PDK נתמך על ידי מענק ההפעלה CIHR (MOP 86523)

1. טכניקה כירורגית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניסויים אמור להתבצע באמצעות הטכניקה aseptic ובעקבות השימוש בבעלי חיים פרוטוקולים של המוסד הספציפי שלך. כלים וחומרים (פתרונות, חומרים הבדיקה, קליעים נותבים, מחטים וכו &#39;), לבוא במגע עם רקמה חיה חייב להיות סטרילי כדי למנוע זיהום משפיע לרעה על רווחת בעלי החיים ואת ההשפעות השליליות האפשריות של המחקר. </li></ol> 2. הרדמה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חולדות יהיה מורדם באמצעות מערכת אידוי isoflurane וטרינרי. השתמש חמצן כיתה רפואי בשיעור של 0.8 L / min כדי לאדות את הגז isoflurane. מניחים את החיה בתיבת הרדמה מצורף חיוג בריכוז isoflurane של 4% עד הנשימה הואט ובעלי חיים הוא שקט ורגוע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר מכן, לעבור את זרימת הגז המצורף מסיכת הגז למסגרת stereotaxic והמקום חיה במנגנון stereotaxic. הפעל את הריכוז isoflurane עד 2% ולפקח הרדמה. בעלי חיים גדולים יותר (&gt; 300 גרם) עשוי לדרוש ריכוז גבוה של isoflurane. הרדמה צריכה להיות במעקב במהלך הניתוח מינון isoflurane בהתאם. עומק וקצב הנשימה יש להעריך כל הזמן, קמצוץ הערכה הבוהן (כל 5 דקות) על היעדרו של כאב עמוק יש לבצע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הניתוח הושלם, לכבות את isoflurane ולאפשר את בעל החיים חמצן נשימה למשך מספר דקות לפני הסרת מהמכשיר stereotaxic. טמפרטורת הגוף צריך להיות מתוחזק על ידי מכסה את חיה עם שמיכה כירורגי ו / או באמצעות שמיכה חימום מוסדר במהלך הניתוח. </li></ol> 3. מזרק הכנה זריקות עינית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ראשית, להרכיב את מערכת מזרק עבור ביצוע זריקות התוך עיני. 10 μL RN Gastight 1701 המילטון מזרק משמש להזרקה. הסר את כל מחט או בהווה RN אגוז על קצה המזרק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את טבעת חזוק PFA לכוס הצצה טבעת חזוק של הולם את הדחיסה. ואז להכניס את הולם שלם לתוך בסוף המזרק ואת בורג רופף האגוז RN מעל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס קצה אחד של הצינור הצצה 1 / 16 אינץ&#39; לתוך מתאים דחיסה, דרך הפתח אגוז RN. ודא צינורות הצצה מוכנס היטב. הדקו את הבורג RN כדי לדחוס את טבעת חזוק, איטום צינורות הצצה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע שלב 3.2 בשני הקצוות של מצמד כפול RN זכוכית. צרף את הקצה החופשי של הצינור הצצה בקצה אחד של מצמד כפול RN זכוכית על ידי הידוק אגוז RN. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Micropipette זכוכית משך יהוו את המחט חבית למערכת ההזרקה. השתמש ב 1.5 מ&quot;מ OD צינורות זכוכית עבה חומה נימי לפברק את pipettes זכוכית, להוסיף את פיפטה זכוכית לתוך הקצה החופשי של מצמד כפול RN זכוכית. הדקו את הבורג RN לתקן את פיפטה במקום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הטיפ קנס של micropipettes זכוכית משך הוא בדרך כלל קטן מדי לביצוע זריקות התוך עיני. כדי ליצור קצה בקוטר המתאים, לשבור את קצה פיפטה הזכוכית תחת הדרכתו ויזואלי, באמצעות מיקרוסקופ כירורגי. סוף חלבית של שקופית הדגימה זכוכית מתאים גם לשבור את פיפטה. החזק את הפיפטה בזווית לשפשף את קצה לאורך ציפוי הזכוכית כדי ליצור הפסקה. באופן אידיאלי, קצה הסופי צריך להיות המשופעים מעט. זה עלול לקחת כמה ניסיונות לייצר עצה טובה, כך למשוך pipettes מרובים לפני השימוש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערכת הזרקה הוא הידראולי. לכן, מזרק, צינור מקשר הצצה, מצמד כפול RN הזכוכית micropipette זכוכית חייב להיות מלא שמן מינרלי לפני השימוש. שימוש בערכה תחול מ המילטון מזרק ושות&#39; (PRMKIT), למלא את המזרק תחול עם שמן מינרלי. שימוש במחט בקוטר גדול כדי לאפשר מעבר קל של שמן צמיגי. החלף את המחט עם המחט המילטון 90030 שמתאים בתוך חבית של מזרק 10 המילטון μL. בשלב הבא, במקום מחצה גומי על המחט המילטון 90030, על מנת לספק חותם בזמן הזרקת שמן מינרלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את המחט 90030 המילטון של המזרק תחול לחלק האחורי של קנה את המזרק 10 המילטון μL של מערכת ההזרקה. לחצו על מחצה בחוזקה בסוף המזרק ליצור חותם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט לאט לוחץ על המתג. תראה את שמן מינרלי לעבור דרך זכוכית אלמנטים של מערכת הזרקה, ולבסוף ממלא את פיפטה מזכוכית. דחוף את כל השמן דרך מערכת הזרקה על מנת להסיר כל בועות האוויר לאורך דרכי. אם מזרק מילוי אוזל שמן מינרלי, לאט למשוך את מחט תוך הזמן מחלק הנפט כדי למנוע היווצרות בועות אוויר. מילוי במזרק תחול ולהזריק שוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר המערכת כולה מלא שמן מינרלי בועה חינם, הכנס את הבוכנה המקורית של מזרק 10 המילטון μL. לוחץ על המתג עד סוף הנסיעה שלה כדי להסיר שמן מינרלי נוספים מהמערכת. נגבו את micropipette זכוכית נקי סוף המזרק נקי עם אתנול 70%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Withdraw על הבוכנה של המזרק כדי לסמן 2 μL על החבית. סוף micropipette הזכוכית ימלא עם אוויר מתן אזור חיץ בין שמן מינרלי הנוזל הרצוי להיות מוזרק. חבית פיפטה כעת ניתן למלא על ידי הנחת סוף micropipette בפתרון הרצוי משיכת הבוכנה של המזרק המילטון. אין להזריק יותר מ 4-5 μL של פתרון לתוך העין עכברוש מבוגר. </li></ol> 4. הזרקת נוהל תוך עיני: מיקוד על הרשתית גלובלי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם החיה הרדים ומאובטחת במסגרת stereotaxic (כפי שמתואר בסעיף 2), יש להשתמש בטיפות עיניים Alcaine כדי topically להרדים את הקרנית. פתח את העפעפיים עם האצבעות ואת המקום טיפה אחת של פתרון ההרדמה על פני השטח של הקרנית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרקת דורש שני אנשים: אחד להכניס את פיפטה זכוכית לתוך תא זגוגי ולשמור עמדה פיפטה, ודבר אחר הוא לוחץ על המתג על המזרק אשר מספק את הפתרון הרצוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחיזה תחת מיקרוסקופ כירורגי, הזכוכית micropipette ו כפול מצמד RN זכוכית עם האצבעות. מורחים את העפעפיים עם אצבעות יד חופשית שלך, ויצרו &quot;V&quot; הצורה מול הזריקה. באמצעות הפעלת כוח משיכה על העפעפיים, העין יהיו גבוהות מחוץ למסלול, חושף את פני השטח האחורי מאחורי לימבוס. על ידי יצירת &quot;V&quot; צורה עם האצבעות מול הזריקה, עריסה נוצר עבור העין מתן יציבות כאשר מזריקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס בעדינות את קצה micropipette הזכוכית דרך הלחמית, באזור ללא כלי דם, ודרך בלובן העין, בזווית כלפי מטה. אתה צריך להרגיש &quot;פופ&quot; קטן כאשר פיפטה חודר בלובן העין. הכנסת פיפטה בזווית מעט כלפי מטה מפחית את הסיכוי להכות את העדשה כאשר החדרת המחט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> האדם מחזיק את המזרק צריך עכשיו להזריק את μL 4 של פתרון מדכא את הבוכנה כדי לסמן 2 μL על המזרק. הזריקה צריכה לקחת כ 1-2 שניות בסך הכל. הזרקת בקצב איטי מאוד&gt; 3 שניות מפחיתה את התפשטות הראשונית של הפתרון באמצעות תא זגוגי. תוכל לראות את פתרון מוזרק שטיפה באמצעות תא זגוגי תחת מיקרוסקופ, ובכך לאמת את ההצלחה של ההליך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק את micropipette יציב למשך כ 5 שניות ולאחר מכן לסגת, בכיוון זהה את המחט הוכנס. לחמית יהיה דש בחזרה מעל הפתח הקטן, עוזר לאטום את לנקב scleral. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכסים את פני השטח של הקרנית עם משחת עיניים בעיניים (דמעות Naturale PM) על מנת למנוע התייבשות הקרנית במהלך ההתאוששות, ולהשיב את בעל החיים בכלוב התאוששות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משככי כאבים לאחר ניתוח צריכה להינתן על פי ההנחיות של טיפול בבעלי חיים שלך הרשויות ובעלי חיים צריכים להיות במעקב צמוד לאחר הניתוח. </li></ol> 5. מיקוד סלקטיבי לתאי הגנגליון ברשתית מן הגדם עצב הראייה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יישום קליעים נותבים, סמים, פלסמידים, siRNAs או וקטורים ויראליים אל גדם העצב האופטי, בעקבות axotomy, ישירות לתאי הגנגליון ברשתית מטרות באמצעות תחבורה מדרדר. מטרה זו מושגת על ידי הראשון ביצוע חיתוך רוחב עצב הראייה על פי &quot;פרוטוקול חיתוך רוחב אופטיים עצב&quot; 22. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ישנן שתי שיטות עיקריות לביצוע הליך זה: שימוש gelfoam, או הזרקה ישירה לתוך עצב הראייה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השיטה gelfoam דומה מדרדר מעקב, לעומת זאת, כאשר מתן טיפולים ניסיוניים על עצב הראייה רצוי תווית מראש בתאי הגנגליון של הרשתית באמצעות הזרקת קליעים נותבים נסוג לתוך שבוע מעולה 1 colliculus לפני axotomy. זה חשוב עבור תא התחקות כי, במקרים מסוימים קליעים נותבים עצבי יכול להפריע התחבורה מדרדר של חומרים ניסיוניים או להיפך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מיד לאחר עצב הראייה היא לחתוך, חתיכה קטנה של gelfoam ספוגה פתרון הניסוי ממוקם מעל הגדם transected עצב הראייה. תוכן מסלולית מוחזרים אז למיקום הקודם שלהם. כאשר העין הוא חזר לעמדה ניטרלית יש צורך להשתמש במלקחיים כדי לדחוף את פיסת gelfoam למטה למסלול, כדי להבטיח שהוא נשאר על סוף עצב הראייה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טכניקת ההזרקה יעילה יותר עבור משלוח של חומרים שצריכים לקבל גישה הציטופלסמה של האקסון כדי להיות מועבר על ידי זרימת retrogradely האקסופלזמית. זה כולל siRNAs ו פלסמידים, ובמקרים מסוימים וקטורים ויראליים. מזרק 5-10 μL המילטון משמש להזריק את הפתרון הרצוי לתוך עצב הראייה transected. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גריפ קצה עצב הראייה עם קנס קצה דומון מלקחיים. הכנס את הקצה של המחט לתוך עצב הראייה, במקביל העצב, עד שפוע כבר אינו נראה לעין. המחט הוכנס יהיה עטוף מכל צדדיו העצב. מחט עם שפוע קצר רצוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר needle מוכנס לתוך העצב, ללחוץ בעדינות בצידי העצב עם מלקחיים קצה בסדר להזריק 1 / 4 של הפתרון בעוד סיבוב מזרק אחד בתורו הרבעון עם כיוון השעון או נגד כוון השעון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המשך לחזור על שלב 5.7 עד שתשלים סיבוב מלא של המחט והזריק את כל תכולת המזרק. לקבלת התוצאות הטובות ביותר להזרים סך של 10 μL של פתרון באמצעות gastight 10 μL מזרק המילטון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את קצה המזרק מן העצב. השאירו את הנוזל מוזרק עודף כי יש refluxed מן העצב בתוך מסלול כמו זה יהוו בריכה נוספת על ידי ספיגת קצות האקסונים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזר את התוכן מסלולית למיקום המקורי שלהם, לסגור את הפצע, ולאפשר החיה להתאושש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משככי כאבים לאחר ניתוח צריכה להינתן על פי ההנחיות של טיפול בבעלי חיים שלך הרשויות ובעלי חיים צריכים להיות במעקב צמוד לאחר הניתוח. </li></ol> 6. נציג תוצאות: זריקות תוך עיניות היעד כל התאים ברשתית ברחבי העולם, פועלות היטב עבור החומרים למסירה RGCs נפצעו מאז בתאי הגנגליון נמצאים בשכבה הפנימית ביותר של נוירונים ברשתית, סמוך לחדר זגוגי. RGCs יכול גם להיות ממוקד ישירות על ידי אספקת חומרים על גדם העצב transected הראייה. RGCs Fluorogold שכותרתו retrogradely ניתן למקד באמצעות פפטידים, סמים, ווקטורים, פלסמידים, או siRNAs מ גדם העצב כמו באיור 1. איור 1A-C מדגים את הלוקליזציה של פפטיד שכותרתו Cy3 ב somata של RGCs שהיו טרום שכותרתו ידי הזרקת Fluorogold לתוך colliculus מעולה. Cy3 פפטידים שכותרתו הוזרקו עצב הראייה מיד לאחר axotomy, ואת הרשתית היה צילמו בחיים כדי למנוע את הפפטידים של שטיפת מתוך הרקמה במהלך קיבעון. איור 1D-F מדגים את הלוקליזציה של Cy3 siRNAs שכותרתו ואת נותב מדרדר Fluorogold ב RGCs axotomized. Cy3 siRNAs שכותרתו הוזרקו הגדם עצב הראייה מיד לאחר axotomy, ואת הרשתית היה צילמו בחיים. <img src="/files/ftp_upload/2261/2261fig1.jpg" alt="איור 1" /> באיור 1. Micrographs Epifluorescence של RGCs ב הרשתיות flatmounted ביום 1 לאחר axotomy ו הזרקת או פפטידים או siRNAs שכותרתו לתוך הגדם עצב הראייה. (א) Fluorogold תיוג מדרדר ב RGCs axotomized ב postaxotomy 1 היום (ב &#39;) Cy3 הקרינה RGCs הבאים תחבורה מדרדר של פפטידים שכותרתו, 1 יום אחרי axotomy הזרקת הפפטיד לתוך עצב הראייה. (ג) כיסוי של (א) ו - (ב) הוכחת לוקליזציה סלקטיבית של Cy3 פפטידים שכותרתו RGCs שכותרתו Fluorogold. (DF) גופותיהם של התא RGCs שכותרתו Fluorogold (ד &#39;) הם מילאו גם עם Cy3 siRNAs שכותרתו (E) שהוחדר לתוך הגדם עצב הראייה 24 שעות קודם לכן, כפי שמוצג כיסוי (F). בר סולם ב AC הוא 50 מיקרומטר. בר סולם ב DF הוא 20 מיקרומטר.

<ol>
	<li>Bahr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+or+let+die+-+retinal+ganglion+cell+death+and+survival+during+development+and+in+the+lesioned+adult+CNS.">Live or let die - retinal ganglion cell death and survival during development and in the lesioned adult CNS.</a> Trends Neurosci. 23, 483-4890 (2000).</li><li>Isenmann, S., Kretz, A., Cellerino, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+determinants+of+retinal+ganglion+cell+development,+survival,+and+regeneration.">Molecular determinants of retinal ganglion cell development, survival, and regeneration.</a> Prog Retin Eye Res. 22, 483-543 (2003).</li><li>Koeberle, P. D., Bahr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+and+guidance+cues+for+regenerating+axons:+where+have+they+gone.">Growth and guidance cues for regenerating axons: where have they gone.</a> J Neurobiol. 59, 162-180 (2004).</li><li>Weishaupt, J. H., Bahr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Degeneration+of+axotomized+retinal+ganglion+cells+as+a+model+for+neuronal+apoptosis+in+the+central+nervous+system+-+molecular+death+and+survival+pathways.">Degeneration of axotomized retinal ganglion cells as a model for neuronal apoptosis in the central nervous system - molecular death and survival pathways.</a> Restor. Neurol. Neurosci. 19, 1-2 (2001).</li><li>Arai-Gaun, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heme+oxygenase-1+induced+in+muller+cells+plays+a+protective+role+in+retinal+ischemia-reperfusion+injury+in+rats.">Heme oxygenase-1 induced in muller cells plays a protective role in retinal ischemia-reperfusion injury in rats.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 45, 4226-4232 (2004).</li><li>Bainbridge, J. W., Tan, M. H., Ali, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+therapy+progress+and+prospects:+the+eye.">Gene therapy progress and prospects: the eye.</a> Gene Ther. 13, 1191-1197 (2006).</li><li>Polo, A. D. i. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prolonged+delivery+of+brain-derived+neurotrophic+factor+by+adenovirus-infected+Muller+cells+temporarily+rescues+injured+retinal+ganglion+cells.">Prolonged delivery of brain-derived neurotrophic factor by adenovirus-infected Muller cells temporarily rescues injured retinal ganglion cells.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 95, 3978-3983 (1998).</li><li>Herard, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=siRNA+targeted+against+amyloid+precursor+protein+impairs+synaptic+activity+in+vivo.">siRNA targeted against amyloid precursor protein impairs synaptic activity in vivo.</a> Neurobiol Aging. 27, 1740-1750 (2006).</li><li>Koeberle, P. D., Bahr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+upregulation+of+GLAST-1+is+an+indirect+antiapoptotic+mechanism+of+GDNF+and+neurturin+in+the+adult+CNS.">The upregulation of GLAST-1 is an indirect antiapoptotic mechanism of GDNF and neurturin in the adult CNS.</a> Cell Death Differ. 15, 471-483 (2008).</li><li>Koeberle, P. D., Gauldie, J., Ball, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+adenoviral-mediated+gene+transfer+of+interleukin-10,+interleukin-4,+and+transforming+growth+factor-beta+on+the+survival+of+axotomized+retinal+ganglion+cells.">Effects of adenoviral-mediated gene transfer of interleukin-10, interleukin-4, and transforming growth factor-beta on the survival of axotomized retinal ganglion cells.</a> Neuroscience. 125, 903-920 (2004).</li><li>Naik, R., Mukhopadhyay, A., Ganguli, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+delivery+to+the+retina:+focus+on+non-viral+approaches.">Gene delivery to the retina: focus on non-viral approaches.</a> Drug Discov Today. 14, 306-315 (2009).</li><li>van Adel, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+ciliary+neurotrophic+factor+via+lentiviral-mediated+transfer+protects+axotomized+retinal+ganglion+cells+for+an+extended+period+of+time.">Delivery of ciliary neurotrophic factor via lentiviral-mediated transfer protects axotomized retinal ganglion cells for an extended period of time.</a> Hum Gene Ther. 14, 103-115 (2003).</li><li>Alexander, J. J., Hauswirth, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adeno-associated+viral+vectors+and+the+retina.">Adeno-associated viral vectors and the retina.</a> Adv Exp Med Biol. 613, 121-128 (2008).</li><li>Allocca, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AAV-mediated+gene+transfer+for+retinal+diseases.">AAV-mediated gene transfer for retinal diseases.</a> Expert Opin Biol Ther. 6, 1279-1294 (2006).</li><li>Surace, E. M., Auricchio, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Versatility+of+AAV+vectors+for+retinal+gene+transfer.">Versatility of AAV vectors for retinal gene transfer.</a> Vision Res. 48, 353-359 (2008).</li><li>Garcia-Valenzuela, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axon-mediated+gene+transfer+of+retinal+ganglion+cells+in+vivo.">Axon-mediated gene transfer of retinal ganglion cells in vivo.</a> J Neurobiol. 32, 111-122 (1997).</li><li>Koeberle, P. D., Wang, Y., Schlichter, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kv1.1+and+Kv1.3+channels+contribute+to+the+degeneration+of+retinal+ganglion+cells+after+optic+nerve+transection+in+vivo.">Kv1.1 and Kv1.3 channels contribute to the degeneration of retinal ganglion cells after optic nerve transection in vivo.</a> Cell Death Differ. 17, 134-144 (2010).</li><li>Kugler, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transduction+of+axotomized+retinal+ganglion+cells+by+adenoviral+vector+administration+at+the+optic+nerve+stump:+an+in+vivo+model+system+for+the+inhibition+of+neuronal+apoptotic+cell+death.">Transduction of axotomized retinal ganglion cells by adenoviral vector administration at the optic nerve stump: an in vivo model system for the inhibition of neuronal apoptotic cell death.</a> Gene Ther. 6, 1759-1767 (1999).</li><li>Lingor, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Down-regulation+of+apoptosis+mediators+by+RNAi+inhibits+axotomy-induced+retinal+ganglion+cell+death+in+vivo.">Down-regulation of apoptosis mediators by RNAi inhibits axotomy-induced retinal ganglion cell death in vivo.</a> Brain. 128, 550-558 (2005).</li><li>Leon, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lens+injury+stimulates+axon+regeneration+in+the+mature+rat+optic+nerve.">Lens injury stimulates axon regeneration in the mature rat optic nerve.</a> J Neurosci. 20, 4615-4626 (2000).</li><li>Mansour-Robaey, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+ocular+injury+and+administration+of+brain-derived+neurotrophic+factor+on+survival+and+regrowth+of+axotomized+retinal+ganglion+cells.">Effects of ocular injury and administration of brain-derived neurotrophic factor on survival and regrowth of axotomized retinal ganglion cells.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 91, 1632-1636 (1994).</li><li>D'Onofrio, P. M., Magharious, M. M., Koeberle, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optic+Nerve+Transection:+A+Model+of+Adult.">Optic Nerve Transection: A Model of Adult.</a> J Vis Exp. , .</li></ol>

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

חיתוך רוחב עצב הראייה הוא מודל לשחזור ביותר של אפופטוזיס CNS מבוגר נוירון. מניפולציות הניסוי הפגינו כתב היד הזה היתר חקר מנגנוני אפופטוזיס RGC לאחר פציעה. זריקות תוך עיניות שימושיים המיקוד העולמי של הרשתית. הליך זה דורש קצת תרגול, כ?...

A correction to the article Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS was made.

Erratum: Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Stereotaxic Frame</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Stoelting, Kopf, WPI</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Rat Gas Mask</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Stoelting, Kopf, WPI</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Anesthesia System</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VetEquip</td>
<td>901806</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Isoflurane (PrAErrane)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Baxter Corp</td>
<td>DIN 02225875</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Surgical Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>WPI, Zeiss, Leica</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Alcaine Eye Drops</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Alcon</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tears Naturale P.M.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Alcon</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fine tip Dumont forceps</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>11252-00</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>10 &mu;l Hamilton Syringe (1701RN; 26s/2&#x201D;/2)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hamilton Syringe Co.</td>
<td>80030</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1/16 inch Compression Fittings</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hamilton Syringe Co.</td>
<td>55751-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1/16 inch OD, 0.010 inch ID, PEEK Tubing</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Supelco, Bellefonte, PA</td>
<td>Z226661</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dual RN Glass Coupler</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hamilton Syringe Co.</td>
<td>55752-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Mineral Oil Priming Kit: includes syringe, needles, rubber septa</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hamilton Syringe Co.</td>
<td>PRMKIT</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

methods for experimental manipulations after optic nerve transection in the mammalian cns

בתאי גנגליון רשתית (RGCs) הם נוירונים במערכת העצבים המרכזית, כי פלט מידע חזותי מהרשתית אל המוח, באמצעות עצב הראייה. העצב האופטי ניתן לגשת בתוך מסלולו של העין transected לחלוטין (axotomized), חיתוך האקסונים של האוכלוסייה RGC כולו. חיתוך רוחב עצב הראייה הוא מודל לשחזור של מוות תאים אפופטוטיים נוירונים ב CNS הבוגרת 1-4. מודל זה הינו אטרקטיבי במיוחד מאחר קאמרית הזגוגית של העין פועלת כמו כמוסה עבור משלוח הסמים אל הרשתית, המתיר מניפולציות ניסיוני באמצעות זריקות התוך עיני. דיפוזיה של חומרים דרך הנוזל הזגוגי מבטיחה כי הם פועלים על האוכלוסייה RGC כולו. וקטורים ויראליים, פלסמידים או RNAs התערבות קצר (siRNAs) יכול גם להיות מועברת לתא זגוגי על מנת להדביק תאים ברשתית או transfect 5-12. כמיהות גבוהה של Adeno-Associated Virus (AAV) וקטורים מועילה RGCs היעד, עם שיעור זיהום מתקרב 90% של תאים ליד הזריקה 6, 7, 13-15. יתר על כן, RGCs ניתן transfected סלקטיבי על ידי יישום siRNAs, פלסמידים, או וקטורים ויראליים לסוף חתך של עצב הראייה 16-19 או וקטורים הזרקה לתוך היעד שלהם colliculus מעולה 10. הדבר מאפשר לחוקרים לבחון מנגנונים אפופטוטיים באוכלוסייה העצבית נפגע ללא תופעות בלבול על נוירונים אחרים או עובר אורח גליה שמסביב. RGC אפופטוזיס יש מאפיין זמן כמובן לפיה מוות של תאים מתעכב postaxotomy 3-4 ימים, אחרי אשר התאים להידרדר במהירות. זה מספק חלון מניפולציות ניסיוני נגד מסלולים מעורב אפופטוזיס. מניפולציות ישירות היעד RGCs מן הגדם transected עצב הראייה מבוצעים בזמן axotomy, מיד לאחר חיתוך העצב. לעומת זאת, כאשר חומרים מועברים דרך המסלול התוך עיני, הם יכולים להיות מוזרק לפני הניתוח או בתוך 3 הימים הראשונים לאחר הניתוח, שלפני תחילת אפופטוזיס RGCs axotomized. במאמר הנוכחי, אנחנו מדגימים כמה שיטות ניסיוניות מניפולציות לאחר חיתוך רוחב עצב הראייה.

Watch this Scientific Journal Video about Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS at JoVE.com

Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS

חיתוך רוחב עצב הראייה הוא מודל בשימוש נרחב של פגיעה במערכת העצבים המרכזית מבוגר. מודל זה הוא אידיאלי עבור ביצוע מספר מניפולציות ניסיוני כי היעד של הרשתית גלובלי או ישירות ליעד אוכלוסייה של תאים עצביים נפצעו הגנגליון ברשתית.

שיטות מניפולציות ניסויית, לאחר חיתוך רוחב עצב הראייה של מערכת העצבים המרכזית היונקים

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. The optic nerve can be ...

methods-for-experimental-manipulations-after-optic-nerve-transection

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.3K Views.  University of Toronto. חיתוך רוחב עצב הראייה הוא מודל בשימוש נרחב של פגיעה במערכת העצבים המרכזית מבוגר. מודל זה הוא אידיאלי עבור ביצוע מספר מניפולציות ניסיוני כי היעד של הרשתית גלובלי או ישירות ליעד אוכלוסייה של תאים עצביים נפצעו הגנגליון ברשתית.

Video: Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS

Optic Nerve Transection: A Model of Adult Neuron Apoptosis in the Central Nervous System

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. 
The optic nerve can be accessed within the orbit of the eye and completely transected (axotomized), cutting the axons of the entire RGC population. Optic nerve 
transection is a reproducible model of apoptotic neuronal cell death in the adult CNS 1-4. This model is particularly attractive because the vitreous
 chamber of the eye acts as a capsule for drug delivery to the retina, permitting experimental manipulations via intraocular injections. The diffusion of chemicals 
through the vitreous fluid ensures that they act upon the entire RGC population. Moreover, RGCs can be selectively transfected by applying short interfering RNAs 
(siRNAs), plasmids, or viral vectors to the cut end of the optic nerve 5-7 or injecting vectors into their target, the superior colliculus 8. 
This allows researchers to study apoptotic mechanisms in the desired neuronal population without confounding effects on other bystander neurons or surrounding glia. 
An additional benefit is the ease and accuracy with which cell survival can be quantified after injury. The retina is a flat, layered tissue and RGCs are localized in 
the innermost layer, the ganglion cell layer. The survival of RGCs can be tracked over time by applying a fluorescent tracer (3% Fluorogold) to the cut end of the 
optic nerve at the time of axotomy, or by injecting the tracer into the superior colliculus (RGC target) one week prior to axotomy. The tracer is retrogradely transported, labeling 
the entire RGC population. Because the ganglion cell layer is a monolayer (one cell thick), RGC densities can be quantified in flat-mounted tissue, without the need 
for stereology. Optic nerve transection leads to the apoptotic death of 90% of injured RGCs within 14 days postaxotomy 9-11. RGC apoptosis has a 
characteristic time-course whereby cell death is delayed 3-4 days postaxotomy, after which the cells rapidly degenerate. This provides a time window for 
experimental manipulations directed against pathways involved in apoptosis.

Optic Nerve transection is a widely used model of adult CNS injury. Ninety percent of retinal ganglion cells (RGCs) whose axons are completely transected (axotomy) die within 14 days after axotomy. This model is easily amenable to experimental manipulations and highly reproducible.

עצב הראייה חיתוך רוחב: מודל של אפופטוזיס Neuron למבוגרים במערכת העצבים המרכזית

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. 
The optic nerve can be ...

An Optic Nerve Crush Injury Murine Model to Study Retinal Ganglion Cell Survival

Injury to the optic nerve can lead to axonal degeneration, followed by a gradual death of retinal ganglion cells (RGCs), which results in irreversible vision loss. Examples of such diseases in human include traumatic optic neuropathy and optic nerve degeneration in glaucoma. It is characterized by typical changes in the optic nerve head, progressive optic nerve degeneration, and loss of retinal ganglion cells, if uncontrolled, leading to vision loss and blindness.
The optic nerve crush (ONC) injury mouse model is an important experimental disease model for traumatic optic neuropathy, glaucoma, etc. In this model, the crush injury to the optic nerve leads to gradual retinal ganglion cells apoptosis. This disease model can be used to study the general processes and mechanisms of neuronal death and survival, which is essential for the development of therapeutic measures. In addition, pharmacological and molecular approaches can be used in this model to identify and test potential therapeutic reagents to treat different types of optic neuropathy.
Here, we provide a step by step demonstration of (I) Baseline retrograde labeling of retinal ganglion cells (RGCs) at day 1, (II) Optic nerve crush injury at day 4, (III) Harvest the retinae and analyze RGC survival at day 11, and (IV) Representative result.

This protocol shows how to retrogradely label retinal ganglion cells, and how to subsequently make an optic nerve crush injury in order to analyze retinal ganglion cell survival and apoptosis. It is an experimental disease model for different types of optic neuropathy, including glaucoma.

עצב הראייה קראש פגיעה דגם Murine לחקר הישרדות רשתית תא גנגליון

Injury to the optic nerve can lead to axonal degeneration, followed by a gradual death of retinal ganglion cells (RGCs), which results in irreversible ...

Transplantation of Olfactory Ensheathing Cells to Evaluate Functional Recovery after Peripheral Nerve Injury

Olfactory ensheathing cells (OECs) are neural crest cells which allow growth and regrowth of the primary olfactory neurons. Indeed, the primary olfactory system is characterized by its ability to give rise to new neurons even in adult animals. This particular ability is partly due to the presence of OECs which create a favorable microenvironment for neurogenesis. This property of OECs has been used for cellular transplantation such as in spinal cord injury models. Although the peripheral nervous system has a greater capacity to regenerate after nerve injury than the central nervous system, complete sections induce misrouting during axonal regrowth in particular after facial of laryngeal nerve transection. Specifically, full sectioning of the recurrent laryngeal nerve (RLN) induces aberrant axonal regrowth resulting in synkinesis of the vocal cords. In this specific model, we showed that OECs transplantation efficiently increases axonal regrowth.
OECs are constituted of several subpopulations present in both the olfactory mucosa (OM-OECs) and the olfactory bulbs (OB-OECs). We present here a model of cellular transplantation based on the use of these different subpopulations of OECs in a RLN injury model. Using this paradigm, primary cultures of OB-OECs and OM-OECs were transplanted in Matrigel after section and anastomosis of the RLN. Two months after surgery, we evaluated transplanted animals by complementary analyses based on videolaryngoscopy, electromyography (EMG), and histological studies. First, videolaryngoscopy allowed us to evaluate laryngeal functions, in particular muscular cocontractions phenomena. Then, EMG analyses demonstrated richness and synchronization of muscular activities. Finally, histological studies based on toluidine blue staining allowed the quantification of the number and profile of myelinated fibers.
All together, we describe here how to isolate, culture, identify and transplant OECs from OM and OB after RLN section-anastomosis and how to evaluate and analyze the efficiency of these transplanted cells on axonal regrowth and laryngeal functions.

Olfactory ensheathing cells (OECs) are neural crest cells which allow growth of the primary olfactory neurons. This specific property can be used for cellular transplantation. We present here a model of cellular transplantation based on the use of OECs in a laryngeal nerve injury model.

השתלה של תאי ensheathing חוש ריח להערכת החלמה תפקודית לאחר פגיעה עצבית היקפית

Olfactory ensheathing cells (OECs) are neural crest cells which allow growth and regrowth of the primary olfactory neurons. Indeed, the primary olfactory ...

Motor Nerve Transection and Time-lapse Imaging of Glial Cell Behaviors in Live Zebrafish

The nervous system is often described as a hard-wired component of the body even though it is a considerably fluid organ system that reacts to external stimuli in a consistent, stereotyped manner, while maintaining incredible flexibility and plasticity. Unlike the central nervous system (CNS), the peripheral nervous system (PNS) is capable of significant repair, but we have only just begun to understand the cellular and molecular mechanisms that govern this phenomenon. Using zebrafish as a model system, we have the unprecedented opportunity to couple regenerative studies with in vivo imaging and genetic manipulation. Peripheral nerves are composed of axons surrounded by layers of glia and connective tissue. Axons are ensheathed by myelinating or non-myelinating Schwann cells, which are in turn wrapped into a fascicle by a cellular sheath called the perineurium. Following an injury, adult peripheral nerves have the remarkable capacity to remove damaged axonal debris and re-innervate targets. To investigate the roles of all peripheral glia in PNS regeneration, we describe here an axon transection assay that uses a commercially available nitrogen-pumped dye laser to axotomize motor nerves in live transgenic zebrafish. We further describe the methods to couple these experiments to time-lapse imaging of injured and control nerves. This experimental paradigm can be used to not only assess the role that glia play in nerve regeneration, but can also be the platform for elucidating the molecular mechanisms that govern nervous system repair.

Although the peripheral nervous system (PNS) is capable of significant repair after injury, little is known about the cellular and molecular mechanisms that govern this phenomenon. Using live, transgenic zebrafish and a reproducible nerve transection assay, we can study dynamic glial cell behaviors during nerve degeneration and regeneration.

חיתוך רוחב עצב מוטורי וזמן לשגות הדמיה של התנהגויות תא גלייה בדג הזברה לחיות

The  nervous system is often described as a hard-wired component of the body even  though it is a considerably fluid organ system that reacts to external ...

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

מיקרו-Iontophoresis מהיר של גלוטמט וגאבא: כלי שימושי לחקירת האינטגרציה סינפטית

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

In vivo Imaging of Optic Nerve Fiber Integrity by Contrast-Enhanced MRI in Mice

The rodent visual system encompasses retinal ganglion cells and their axons that form the optic nerve to enter thalamic and midbrain centers, and postsynaptic projections to the visual cortex. Based on its distinct anatomical structure and convenient accessibility, it has become the favored structure for studies on neuronal survival, axonal regeneration, and synaptic plasticity. Recent advancements in MR imaging have enabled the in vivo visualization of the retino-tectal part of this projection using manganese mediated contrast enhancement (MEMRI). Here, we present a MEMRI protocol for illustration of the visual projection in mice, by which resolutions of (200 &#181;m)3 can be achieved using common 3 Tesla scanners. We demonstrate how intravitreal injection of a single dosage of 15 nmol MnCl2 leads to a saturated enhancement of the intact projection within 24 hr. With exception of the retina, changes in signal intensity are independent of coincided visual stimulation or physiological aging. We further apply this technique to longitudinally monitor axonal degeneration in response to acute optic nerve injury, a paradigm by which Mn2+ transport completely arrests at the lesion site. Conversely, active Mn2+ transport is quantitatively proportionate to the viability, number, and electrical activity of axon fibers. For such an analysis, we exemplify Mn2+ transport kinetics along the visual path in a transgenic mouse model (NF-&#954;B p50KO) displaying spontaneous atrophy of sensory, including visual, projections. In these mice, MEMRI indicates reduced but not delayed Mn2+ transport as compared to wild type mice, thus revealing signs of structural and/or functional impairments by NF-&#954;B mutations.
In summary, MEMRI conveniently bridges in vivo assays and post mortem histology for the characterization of nerve fiber integrity and activity. It is highly useful for longitudinal studies on axonal degeneration and regeneration, and investigations of mutant mice for genuine or inducible phenotypes.

In vivo Imaging of Optic Nerve Fiber Integrity by Contrast-Enhanced MRI in Mice

This video illustrates a method, using a clinical 3 T scanner, for contrast-enhanced MR imaging of the na&#239;ve mouse visual projection and for repetitive and longitudinal in vivo studies of optic nerve degeneration associated with acute optic nerve crush injury and chronic optic nerve degeneration in knock-out mice (p50KO).

בהדמית vivo של יושרה סיבי עצב הראייה על ידי contrast-enhanced MRI בעכברים

The rodent visual system encompasses retinal ganglion cells and their axons that form the optic nerve to enter thalamic and midbrain centers, and ...

Spinal Cord Transection in the Larval Zebrafish

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability to reinitiate spinal neurogenesis. However, some anamniotes including the zebrafish Danio rerio exhibit both sensory and functional recovery even after complete transection of the spinal cord. The adult zebrafish is an established model organism for studying regeneration following spinal cord injury, with sensory and motor recovery by 6&#160;weeks post-injury. To take advantage of in vivo analysis of the regenerative process available in the transparent larval zebrafish as well as genetic tools not accessible in the adult, we use the larval zebrafish to study regeneration after spinal cord transection. Here we demonstrate a method for reproducibly and verifiably transecting the larval spinal cord. After transection, our data shows sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury (dpi), with the C-bend movement detectable by 3 dpi and resumption of free swimming by 5 dpi. Thus we propose the larval zebrafish as a companion tool to the adult zebrafish for the study of recovery after spinal cord injury.

After spinal transection, adult zebrafish have functional recovery by six weeks post-injury. To take advantage of larval transparency and faster recovery, we present a method for transecting the larval spinal cord. After transection, we observe sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury, and C-bend movement by 3 days post-injury.

חיתוך רוחב חוט השדרה בדג הזברה הזחל

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability ...

Minimally-invasive Technique for Injection into Rat Optic Nerve

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central nervous system in a minimally-invasive surgery without bone removal. This technique describes an approach to visualization and direct injection of the optic nerve following minor fascial dissection from the orbital ridge, using a conjunctival traction suture to gently pull the eye down and out. Representative examples of an injected optic nerve show successful injection of dyed beads.

Direct injection into the rat optic nerve is useful for regenerative research. We demonstrate a minimally-invasive technique for direct injection into a rat optic nerve that does not involve opening the skull. Using this method, surgical complications are minimized and recovery is more rapid.

טכניקה זעיר-פולשני להזרקה לתוך עצב העכברוש אופטי

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central ...

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to monitor the disease course in the follow-up period. Changes in the VEP parameters closely correlate with pathological damage in the optic nerve. This protocol provides a detailed description about the rodent model of optic nerve microinjection, in which a partial demyelination lesion is produced in the optic nerve. VEP recording techniques are also discussed. Using skull implanted electrodes, we are able to acquire reproducible intra-session and between-session VEP traces. VEPs can be recorded on individual animals over a period of time to assess the functional changes in the optic nerve longitudinally. The optic nerve demyelination model, in conjunction with the VEP recording protocol, provides a tool to investigate the disease processes associated with demyelination and remyelination, and can potentially be employed to evaluate the effects of new remyelinating drugs or neuroprotective therapies.

Focal demyelination is induced in the optic nerve using lysolecithin microinjection. Visual evoked potentials are recorded via skull electrodes implanted over the visual cortex to examine the signal conduction along the visual pathway in vivo. This protocol details the surgical procedures underlying electrode implantation and optic nerve microinjection.

הקלטת פוטנציאל עוררה חזותית במודל עכברוש של demyelination עצב אופטי הניסויי

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

Exposure of the Pig CNS for Histological Analysis: A Manual for Decapitation, Skull Opening, and Brain Removal

Pigs have become increasingly popular in large-animal translational neuroscience research as an economically and ethically feasible substitute to non-human primates. The large brain size of the pig allows the use of conventional clinical brain imagers and the direct use and testing of neurosurgical procedures and equipment from the human clinic. Further macroscopic and histological analysis, however, requires postmortem exposure of the pig central nervous system (CNS) and subsequent brain removal. This is not an easy task, as the pig CNS is encapsulated by a thick, bony skull and spinal column. The goal of this paper and instructional video is to describe how to expose and remove the postmortem pig brain and the pituitary gland in an intact state, suitable for subsequent macroscopic and histological analysis.

The goal of this paper and instructional video is to describe how to expose and remove the postmortem pig brain and pituitary gland in an intact state, suitable for subsequent macroscopic and histological analysis.