הערה: כדי לשמור על תנאים סטריליים תרבות, כל ההליכים פרוטוקול זה מבוצעות באמצעות שיטות מעבדה סטרילית שנערך מתחת למכסה המנוע זרימה למינרית. לפני שמתחילים, להבטיח כי התקשורת היא כל equilibrated ל 37 ° C ו בגז כראוי. הכנת Geltrex מצופה צלחות תרבות הערה: ראה נספח לשימוש מנות CELLstart תרבות מצופה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> One הפשירי שפופרת של Geltrex (1 מ&quot;ל) לאט 2-8 ° C ו 1:100 לדלל אותו 99 מ&quot;ל של נוק D-MEM/F-12. מערבבים בעדינות את הפתרון. הערה: יש שורות תאים iPS עשויה לדרוש דילול שונים Geltrex לצמיחה אופטימלית. ראו נספח דילולים חלופיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכסים את כל פני השטח של כל מנה תרבות עם פתרון Geltrex (1 מ&quot;ל למנה 35 מ&quot;מ, 1.5 מ&quot;ל למנה 60 מ&quot;מ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותם כל צלחת עם Parafilm כדי למנוע ייבוש דגירה את הכלים במשך שעה 1 ב 37 ° C. הערה: בשלב זה ניתן לאחסן את Geltrex מצופה מנות התרבות בשעה 4 ° C עד חודש 1. חותם כל צלחת עם Parafilm למנוע Geltrex מהתייבשות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני השימוש, העברת Geltrex מצופה הכלים ברדס זרימה למינרית ולאפשר להם לאזן לטמפרטורת החדר (כ - 1 שעה). </li></ol> הכנת בנוקאאוט השלם SR מזין ללא בינוני <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להכין 1 מ&quot;ל של 10 מיקרוגרם / מ&quot;ל ​​פתרון בסיסי FGF, בסביבה נקייה מחיידקים, לערבב את המרכיבים המפורטים להלן. הפתרון Aliquot ולאחסן ב -20 ° C למשך עד 6 חודשים. <table border="0" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> יסוד FGF </td><td> 10 מיקרוגרם </td></tr><tr><td> D-PBS </td><td> 990 μL </td></tr><tr><td> 10% BSA </td><td> 10 μL </td></tr></tbody></table> הערה: ניתן להחליף BSA עם HSA או SR נוק בריכוז זהה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להכין 50 מ&quot;ל של תמיסת מ&quot;ג / מ&quot;ל ​​2 Dispase, בסביבה נקייה מחיידקים, לערבב את המרכיבים המפורטים להלן. סנן לעקר את הפתרון ולאחסן ב 4 מעלות צלזיוס עד 2 שבועות. <table border="0" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> Dispase </td><td> 100 מ&quot;ג </td></tr><tr><td> D-PBS </td><td> 50 מ&quot;ל </td></tr></tbody></table></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להכין 100 מ&quot;ל של SR בנוקאאוט להשלים מזין חינם (KSR-FF) בינוני בסביבה נקייה מחיידקים, לשלב את המרכיבים המפורטים בטבלה להלן. <table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> רכיב </td><td> במלאי ריכוז </td><td> הריכוז הסופי </td><td> נפח </td></tr><tr><td> נוק DMEM/F12 (לא קט. 12660-012) </td><td> - </td><td> 1X </td><td> 76.8 מ&quot;ל </td></tr><tr><td> GlutaMAX-I (קט &#39;מס&#39; 35050-061) </td><td> 200 מ&quot;מ </td><td> 2 מ&quot;מ </td><td> 1 מ&quot;ל </td></tr><tr><td> נוקאאוט SR (לא קט. 10828-028) </td><td> - </td><td> 20% </td><td> 20 מ&quot;ל </td></tr><tr><td> נוקאאוט SR-GFC (לא קט. A10580-01) </td><td> 50X </td><td> 1X </td><td> 2 מ&quot;ל </td></tr><tr><td> bFGF (לא קט. PHG0024) </td><td> 10 מיקרוגרם / מ&quot;ל </td><td> 20 ng / mL </td><td> 200 μL </td></tr></tbody></table> אתה יכול לאחסן את המדיום KSR-FF ב 2-8 מעלות עד שבוע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רגע לפני טרום equilibrating המדיום להשלים לטמפרטורה וגזים, בסביבה נקייה מחיידקים, להוסיף נפח הנדרש mercaptoethanol 2 (55 מניות בריכוז mM) בריכוז סופי 0.1 מ&quot;מ. לדוגמה, כדי להכין 100 מ&quot;ל של מדיום KSR-FF להוסיף μL 182 מ&quot;מ 55 2 mercaptoethanol (1:550 דילול) לחילופין, 2 mercaptoethanol ניתן להוסיף בינוני השלימה 1X ומאוחסנים ב 2-8 מעלות עד שבוע. </li></ol> התאמת iPSCs ל KSR-FF בינוני <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני שמתחילים, טרום לאזן מאכלים Geltrex שלך מצופה לטמפרטורת החדר בשכונה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תרבות iPSCs על תאים MEF מזין עד שהם ומחוברות 70-80%. נא עיין בהוראות עכבר עובריים פיברובלסטים GIBCO MEF עבור פרוטוקולים מבוססי תרבות. </li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> טרום חם נפח הנדרש Dispase בתוך אמבט המים 37 מעלות צלזיוס. עיין טבלה 1 להלן פרטים על כרכים הנדרש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טרום לאזן את נפח הנדרש KSR-FF תוך 37 דק &#39;for15 ° C אמבט מים. עיין טבלה 1 להלן פרטים על כרכים הנדרש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב את המדיום מן הכלים התרבות, להוסיף כמות מתאימה של פתרון Dispase. דגירה את הכלים על 37 מעלות צלזיוס במשך 3-5 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב את הפתרון Dispase מספינת כל תרבות לשטוף את מזין תאים MEF בעדינות עם D-PBS (2 עד 3 פעמים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף את הכמות המתאימה של המדיום בנוקאאוט להשלים SR לכלי כל תרבות. השתמש מגרד התא או פיפטה 5 מ&quot;ל בעדינות כדי לגרד תאים מעל פני השטח של כלי התרבות. הערה: ראה נספח בפרוטוקולים הסתגלות חלופי להסתגל iPS קווי קשה התא, </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אסוף את ההשעיה תא מצלחת כל תרבות לתוך 15 צינורות נפרדים חרוטי מ&quot;ל. יש לשטוף את כל כלי תרבות עם כמות מתאימה של המדיום בנוקאאוט להשלים SR, ולהוסיף את D-PBS לשטוף בינוני לתוך צינורות חרוטי 15 מ&quot;ל המכיל את ההשעיה התא. היזהר שלא לשבור את גושי תאים לתוך תאים בודדים </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה 15 צינורות חרוטי מ&quot;ל ב XG 200 במשך 5 דקות עד גלולה iPSCs. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב supernatant מן גלולה iPSC. Resuspend גלולה בסכום המתאים של המדיום KSR-FF על פי יחס הפיצול (טבלה 1). לא לשבור את גושי התאים לגודל קטן יותר, כי גושים קטנים לא לצרף גם אל פני השטח. הערה: אנו ממליצים על יחס של 1:02 לפצל את 3 הקטעים הראשונים לאחר iPSCs כבר passaged ישירות בינוני התרבות iPSC MEF עד בינוני KSR-FF. בדרך כלל, יחס לפצל 1:03-01:05 מתאים, אבל passaging בשעה 01:02 מבטיח את צפיפות גבוהה יותר של תאים הדרושים כאשר הסתגלות לתרבות מזין חופשי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני ציפוי iPSCs על מנות Geltrex מצופה, לשאוב שיורית פתרון Geltrex מצלחת מראש מצופה, ולאט לאט להוסיף כמות מתאימה של השעיה התא לצלחת כל תרבות. הערה: אין לשטוף כלים לפני ציפוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזז את צלחת תרבות הלוך ושוב מצד לצד מספר פעמים כדי לפזר את התאים על פני השטח של המנה. בעדינות במקום צלחת תרבות 37 ° C חממה עם אווירה humidified של CO 4-6% 2 באוויר. החלף את המדיום בילה עם KSR-FF כל יום. </li></ol> Passaging iPS תאים אנושיים באמצעות KSR-FF <ol start="13" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים לב iPSCs האדם גדל להשלים KSR-FF תחת מיקרוסקופ כדי לאשר כי התאים הם 70-80% ומחוברות ומוכן להיות subcultured. עיין באיור 1. הערה: אם המושבות נעשים צפופים מדי או גדול מדי, בידול מוגברת מתרחשת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגזור והסר מושבות iPSC הבדיל לפני passaging התרבות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טרום חם נפח הנדרש Dispase בתוך אמבט המים 37 מעלות צלזיוס. עיין טבלה 1 להלן פרטים על כרכים הנדרש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טרום לאזן את נפח הנדרש KSR-FF תוך 37 דק &#39;for15 ° C אמבט מים. עיין טבלה 1 להלן פרטים על כרכים הנדרש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב את המדיום בילה מספינת תרבות באמצעות פיפטה, ולשטוף את התאים פעמיים עם D-PBS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות להוסיף מראש חימם פתרון Dispase לכלי השיט תרבות (למשל, 1 מ&quot;ל של תמיסת Dispase לכל צלחת 60 מ&quot;מ תרבות). מערבולת כלי התרבות כדי לצפות את פני התא כולו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה כלי התרבות ב 37 מעלות צלזיוס במשך 3 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את כלי מן האינקובטור, לשאוב את הפתרון Dispase, לשטוף בעדינות את התאים עם D-PBS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות לגרד את התאים את פני השטח של צלחת התרבות באמצעות מגרד התא, ולהעביר את התאים צינור צנטריפוגות סטרילי 15 מ&quot;ל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יש לשטוף את המנה תרבות פעמיים עם KSR-FF, בעדינות &quot;ריסוס את&quot; כל התאים לא מנותקת. בריכת בינוני לשטוף עם התאים בצינור 15 מ&quot;ל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה התחתית XG 200 במשך 5 דקות בטמפרטורת החדר כדי גלולה התאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בזהירות לשאוב supernatant מבלי להפריע לתא גלולה וזורקים אותו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות קפיצי הצינור באופן מלא לעקור את התא גלולה מתחתית הצינור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות resuspend התאים מראש equilibrated KSR-FF בעזרת פיפטה 5 מ&quot;ל סרולוגיות. אל triturate. הערה: זה הוא קריטי בשלב כדי resuspend בעדינות את התאים ללא שימוש בכוח כדי למנוע נזק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העברת התאים אל צלחת מתוקים Geltrex מצופה 60 מ&quot;מ ביחס הפיצול הרצוי ולעבור את המנה תרבות הלוך ושוב מצד לצד מספר פעמים כדי לפזר את התאים על פני השטח שלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את צלחת תרבות 37 ° C חממה עם אווירה של humidified4-6% CO 2 באוויר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למחרת, בעדינות להחליף את מדיום בילה עם KSR-FF להסיר פסולת התא. החלף את המדיום בילה יום לאחר מכן. שים לב בתאי iPS יומי המעבר אותם לפי הצורך (בערך כל 4-5 ימים). Passaging מומלץ כאשר התאים מגיעים מפגש 70-80%. עבור cryopreservation תא השב&quot;ס הפשרה, עיין בפרוטוקול שלנו תחת הכותרת &quot;Cryopreserving ו שחזור של תאים iPS האדם באמצעות נוקאאוט השלם החלפת סרום מזין ללא בינוני&quot;. </li></ol> תוצאות צפויות <img src="/files/ftp_upload/2236/2236fig1.jpg" alt="איור 1" /> באיור 1. הניגוד שלב התמונה שלהלן מציגה iPSCs גדל על Geltrex מצופה מנות התרבות באמצעות נוקאאוט להשלים סרום מזין החלפה ללא בינוני. IPSCs התערוכה מורפולוגיה דומה ל hESCs, המאופיינת גרעינים גדולים הציטופלסמה דלים. (בהגדלה 40X) <table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> רכיב </td><td> 35mm דיש </td><td> 60mm דיש </td><td> 100mm דיש </td></tr><tr valign="top"><td> השלם בנוקאאוט SR בינוני </td><td> 2 מ&quot;ל </td><td> 4 מ&quot;ל </td><td> 10 מ&quot;ל </td></tr><tr valign="top"><td> Geltrex פתרון </td><td> 1 מ&quot;ל </td><td> 1.5 מ&quot;ל </td><td> 4-5 מ&quot;ל </td></tr><tr valign="top"><td> Dispase </td><td> 0.5 מ&quot;ל </td><td> 1 מ&quot;ל </td><td> 3-4 מ&quot;ל </td></tr><tr valign="top"><td> D-PBS עבור שטיפה </td><td> 2 מ&quot;ל </td><td> 4 מ&quot;ל </td><td> 10 מ&quot;ל </td></tr></tbody></table> טבלה 1. מומלץ כרכים <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/2236/2236appendix.pdf">אנא לחץ כאן כדי לראות את התוספתן</a> .

<ol>
	<li>Takahashi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+pluripotent+stem+cells+from+mouse+embryonic+and+adult+fibroblast+cultures+by+defined+factors.">Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors.</a> Cell. 126, 663-676 (2006).</li><li>Takahashi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+pluripotent+stem+cells+from+adult+human+fibroblasts+by+defined+factors.">Induction of pluripotent stem cells from adult human fibroblasts by defined factors.</a> Cell. 131, 861-872 (2007).</li><li>Yu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induced+pluripotent+stem+cell+lines+derived+from+human+somatic+cells.">Induced pluripotent stem cell lines derived from human somatic cells.</a> Science. 318, 1917-1920 (2007).</li><li>Maherali, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guidelines+and+techniques+for+the+generation+of+induced+pluripotent+stem+cells.">Guidelines and techniques for the generation of induced pluripotent stem cells.</a> Cell Stem Cell. 3, 595-605 (2008).</li><li>Li, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+rat+and+human+induced+pluripotent+stem+cells+by+combining+genetic+reprogramming+and+chemical+inhibitors.">Generation of rat and human induced pluripotent stem cells by combining genetic reprogramming and chemical inhibitors.</a> Cell Stem Cell. 4, 16-19 (2009).</li><li>Liao, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+induced+pluripotent+stem+cell+lines+from+adult+rat+cells.">Generation of induced pluripotent stem cell lines from adult rat cells.</a> Cell Stem Cell. 4, 11-15 (2009).</li><li>Dimos, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induced+pluripotent+stem+cells+generated+from+patients+with+ALS+can+be+differentiated+into+motor+neurons.">Induced pluripotent stem cells generated from patients with ALS can be differentiated into motor neurons.</a> Science. 321, 1218-1221 (2008).</li><li>Aasen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+and+rapid+generation+of+induced+pluripotent+stem+cells+from+human+keratinocytes.">Efficient and rapid generation of induced pluripotent stem cells from human keratinocytes.</a> Nat Biotechnli. 26, 1276-1284 (2008).</li><li>Park, I. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+human-induced+pluripotent+stem+cells.">Generation of human-induced pluripotent stem cells.</a> Nat Protoc. 3, 1180-1186 (2008).</li></ol>

המחברים של מאמר זה מועסקים על ידי החיים טכנולוגיות המייצרת ריאגנטים ומכשירים המשמשים במאמר זה.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Knockout DMEM/F12</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cat. no. 12660-012</td>
<td>Note: see appendix for the use of alternative DMEM products</td>
</tr>
<tr>
<td>GlutaMAX-I</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cat. No. 35050-061</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>KnockOut Serum Replacement</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>KnockOut SR, Cat. no. 10828-028</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>KnockOut Serum Replacement Growth Factor Cocktail</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>KnockOut SR-GFC, Cat. no. A10580-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>FGF-basic, human recombinant protein, 10 &mu;g</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>bFGF, Cat. no. PHG0024</td>
<td>Note: see appendix for alternative bFGF pack sizes.</td>
</tr>
<tr>
<td>2-Mercaptoethanol</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cat. no. 21985-023</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dispase</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cat. no. 17105-041</td>
<td>Note: see appendix for alternative passaging methods.</td>
</tr>
<tr>
<td>Geltrex hESC-Qualified Reduced Growth Factor Basement Matrix, 1 mL</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cat. no. A10480-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dulbecco&#x2019;s Phosphate Buffered Saline (D-PBS) without calcium and magnesium </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cat. no. 14190-144</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Sterile Tissue Culture Hood</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Incubator set at 37&deg;C</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pipette-Aid</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Water Bath set at 37&deg;C</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Sterile serological pipettes (5 mL, 10 mL)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Centrifuge</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>15 mL centrifuge tubes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>60mm Tissue Culture treated dishes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

feeder-free adaptation, culture and passaging of human ips cells using complete knockout serum replacement feeder-free medium

הגילוי בשנת 2006 כי fibroblasts האדם העכבר יכול להיות reprogrammed כדי לייצר תאים iPS 1-3 עם איכויות דומות להפליא בתאי גזע עובריים יצרה מקור חדש בעל ערך של תאים pluripotent עבור גילוי תרופות, טיפול בתא, ואת המחקר הבסיסי. התקשורת GIBCO ו ריאגנטים להיות בחוד החנית של המחקר תא גזע pluripotent במשך שנים. נוק DMEM בתוספת החלפת נוק סרום הוא התקשורת המועדף על צמיחת תאים גזע עובריים ועכשיו iPS תרבית תאים 3-9. מערכת זו תקן הזהב לתקשורת כעת ניתן להשתמש עבור תרבות חופשית מזין עם תוספת של SR קוקטייל נוק גורם הגדילה. ES האדם מסורתית ותרבות iPS שיטות תא דורשים שימוש בעכבר או אדם מזין שכבות פיברובלסטים, או מזין ממוזג בינוני. שיטות אלה הם תרבות עתירי עבודה, קשה בקנה מידה וקשה לשמור על הירכיים תאים שלא עברו התמיינות בשל תנאים מוגדרים. Invitrogen פיתחה SR נוק צמיחה קוקטייל פקטור כדי לאפשר לך בקלות מעבר תרבויות הירכיים שלך לתא מזין חופשית תוך שמירה על השימוש שלך SR נוק.

Watch this Scientific Journal Video about Feeder-Free Adaptation, Culture and Passaging of Human IPS Cells using Complete KnockOut Serum Replacement Feeder-Free Medium at JoVE.com

Feeder-Free Adaptation, Culture and Passaging of Human IPS Cells using Complete KnockOut Serum Replacement Feeder-Free Medium

פרוטוקול הבאה מספקת הדרכה והתאמת האדם הנגרמת גזע pluripotent (שב&quot;ס) תאים עד תרבות מזין בחינם באמצעות נוקאאוט להשלים סרום מזין החלפה ללא בינוני (KSR-FF). מותאם פעם, הוראות תחזוקה מתמדת ניתנים גם.

מזין ללא עיבוד, התרבות Passaging של תאים שב&quot;ס האדם באמצעות נוקאאוט השלם החלפת סרום מזין ללא בינוני

The discovery in 2006 that human and mouse fibroblasts could be reprogrammed to generate iPS cells 1-3 with qualities remarkably similar to embryonic stem ...

feeder-free-adaptation-culture-passaging-human-ips-cells-using

Research

JoVE Journal

Biology

22.3K Views.  Life Technologies.  中文 日本語 

Video: Feeder-Free Adaptation, Culture and Passaging of Human IPS Cells using Complete KnockOut Serum Replacement Feeder-Free Medium

Passaging HuES Human Embryonic Stem Cell-lines with Trypsin.

In this video we demonstrate how our lab routinely passages HuES human embryonic stem cell lines with trypsin.  Human embryonic stem cells are artifacts of cell culture, and tend to acquire karyotypic abnormalities with high population doublings.  Proper passaging is essential for maintaining a healthy, undifferentiated, karyotypically normal HuES human embryonic stem cell culture.  First, an expanding culture is washed in PBS to remove residual media and cell debris, then cells are overlaid with a minimal volume of warm 0.05% Trypsin-EDTA.  Trypsin is left on the cells for up to five minutes, then cells are gently dislodged with a 2mL serological pipette.  The cell suspension is collected and mixed with a large volume of HuES media, then cells are collected by gentle centrifugation.  The inactivated trypsin media mixture is removed, and cells resuspended in pre-warmed HuES media.  An appropriate split ratio is calculated (generally 1:10 to 1:20), and cells re-plated onto a 1-2 day old plate containing a monolayer of irradiated mouse embryonic fibroblast feeder cells.  The newly seeded HuES culture plate is left undisturbed for 48 hrs, then media is changed every day thereafter.  It is important not to trpsinize down to a single cell suspension, as this increases the risk of introducing karyotypic abnormalities.

In this video we demonstrate how our lab routinely passages HuES human embryonic stem cell lines with trypsin. Brought to you by JoVE.

גוונים Passaging האדם עובריים לתאי גזע קווי עם טריפסין

In this video we demonstrate how our lab routinely passages HuES human embryonic stem cell lines with trypsin.  Human embryonic stem cells are artifacts ...

Human ES cells: Starting Culture from Frozen Cells

Here we demonstrate how our lab begins a HuES human embryonic stem cell line culture from a frozen stock.  First, a one to two day old ten cm plate of  approximately one (to two) million irradiated mouse embryonic fibroblast feeder cells is rinsed with HuES media to remove residual serum and cell debris, and then HuES media added and left to equilibrate in the cell culture incubator.  A frozen vial of cells from long term liquid nitrogen storage or a -80C freezer is sourced and quickly submerged in a 37C water bath for quick thawing.  Cells in freezing media are then removed from the vial and placed in a large volume of HuES media.  The large volume of HuES media facilitates removal of excess serum and DMSO, which can cause HuES human embryonic stem cells to differentiate.  Cells are gently spun out of suspension, and then re-suspended in a small volume of fresh HuES media that is then used to seed the MEF plate.  It is considered important to seed the MEF plate by gently adding the HuES cells in a drop wise fashion to evenly disperse them throughout the plate.  The newly established HuES culture plate is returned to the incubator for 48 hrs before media is replaced, then is fed every 24 hours thereafter.

Here we demonstrate how our lab begins a HuES human embryonic stem cell line culture from a frozen stock.

ES תאים אנושיים: תרבות החל מ תאים קפואים

Here we demonstrate how our lab begins a HuES human embryonic stem cell line culture from a frozen stock.  First, a one to two day old ten cm plate of  ...

Passaging Human Neural Stem Cells

The ability to manipulate human neural stem/precursor cells (hNSPCs) in vitro provides a means to investigate their utility as cell transplants for therapeutic purposes as well as to explore many fundamental processes of human neural development and pathology.  This protocol presents a simple method of culturing and passaging hNSPCs in hopes of standardizing this technique and increasing reproducibility of human stem cell research.  The hNSPCs we use were isolated from cadaveric postnatal brain cortices by the National Human Neural Stem Cell Resource and grown as adherent cultures on flasks coated with fibronectin (Palmer et al., 2001; Schwartz et al., 2003).  We culture our hNSPCs in a DMEM:F12 serum-free media supplemented with EGF, FGF, and PDGF and passage them 1:2 approximately every seven days.  Using these conditions, the majority of the cells in the culture maintain a bipolar morphology and express markers of undifferentiated neural stem cells (such as nestin and sox2).

The ability to manipulate human neural stem/precursor cells (hNSPCs) in vitro allows to investigate their utility as cell transplants for therapeutic purposes and to explore human neural development. This protocol presents a method of culturing and passaging hNSPCs in hopes of increasing reproducibility of human stem cell research.

Passaging אדם בתאי גזע עצביים

The ability to manipulate human neural stem/precursor cells (hNSPCs) in vitro provides a means to investigate their utility as cell transplants for ...

Culture and Maintenance of Human Embryonic Stem Cells  

Human embryonic stem (hES) cells must be monitored and cared for in order to maintain healthy, undifferentiated cultures. At minimum, the cultures must be  fed  every day by performing a complete medium change to replenish lost nutrients and to keep the cultures free of unwanted differentiation factors. Although a small amount of differentiation is normal and expected in stem cell cultures, the culture should be routinely cleaned up by manually removing, or "picking" differentiated areas. Identifying and removing excess differentiation from hES cell cultures are essential techniques in the maintenance of a healthy population of cells.

Culture and Maintenance of Human Embryonic Stem Cells

This protocol demonstrates how to maintain healthy, undifferentiated human embryonic stem (ES) cells.

תרבות ותחזוקה של בתאי גזע עובריים אנושיים

Human embryonic stem (hES) cells must be monitored and cared for in order to maintain healthy, undifferentiated cultures. At minimum, the cultures must be ...

Cryopreserving and Recovering of Human iPS Cells using Complete KnockOut Serum Replacement Feeder-Free Medium

The discovery in 2006 that human and mouse fibroblasts could be reprogrammed to generate iPS cells 1-3 with qualities remarkably similar to embryonic stem cells has created a valuable new source of pluripotent cells for drug discovery, cell therapy, and basic research.
GIBCO media and reagents have been at the forefront of pluripotent stem cell research for years. Knockout DMEM supplemented with Knockout Serum Replacement is the media of choice for embryonic stem cell growth and now iPS cell culture 3-9. This gold standard media system can now be used for feeder-free culture with the addition of Knockout SR Growth Factor Cocktail.
Traditional human ES and iPS cell culture methods require the use of mouse or human fibroblast feeder layers, or feeder-conditioned medium. These culture methods are labor-intensive, hard to scale and it is difficult to maintain hiPS cells undifferentiated due to the undefined conditions. Invitrogen has developed Knockout SR Growth Factor Cocktail to allow you to easily transition your hiPS and hES cell cultures to feeder-free while still maintaining your use of Knockout SR.

This protocol describes the detailed procedure for cryopreserving human iPS cells in KnockOut SR cryopreservation medium and recovering these cells in complete KnockOut SR Feeder Free (KSR-FF) medium or feeder-based KnockOut SR medium.

Cryopreserving ו שחזור של תאים iPS האדם באמצעות נוקאאוט השלם מזין ללא החלפת סרום בינוני

Generation of Human Cardiomyocytes: A Differentiation Protocol from Feeder-free Human Induced Pluripotent Stem Cells

In order to investigate the events driving heart development and to determine the molecular mechanisms leading to myocardial diseases in humans, it is essential first to generate functional human cardiomyocytes (CMs). The use of these cells in drug discovery and toxicology studies would also be highly beneficial, allowing new pharmacological molecules for the treatment of cardiac disorders to be validated pre-clinically on cells of human origin. Of the possible sources of CMs, induced pluripotent stem (iPS) cells are among the most promising, as they can be derived directly from readily accessible patient tissue and possess an intrinsic capacity to give rise to all cell types of the body 1. Several methods have been proposed for differentiating iPS cells into CMs, ranging from the classical embryoid bodies (EBs) aggregation approach to chemically defined protocols 2,3. In this article we propose an EBs-based protocol and show how this method can be employed to efficiently generate functional CM-like cells from feeder-free iPS cells.

Pluripotent stem cells, either embryonic or induced pluripotent stem (iPS) cells, constitute a valuable source of human differentiated cells, including cardiomyocytes. Here, we will focus on cardiac induction of iPS cells, showing how to use them to obtain functional human cardiomyocytes through an embryoid bodies-based protocol.

דור של cardiomyocytes אדם: פרוטוקול בידול מתאי גזע מושרה pluripotent אדם ללא מזין

In order to investigate the events driving heart development and to determine the molecular mechanisms leading to myocardial diseases in humans, it is ...

Isolation of Small Noncoding RNAs from Human Serum

The analysis of RNA and its expression is a common feature in many laboratories. Of significance is the emergence of small RNAs like microRNAs, which are found in mammalian cells. These small RNAs are potent gene regulators controlling vital pathways such as growth, development and death and much interest has been directed at their expression in bodily fluids. This is due to their dysregulation in human diseases such as cancer and their potential application as serum biomarkers. However, the analysis of miRNA expression in serum may be problematic. In most cases the amount of serum is limiting and serum contains low amounts of total RNA, of which small RNAs only constitute 0.4-0.5%1. Thus the isolation of sufficient amounts of quality RNA from serum is a major challenge to researchers today. In this technical paper, we demonstrate a method which uses only 400 &#181;l of human serum to obtain sufficient RNA for either DNA arrays or qPCR analysis. The advantages of this method are its simplicity and ability to yield high quality RNA. It requires no specialized columns for purification of small RNAs and utilizes general reagents and hardware found in common laboratories. Our method utilizes a Phase Lock Gel to eliminate phenol contamination while at the same time yielding high quality RNA. We also introduce an additional step to further remove all contaminants during the isolation step. This protocol is very effective in isolating yields of total RNA of up to 100 ng/&#181;l from serum but can also be adapted for other biological tissues.

This protocol describes a method for extracting small RNAs from human serum. We have used this method to isolate microRNAs from cancer serum for use in DNA arrays and also singleplex quantitative PCR. The protocol utilizes phenol and guanidinium thiocyanate reagents with modifications to yield high quality RNA.

בידוד של קטן noncoding RNAs מסרום האדם

The analysis of RNA and its expression is a common feature in many laboratories. Of significance is the emergence of small RNAs like microRNAs, which are ...

MicroRNA Expression Profiles of Human iPS Cells, Retinal Pigment Epithelium Derived From iPS, and Fetal Retinal Pigment Epithelium

The objective of this report is to describe the protocols for comparing the microRNA (miRNA) profiles of human induced-pluripotent stem (iPS) cells, retinal pigment epithelium (RPE) derived from human iPS cells (iPS-RPE), and fetal RPE. The protocols include collection of RNA for analysis by microarray, and the analysis of microarray data to identify miRNAs that are differentially expressed among three cell types. The methods for culture of iPS cells and fetal RPE are explained. The protocol used for differentiation of RPE from human iPS is also described. The RNA extraction technique we describe was selected to allow maximal recovery of very small RNA for use in a miRNA microarray. Finally, cellular pathway and network analysis of microarray data is explained. These techniques will facilitate the comparison of the miRNA profiles of three different cell types.

The microRNA (miRNA) profiles of human induced-pluripotent stem (iPS) cells, retinal pigment epithelium (RPE) derived from human induced-pluripotent stem (iPS) cells (iPS-RPE), and fetal RPE, were compared.

פרופילי הביטוי microRNA של תאי iPS האנושי, רשתית פיגמנט האפיתל נגזר משב&quot;ס, ועוברי הרשתית פיגמנט האפיתל

The objective of this report is to describe the protocols for comparing the microRNA (miRNA) profiles of human induced-pluripotent stem (iPS) cells, ...

Preparation of Rat Serum Suitable for Mammalian Whole Embryo Culture

Mammalian whole embryo culture (WEC) is a widely used technique for examining pharmacological toxicity in developing mouse and rat embryos and for investigating the mechanisms of developmental processes. Immediately centrifuged (IC) rat serum is commonly used for WEC and is essential for the growth and development of cultured mouse and rat embryos ex vivo. For the culture of midgestation embryos (i.e., E8.0-12.5 for the mouse, and E10.0-14.5 for the rat), 100% rat serum is the best media for supporting the growth of the embryo ex vivo. To prepare rat serum suitable for WEC, the collected blood should be centrifuged immediately to separate the blood cells from the plasma fraction. After centrifugation, the fibrin clot forms in the upper layer; this clot should be squeezed gently using a pair of sterile forceps and subsequently centrifuged to completely separate the blood cells from the serum. In this video article, we demonstrate our standard protocol for the preparation of optimal IC rat serum, including blood collection from the abdominal aorta of male rats and extraction of the serum by centrifugation.

Mammalian whole embryo culture (WEC) is widely used in teratology and developmental biology. Immediately centrifuged rat serum is commonly provided as a medium for both mouse and rat WEC. In this video, we demonstrate our standard protocol for the preparation of high-quality rat serum suitable for mammalian WEC.

הכנת סרום העכברוש מתאים לתרבות עובר שלמה יונקים

Mammalian whole embryo culture (WEC) is a widely used technique for examining pharmacological toxicity in developing mouse and rat embryos and for ...

Efficient iPS Cell Generation from Blood Using Episomes and HDAC Inhibitors

This manuscript illustrates a protocol for efficiently creating integration-free human induced pluripotent stem cells (iPSCs) from peripheral blood using episomal plasmids and histone deacetylase (HDAC) inhibitors. The advantages of this approach include: (1) the use of a minimal amount of peripheral blood as a source material; (2) nonintegrating reprogramming vectors; (3) a cost effective method for generating vector free iPSCs; (4) a single transfection; and (5) the use of small molecules to facilitate epigenetic reprogramming. Briefly, peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) are isolated from routine phlebotomy samples and then cultured in defined growth factors to yield a highly proliferative erythrocyte progenitor cell population that is remarkably amenable to reprogramming. Nonintegrating, nontransmissible episomal plasmids expressing OCT4, SOX2, KLF4, MYCL, LIN28A, and a p53 short hairpin (sh)RNA are introduced into the derived erythroblasts via a single nucleofection. Cotransfection of an episome that expresses enhanced green fluorescent protein (eGFP) allows for easy identification of transfected cells. A separate replication-deficient plasmid expressing Epstein-Barr nuclear antigen 1 (EBNA1) is also added to the reaction mixture for increased expression of episomal proteins. Transfected cells are then plated onto a layer of irradiated mouse embryonic fibroblasts (iMEFs) for continued reprogramming. As soon as iPSC-like colonies appear at about twelve days after nucleofection, HDAC inhibitors are added to the medium to facilitate epigenetic remodeling. We have found that the inclusion of HDAC inhibitors routinely increases the generation of fully reprogrammed iPSC colonies by 2 fold. Once iPSC colonies exhibit typical human embryonic stem cell (hESC) morphology, they are gently transferred to individual iMEF-coated tissue culture plates for continued growth and expansion.

Here we describe a protocol for generating human induced pluripotent stem cells from peripheral blood using an episome based reprogramming strategy and histone deacetylase inhibitors.

דור יעיל iPS תא מהדם באמצעות Episomes וHDAC המעכבים

This manuscript illustrates a protocol for efficiently creating integration-free human induced pluripotent stem cells (iPSCs) from peripheral blood using ...

מזין ללא עיבוד, התרבות Passaging של תאים שב"ס האדם באמצעות נוקאאוט השלם החלפת סרום מזין ללא בינוני

Transcript

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video