ويؤيد حزب كوسوفو الديمقراطي بمنحة التشغيل CIHR (MOP 86523)

1. تقنية جراحية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وينبغي إجراء تجارب على استخدام تقنية العقيم والبروتوكولات التالية استخدام الحيوانات لمؤسسة معينة. ويجب أن الأدوات والمواد (المحاليل والمواد اختبار ، واستشفاف والإبر وغيرها) ملامسة الأنسجة الحية تكون معقمة لمنع العدوى والآثار السلبية على رفاهية الحيوان والتأثيرات السلبية المحتملة على هذه الدراسة. </li></ol> 2. خدر <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وسوف تكون مخدرة الفئران باستخدام نظام المرذاذ isoflurane البيطرية. استخدام الطبي الأكسجين الصف بمعدل 0.8 لتر / دقيقة لتبخير الغاز isoflurane. وضع الحيوانات في المربع التخدير المرفقة والطلب في تركيز isoflurane من 4 ٪ حتى التنفس قد تباطأ والحيوان هو رزين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المقبل ، والتبديل تدفق الغاز الى غاز مرفق قناع للإطار التجسيمي ووضع الحيوان في الجهاز التجسيمي. تحويل تركيز isoflurane أسفل إلى 2 ٪ ورصد التخدير. قد الحيوانات الكبيرة (&gt; 300g) تتطلب تركيز أعلى من isoflurane. وينبغي رصد تخدير خلال الجراحة والدواء isoflurane تبعا لذلك. وينبغي أن عمق ومعدل التنفس تقييم مستمر ، ويجب أن يتم تنفيذ إصبع التقييم قرصة (كل 5 دقائق) لعدم وجود الألم العميق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بمجرد اكتمال عملية جراحية ، إيقاف isoflurane والسماح للحيوان للأوكسجين التنفس لعدة دقائق قبل إزالة من الجهاز التجسيمي. ينبغي الحفاظ على درجة حرارة الجسم من خلال تغطية الحيوانية ببطانية جراحية و / أو استخدام بطانية تنظيم التدفئة أثناء الجراحة. </li></ol> 3. التحضير للحقن حقنة داخل بصري <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أولا ، تجميع نظام حقنة لأداء حقن العين. ويستخدم 10 ميكرولتر RN Gastight الحقنة هاملتون 1701 للحقن. إزالة أية إبرة أو RN الحاضر الجوز في نهاية الحقنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج الطويق PFA في كأس PEEK الطويق من المناسب الضغط. ثم إدراج تركيب الكامل في نهاية حقنة والمسمار الجوز RN فضفاضة أكثر من رأس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج واحدة من نهاية الأنبوب PEEK 16/01 بوصة في ضغط المناسب ، من خلال فتحة في الجوز RN. تأكد من الجذور تماما أنابيب PEEK. تشديد الجوز RN لضغط الطويق ، وختم الأنابيب PEEK. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنفيذ الخطوة 3.2 على طرفي مقرنة مزدوجة الزجاج RN. نعلق نهاية خالية من أنابيب نظرة خاطفة إلى واحدة من نهاية مقرنة مزدوجة الزجاج RN من خلال تشديد الجوز RN. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وسوف micropipette الزجاج سحبت شكل الإبرة وللبرميل للنظام الحقن. استخدام 1.5 مم OD أنابيب زجاجية سميكة الجدران الشعرية لتلفيق الماصات الزجاج ، وإدراج ماصة الزجاج في نهاية خالية من الزجاج المزدوج مقرنة RN. تشديد الجوز RN لإصلاح ماصة في المكان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غيض غرامة micropipettes الزجاج سحبت هو عادة صغير جدا لإجراء عمليات الحقن داخل المقلة. من أجل إنشاء غيض من القطر المناسب ، وكسر غيض من الزجاج ماصة تحت التوجيه البصري ، وذلك باستخدام الميكروسكوب الجراحي. هي مناسبة تماما في نهاية متجمد من الزجاج شريحة عينة لكسر ماصة. عقد ماصة بزاوية وفرك غيض على طول صقيع زجاج لخلق فاصل. من الناحية المثالية ، ينبغي أن الطرف المشطوف النهائي قليلا. ان الامر قد يستغرق عدة محاولات لإنتاج معلومات جيدة ، وسحب ذلك ماصات متعددة قبل الاستخدام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نظام الحقن الهيدروليكي. لذا ، يجب ملء المحقنة ، PEEK رابط الأنابيب ، والزجاج المزدوج مقرنة RN وmicropipette الزجاج مع الزيوت المعدنية قبل الاستخدام. استخدام عدة الاشعال من الحقنة شركة هاميلتون (PRMKIT) ، وملء محقنة فتيلة مع الزيوت المعدنية. استخدام إبرة قطرها كبيرة للسماح بمرور سهلة من النفط اللزج. استبدال الإبرة مع الإبرة 90030 هاملتون التي تناسبها داخل برميل من الحقنة هاميلتون 10 ميكرولتر. المقبل ، وضع الحاجز المطاطي على الإبرة 90030 هاملتون ، من أجل توفير ختم بينما حقن الزيوت المعدنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج 90030 هاميلتون إبرة المحقنة فتيلة في الجزء الخلفي للبرميل من 10 المحاقن هاميلتون ميكرولتر من نظام الحقن. اضغط على الحاجز مشددة ضد نهاية حقنة لإنشاء الختم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خفض ببطء الغطاس. سترى تمرير الزيت المعدني من خلال العناصر الزجاجية لنظام الحقن ، وملء أخيرا ماصة الزجاج. دفع كل من النفط من خلال نظام حقن من أجل إزالة أي فقاعات الهواء على طول القناة. إذا حقنة ملء ينفد من الزيوت المعدنية ، وسحب الإبرة ببطء بينما الاستغناء باستمرار النفطية للحيلولة دون تشكيل فقاعة الهواء. الملء المحقنة فتيلة وحقن مرة أخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عندما يملأ النظام بأكمله مع الزيوت المعدنية وفقاعة مجانا ، إدراج المكبس الأصلي للحقنة هاميلتون 10 ميكرولتر. كساد الغطاس حتى نهاية رحلتها من أجل إزالة الزيوت المعدنية إضافية من النظام. مسح الزجاج النظيفة وmicropipette نهاية حقنة نظيفة مع الايثانول 70 ٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Withdraث الغطاس من المحقنة إلى العلامة 2 ميكرولتر على برميل. وسوف نهاية micropipette الزجاج يمتلئ الهواء توفير منطقة عازلة بين الزيوت المعدنية والسوائل المراد حقنها. ويمكن الآن للبرميل ماصة يتم شغلها عن طريق وضع نهاية micropipette في الحل المطلوب ، وسحب الغواص من الحقنة هاملتون. لا تضخ أكثر من 4-5 ميكرولتر من الحل في العين الفئران البالغين. </li></ol> 4. حقن العين الداخلي : استهداف الشبكية عالميا <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع تخدير الحيوان والمضمون في إطار التجسيمي (كما هو موضح في القسم 2) ، واستخدام قطرة العين Alcaine إلى تخدير موضعي القرنية. فتح الجفون بأصابعك ومكان قطرة واحدة من الحل مخدر على سطح القرنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحقن يتطلب شخصين : واحد لإدراج ماصة الزجاج في غرفة الزجاجية والحفاظ على موقف ماصة ، وأخرى لخفض الغطاس على الحقنة التي توفر الحل المنشود. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحت قبضة الجراحية ، المجهر micropipette الزجاج المزدوج والزجاج RN مقرنة مع أصابعك. نشر الجفون مع أصابع يدك حرة ، وتشكيل &quot;V&quot; الشكل قبالة موقع الحقن. من خلال تطبيق الجر إلى الأجفان ، وسوف تكون مرتفعة للعين خارج المدار ، وفضح السطح الخلفي وراء حوف. من خلال خلق &quot;V&quot; مع شكل الأصابع المقابلة لموقع الحقن ، ويتم تشكيل مهد للعين عند توفير الاستقرار عن طريق الحقن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بلطف إدراج غيض من خلال الزجاج micropipette الملتحمة ، في منطقة خالية من الأوعية الدموية ، ومن خلال الصلبة ، في زاوية الهبوط. ينبغي أن تشعر أنك صغير &quot;البوب&quot; عندما تخترق ماصة صلبة. إدراج ماصة في زاوية الهبوط قليلا يقلل من فرصة إصابة العدسة عند إدخال الإبرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يجب على الشخص الذي يمسك حقنة حقن الآن ميكرولتر 4 من الحل بالضغط على المكبس إلى العلامة 2 ميكرولتر على حقنة. ينبغي أن تأخذ حقن حوالي 1-2 ثانية في المجموع. عن طريق الحقن بمعدل بطيء جدا&gt; 3 ثوان يقلل من انتشار الأولي من الحل من خلال الغرفة الزجاجية. سوف تكون قادرا على رؤية حل من خلال حقن بيغ الغرفة الزجاجية تحت المجهر ، وبالتالي التحقق من نجاح العملية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد micropipette المطرد لنحو 5 ثوان ثم بالانسحاب ، في نفس الاتجاه كما تم إدراج الإبرة. سوف يعود الملتحمة رفرف فوق فتحة صغيرة ، مما يساعد على اغلاق ثقب الصلبة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطي سطح القرنية مع مرهم العين للعين (دموع Naturale PM) من أجل منع جفاف القرنية خلال الانتعاش ، والعودة الى قفص الحيوانات الانتعاش. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وينبغي أن تدار المسكنات بعد الجراحة وفقا للمبادئ التوجيهية للسلطات بلدكم رعاية الحيوانات ، وينبغي رصدها بعناية الحيوانات بعد الجراحة. </li></ol> 5. استهداف انتقائي خلايا الشبكية العقدة من القرمة العصب البصري <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق استشفاف ، والمخدرات ، وبلاسميدات وsiRNAs أو ناقلات فيروسية إلى جذع العصب البصري ، وبعد axotomy والأهداف مباشرة خلايا الشبكية العقدة من خلال النقل إلى الوراء. ويتم إنجاز هذا بواسطة تنفيذ أولا transection العصب البصري وفقا &quot;لبروتوكول Transection العصب البصري&quot; (22). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> هناك طريقتين رئيسيتين لتحقيق هذا الإجراء : جلفوم به ، أو عن طريق الحقن المباشر في العصب البصري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الأسلوب جلفوم مشابه لاقتفاء أثر رجعي ، ولكن عندما تقديم العلاجات التجريبية في العصب البصري من المستحسن أن يتم قبل تسمية خلايا العقدة عن طريق حقن الشبكية استشفاف الوراء في الأسبوع 1 أكيمة متفوقة قبل axotomy. وهذا أمر مهم لخلية تتبع لأنه ، في بعض الحالات العصبية استشفاف يمكن أن تتداخل مع نقل المواد التجريبية إلى الوراء أو العكس بالعكس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مباشرة بعد قطع العصب البصري ، يتم وضع قطعة صغيرة من جلفوم غارقة في الحل التجريبي عبر العصب البصري جدعة مقطوع. ثم يتم إرجاع محتويات موقعها المداري السابقة. عندما عاد العين الى موقف محايد من الضروري استخدام ملقط لدفع جزء من جلفوم أسفل إلى المدار ، وضمان ان يبقى على نهاية العصب البصري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقنية الحقن أكثر فعالية لإيصال المواد التي يجب الوصول إلى السيتوبلازم من محور عصبي لكي يتم نقلها عن طريق تدفق retrogradely جبلة المحوار. ويشمل هذا siRNAs والبلازميدات ، وفي بعض الحالات النواقل الفيروسية. ويستخدم 50-10 حقنة لحقن هاميلتون ميكرولتر الحل المنشود في العصب البصري مقطوع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبضة حافة العصب البصري مع غرامة ملقط دومون الحافة. إدراج نهاية الإبرة في العصب البصري ، وبالتوازي مع العصب ، حتى شطبة لم يعد مرئيا. وسيتم إدخال الإبرة المغطى من كل جانب على العصب. إبرة مع شطبة قصيرة أمر مرغوب فيه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ن مرة واحدةيتم إدراج eedle في الأعصاب ، والضغط برفق على جانبي العصب مع ملقط غيض الجميلة وتضخ ربع الحل في حين تناوب المحقنة واحد بدوره في اتجاه عقارب الساعة أو عكس اتجاه عقارب الساعة ربع العداد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يستمر تكرار الخطوة حتى 5،7 كنت قد أكملت دورة كاملة من إبر وحقن محتويات الحقنة. للحصول على أفضل النتائج لضخ ما مجموعه 10 ميكرولتر من محلول باستخدام gastight 10 المحاقن هاميلتون ميكرولتر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة غيض من حقنة من العصبية. مغادرة حقن السوائل الزائدة التي قد رجع من العصب داخل المدار حيث سيؤدي ذلك إلى تشكيل تجمع إضافية لامتصاص نهايات المحاور العصبية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عودة محتويات المدارية الى مكانه الاصلي ، وأغلق الجرح ، والسماح للحيوان لاسترداد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وينبغي أن تدار المسكنات بعد الجراحة وفقا للمبادئ التوجيهية للسلطات بلدكم رعاية الحيوانات ، وينبغي رصدها بعناية الحيوانات بعد الجراحة. </li></ol> 6. ممثل النتائج : حقن العين تستهدف جميع الخلايا في شبكية العين على الصعيد العالمي ، وتعمل بشكل جيد بالنسبة للمواد الخاضعة للتسليم RGCs جريح منذ توجد خلايا العقدة العصبية في طبقة أعمق من شبكية العين ، بالقرب من الغرفة الزجاجية. ويمكن أيضا أن تستهدف RGCs مباشرة من خلال تقديم المواد إلى جذع العصب البصري مقطوع. يمكن استهداف RGCs Fluorogold المسمى retrogradely باستخدام الببتيدات ، والمخدرات ، وناقلات ، وبلاسميدات ، أو siRNAs من الجذع العصبية كما هو موضح في الشكل 1. 1A - C الرقم يدل على توطين الببتيد Cy3 المسمى في somata من RGCs التي كانت تسمى قبل عن طريق حقن Fluorogold في أكيمة متفوقة. تم حقن Cy3 الببتيد المسمى في العصب البصري مباشرة بعد axotomy ، وكان تصوير شبكية العين على قيد الحياة من أجل منع الببتيدات من الرشح من خلال تثبيت الأنسجة. الرقم F - 1D يدل على توطين Cy3 siRNAs المسمى والتتبع الوراء Fluorogold في RGCs axotomized. تم حقن Cy3 siRNAs المسمى في الجذع العصب البصري مباشرة بعد axotomy ، وكان تصوير شبكية العين على قيد الحياة. <img src="/files/ftp_upload/2261/2261fig1.jpg" alt="الشكل 1" /> الشكل 1. micrographs Epifluorescence من RGCs في شبكية العين flatmounted في 1 بعد يوم وaxotomy حقن إما الببتيد المسمى أو siRNAs في جذع العصب البصري. (أ) إلى الوراء في وضع العلامات Fluorogold RGCs axotomized في postaxotomy 1 اليوم (B) في مضان Cy3 RGCs التالية نقل إلى الوراء من الببتيدات المسمى (1) ، بعد يوم والحقن axotomy الببتيد في العصب البصري. (C) تراكب من (أ) و (B) مما يدل على الانتقائية للتوطين Cy3 الببتيد المسمى في RGCs المسمى Fluorogold. (مدافع) وشغل أيضا على جثث خلية Fluorogold RGCs المسمى (D) مع Cy3 siRNAs المسمى (E) يحقن في العصب البصري جدعة 24 ساعة في وقت سابق ، كما هو مبين في تراكب (F). شريط النطاق في ميلان هو 50 ميكرومتر. شريط النطاق في DF هو 20 ميكرومتر.

<ol>
	<li>Bahr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+or+let+die+-+retinal+ganglion+cell+death+and+survival+during+development+and+in+the+lesioned+adult+CNS.">Live or let die - retinal ganglion cell death and survival during development and in the lesioned adult CNS.</a> Trends Neurosci. 23, 483-4890 (2000).</li><li>Isenmann, S., Kretz, A., Cellerino, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+determinants+of+retinal+ganglion+cell+development,+survival,+and+regeneration.">Molecular determinants of retinal ganglion cell development, survival, and regeneration.</a> Prog Retin Eye Res. 22, 483-543 (2003).</li><li>Koeberle, P. D., Bahr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+and+guidance+cues+for+regenerating+axons:+where+have+they+gone.">Growth and guidance cues for regenerating axons: where have they gone.</a> J Neurobiol. 59, 162-180 (2004).</li><li>Weishaupt, J. H., Bahr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Degeneration+of+axotomized+retinal+ganglion+cells+as+a+model+for+neuronal+apoptosis+in+the+central+nervous+system+-+molecular+death+and+survival+pathways.">Degeneration of axotomized retinal ganglion cells as a model for neuronal apoptosis in the central nervous system - molecular death and survival pathways.</a> Restor. Neurol. Neurosci. 19, 1-2 (2001).</li><li>Arai-Gaun, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heme+oxygenase-1+induced+in+muller+cells+plays+a+protective+role+in+retinal+ischemia-reperfusion+injury+in+rats.">Heme oxygenase-1 induced in muller cells plays a protective role in retinal ischemia-reperfusion injury in rats.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 45, 4226-4232 (2004).</li><li>Bainbridge, J. W., Tan, M. H., Ali, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+therapy+progress+and+prospects:+the+eye.">Gene therapy progress and prospects: the eye.</a> Gene Ther. 13, 1191-1197 (2006).</li><li>Polo, A. D. i. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prolonged+delivery+of+brain-derived+neurotrophic+factor+by+adenovirus-infected+Muller+cells+temporarily+rescues+injured+retinal+ganglion+cells.">Prolonged delivery of brain-derived neurotrophic factor by adenovirus-infected Muller cells temporarily rescues injured retinal ganglion cells.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 95, 3978-3983 (1998).</li><li>Herard, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=siRNA+targeted+against+amyloid+precursor+protein+impairs+synaptic+activity+in+vivo.">siRNA targeted against amyloid precursor protein impairs synaptic activity in vivo.</a> Neurobiol Aging. 27, 1740-1750 (2006).</li><li>Koeberle, P. D., Bahr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+upregulation+of+GLAST-1+is+an+indirect+antiapoptotic+mechanism+of+GDNF+and+neurturin+in+the+adult+CNS.">The upregulation of GLAST-1 is an indirect antiapoptotic mechanism of GDNF and neurturin in the adult CNS.</a> Cell Death Differ. 15, 471-483 (2008).</li><li>Koeberle, P. D., Gauldie, J., Ball, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+adenoviral-mediated+gene+transfer+of+interleukin-10,+interleukin-4,+and+transforming+growth+factor-beta+on+the+survival+of+axotomized+retinal+ganglion+cells.">Effects of adenoviral-mediated gene transfer of interleukin-10, interleukin-4, and transforming growth factor-beta on the survival of axotomized retinal ganglion cells.</a> Neuroscience. 125, 903-920 (2004).</li><li>Naik, R., Mukhopadhyay, A., Ganguli, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+delivery+to+the+retina:+focus+on+non-viral+approaches.">Gene delivery to the retina: focus on non-viral approaches.</a> Drug Discov Today. 14, 306-315 (2009).</li><li>van Adel, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+ciliary+neurotrophic+factor+via+lentiviral-mediated+transfer+protects+axotomized+retinal+ganglion+cells+for+an+extended+period+of+time.">Delivery of ciliary neurotrophic factor via lentiviral-mediated transfer protects axotomized retinal ganglion cells for an extended period of time.</a> Hum Gene Ther. 14, 103-115 (2003).</li><li>Alexander, J. J., Hauswirth, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adeno-associated+viral+vectors+and+the+retina.">Adeno-associated viral vectors and the retina.</a> Adv Exp Med Biol. 613, 121-128 (2008).</li><li>Allocca, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AAV-mediated+gene+transfer+for+retinal+diseases.">AAV-mediated gene transfer for retinal diseases.</a> Expert Opin Biol Ther. 6, 1279-1294 (2006).</li><li>Surace, E. M., Auricchio, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Versatility+of+AAV+vectors+for+retinal+gene+transfer.">Versatility of AAV vectors for retinal gene transfer.</a> Vision Res. 48, 353-359 (2008).</li><li>Garcia-Valenzuela, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axon-mediated+gene+transfer+of+retinal+ganglion+cells+in+vivo.">Axon-mediated gene transfer of retinal ganglion cells in vivo.</a> J Neurobiol. 32, 111-122 (1997).</li><li>Koeberle, P. D., Wang, Y., Schlichter, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kv1.1+and+Kv1.3+channels+contribute+to+the+degeneration+of+retinal+ganglion+cells+after+optic+nerve+transection+in+vivo.">Kv1.1 and Kv1.3 channels contribute to the degeneration of retinal ganglion cells after optic nerve transection in vivo.</a> Cell Death Differ. 17, 134-144 (2010).</li><li>Kugler, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transduction+of+axotomized+retinal+ganglion+cells+by+adenoviral+vector+administration+at+the+optic+nerve+stump:+an+in+vivo+model+system+for+the+inhibition+of+neuronal+apoptotic+cell+death.">Transduction of axotomized retinal ganglion cells by adenoviral vector administration at the optic nerve stump: an in vivo model system for the inhibition of neuronal apoptotic cell death.</a> Gene Ther. 6, 1759-1767 (1999).</li><li>Lingor, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Down-regulation+of+apoptosis+mediators+by+RNAi+inhibits+axotomy-induced+retinal+ganglion+cell+death+in+vivo.">Down-regulation of apoptosis mediators by RNAi inhibits axotomy-induced retinal ganglion cell death in vivo.</a> Brain. 128, 550-558 (2005).</li><li>Leon, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lens+injury+stimulates+axon+regeneration+in+the+mature+rat+optic+nerve.">Lens injury stimulates axon regeneration in the mature rat optic nerve.</a> J Neurosci. 20, 4615-4626 (2000).</li><li>Mansour-Robaey, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+ocular+injury+and+administration+of+brain-derived+neurotrophic+factor+on+survival+and+regrowth+of+axotomized+retinal+ganglion+cells.">Effects of ocular injury and administration of brain-derived neurotrophic factor on survival and regrowth of axotomized retinal ganglion cells.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 91, 1632-1636 (1994).</li><li>D'Onofrio, P. M., Magharious, M. M., Koeberle, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optic+Nerve+Transection:+A+Model+of+Adult.">Optic Nerve Transection: A Model of Adult.</a> J Vis Exp. , .</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

العصب البصري transection هو نموذج للتكرار للغاية من الخلايا العصبية الكبار الجهاز العصبي المركزي. التلاعب التجريبية أظهر في هذه المخطوطة تسمح بدراسة آليات لموت الخلايا المبرمج RGC بعد الاصابة. حقن العين مفيدة لاستهداف العالمية للشبكي...

A correction to the article Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS was made.

Erratum: Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Stereotaxic Frame</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Stoelting, Kopf, WPI</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Rat Gas Mask</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Stoelting, Kopf, WPI</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Anesthesia System</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VetEquip</td>
<td>901806</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Isoflurane (PrAErrane)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Baxter Corp</td>
<td>DIN 02225875</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Surgical Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>WPI, Zeiss, Leica</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Alcaine Eye Drops</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Alcon</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tears Naturale P.M.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Alcon</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fine tip Dumont forceps</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>11252-00</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>10 &mu;l Hamilton Syringe (1701RN; 26s/2&#x201D;/2)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hamilton Syringe Co.</td>
<td>80030</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1/16 inch Compression Fittings</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hamilton Syringe Co.</td>
<td>55751-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1/16 inch OD, 0.010 inch ID, PEEK Tubing</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Supelco, Bellefonte, PA</td>
<td>Z226661</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dual RN Glass Coupler</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hamilton Syringe Co.</td>
<td>55752-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Mineral Oil Priming Kit: includes syringe, needles, rubber septa</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hamilton Syringe Co.</td>
<td>PRMKIT</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

methods for experimental manipulations after optic nerve transection in the mammalian cns

خلايا الشبكية العقدة (RGCs) هي الجهاز العصبي المركزي الخلايا العصبية التي خرج المعلومات البصرية من الشبكية إلى الدماغ عبر العصب البصري. يمكن الوصول إلى العصب البصري ضمن المدار من العين ومقطوع تماما (axotomized) ، قطع المحاوير من سكان RGC بأكمله. العصب البصري transection هو نموذج يمكن استنساخه من خلية موت مبرمج العصبية في الجهاز العصبي المركزي للبالغين 1-4. هذا النموذج هو جاذبية خاصة لأن الغرفة الزجاجية للعين بمثابة كبسولة لتسليم المخدرات إلى شبكية العين ، مما يتيح التلاعب التجريبية عن طريق الحقن داخل المقلة. نشر المواد الكيميائية من خلال السائل الزجاجي يضمن أن تعمل على السكان RGC بأكمله. ويمكن أيضا النواقل الفيروسية ، أو قصيرة البلازميدات الرناوات التدخل (siRNAs) يتم تسليمها إلى الغرفة الزجاجية لتصيب خلايا الشبكية أو transfect 12/05. وtropism عالية من الغدة المرتبطين بها نواقل (AAV) فيروسات هو مفيد لRGCs الهدف ، مع معدل الاصابة تقترب من 90 ٪ من الخلايا بالقرب من موقع الحقن 6 ، 7 ، 13-15. وعلاوة على ذلك ، يمكن RGCs transfected بشكل انتقائي من خلال تطبيق siRNAs ، البلازميدات أو ناقلات فيروسية إلى نهاية قطع من العصب البصري 16-19 أو عن طريق الحقن في ناقلات هدفهم في أكيمة متفوقة 10. هذا يسمح للباحثين لدراسة آليات أفكارك في عدد سكان العصبية دون آثار جرح التباس على الخلايا العصبية المارة أخرى أو الدبقية المحيطة بها. RGC موت الخلايا المبرمج كانت فيه خصلة الوقت طبعا حيث يتم تأخير موت الخلية 3-4 أيام postaxotomy ، وبعد ذلك تتحول هذه الخلايا بسرعة. وهذا يوفر نافذة للتلاعب تجريبية موجهة ضد المتورطين في مسارات موت الخلايا المبرمج. وتجرى المناورات التي تستهدف بشكل مباشر RGCs من الجدعة مقطوع العصب البصري في وقت axotomy ، مباشرة بعد قطع العصب. في المقابل ، عندما يتم تسليم المواد عبر طريق العين ، ويمكن حقنها قبل الجراحة أو في غضون 3 أيام الأولى بعد الجراحة ، وذلك قبل الشروع في موت الخلايا المبرمج في RGCs axotomized. في هذه المادة ، ونحن عدة طرق لإثبات التلاعب التجريبية بعد transection العصب البصري.

Watch this Scientific Journal Video about Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS at JoVE.com

Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS

العصب البصري transection هو النموذج المستخدم على نطاق واسع من اصابة الجهاز العصبي المركزي للبالغين. هذا نموذج مثالي لأداء عدد من المعالجات التجريبية التي تستهدف الشبكية عالميا أو تستهدف مباشرة السكان من الخلايا العصبية جرح العقدة الشبكية.

أساليب التلاعب التجريبية بعد Transection العصب البصري الثدييات في الجهاز العصبي المركزي

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. The optic nerve can be ...

methods-for-experimental-manipulations-after-optic-nerve-transection

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.3K Views.  University of Toronto. العصب البصري transection هو النموذج المستخدم على نطاق واسع من اصابة الجهاز العصبي المركزي للبالغين. هذا نموذج مثالي لأداء عدد من المعالجات التجريبية التي تستهدف الشبكية عالميا أو تستهدف مباشرة السكان من الخلايا العصبية جرح العقدة الشبكية.

Video: Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS

Optic Nerve Transection: A Model of Adult Neuron Apoptosis in the Central Nervous System

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. 
The optic nerve can be accessed within the orbit of the eye and completely transected (axotomized), cutting the axons of the entire RGC population. Optic nerve 
transection is a reproducible model of apoptotic neuronal cell death in the adult CNS 1-4. This model is particularly attractive because the vitreous
 chamber of the eye acts as a capsule for drug delivery to the retina, permitting experimental manipulations via intraocular injections. The diffusion of chemicals 
through the vitreous fluid ensures that they act upon the entire RGC population. Moreover, RGCs can be selectively transfected by applying short interfering RNAs 
(siRNAs), plasmids, or viral vectors to the cut end of the optic nerve 5-7 or injecting vectors into their target, the superior colliculus 8. 
This allows researchers to study apoptotic mechanisms in the desired neuronal population without confounding effects on other bystander neurons or surrounding glia. 
An additional benefit is the ease and accuracy with which cell survival can be quantified after injury. The retina is a flat, layered tissue and RGCs are localized in 
the innermost layer, the ganglion cell layer. The survival of RGCs can be tracked over time by applying a fluorescent tracer (3% Fluorogold) to the cut end of the 
optic nerve at the time of axotomy, or by injecting the tracer into the superior colliculus (RGC target) one week prior to axotomy. The tracer is retrogradely transported, labeling 
the entire RGC population. Because the ganglion cell layer is a monolayer (one cell thick), RGC densities can be quantified in flat-mounted tissue, without the need 
for stereology. Optic nerve transection leads to the apoptotic death of 90% of injured RGCs within 14 days postaxotomy 9-11. RGC apoptosis has a 
characteristic time-course whereby cell death is delayed 3-4 days postaxotomy, after which the cells rapidly degenerate. This provides a time window for 
experimental manipulations directed against pathways involved in apoptosis.

Optic Nerve transection is a widely used model of adult CNS injury. Ninety percent of retinal ganglion cells (RGCs) whose axons are completely transected (axotomy) die within 14 days after axotomy. This model is easily amenable to experimental manipulations and highly reproducible.

العصب البصري Transection : نموذج من موت الخلايا المبرمج الخلية العصبية الكبار في الجهاز العصبي المركزي

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. 
The optic nerve can be ...

An Optic Nerve Crush Injury Murine Model to Study Retinal Ganglion Cell Survival

Injury to the optic nerve can lead to axonal degeneration, followed by a gradual death of retinal ganglion cells (RGCs), which results in irreversible vision loss. Examples of such diseases in human include traumatic optic neuropathy and optic nerve degeneration in glaucoma. It is characterized by typical changes in the optic nerve head, progressive optic nerve degeneration, and loss of retinal ganglion cells, if uncontrolled, leading to vision loss and blindness.
The optic nerve crush (ONC) injury mouse model is an important experimental disease model for traumatic optic neuropathy, glaucoma, etc. In this model, the crush injury to the optic nerve leads to gradual retinal ganglion cells apoptosis. This disease model can be used to study the general processes and mechanisms of neuronal death and survival, which is essential for the development of therapeutic measures. In addition, pharmacological and molecular approaches can be used in this model to identify and test potential therapeutic reagents to treat different types of optic neuropathy.
Here, we provide a step by step demonstration of (I) Baseline retrograde labeling of retinal ganglion cells (RGCs) at day 1, (II) Optic nerve crush injury at day 4, (III) Harvest the retinae and analyze RGC survival at day 11, and (IV) Representative result.

This protocol shows how to retrogradely label retinal ganglion cells, and how to subsequently make an optic nerve crush injury in order to analyze retinal ganglion cell survival and apoptosis. It is an experimental disease model for different types of optic neuropathy, including glaucoma.

وسحق العصب البصري النموذجي إصابة الفئران لدراسة الخلايا الشبكية بقاء العقدة

Injury to the optic nerve can lead to axonal degeneration, followed by a gradual death of retinal ganglion cells (RGCs), which results in irreversible ...

Transplantation of Olfactory Ensheathing Cells to Evaluate Functional Recovery after Peripheral Nerve Injury

Olfactory ensheathing cells (OECs) are neural crest cells which allow growth and regrowth of the primary olfactory neurons. Indeed, the primary olfactory system is characterized by its ability to give rise to new neurons even in adult animals. This particular ability is partly due to the presence of OECs which create a favorable microenvironment for neurogenesis. This property of OECs has been used for cellular transplantation such as in spinal cord injury models. Although the peripheral nervous system has a greater capacity to regenerate after nerve injury than the central nervous system, complete sections induce misrouting during axonal regrowth in particular after facial of laryngeal nerve transection. Specifically, full sectioning of the recurrent laryngeal nerve (RLN) induces aberrant axonal regrowth resulting in synkinesis of the vocal cords. In this specific model, we showed that OECs transplantation efficiently increases axonal regrowth.
OECs are constituted of several subpopulations present in both the olfactory mucosa (OM-OECs) and the olfactory bulbs (OB-OECs). We present here a model of cellular transplantation based on the use of these different subpopulations of OECs in a RLN injury model. Using this paradigm, primary cultures of OB-OECs and OM-OECs were transplanted in Matrigel after section and anastomosis of the RLN. Two months after surgery, we evaluated transplanted animals by complementary analyses based on videolaryngoscopy, electromyography (EMG), and histological studies. First, videolaryngoscopy allowed us to evaluate laryngeal functions, in particular muscular cocontractions phenomena. Then, EMG analyses demonstrated richness and synchronization of muscular activities. Finally, histological studies based on toluidine blue staining allowed the quantification of the number and profile of myelinated fibers.
All together, we describe here how to isolate, culture, identify and transplant OECs from OM and OB after RLN section-anastomosis and how to evaluate and analyze the efficiency of these transplanted cells on axonal regrowth and laryngeal functions.

Olfactory ensheathing cells (OECs) are neural crest cells which allow growth of the primary olfactory neurons. This specific property can be used for cellular transplantation. We present here a model of cellular transplantation based on the use of OECs in a laryngeal nerve injury model.

زرع الخلايا الشمية مغمد لتقييم الانتعاش وظيفية بعد إصابة العصب المحيطي

Olfactory ensheathing cells (OECs) are neural crest cells which allow growth and regrowth of the primary olfactory neurons. Indeed, the primary olfactory ...

Motor Nerve Transection and Time-lapse Imaging of Glial Cell Behaviors in Live Zebrafish

The nervous system is often described as a hard-wired component of the body even though it is a considerably fluid organ system that reacts to external stimuli in a consistent, stereotyped manner, while maintaining incredible flexibility and plasticity. Unlike the central nervous system (CNS), the peripheral nervous system (PNS) is capable of significant repair, but we have only just begun to understand the cellular and molecular mechanisms that govern this phenomenon. Using zebrafish as a model system, we have the unprecedented opportunity to couple regenerative studies with in vivo imaging and genetic manipulation. Peripheral nerves are composed of axons surrounded by layers of glia and connective tissue. Axons are ensheathed by myelinating or non-myelinating Schwann cells, which are in turn wrapped into a fascicle by a cellular sheath called the perineurium. Following an injury, adult peripheral nerves have the remarkable capacity to remove damaged axonal debris and re-innervate targets. To investigate the roles of all peripheral glia in PNS regeneration, we describe here an axon transection assay that uses a commercially available nitrogen-pumped dye laser to axotomize motor nerves in live transgenic zebrafish. We further describe the methods to couple these experiments to time-lapse imaging of injured and control nerves. This experimental paradigm can be used to not only assess the role that glia play in nerve regeneration, but can also be the platform for elucidating the molecular mechanisms that govern nervous system repair.

Although the peripheral nervous system (PNS) is capable of significant repair after injury, little is known about the cellular and molecular mechanisms that govern this phenomenon. Using live, transgenic zebrafish and a reproducible nerve transection assay, we can study dynamic glial cell behaviors during nerve degeneration and regeneration.

محرك عانى من قطع الأعصاب والوقت الفاصل بين التصوير من السلوكيات الخلايا الغروية في اسماك الزرد لايف

The  nervous system is often described as a hard-wired component of the body even  though it is a considerably fluid organ system that reacts to external ...

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

سريع الصغرى، الرحلان الشاردي من الغلوتامات وGABA: أداة مفيدة لبحث تكامل متشابك

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

In vivo Imaging of Optic Nerve Fiber Integrity by Contrast-Enhanced MRI in Mice

The rodent visual system encompasses retinal ganglion cells and their axons that form the optic nerve to enter thalamic and midbrain centers, and postsynaptic projections to the visual cortex. Based on its distinct anatomical structure and convenient accessibility, it has become the favored structure for studies on neuronal survival, axonal regeneration, and synaptic plasticity. Recent advancements in MR imaging have enabled the in vivo visualization of the retino-tectal part of this projection using manganese mediated contrast enhancement (MEMRI). Here, we present a MEMRI protocol for illustration of the visual projection in mice, by which resolutions of (200 &#181;m)3 can be achieved using common 3 Tesla scanners. We demonstrate how intravitreal injection of a single dosage of 15 nmol MnCl2 leads to a saturated enhancement of the intact projection within 24 hr. With exception of the retina, changes in signal intensity are independent of coincided visual stimulation or physiological aging. We further apply this technique to longitudinally monitor axonal degeneration in response to acute optic nerve injury, a paradigm by which Mn2+ transport completely arrests at the lesion site. Conversely, active Mn2+ transport is quantitatively proportionate to the viability, number, and electrical activity of axon fibers. For such an analysis, we exemplify Mn2+ transport kinetics along the visual path in a transgenic mouse model (NF-&#954;B p50KO) displaying spontaneous atrophy of sensory, including visual, projections. In these mice, MEMRI indicates reduced but not delayed Mn2+ transport as compared to wild type mice, thus revealing signs of structural and/or functional impairments by NF-&#954;B mutations.
In summary, MEMRI conveniently bridges in vivo assays and post mortem histology for the characterization of nerve fiber integrity and activity. It is highly useful for longitudinal studies on axonal degeneration and regeneration, and investigations of mutant mice for genuine or inducible phenotypes.

In vivo Imaging of Optic Nerve Fiber Integrity by Contrast-Enhanced MRI in Mice

This video illustrates a method, using a clinical 3 T scanner, for contrast-enhanced MR imaging of the na&#239;ve mouse visual projection and for repetitive and longitudinal in vivo studies of optic nerve degeneration associated with acute optic nerve crush injury and chronic optic nerve degeneration in knock-out mice (p50KO).

في الجسم الحي التصوير من الألياف البصرية النزاهة العصب عن طريق التصوير بالرنين المغناطيسي تعزيز التباين في الفئران

The rodent visual system encompasses retinal ganglion cells and their axons that form the optic nerve to enter thalamic and midbrain centers, and ...

Spinal Cord Transection in the Larval Zebrafish

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability to reinitiate spinal neurogenesis. However, some anamniotes including the zebrafish Danio rerio exhibit both sensory and functional recovery even after complete transection of the spinal cord. The adult zebrafish is an established model organism for studying regeneration following spinal cord injury, with sensory and motor recovery by 6&#160;weeks post-injury. To take advantage of in vivo analysis of the regenerative process available in the transparent larval zebrafish as well as genetic tools not accessible in the adult, we use the larval zebrafish to study regeneration after spinal cord transection. Here we demonstrate a method for reproducibly and verifiably transecting the larval spinal cord. After transection, our data shows sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury (dpi), with the C-bend movement detectable by 3 dpi and resumption of free swimming by 5 dpi. Thus we propose the larval zebrafish as a companion tool to the adult zebrafish for the study of recovery after spinal cord injury.

After spinal transection, adult zebrafish have functional recovery by six weeks post-injury. To take advantage of larval transparency and faster recovery, we present a method for transecting the larval spinal cord. After transection, we observe sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury, and C-bend movement by 3 days post-injury.

Transection الحبل الشوكي في اليرقات الزرد

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability ...

Minimally-invasive Technique for Injection into Rat Optic Nerve

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central nervous system in a minimally-invasive surgery without bone removal. This technique describes an approach to visualization and direct injection of the optic nerve following minor fascial dissection from the orbital ridge, using a conjunctival traction suture to gently pull the eye down and out. Representative examples of an injected optic nerve show successful injection of dyed beads.

Direct injection into the rat optic nerve is useful for regenerative research. We demonstrate a minimally-invasive technique for direct injection into a rat optic nerve that does not involve opening the skull. Using this method, surgical complications are minimized and recovery is more rapid.

تقنيات الحد الأدنى الغازية لحقن الفئران في العصب البصري

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central ...

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to monitor the disease course in the follow-up period. Changes in the VEP parameters closely correlate with pathological damage in the optic nerve. This protocol provides a detailed description about the rodent model of optic nerve microinjection, in which a partial demyelination lesion is produced in the optic nerve. VEP recording techniques are also discussed. Using skull implanted electrodes, we are able to acquire reproducible intra-session and between-session VEP traces. VEPs can be recorded on individual animals over a period of time to assess the functional changes in the optic nerve longitudinally. The optic nerve demyelination model, in conjunction with the VEP recording protocol, provides a tool to investigate the disease processes associated with demyelination and remyelination, and can potentially be employed to evaluate the effects of new remyelinating drugs or neuroprotective therapies.

Focal demyelination is induced in the optic nerve using lysolecithin microinjection. Visual evoked potentials are recorded via skull electrodes implanted over the visual cortex to examine the signal conduction along the visual pathway in vivo. This protocol details the surgical procedures underlying electrode implantation and optic nerve microinjection.

البصري مستدعى تسجيل المحتملين في نموذج الفئران التجريبية العصب البصري إزالة الميالين

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

Exposure of the Pig CNS for Histological Analysis: A Manual for Decapitation, Skull Opening, and Brain Removal

Pigs have become increasingly popular in large-animal translational neuroscience research as an economically and ethically feasible substitute to non-human primates. The large brain size of the pig allows the use of conventional clinical brain imagers and the direct use and testing of neurosurgical procedures and equipment from the human clinic. Further macroscopic and histological analysis, however, requires postmortem exposure of the pig central nervous system (CNS) and subsequent brain removal. This is not an easy task, as the pig CNS is encapsulated by a thick, bony skull and spinal column. The goal of this paper and instructional video is to describe how to expose and remove the postmortem pig brain and the pituitary gland in an intact state, suitable for subsequent macroscopic and histological analysis.

The goal of this paper and instructional video is to describe how to expose and remove the postmortem pig brain and pituitary gland in an intact state, suitable for subsequent macroscopic and histological analysis.