות הציבור. מוגדר על ידי הצטברות סימפטומטית של נוזל מוחי שדרתי (CSF) במקביל ללחץ תוך גולגולתי מוגבר (ICP) משני לדימום תוך חדרי (IVH), PHHP הוא ביטוי חמור של אנצפלופתיה של פגות ותורם משמעותי לנטל העולמי של פגות והידרוצפלוס נרכש 1,2. ברחבי העולם, כ-400,000 תינוקות בכל שנה נולדים עם הידרוצפלוס3 או רוכשים את הנטל לכל החיים ורבים מתים בגלל היעדר טיפול3. PHHP שכיח במדינות מפותחות בפגים מאוד (<שבוע 32 להריון) עם IVH חמור, ולעתים קרובות משפיע על התינוקות החולים ביותר שכבר סובלים מתחלואה נלווית מסכנת חיים אחרת 4,5.

הטיפול היחיד הזמין להידרוצפלוס הוא ניתוח6. פרוצדורות כירורגיות מניבות אריכות ימים טובה יותר כאשר תינוקות מעל גיל 6 חודשים בזמן ההתערבות הקבועה הראשונה, בין אם עבור שאנט וונטריקולופריטונאלי (VP) להסטת נוזל המוח השדרתי (CSF), אנדוסקופי שלישי (ETV), או ETV עם קרישת מקלעת כורואיד (ETV-CPC)7. האפשרות הנפוצה ביותר, VP shunts, נכשלת לעתים קרובות תוך שנה וגורמת לילדים לסיבוכים לכל החיים, ניתוחים חוזרים ואשפוזים במחיר עצום לילד, למשפחה ולחברה. 8 בפרט, החרדה מעיתוק שעלול להיכשל בכל עת מכבידה על משפחות9. טיפול בילדים עם הידרוצפלוס סימפטומטי, כולל ניתוחים תכופים, הוא הגורם המוביל להוצאות בריאות לילדים 10,11,12,13,14. העלות השנתית המשוערת להוצאות הקשורות לשאנט בילדים הייתה 2 מיליארד דולר ב-200315. בעוד שילדים עם שאנטים מהווים רק 0.6% מהאשפוזים בבתי החולים, הם מייצרים 3.1% מהחיובים בבתי חולים לילדים15. לפיכך, גילוי טיפולים בטוחים ולא ניתוחיים לטיפול ב-PHHP הוא בעל חשיבות עליונה.

בתינוקות, PHHP מתפתח לאחר IVH במהלך זמן קליני שנמשך שבועות עד חודשים לאחר הזיהוי הראשוני של הדימום המוחי. מחקר שנערך על ידי רשת המחקר הקליני של הידרוצפלוס (HCRN) אישר כי שאנטים VP נותרו האפשרות הכירורגית הטובה ביותר עבור יילודים עם PHHP16. אפילו עבור ילדים עם PHHP במדינות בעלות הכנסה גבוהה עם גישה לטיפול נוירוכירורגי מיומן בילדים, התוצאות רחוקות מלהיות אופטימליות, כאשר >50% מהשאנטים שהוכנסו לתינוקות עם PHHP דורשים תיקון כירורגי במהלךהשנתיים הראשונות. למרות הצורך הברור לזהות טיפולים בטוחים ויעילים יותר ל-PHHP, המחקר נתקל במכשולים. ההתקדמות נפגעה בחלקה מכיוון שהספרות הפרה-קלינית על PHHP לרוב לא מצליחה להבחין כראוי בין ventriculomegaly הנגרמת על ידי hydrocephalus ex vacuo 17,18 לבין הידרוצפלוס סימפטומטי עם מקרוצפליה19,20. אכן, מודלים התפתחותיים של הידרוצפלוס צריכים לכלול מקרוצפליה מתקדמת ו/או מדידות של ICP1 מוגבר.

מיזוג תובנות קליניות ופרה-קליניות שיפר את תכנון המחקר והניע את ההבנה שלנו לגבי PHHP2. מחקרים שנערכו במרכזים שונים ברחבי העולם הראו כי IVH שכיח ביותר ביילודים פגים מאוד משניים לכוריואמניוניטיס 21,22,23,24,25,26,27,28. בנוסף לזיהום ודלקת שליה, אלח דם בילודים הוא גורם סיכון חשוב נוסף ויכול למלא תפקיד מרכזי בהתקדמות מ-IVH ל-PHHP סימפטומטי והתערבות כירורגית לאחר מכן29. נתונים פרה-קליניים וקליניים תומכים בכך שדלקת המועברת בדם עלולה לגרום להידרוצפלוס20, ודלקת מערכתית מגבירה את הפרשת CSF על ידי מקלעת הכורואיד30. יתר על כן, מבוגרים עם דימום תת-עכבישי ו-IVH הסובלים גם מאלח דם נוטים הרבה יותר להזדקק לשאנט31. ספרות עדכנית יותר אישרה כי דלקת מפחיתה את הנעת הריסים הניידת של CSF 19,20,32 ואת הספיגה החוזרת של CSF על ידי המערכת הגלימפטית 33,34,35,36. בסך הכל, דלקת מערכתית היא מניע פתופיזיולוגי וקליני מרכזי ב-PHHP1.

בהתחשב בממצאים אלה, יצרנו מודל פרה-קליני מותאם גיל של PHHP. מודל זה משלב IVH בתקופה המיידית והמוקדמת שלאחר הלידה עם כוריואמניוניטיס, הגורם העיקרי ללידה מוקדמת19. גישה ניסיונית זו מתחילה ברחם, עם אי ספיקת שליה, דלקת שליה ודלקת תוך מי שפיר המגדירה כוריואמניוניטיס 7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19 ,20,21,22,
23,24,25,26,27,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37,38,39,40,41,42,
43,44,45. באופן ספציפי, אנו מסכמים תסמונת תגובה דלקתית עוברית, נויטרופיליה של שליה ומיקרו-סביבה פרו-דלקתית של מערכת העצבים המרכזית בתקופה המוקדמת באמצעות לפרוטומיה בטנית בסכרי חולדות בהריון ביום העוברי 18 (E18)37,38,39,40,41,42,43,44,45. פגיעה תוך רחמית נגרמת על ידי חסימה זמנית של עורק הרחם הדו-צדדי המובילה להיפוקסיה-איסכמיה מערכתית חולפת (TSHI) ואחריה הזרקה תוך מי שפיר של ליפופוליסכריד (LPS)37,38,39,40,41,42,43,44,45. לאחר מכן, כדי לשבש את הדינמיקה של CSF ולזרז את התפתחות ההידרוצפלוס בגורים שנולדו חיים, IVH מושרה ביום 1 לאחר הלידה. זה מושג על ידי הזרקה תוך-חדרית דו-צדדית (ICV) של תאי דם אדומים (RBCs) לתוך החדרים הצדדיים 19,37,44. לאחר מכן גורים נחקרים עם התפתחות הידרוצפלוס ולאורך כל חייהם.

Protocol

הוועדה לטיפול ושימוש בבעלי חיים (ACUC) באוניברסיטת ג'ונס הופקינס אישרה את כל ההליכים הניסיוניים המתוארים כאן. פרוטוקול זה משתמש בסכרי עכברושים בהריון של Sprague-Dawley וגורים משני המינים.

1. אינדוקציה של כוריואמניוניטיס ב- E18

הערה: החלק של עלבון ברחם של פרוטוקול זה פורסם בעבר בפירוט, סוכם לעיל, והוא נושא של פרוטוקול JOVE נפרד ווידאו 19,37,38,39,40,41,42,43,44,46. בקצרה, נקבות חולדות ספראג-דולי בהריון עוברות לפרוטומיה בטנית ביום העוברי 18 (E18) כדי לגרום לכוריואמניוניטיס, הכוללת TSHI ומתן LPS תוך מי שפיר.

  1. הרדמה
    1. לגרום להרדמה בסכר חולדות בהריון E18 עם 2-4% איזופלורן.
    2. הסר את הסכר ההריוני מתא האינדוקציה והנח את החולדה במצב שכיבה על שמיכת מים כירורגית עטופה במחזור המכוונת ל-37 מעלות צלזיוס.
    3. מרחו משחה עיניים למניעת ייבוש הקרנית. לחץ בעדינות על כפה כדי לאשר את היעדר רפלקס צביטה בבוהן. עקוב אחר עומק ההרדמה כל 15-20 דקות והגדל את האיזופלורן במקרה של תגובה חיובית לצביטה בבוהן.
    4. יש לתת בופרנורפין בשחרור מושהה (0.1 מ"ג/ק"ג SC) בעורף.
  2. הכנה כירורגית וקרצוף
    1. בטכניקה סטרילית סטנדרטית יש לגלח את הבטן.
    2. שפשפו את הבטן פי 3 עם בטדין ואתנול 70% לסירוגין.
    3. עטפו את החיה באמצעות וילונות כירורגיים סטריליים.
  3. לפרוטומיה בטנית
    1. בצע חתך בקו האמצע של 3 ס"מ על עור הבטן המוכן בעזרת אזמל.
    2. השתמש במלקחיים ובמספריים כירורגיים כדי להחזיק את השכבה הפשיאלית של הבטן ולבצע חתך של הלינאה אלבה האווסקולרית של שכבת השריר כדי לגשת לחלל הצפק.
    3. להחצין את הרחם.
    4. בודד והדק את עורקי הרחם בעזרת קליפס מפרצת למשך 60 דקות. שמרו על הטמפרטורה ושמרו על התוכן התוך בטני לח במי מלח סטריליים.
    5. הסר את הקליפים והזריק 100 מיקרוליטר LPS (4 מיקרוגרם/שק של תמיסת LPS) לכל שק מי שפיר של כל עובר. אין להפריע לעובר או לשליה.
    6. להשקות את קרני הרחם ולשפוך בנדיבות פי 3 עם מי מלח סטריליים.
  4. סגירת הלפרוטומיה
    1. החלף את קרני הרחם בחלל הצפק.
    2. החזר את קצוות השכבה השרירית וסגור באמצעות תפר רץ 3-0.
    3. החזר את שכבת העור וסגור את העור באמצעות תפר רץ 3-0.
    4. השתמש במחט 26 גרם כדי להזריק תת עורית 0.125% בופיבקאין סביב קצוות הפצע.
    5. עבור בקרות דמה, בצע את הלפרוטומיה למשך אותו פרק זמן כדי לשלוט במשך ההרדמה. אין להדק את העורקים ואל תיתן זריקות תוך מי שפיר. בסיום ההליך יש לסגור את הלפרוטומיה בשתי שכבות (שריר הבטן והעור) באמצעות תפר 3-0. בכל המקרים, הגורים נולדים במועד (E21/22) ומטופלים על ידי הסכר.

2. הכנת כדוריות דם אדומות על P1

  1. איסוף דם
    1. קחו גור עכברוש Sprague-Dawley זכר אחד ונקבה אחת ביום 1 לאחר הלידה (P1) מהמלטה שחוותה כוריואמניוניטיס ב-E18. ערפו במהירות את ראשו של כל גור תורם בעזרת מספריים כירורגיות ייעודיות.
      הערה: אנו משתמשים בגור זכר אחד ונקבה אחת לאיסוף דם כדי למנוע הטיה מינית פוטנציאלית על ידי ייצוג כל אחד מקבוצות התורמים. בנוסף, אנו משתמשים בזוג תואם מין כדי להבטיח נפח ותפוקה מספיקים של תאי דם אדומים שעברו ליזה כדי להזריק לחבריהם לשגר. בדרך כלל, כל גור תורם מניב מספיק RBCs ליז כדי לבצע הזרקת ICV על מקסימום 4-5 חברים.
    2. אסוף את הדם מיד לתוך צינור מיקרו-צנטריפוגה של 2 מ"ל המכיל 0.2 מ"ל של מי מלח סטריליים, הקפד לאסוף רק דם זורם חופשי לאחר עריפת הראש ולא לגרד או לסחוט כדי לייצר יותר דם מכיוון שהדבר מוביל להמוליזה מוקדמת. מערבולת היטב.
      הערה: כמות הדם המדויקת משתנה בהתאם לבעל החיים התורם ולמשקל, אך צריכה להיות מקסימלית תוך שמירה על אמצעי הזהירות לעיל.
    3. קוצצים / טוחנים קרישי דם עם מספריים כירורגיים קטנים.
    4. צנטריפוגה של תרחיף הדם ב-500 × גרם למשך 10 דקות ב-4 מעלות צלזיוס, הסר את הסופרנטנט והשהה מחדש את הכדור ב-0.2 מ"ל של מי מלח סטריליים. מערבולת היטב.
    5. קוצצים / טוחנים קרישי דם שיוריים לאחר מערבולת עם מספריים כירורגיים קטנים.
    6. חזור על שלבים 2.1.4-2.1.5 פעמיים נוספות בסך הכל פי 3, נקה מספריים כירורגיים עם תרסיס אתנול של 70% בין כל סבב ליזינג.
  2. ליזה של כדוריות דם אדומות
    1. לאחר הצנטריפוגה הסופית, הוסף 0.25 מ"ל מי מלח סטריליים לגלולה; מערבולת היטב.
    2. הניחו את המתלה על קרח יבש למשך 5 דקות.
    3. הסר את התרחיף מקרח יבש, הנח אותו בחממה המכוונת ל -37.5 מעלות צלזיוסלמשך 5 דקות עד להפשרה מלאה, ומערבל היטב.
    4. חזור על מחזורי ההקפאה וההפשרה בסך הכל פי 3 (שלוש הקפאות ושלוש הפשרה).
    5. בסיום ההפשרה האחרונה, מערבולת ובצע סיבוב מהיר. ה-RBCs כעת מוכנים לשימוש.
      הערה: התערובת צריכה להיות בצבע אטום דמוי מיץ עגבניות ולהימשך בקלות למזרקים.

3. זריקות תוך מוחיות של תאי דם אדומים שעברו ליזה על P1

  1. הרדמה באמצעות היפותרמיה
    1. מניחים פלטפורמה קטנה על קרח רטוב להתקררות.
    2. הניחו מגבון מעבדה יבש מעל כדי להגן על עור הגור.
      הערה: משטח קר ושטוח זה משמש להרדמה והזרקה של הגורים.
    3. העבירו על גור (בגיל P1) מכרית החימום אל ניגוב המשימה על גבי פלטפורמה קרה כדי לגרום להרדמה על ידי היפותרמיה.
    4. אשר את עומק ההרדמה על ידי סחיטת כפה ואישור היעדר רפלקס צביטת הבוהן.
    5. הגדר מנורת ניתוח חיצונית להגדרות הבהירות ביותר שלה.
    6. עם עוזר המשתמש באצבע המורה והאמצעית שלו כדי לשמור בעדינות על קו האמצע של ראש החיה, העביר את הגולגולת כדי לדמיין את החדרים הצדדיים דרך הגולגולת. זהה ברגמה על ידי הדמיית הסינוס הסגיטלי העליון (קו האמצע) דרך העור ומישוש התפר העטרתי עם מלקחיים עדינים כציוני דרך מצטלבים.
  2. הזרקת ICV
    1. נגב את ראשו של הגור המורדם עם צמר גפן ספוג באתנול 70%.
    2. זהה וסמן את אתר ההזרקה כרוחב של 1 מ"מ מהתפר הסגיטלי, באמצע הדרך בין למבדה לברגמה.
    3. לאחר ההדמיה, השתמש במזרק אינסולין של 0.3 מ"ל, באורך 8 מ"מ, 31 גרם עם מחט מלעורית דקה במיוחד כדי להזריק 20 מיקרוליטר של תאי דם אדומים שעברו ליזה לחדר הצדדי הימני. הכנס את המחט ישר כלפי מטה בטכניקת יד חופשית לעומק של כמחצית מאורך המחט והזריק והסר את המחט לאט (תהליך הזרקה והסרה במשך כ-10-15 שניות).
    4. השאר את המחט במקומה למשך מספר שניות לאחר ההזרקה כדי למנוע יציאה של ה-RBCs המוזרקים.
    5. חזור על הפעולה עם החדר הצדדי השמאלי והזריק 20 מיקרוליטר של תאי דם אדומים שעברו ליזה.
    6. הניחו את הגור על כרית חימום בטמפרטורה של 37.5 מעלות צלזיוסכדי להתאושש מההרדמה.
    7. רשום את מין הגור והקצה מזהה בעל חיים ייחודי.
    8. החזירו את הגור לכלוב הביתי רק לאחר התאוששות מלאה על כרית החימום והחזרת ההכרה כך שהחיה תוכל לשמור בבטחה על שכיבה על עצם החזה.
    9. עקוב אחר כל גורי החולדות מדי יום לבריאות ורווחה.

4. אישור דימום תוך-חדרי דו-צדדי מוצלח ב-P2

  1. אולטרסאונד ראש
    1. כדי להתכונן לאולטרסאונד ראש, הוציאו את גורי ה-P2 מהכלוב הביתי שלהם.
    2. הנח ג'ל אולטרסאונד על בדיקת האולטרסאונד ומקם את הגשושית מעל החלק העליון של הגולגולת.
    3. בלחץ קל במיוחד, הזז את הגשושית כדי לדמיין את החדרים. אשר היפר-אקוגניות דו-צדדית בחדרים הצדדיים המייצגים IVH.

5. אישור של הידרוצפלוס פוסתמורגי מוצלח

  1. מדידת מרחק תוך-אוזני (IAD), תחליף להיקף הראש, לאישור מקרוצפליה
    1. כדי להתכונן למדידה, רכשו סרט מדידה קטן המתאים למדידת היקף הראש, באופן אידיאלי עם ייעודי מילימטר חזותיים בבירור.
    2. בקשו ממשקיף רעול פנים להוציא את הגור מהכלוב הביתי שלו.
    3. תוך כדי החזקת הגור בעדינות, מדוד את המרחק מאוזן לאוזן (מרחק תוך אוזני, IAD) ורשום את הערך במילימטרים.
    4. חזור על IAD מדי יום מ-P1 ל-P15 ושרטט גרף של הערכים. עקבו אחר IAD באופן סדרתי ומדדו שוב ב-P21 עם העברת הגורים לכלובים חדשים המופרדים פיזית מהסכר (שהיא נקודת הזמן הסטנדרטית לגמילת גורים). חזור על IAD לאחר מכן כל 5 ימים החל מ-P25 עד P60.
  2. מדידת לחץ פתיחה לאישור לחץ תוך גולגולתי מוגבר
    1. בקשו ממשקיף רעול פנים להוציא את הגור מהכלוב הביתי שלו.
    2. יש להרדים עם 75-100 מ"ג/ק"ג קטמין תוך-צפקי (IP) ו-5-10 מ"ג/ק"ג IP קסילזין כהכנה להמתת חסד.
    3. בדוק את עומק ההרדמה על ידי לחיצה על כפה ואישור היעדר רפלקס צביטת הבוהן/דוושה.
    4. הכנס מחט קטנה (31 G) המחוברת למנומטר לחלל CSF של צומת צוואר הרחם.
    5. רשום את לחץ הפתיחה על המונומטר.
    6. הסר את המחט וערף את ראשה של החולדה במספריים חדים והמשך באיסוף רקמות.
  3. הדמיית תהודה מגנטית Ex-vivo (MRI) להערכת ונטריקולומגליה
    1. יש להרדים עם 75-100 מ"ג/ק"ג קטמין תוך-צפקי (IP) ו-5-10 מ"ג/ק"ג IP קסילזין כהכנה להמתת חסד.
    2. בדוק את עומק ההרדמה על ידי לחיצה על כפה ואישור היעדר רפלקס צביטת הבוהן/דוושה.
    3. יש להחדיר את החולדות עם מי מלח עם פוספט (PBS), ואחריו 4% פרפורמלדהיד (PFA) עד לקיבוע היטב.
    4. הסר את המוח ותקן את המוח ב-4% PFA
    5. הטמיעו את המוח ב-2% אגרוז בצינור חרוטי של 50 מ"ל. תן לזה לעמוד בטמפרטורת החדר.
    6. העבירו את המוח לסורק ה-MRI ל-MRI ex vivo .
    7. הפעל MRI 11.7T באופן הבא: T2 Turbo RARE; TE/TR = 30.0/3000 אלפיות השנייה; ממוצע = 2; מרווח הד = 10.000 אלפיות השנייה; גורם נדיר = 8; מספר הפרוסות = 30; עובי פרוסה = 1 מ"מ; גודל תמונה = 128 x 128; FOV = 28 מ"מ x 28 מ"מ; רזולוציית פרוסה = 0.219 x 0.219 מ"מ2; FA = 90.0°.
      הערה: בעוד שהדמיית MRI מספקת עדות למודלים מוצלחים של PHHP, אין צורך לסרוק את כל המוחות בקבוצה נתונה כדי לאמת את ה-PHHP. מדידת IAM ו-ICP מספיקה כדי לאמת כמתואר לעיל. בסופו של דבר, יכולתו של חוקר לבצע MRI in vivo או ex vivo תהיה תלויה במגוון גורמים כגון גישה לסורק MRI, כספים ויכולת טכנית. שלב זה שימושי במיוחד לאימות בעת שילוב חדש של מודל PHHP. חשוב לציין כי בהיעדר סימנים מתועדים של לחץ תוך גולגולתי מוגבר, כגון לחץ פתיחה מוגבר, ממצאים מבודדים של ונטריקולומגליה בהדמיית MRI אינם מייצגים הידרוצפלוס.

תוצאות

באמצעות מודל זה, הידרוצפלוס מתפתח בימים ובשבועות לאחר הזרקת כדוריות דם אדומות שעברו ליזה. ייצוג של תכנון ניסוי טיפוסי והתקדמות של הידרוצפלוס מסופק באיור 1. הערכנו 5-6 חיות דמה ו-6-8 חיות PHHP לקבוצה. כצעירים, חולדות עם PHHP הפגינו מקרוצפליה (איור 2

Discussion

פרוטוקול זה לאינדוקציה של PHHP מאפשר מדידות תוצאות קפדניות, ניתנות לכימות וניתנות לתרגום קליני של מבנה ותפקוד המוח במקביל לסימני היכר פנוטיפיים של הידרוצפלוס, כולל עלייה כרונית של ICP, ventriculomegaly ומקרוצפליה, מלידה ועד בגרות4. ניתן להשתמש במבחנים ביוכימיים, היסטו...

Disclosures

למחברים אין ניגודי אינטרסים לחשוף.

Acknowledgements

המחברים אסירי תודה על המימון הניתן על ידי המכונים הלאומיים לבריאות (R01HL139492), תוכנית המחקר הרפואי המכוונת על ידי הקונגרס (W81XWH1810166, W81XWH1810167, W81XWH2210461 ו-W81XWH2210462), אגודת ההידרוצפלוס ומכון המחקר רודי שולטה.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
70% ethanol Pharmco 111000200Diluted to 70% 
Betadine surgical scrubCardinal HealthNDC-67618-151-17
Blunt ForcepsRobozRS-8100
Bravmini Plus Cordless Rechargeable Trimmer Wahl 41590-0438
Carbon Steel Surgical blades Bard-Parker371151-11
centrifuge Eppendorf5424R
Cotton Gauze SpongeFisherbrand22-362-178Small, 6 inch sterile
Cotton-tipped ApplicatorsFisherbrand23-400-11430 G 1
Eye LubricantRefresh Lacri Lube75929
Far infrared warming padKent scientificRT-0501 
Incubator -  Genie Temp-Shaker 100 Scientific IndustriesSI-G100
Insulin SyringesBD3284380.3 cc 3 mm 31 G, ultrafine 
IsofluraneCovetrus 11695067772 
Ketamine hydrochloride injectionDechra 17033-101-10
KimwipesKimtech ScienceBXTNI141300
LPS 011B4SigmaL2630
microcentrifuge tubesThermo Fisher Scientific34532.0 mL
NeedleBD3051221 mL
NeedleBD30512825 G 5/8
Needle HoldersKent Scientific Corp.INS1410912.5 CM STR
OR TowelsCardinal Health287000-008
Paper measuring tapeCardinal HealthSKU  
Saline Solution, 0.9%SigmaS8776
ScissorsRobozRS-6808
SomnoSuiteKent ScientificSS6823B 
Sterile Alcohol Prep PadsFisherbrand06-669-62Sterile
Surgical glovesBiogel40870
Surgical ScissorsRobozRS-5880
Surgical ScissorsEST14002-16
SyringeBD309628
T/Pump (Heat Therapy Pump)Stryker Medical TP700
Vessel ClipsKent Scientific Corp.INS1412030 G Pressure
Xylazine injection vet one NDC 13985-704-10

References

  1. Sevensky, R., Newville, J. C., Tang, H. L., Robinson, S., Jantzie, L. L. Cumulative damage: Cell death in posthemorrhagic hydrocephalus of prematurity. Cells. 10 (8), 1911 (2021).
  2. Robinson, S., Jantzie, L. L. Pathogenesis of posthemorrhagic hydrocephalus of prematurity: New horizons. Semin Perinatol. 46 (5), 151596 (2022).
  3. Dewan, M. C., et al. Global hydrocephalus epidemiology and incidence: systematic review and meta-analysis. J Neurosurg. 130 (4), 1065-1079 (2018).
  4. Robinson, S. Neonatal posthemorrhagic hydrocephalus from prematurity: pathophysiology and current treatment concepts. J Neurosurg Pediatr. 9 (3), 242-258 (2012).
  5. Gigi, M., Roth, J., Eshel, R., Constantini, S., Bassan, H. Health-related quality of life after post-haemorrhagic hydrocephalus in children born preterm. Dev Med Child Neurol. 61 (3), 343-349 (2019).
  6. Muir, R. T., Wang, S., Warf, B. C. Global surgery for pediatric hydrocephalus in the developing world: a review of the history, challenges, and future directions. Neurosurg Focus. 41 (5), E11 (2016).
  7. Kulkarni, A. V., et al. Endoscopic third ventriculostomy and choroid plexus cauterization in infant hydrocephalus: a prospective study by the Hydrocephalus Clinical Research Network. J Neurosurg Pediatr. 21 (3), 214-223 (2018).
  8. Riva-Cambrin, J., et al. Risk factors for shunt malfunction in pediatric hydrocephalus: a multicenter prospective cohort study. J Neurosurg Pediatr. 17 (4), 382-390 (2016).
  9. Agajany, N., et al. The impact of neonatal posthemorrhagic hydrocephalus of prematurity on family function at preschool age. Early Hum Dev. 137, 104827 (2019).
  10. Berry, J. G., et al. Characteristics of hospitalizations for patients who use a structured clinical care program for children with medical complexity. J Pediatr. 159 (2), 284-290 (2011).
  11. Berry, J. G., et al. Hospital utilization and characteristics of patients experiencing recurrent readmissions within children's hospitals. JAMA. 305 (7), 682-690 (2011).
  12. Berry, J. G., et al. Trends in resource utilization by children with neurological impairment in the United States inpatient health care system: a repeat cross-sectional study. PLoS Med. 9 (1), e1001158 (2012).
  13. Drake, J. M., et al. Randomized trial of cerebrospinal fluid shunt valve design in pediatric hydrocephalus. Neurosurgery. 43 (2), 294-303 (1998).
  14. Simon, T. D., et al. Cerebrospinal fluid shunt infection: Emerging paradigms in pathogenesis that affect `prevention and treatment. J Pediatr. 206, 13-19 (2019).
  15. Simon, T. D., et al. Hospital care for children with hydrocephalus in the United States: utilization, charges, comorbidities, and deaths. J Neurosurg Pediatr. 1 (2), 131-137 (2008).
  16. Riva-Cambrin, J., et al. Predictors of success for combined endoscopic third ventriculostomy and choroid plexus cauterization in a North American setting: a Hydrocephalus Clinical Research Network study. J Neurosurg Pediatr. 24 (2), 128-138 (2019).
  17. Emmert, A. S., et al. Characterization of a novel rat model of X-linked hydrocephalus by CRISPR-mediated mutation in L1cam. J Neurosurg. 132 (3), 945-958 (2019).
  18. Strahle, J. M., et al. Role of hemoglobin and iron in hydrocephalus after neonatal intraventricular hemorrhage. Neurosurgery. 75 (6), 696-705 (2014).
  19. Robinson, S., et al. Extended combined neonatal treatment with erythropoietin plus melatonin prevents posthemorrhagic hydrocephalus of prematurity in rats. Front Cell Neurosci. 12, 322 (2018).
  20. Yung, Y. C., et al. Lysophosphatidic acid signaling may initiate fetal hydrocephalus. Sci Transl Med. 3 (99), 99ra87 (2011).
  21. Moscuzza, F., et al. Correlation between placental histopathology and fetal/neonatal outcome: chorioamnionitis and funisitis are associated to intraventricular haemorrage and retinopathy of prematurity in preterm newborns. Gynecol Endocrinol. 27 (5), 319-323 (2011).
  22. Salas, A. A., et al. Histological characteristics of the fetal inflammatory response associated with neurodevelopmental impairment and death in extremely preterm infants. J Pediatr. 163 (3), 652-657 (2013).
  23. Arayici, S., et al. The effect of histological chorioamnionitis on the short-term outcome of preterm infants ≤32 weeks: a single-center study. J Matern Fetal Neonatal Med. 27 (11), 1129-1133 (2014).
  24. Shankaran, S., et al. Maternal race, demography, and health care disparities impact risk for intraventricular hemorrhage in preterm neonates. J Pediatr. 164 (5), 1005-1011.e3 (2014).
  25. Lu, H., Wang, Q., Lu, J., Zhang, Q., Kumar, P. Risk factors for intraventricular hemorrhage in preterm infants born at 34 weeks of gestation or less following preterm premature rupture of membranes. J Stroke Cerebrovasc Dis. 25 (4), 807-812 (2016).
  26. Stark, M. J., Hodyl, N. A., Belegar, V. K., Andersen, C. C. Intrauterine inflammation, cerebral oxygen consumption and susceptibility to early brain injury in very preterm newborns. Arch Dis Child Fetal Neonatal Ed. 101 (2), F137-F142 (2016).
  27. Lee, J., et al. A new anti-microbial combination prolongs the latency period, reduces acute histologic chorioamnionitis as well as funisitis, and improves neonatal outcomes in preterm PROM. J Matern Fetal Neonatal Med. 29 (5), 707-720 (2016).
  28. Edwards, J. M., Edwards, L. E., Swamy, G. K., Grotegut, C. A. Magnesium sulfate for neuroprotection in the setting of chorioamnionitis. J Matern Fetal Neonatal Med. 31 (9), 1156-1160 (2018).
  29. Alan, N., et al. Reduced ventricular shunt rate in very preterm infants with severe intraventricular hemorrhage: an institutional experience. J Neurosurg Pediatr. 10 (5), 357-364 (2012).
  30. Karimy, J. K., et al. Inflammation-dependent cerebrospinal fluid hypersecretion by the choroid plexus epithelium in posthemorrhagic hydrocephalus. Nat Med. 23 (8), 997-1003 (2017).
  31. Wessell, A. P., et al. A sustained systemic inflammatory response syndrome is associated with shunt-dependent hydrocephalus after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. J Neurosurg. 130 (6), 1984-1991 (2018).
  32. Abdi, K., et al. Uncovering inherent cellular plasticity of multiciliated ependyma leading to ventricular wall transformation and hydrocephalus. Nat Commun. 9 (1), 1655 (2018).
  33. Goulding, D. S., et al. Neonatal hydrocephalus leads to white matter neuroinflammation and injury in the corpus callosum of Ccdc39 hydrocephalic mice. J Neurosurg Pediatr. 25 (5), 476-483 (2020).
  34. Hussain, R., et al. Potentiating glymphatic drainage minimizes post-traumatic cerebral oedema. Nature. 623 (7989), 992-1000 (2023).
  35. Cai, Y., et al. The relationship between inflammation, impaired glymphatic system, and neurodegenerative disorders: A vicious cycle. Neurobiol Dis. 192, 106426 (2024).
  36. Mogensen, F. L., Delle, C., Nedergaard, M. The glymphatic system (en)during inflammation. Int J Mol Sci. 22 (14), 7491 (2021).
  37. Jantzie, L. L., Winer, J. L., Maxwell, J. R., Chan, L. A., Robinson, S. Modeling encephalopathy of prematurity using prenatal hypoxia-ischemia with intra-amniotic lipopolysaccharide in rats. J Vis Exp. (105), e53196 (2015).
  38. Kitase, Y., et al. Chorioamnionitis disrupts erythropoietin and melatonin homeostasis through the placental-fetal-brain axis during critical developmental periods. Front Physiol. 14, 1201699 (2023).
  39. Maxwell, J. R., Denson, J. L., Joste, N. E., Robinson, S., Jantzie, L. L. Combined in utero hypoxia-ischemia and lipopolysaccharide administration in rats induces chorioamnionitis and a fetal inflammatory response syndrome. Placenta. 36 (12), 1378-1384 (2015).
  40. Ozen, M., et al. Chorioamnionitis precipitates perinatal alterations of heme-oxygenase-1 (HO-1) homeostasis in the developing rat brain. Int J Mol Sci. 22 (11), 5773 (2021).
  41. Yellowhair, T. R., et al. CXCR2 blockade mitigates neural cell injury following preclinical chorioamnionitis. Front Physiol. 10, 324 (2019).
  42. Yellowhair, T. R., et al. Chorioamnionitis in rats precipitates extended postnatal inflammatory lymphocyte hyperreactivity. Dev Neurosci. , 1-11 (2019).
  43. Yellowhair, T. R., et al. Preclinical chorioamnionitis dysregulates CXCL1/CXCR2 signaling throughout the placental-fetal-brain axis. Exp Neurol. 301 (Pt B), 110-119 (2018).
  44. Jantzie, L. L., et al. Complex pattern of interaction between in utero hypoxia-ischemia and intra-amniotic inflammation disrupts brain development and motor function. J Neuroinflammation. 11, 131 (2014).
  45. Jantzie, L. L., et al. Repetitive neonatal erythropoietin and melatonin combinatorial treatment provides sustained repair of functional deficits in a rat model of cerebral palsy. Front Neurol. , 233 (2018).
  46. Maxwell, J. R., et al. Prenatal alcohol exposure and chorioamnionitis results in microstructural brain injury in a preclinical investigation. Ann Pediatr Res. 4 (1), 1031 (2020).
  47. Karimy, J. K., et al. Outcomes of the 2019 hydrocephalus association workshop, "Driving common pathways: extending insights from posthemorrhagic hydrocephalus". Fluids Barriers CNS. 20 (1), 4 (2023).
  48. Jakopin, N. E., et al. Establishing ranked priorities for future hydrocephalus research. J Neurosurg. 139 (2), 492-501 (2022).
  49. Koschnitzky, J. E., et al. Opportunities in posthemorrhagic hydrocephalus research: outcomes of the Hydrocephalus Association Posthemorrhagic Hydrocephalus Workshop. Fluids Barriers CNS. 15 (1), 11 (2018).
  50. Strahle, J., et al. Mechanisms of hydrocephalus after neonatal and adult intraventricular hemorrhage. Transl Stroke Res. 3 (Suppl 1), 25-38 (2012).
  51. Segado-Arenas, A., et al. Cognitive impairment and brain and peripheral alterations in a murine model of intraventricular hemorrhage in the preterm newborn. Mol Neurobiol. 55 (6), 4896-4910 (2018).
  52. Li, Q., et al. Targeting germinal matrix hemorrhage-induced overexpression of sodium-coupled bicarbonate exchanger reduces posthemorrhagic hydrocephalus formation in neonatal rats. J Am Heart Assoc. 7 (3), e007192 (2018).
  53. Gaisie, G., Roberts, M. S., Bouldin, T. W., Scatliff, J. H. The echogenic ependymal wall in intraventricular hemorrhage: sonographic-pathologic correlation. Pediatr Radiol. 20 (5), 297-300 (1990).
  54. Mohammad, K., et al. Consensus approach for standardizing the screening and classification of preterm brain injury diagnosed with cranial ultrasound: A Canadian perspective. Front Pediatr. 618236, (2021).
  55. Gao, C., et al. Role of red blood cell lysis and iron in hydrocephalus after intraventricular hemorrhage. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (6), 1070-1075 (2014).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

217

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved